Name: Prosty sposób pomiaru wrażliwości etanolu u much (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-19T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 15 s
Description: Poznaj prosty test pomiaru wrażliwości na etanol u Drosophila melanogaster oparty na utracie odruchu prawidłowego ułożenia. Metoda pozwala ilościowo ocenić różnice w czułości alkoholowej między szczepami i mutantami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy Aylin Rodan za krytyczną lekturę manuskryptu oraz członkom laboratorium za pomocne dyskusje. Niniejsze badanie jest finansowane przez NIH, R01AA019526.

1. Tworzenie komory ekspozycyjnej
<ol>
<li>Przetnij korek do fiolki na pół za pomocą żyletki. Alternatywnie można użyć kulek waty.</li>
<li>Wciśnij połowę korka lub kulkę waty na dno fiolki z pożywką, aby stworzyć gładką powierzchnię, w której muchy nie będą utykać.</li>
<li>W przypadku przygotowywania wielu komór ekspozycyjnych należy upewnić się, że korek i pożywka zajmują tę samą objętość w każdej komorze. Można to ułatwić, wykonując oznaczenie na ściance fiolki.</li>
</ol>
2. Ekspozycja much
<ol>
<li>Dzień przed ekspozycją zebrać 8 much jednej płci w wieku 1-5 dni do zwykłych fiolek z pożywką bez drożdży.</li>
<li>Oznaczyć je kodem w taki sposób, aby osoba przeprowadzająca eksperyment nie znała faktycznego genotypu/szczepu.</li>
<li>Przenieść osiem much do komór ekspozycyjnych poprzez delikatne wystukanie. Nie stosować znieczulenia.</li>
<li>Do 20-procentowego etanolu dodać niewielką ilość barwnika spożywczego, np. acid blue 9, aby uczynić go łatwo widocznym.</li>
<li>Nasączyć spód korka do fiolki lub kulkę waty 0,5 ml etanolu.</li>
<li>Włożyć korek z etanolem do fiolki ekspozycyjnej. Upewnić się, że alkohol jest skierowany do wnętrza fiolki, a nie w stronę jej ścianek.</li>
<li>Uruchomić stoper.</li>
</ol>
3. Rejestracja upośledzenia funkcji wywołanego etanolem
<ol>
<li>W każdej minucie po uruchomieniu minutnika lekko uderz w komorę ekspozycyjną leżącą na blacie, aby pobudzić muchy, a następnie obserwuj je przez dziesięć sekund.</li>
<li>Zapisz liczbę nieruchomych much dla każdej minuty. Muchy uznaje się za nieruchome, jeśli nie potrafią podnieść się z grzbietu, pozostają w jednym miejscu lub gwałtownie drgają skrzydłami przez cały dziesięciosekundowy okres obserwacji. Muchy wykazujące te ostatnie zachowanie uznaje się za nieruchome, ponieważ zdecydowana większość z nich pozostaje w bezruchu pomiędzy okresami gwałtownego poruszania skrzydłami. Muchy NIE są nieruchome, jeśli potrafią podnieść się z grzbietu i odejść i/lub wejść na ściankę fiolki.</li>
<li>Próbę ekspozycyjną kończy się w momencie, gdy odnotowano 4 lub więcej nieruchomych much.</li>
<li>Wyrzuć muchy i pozostaw komorę ekspozycyjną do przewietrzenia przed ponownym użyciem.</li>
</ol>
4. Wyznaczenie czasu do 50% sedacji

Czas do 50% sedacji (ST50) to czas po rozpoczęciu ekspozycji na etanol, w którym cztery z ośmiu much pozostają w bezruchu. Jest on wyznaczany w następujący sposób: 
Albo: pierwsza minuta pomiaru, w której dokładnie cztery muchy są w bezruchu. 
Albo: jeśli w jednym punkcie pomiarowym (minuta X) w bezruchu jest mniej niż cztery muchy (Y1), a w kolejnym punkcie pomiarowym (minuta X+1) więcej niż cztery (Y2), wówczas ST50 wyznacza się poprzez interpolację liniową według wzoru: 
ST50 = (4 - Y1)/(Y2 - Y1) + X


