Name: Ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonka ektodermalnego podczas rozwoju twarzoczaszki (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-24T11:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Poznaj technikę transplantacji ektodermy do tworzenia chimerowych zarodków kurzych w celu badania sygnalizacji nabłonkowej podczas rozwoju twarzoczaszki. Ta metoda pozwala analizować właściwości wzorcujące tkanek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była finansowana z grantów R01-DE018234 oraz R01-DE019638.

1. Przygotowanie tkanki dawcy
<ol>
<li>Przygotować pożywki hodowlane, zaostrzyć szpilki szklane oraz igły wolframowe.</li>
<li>Pobrać embrion ze skorupki i przemyć w lodowatym PBS.
<ol class="lalpha">
<li>Za pomocą strzykawki 10 mL i igły o rozmiarze 18 G usunąć 1,0 mL albuminy z zaostrzonego końca skorupki jaja.</li>
<li>Wykonać mały otwór w górnej części skorupki za pomocą czubka nożyczek, a następnie wyciąć okrągły otwór, aby odsłonić embrion.</li>
</ol>
</li>
<li>Odciąć głowę i umieścić w DMEM (bez surowicy, w temperaturze pokojowej).</li>
<li>Wypreparować wypustek czołonośny z embrionu (lub z innego miejsca dawcy, np. z wypustka szczękowego lub żuchwowego).</li>
<li>Trawić w roztworze dispazy 2,4U/mL w PBS na lodzie przez 20 min.</li>
<li>Przykryć tkanki pożywką DMEM z 1% BSA, aby zatrzymać proces trawienia.</li>
<li>Użyć zaostrzonej igły wolframowej do oddzielenia ektodermy, mezenchymy i neuroektodermy.</li>
<li>Przechowywać tkankę przeszczepową w DMEM 1% BSA na lodzie do momentu przygotowania biorcy do transplantacji.</li>
</ol>
2. Przygotowanie gospodarza
<ol>
<li>Odsłonięcie zarodka
<ol class="lalpha">
<li>Za pomocą strzykawki 10 mL i igły 18 G usunąć 1,0 mL albuminy z zaostrzonego końca skorupki jaja.</li>
<li>Za pomocą ostrza nożyczek wykonać mały otwór w górnej części skorupki. Przykryć otwór kawałkiem taśmy, a następnie wyciąć okrągły otwór, aby odsłonić zarodek.</li>
</ol>
</li>
<li>Używając dwóch par pęset, chwycić owodni i ostrożnie ją przerwać, aby wykonać otwór.</li>
<li>Obrócić głowę, przykładając pęsetę do prawego oka i wywierając nacisk. Trzymając głowę nieruchomo, usunąć za pomocą igły wolframowej ektodermę gospodarza, aby przygotować miejsce na przeszczep.</li>
<li>Przenieść przeszczep do gospodarza za pomocą pipety szklanej.</li>
<li>Ułożyć przeszczep w miejscu usuniętej ektodermy. W każdym rogu przeszczepionej tkanki umieścić szpilkę szklaną, aby przymocować przeszczep na miejscu. Aby wykonać szpilki szklane, rozciągnąć rurkę mikrokapilarną do cienkiego punktu nad płomieniem palnika alkoholowego.</li>
<li>Szczelnie zakleić otwór taśmą i przenieść zarodek z powrotem do inkubatora na czas odpowiedni do przeprowadzenia analizy.</li>
<li>patrz również: 9</li>
</ol>
3. Reprezentatywne wyniki:
Aby ocenić chimery, należy zebrać zarodki i poddać je obróbce w celu analizy rozkładu tkanek gospodarza i dawcy. Do wykrywania komórek przepiórki stosuje się immunohistochemię z użyciem przeciwciała QcPN (opisanego w: 3), a do wykrywania komórek mysich wykorzystuje się hybrydyzację in situ na skrawkach parafinowych 6. Komórki dawcy powinny ograniczać się do nabłonka i nie powinno być dowodów na obecność mezenchymalnych tkanek dawcy (Rycina 1). Obecność izolowanych komórek dawcy w mezenchymie wskazuje na zanieczyszczenie komórkami grzebienia neuronalnego, co zafałszuje każdą interpretację morfologiczną ze względu na wpływ tych komórek na wiele aspektów rozwoju twarzy (np. 10). Po upewnieniu się, że technika przeszczepiania jest wolna od zanieczyszczeń mezenchymalnych, do oceny chimer można zastosować dalsze miary wyników morfologicznych lub molekularnych. W naszym przypadku wykryliśmy obecność ektopowych chrząstek i kości, które odpowiadały duplikacjom górnej szczęki indukowanym przez przeszczepione tkanki (Rycina 2), oraz zmiany molekularne w tkankach mezenchymalnych w odpowiedzi na przeszczepiony ektoderm (Rycina 3)5,6.
<img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig1.jpg" alt="Eksperyment hybrydyzacji przepiórka-mysz-kurczak; obraz mikroskopowy pokazuje markery SINE B2 i QCPN." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Ocena chimeryzmu (A) Barwienie przeciwciałami anty-QcPN jest wykorzystywane do wykrywania komórek przepiórki w chimerach przepiórka-kurczak. W mezenchymie nie stwierdzono barwienia. (B) Hybrydyzacja in situ jest wykorzystywana do wykrywania ekspresji transkryptów SINE B2 w chimerach mysz-kurczak. Ekspresja jest ograniczona do ektodermy tworzącej przeszczep.
<img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig2.jpg" alt="Porównanie rozwoju embrionów; chimera przepiórka-kurczak, mysz-kurczak; przekroje histologiczne; badanie anatomiczne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Barwienie trichromowe wykazuje duplikację szkieletu górnej szczęki w (A) chimerze przepiórka-kurczak oraz (B) chimerach mysz-kurczak.
<img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig3.jpg" alt="Ekspresja Bmp7 u kurczaka w porównaniu do myszy, obraz mikroskopowy; porównanie rozwoju embrionalnego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Ektoderma reguluje ekspresję genów w mezenchymie. (A) Normalna ekspresja Bmp7 w mezenchymie zarodka kurczaka (radioaktywna hybrydyzacja in situ z sygnałem dodatnim zaznaczonym pseudokolorem czerwonym w programie Adobe Photoshop). (B) Ekspresja Bmp7 zostaje indukowana w mezenchymie sąsiadującym z przeszczepem (strzałka) w embrionach chimerycznych.

<ol><li>Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Role+of+the+Neural+Crest+in+Patterning+of+Avian+Cranial+Skeletal%2C+Connective%2C+and+Muscle+Tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues.</a> Developmental Biology. 96, 144-144 (1983).</li>
<li>Bronner-Fraser, M., Stern, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Mesodermal+Tissues+on+Avian+Neural+Crest+Cell+Migration%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of Mesodermal Tissues on Avian Neural Crest Cell Migration.</a> Developmental Biology. 143, 213-213 (1991).</li>
<li>Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+can+form+cartilages+normally+derived+from+mesoderm+during+development+of+the+avian+head+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton.</a> Developmental Biology. 208, 441-441 (1999).</li>
<li>Couly, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+Hox-negative+cephalic+neural+crest+cells+and+the+foregut+endoderm+in+patterning+the+facial+skeleton+in+the+vertebrate+head%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Interactions between