5. Powtórna ekspozycja w celu określenia tolerancji

Naświetlanie much
<ol>
<li>Wyznacz ST50(wt) dla szczepu kontrolnego typu dzikiego użytego w eksperymencie.</li>
<li>Poddaj grupy eksperymentalne much działaniu etanolu zgodnie z powyższym opisem.</li>
<li>Zmierz ich ST50(1), ale kontynuuj ekspozycję aż do osiągnięcia czasu 2x ST50(wt).</li>
<li>Przenieś muchy z powrotem do pustej probówki z pożywką i utrzymuj w niej przez 4 godziny.</li>
<li>Ponownie poddaj muchy działaniu etanolu i wyznacz ST50(2) dla drugiej ekspozycji.</li>
</ol>
Wyznacz tolerancję
Oblicz tolerancję w % jako (ST50(2)/ ST50(1) - 1)x10.

6. Reprezentatywne wyniki:
Przedstawione tutaj są reprezentatywne wyniki uzyskane przy użyciu 6-8 fiolek z muchami na genotyp i dawkę. Jeśli błąd standardowy jest znacznie większy, prawdopodobnie wystąpił problem systematyczny. Należy upewnić się, że etanol jest skierowany do komór ekspozycyjnych i że komory mają taką samą objętość.
 
<img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig1.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący czasy ST50 dla różnych stężeń etanolu z podziałem na płeć." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rysunek 1. Krzywa dawka-odpowiedź much typu dzikiego eksponowanych na rosnące stężenia etanolu. Dla każdej dawki i płci zastosowano osiem fiolek z muchami. Samce i samice wykazują tę samą wartość ST50 dla każdej dawki (p&gt;0,2, dwuczynnikowa analiza wariancji ANOVA), podczas gdy ST50 dla wszystkich dawek istotnie spada wraz ze wzrostem dawki etanolu (p&lt;0,01). Należy zauważyć, że muchy z przepełnionych butelek mogą być znacznie mniejsze od tych z butelek o prawidłowej populacji, a ta różnica w wielkości może wpływać na ST50. Do każdej butelki należy wprowadzić 15–20 samic składających jaja przez 1–2 dni, aby uzyskać optymalną gęstość larw w butelce.
<img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig2.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący wartości ST50 dla typu dzikiego i białego królika przy stężeniu etanolu 90% i 10%." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rycina 2. Narażenie much na etanol o stężeniu 90% lub 10% odtwarza opisaną wcześniej odporność na etanol wywołaną przez mutację white rabbit1 (p&lt;0,01, dwuczynnikowa analiza wariancji (ANOVA)).
<img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig3.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący czas ST50 po pierwszej i drugiej ekspozycji (t+4 h); wynik analizy danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Powtarzalna ekspozycja na 10% etanol, z zachowaniem 4-godzinnego odstępu na regenerację, powoduje istotny wzrost ST50 po drugiej ekspozycji (p&lt;0,01, parzysty test t). Należy zauważyć, że podczas pierwszej ekspozycji muchy były poddane działaniu bodźca przez 24 minuty (co odpowiada dwukrotności ich naiwnego ST50). Ekspozycja przez krótszy czas (12 minut) nie spowodowała istotnego wzrostu ST50 przy ponownej ekspozycji (dane nie zostały przedstawione).

<ol><li>Bainton, R. J., Tsai, L. T. -Y., Singh, C. S., Moore, M. S. Curr. Biol. 10, 187-194 (2000).</li>
<li>Rothenfluh, A., Threlkeld, R. J., Bainton, R. J., Tsai, L. T. -Y. Cell. 127, 199-211 (2006).</li>
<li>Devineni, A. V., Heberlein, U. Curr. Biol. 19, 2126-2132 (2009).</li>
<li>Scholz, H., Ramond, J., Singh, C. S., Heberlein, U. Neuron. 28, 261-271 (2000).</li>
<li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A., Tanouye, M. A., Phelan, P. Semin. Cell Dev. Biol. 17, 31-41 (2006).</li>
<li>Feany, M. B., Bender, W. W. Nature. 404, 394-398 (2000).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

W niniejszej prezentacji przedstawiliśmy prosty sposób określania upojenia indukowanego etanolem, oparty na wcześniejszych testach opisanych przez Baintona i wsp. 20001 oraz Rothenfluha i wsp. 20062. Ponieważ sedacja wywołana alkoholem jest skorelowana z preferencją spożywania alkoholu3, badanie to jest istotne dla analizy zaburzeń związanych z używaniem alkoholu. Opisany test opiera się na negatywnej geotaksji indukowanej bodźcem stresowym oraz na tym, w jaki sposób ekspozycja na alkohol zakłóca tę wrodzoną reakcję. Przed rozpoczęciem ekspozycji należy upewnić się, że wszystkie muchy wykazują prawidłową reakcję na taki bodziec, tzn. po ostrym uderzeniu w fiolkę z pożywieniem, w której znajdują się muchy, wszystkie powinny przemieścić się z dna ku górze w ciągu 10 sekund czasu obserwacji. Przykładami much o zredukowanej negatywnej geotaksji są mutanty z drgawkami wrażliwymi na wstrząs (bang-sensitive seizure mutants)5 oraz muchy z deficytami lokomocyjnymi spowodowanymi degeneracją neuronów dopaminergicznych6.
Mimo że opisany test jest stosunkowo prosty, dwie zmienne wymagają szczególnej uwagi w celu zapewnienia powtarzalnych wyników. Po pierwsze, wszystkie fiolki ekspozycyjne powinny mieć tę samą objętość. Obejmuje to upewnienie się, że dno fiolki zawiera taką samą objętość pożywki + zatyczki do fiolki/kuli bawełnianej, a także wkładanie zatyczki zawierającej etanol na tę samą głębokość w każdej fiolce. W teście można zastosować całkowicie pustą fiolkę, ale prowadzi to do dłuższych wartości ST50, co zmniejsza przepustowość analizy.
Niniejszy test nadaje się również do określenia stopnia tolerancji wypracowanej przez muchy w wyniku powtarzalnej ekspozycji na etanol. Przy przeprowadzaniu powtórnych ekspozycji należy wziąć pod uwagę szereg zmiennych. Po pierwsze, odstęp między ekspozycjami opisany jest tutaj jako 4 godziny. Zmienna ta może ulec zmianie, jednak zalecamy, aby nie była ona krótsza niż 2 godziny, aby zapewnić usunięcie etanolu po pierwszej ekspozycji. Kinetykę rozwoju i zaniku tolerancji na etanol opisano w pracy Scholz et al. 20004. Drugą zmienną, którą należy rozważyć, jest czas trwania pierwszej ekspozycji. Musi on być oczywiście taki sam dla much kontrolnych i doświadczalnych. Może to jednak nie skutkować dostarczeniem tej samej ilości etanolu obu tym szczepom much. Muchy uspokojone wchłaniają więcej etanolu niż muchy aktywne2, zatem szczep, który szybciej ulega sedacji, może otrzymać wyższą dawkę niż szczep sedowany później, a w konsekwencji rozwinąć większą tolerancję ze względu na wyższą dawkę początkową. Silnie ostrzegamy czytelnika przed porównywaniem rozwoju tolerancji u szczepów wykazujących różnice w początkowym ST50(1).
Opisany tutaj test jest użytecznym narzędziem do łatwego i powtarzalnego określania reakcji behawioralnych much na alkohol.

<table><tbody><tr><td>Fiolki do ekspozycji</td><td>www.flystuff.com</td><td>32-116</td><td></td></tr><tr><td>Zatyczki</td><td>www.flystuff.com</td><td>49-102</td><td></td></tr><tr><td>Acid Blue 9</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861146</td><td></td></tr></tbody></table>

prosty sposób pomiaru wrażliwości much na etanol

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Niskie dawki etanolu powodują nadaktywność u much, podczas gdy wysokie dawki działają uspokajająco. Wrażliwość danej linii much na sedację indukowaną etanolem koreluje z preferencją tej linii do etanolu, w związku z czym sedacja jest wysoce istotnym miernikiem w badaniu genetyki reakcji na alkohol oraz nawyków picia. Prezentujemy prosty sposób narażania much na etanol i pomiaru jego efektów odurzających. Opisany przez nas test pozwala określić zarówno wrażliwość ostrą, jak i tolerancję na etanol indukowaną powtarzalną ekspozycją. Nie wymaga on skomplikowanej aparatury i może być zatem zastosowany w każdym laboratorium wyposażonym w podstawowe narzędzia do hodowli much.

Opisano prosty test służący do pomiaru działania sedatywnego etanolu na muszki Drosophila, oparty na utracie odruchu prostowania.

Prosty sposób pomiaru wrażliwości much na etanol

Niskie dawki etanolu powodują nadaktywność much, podczas gdy wysokie dawki działają sedatywnie. Wrażliwość konkretnego szczepu much na sedację wywołaną etanolem...

Witajcie, jestem Thomas Maples z laboratorium dr. Adriana Rothena w Katedrze Psychiatrii w UT Southwestern Medical Center w Dallas. Dzisiaj zaprezentuję prostą procedurę służącą do określenia wrażliwości much na sedację wywołaną etanolem. Test ten opiera się na utracie odruchu prostowania oraz zdolności chodzenia u much po ekspozycji na etanol.Pomiar ten można wykorzystać do określenia różnic w wrażliwości na alkohol pomiędzy różnymi szczepami drosophila oraz mutantami. Możemy również wykorzystać ten test do indukowania tolerancji u much, gdzie tolerancja definiowana jest jako zmniejszona odpowiedź na alkohol po wielokrotnej ekspozycji. Zacznijmy.Do tego eksperymentu będą potrzebne następujące fiolki. Należy użyć ośmiu muszek owocówek, zebranych jeden lub dwa dni wcześniej. Ekspozycje można przeprowadzać zarówno na samcach, jak i samicach.Każda fiolka powinna jednak zawierać osobniki tylko jednej płci. Pusta fiolka z pożywką, która nie zawiera much, żyletka, dwa korki do fiolek wykonane z materiału przypominającego bawełnę. Jeśli nie dysponujesz takimi korkami, możesz użyć kulek waty, mikropipetę 1000 µL z końcówkami, etanol o stężeniu 200 proof z dodatkiem barwnika spożywczego dostępnego w każdym sklepie spożywczym oraz minutnik.W pierwszej kolejności musimy przygotować komorę ekspozycyjną, w której będziemy poddawać muchy działaniu etanolu i monitorować ich mobilność. Aby stworzyć tę komorę, należy najpierw przeciąć korek do probówki na pół za pomocą żyletki. Następnie jedną z połówek należy wcisnąć na dno probówki, zakrywając pożywkę.Tworzy to poziomą, nielepką powierzchnię, po której mogą poruszać się muchy. W przypadku użycia kuli waty, należy ją gładko docisnąć i starać się, aby była jak najmniej puszysta, żeby muchy nie zaplątały się w włókna waty. Przy przygotowywaniu wielu komór należy upewnić się, że pokarm i korek probówki zajmują w każdej z nich taką samą ilość miejsca.Zapewnia to, że muchy w każdej komorze są eksponowane na etanol w tej samej objętości. Przy wprawie można z łatwością eksponować równolegle trzy fiolki z muchami. Po przygotowaniu komór ekspozycyjnych można przystąpić do ekspozycji much na etanol.Najpierw przenieś fiolkę z ośmioma muchami do komory ekspozycyjnej, uszczelniając ją korkiem z fiolki, w której pierwotnie znajdowały się muchy. Następnie nanieś pipetą 500 µL barwionego etanolu o wybranym stężeniu na jeden koniec bawełnianego korka do fiolek. Następnie zastąp korek komory ekspozycyjnej korkiem nasączonym etanolem, wkładając koniec pokryty etanolem do wnętrza komory.Natychmiast po umieszczeniu zatyczki nasączonej etanolem w komorze ekspozycyjnej należy uruchomić stoper. Barwnik w etanolu pomaga upewnić się, że strona nasączona etanolem jest skierowana do wnętrza komory ekspozycyjnej, a nie w stronę ścianki fiolki. Jest to szczególnie istotne w przypadku stosowania kulek waty zamiast zatyczek typu buzz, ponieważ każda strona kulki waty może być skierowana do wnętrza fiolki.W tym badaniu stosujemy 100% alkohol, który dyfunduje do komory ekspozycyjnej, gdzie muchy wdychają go z powietrza. W każdej minucie po umieszczeniu w komorze ekspozycyjnej korka nasączonego etanolem, będziemy zliczać, ile much stało się nieruchomych, co oznacza, że nie są one w stanie obrócić się i chodzić. Im dłużej muchy pozostają mobilne w każdym jednominutowym odstępie czasu, tym są bardziej odporne.Przestrasz muchy, uderzając komorą o blat, aby upewnić się, że wszystkie muchy zdolne do ruchu, poruszają się. Obserwuj muchy przez 10 sekund po uderzeniu, aby dać im czas na rozpoczęcie ruchu lub obrócenie się w każdym jednominutowym odstępie czasu. Odnotuj, ile z ośmiu much pozostaje w bezruchu na początku eksperymentu.Większość much po wystraszeniu szybko wbiega po ściance fiolki. Po około sześciu minutach ekspozycji na 100% ethanol zaczynają poruszać się ociężale, a w 12. minucie czasem w sposób chaotyczny. Większość much pozostanie w bezruchu, nie będąc w stanie chodzić ani obrócić się, gdy znajdą się na grzbiecie.Jako muchy mobilne należy liczyć wyłącznie te, które są w stanie obrócić się i przejść. Muchy, które jedynie poruszają odnóżami lub skrzydłami w miejscu, należy liczyć jako muchy stacjonarne. Muchy pozostające na grzbietach przez cały okres obserwacji również należy liczyć jako stacjonarne, ponieważ niezdolność do obrócenia się jest oznaką intoksykacji. Muchy, które intensywnie wibrują skrzydłami przez cały dziesięciosekundowy czas obserwacji, należy również liczyć jako stacjonarne, nawet jeśli zmieniają położenie. Zdecydowana większość takich much pozostaje w bezruchu pomiędzy okresami gwałtownych ruchów skrzydłami.Podsumowując, muchy, które są w stanie odwrócić się i chodzić, są uznawane za mobilne, natomiast muchy, które nie potrafią się odwrócić, poruszają odnóżami i skrzydłami w miejscu lub gwałtownie drżą skrzydłami, są uznawane za stacjonarne. Stosując te zasady, zauważamy, że wraz ze wzrostem czasu ekspozycji na opary etanolu coraz więcej much typu dzikiego staje się stacjonarnych. Wartością, której ten test używa do ilościowego określenia wrażliwości na etanol, jest mediana czasu sedacji, czyli MST.MST definiujemy jako liczbę minut ekspozycji na etanol niezbędną do tego, aby cztery z ośmiu much w komorze ekspozycyjnej przestały się poruszać. Wartość tę łatwo określić, jeśli dokładnie cztery muchy są nieruchome w konkretnym okresie obserwacji. Na przykład, jeśli dokładnie cztery muchy są nieruchome po 11 minutach ekspozycji, to MST wynosi 11.Jeśli dokładnie cztery muchy pozostają nieruchome po 11 minutach ekspozycji i ten stan utrzymuje się w 12. minucie, przyjmuje się pierwszą wartość, ponieważ jest to czas, w którym muchy po raz pierwszy osiągnęły swój ST. Jeśli w konkretnym okresie obserwacji cztery muchy nie są nieruchome, konieczne jest liniowe interpolowanie czasu, w którym cztery muchy stały się nieruchome. Na przykład, jeśli liczba nieruchomych much wzrasta z trzech do pięciu między dziewiątą a dziesiątą minutą ekspozycji, drogą graficzną można ustalić, że MST wynosi 9,5. Poniższe dane zebrane przy użyciu tego testu wykazują, że ten plan eksperymentalny jest dokładną metodą pomiaru wrażliwości na etanol.W poniższych eksperymentach wykorzystano od sześciu do ośmiu fiolek (N), co zostało zaznaczone na słupkach. MST samców much typu dzikiego narażonych na 100% Ethanol wynosi około 11 minut przy niskim błędzie standardowym. Zmienność z dnia na dzień jest niska i w większości nieistotna statystycznie, niemniej jednak zalecamy pomiar próbek badawczych i kontrolnych równolegle tego samego dnia.Należy również zauważyć, że muchy eksponowane w dniu A i dniu B nie są tymi samymi osobnikami. Są to rodzeństwo reprezentujące tę samą linię genetyczną; muchy samce i samice eksponowane na 100% Ethanol nie wykazują różnic w MST. Niemniej jednak zalecamy ograniczenie się do jednej płci.Poddanie much samców i samic działaniu rosnących dawek etanolu pozwala na uzyskanie wyraźnej krzywej zależności efektu od dawki, która wykazuje statystycznie istotny spadek MST w funkcji zwiększonego stężenia etanolu. Test ten odtwarza również wcześniej opublikowane fenotypy, które zmierzono przy użyciu bardziej złożonej aparatury do waporyzacji etanolu – muchy z mutacją right rabbit one wykazały istotny wzrost MST. Wzrost ten zaobserwowano zarówno przy 100%, jak i 90% etanolu.Za pomocą tego testu możemy również indukować i mierzyć tolerancję na etanol u much. Tolerancję definiuje się jako zmniejszenie odpowiedzi na alkohol po uprzedniej ekspozycji na alkohol w celu jej indukcji. Poddaj fiolkę z muchami działaniu etanolu przez czas wynoszący w przybliżeniu dwukrotność ich MST.Na przykład poddajemy te samce szczepu dzikiego z Berlina działaniu 100% etanolu przez 24 minuty. Po ekspozycji delikatnie opukujemy osiem much z powrotem do fiolki z pożywką, gdzie pozostawiamy je do regeneracji przez cztery godziny. Po czterech godzinach regeneracji odnotowujemy pierwotny MST much na ich fiolce, ponownie poddajemy te same muchy działaniu tej samej dawki etanolu i odnotowujemy ich drugi MST.Jak widać na tym wykresie, MST podczas drugiej ekspozycji na etanol jest znacznie wyższe niż MST podczas pierwszej ekspozycji, co wskazuje, że muchy nabyły tolerancję na działanie sedatywne etanolu. Miara tolerancji jest obliczana poprzez podzielenie drugiej wartości MST dla danej fiolki z muchami przez pierwszą wartość MST tych samych much i odjęcie jedynki; wynik wyrażany jest jako procent tolerancji, który w naszym przypadku wynosi około 50%. Dziękujemy za oglądanie i powodzenia w przeprowadzeniu eksperymentu.

a-simple-way-to-measure-ethanol-sensitivity-in-flies

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Prosty sposób na zmierzenie wrażliwości na etanol u much

Drosophila stała się znaczącym modelowym systemem do analizowania komórkowych i molekularnych podstaw behawioralnych reakcji na alkohol. W tym miejscu przedstawiamy protokół zbierania danych dotyczących wrażliwości na alkohol w kontekście okołodobowym, który można łatwo zastosować w innych eksperymentach i dobrze nadaje się do badań licencjackich.

FlyBar: podawanie muchom alkoholu

Proste testy do pomiaru wrażliwości etanolu i szybkiej tolerancji u Drosophila ułatwiają wykorzystanie tego organizmu modelowego do badania tych ważnych zachowań związanych z etanolem. W tym miejscu opisano stosunkowo prosty, skalowalny test do pomiaru wrażliwości etanolu i szybkiej tolerancji u much.

Niedrogi, skalowalny test behawioralny do pomiaru wrażliwości i szybkiej tolerancji sedacji etanolem u Drosophila

C. elegans jest przydatnym modelem do badania wpływu alkoholu etylowego na zachowanie. Prezentujemy test behawioralny, który ilościowo określa wpływ alkoholu etylowego na szybkość poruszania się pełzających dżdżownic; zarówno początkową wrażliwość, jak i rozwój ostrej tolerancji funkcjonalnej na alkohol etylowy można zmierzyć za pomocą tego testu.

Badanie wpływu alkoholu etylowego na prędkość poruszania się Caenorhabditis elegans

Opisujemy protokół wywoływania nagradzających i nienagradzających doświadczeń u muszek owocowych (Drosophila melanogaster) przy użyciu dobrowolnego spożycia etanolu jako miary zmian w stanach nagrody.

Prosty sposób na zmierzenie zmian w zachowaniu związanym z poszukiwaniem nagrody za pomocą Drosophila melanogaster

Test CApillary FEeder (CAFE) jest prostą, niedrogą i wysoce niezawodną metodą badania mechanizmów leżących u podstaw przyjmowania pokarmu. Stosowany w połączeniu z wysoce wszechstronnym modelem genetycznym Drosophila melanogaster, stanowi potężny środek do uzyskania nowego wglądu w mechanizmy regulacyjne przyjmowania pokarmu.

Test CApillary FEeder mierzy spożycie pokarmu u Drosophila melanogaster

Obecne metody pomiaru wrażliwości na alkohol u Drosophila są przeznaczone do testowania grup much. Przedstawiamy prosty, tani, wysokoprzepustowy test do oceny wrażliwości na sedację alkoholową u dużej liczby pojedynczych much. Metoda nie wymaga specjalistycznych narzędzi i może być wykonywana w dowolnym laboratorium przy użyciu powszechnie stosowanych materiałów.

Wysokoprzepustowa metoda pomiaru czasu sedacji alkoholowej u poszczególnych osobników Drosophila melanogaster

Test Flypub mierzy zachowanie, jakie muszka owocowa Drosophila melanogaster przejawia pod wpływem etanolu. Test może być łatwo opanowany przez eksperymentatorów na wszystkich poziomach i stosowany do różnych odparowanych bodźców, ułatwiając badania nad nadużywaniem substancji i uzależnieniami.

Flypub do badania odhamowania behawioralnego i uwrażliwienia wywołanego etanolem

Testy manipulacji Vermicelli i Capellini służące do oceny sprawności przednich łap wykorzystują naturalną skłonność gryzoni do manipulowania produktami spożywczymi za pomocą precyzyjnych ruchów przednich łap i palców. Zwierzęta są nagrywane podczas manipulowania krótkimi nitkami surowego, suchego makaronu. Odtwarzanie wideo w zwolnionym tempie umożliwia ilościową ocenę korekt ułożenia przednich łap.

Testy manipulacji nitkami vermicelli i capellini: proste ilościowe pomiary sprawności chwytnej przedniej łapy u szczurów i myszy

Myszy i szczury, ze względu na swoją wrodzoną ostrożność, początkowo powoli spożywają nowy pokarm, szczególnie w nowym miejscu. Tę hiponeofagię można łatwo zmierzyć w warunkach laboratoryjnych, mimo że zwierzęta laboratoryjne wykazują znacznie mniejszy lęk niż ich dzikie...

Hiponeofagia: miara lęku u myszy

Opisano metodę określania przebiegu czasowego stężenia etanolu w mózgach szczurów podczas operantowej samopodaży etanolu. Do ilościowego oznaczenia etanolu w próbkach dialyzatu zastosowano chromatografię gazową z detekcją płomieniowo-jonizacyjną, ponieważ charakteryzuje się ona czułością wymaganą dla generowanych małych objętości.

Mikrodializa etanolu podczas operacyjnego samopodawania etanolu oraz oznaczanie etanolu metodą chromatografii gazowej

Poznaj prosty test pomiaru wrażliwości na etanol u Drosophila melanogaster oparty na utracie odruchu prawidłowego ułożenia. Metoda pozwala ilościowo ocenić różnice w czułości alkoholowej między szczepami i mutantami.

Prosty sposób pomiaru wrażliwości much na etanol

Przeglądaj więcej filmów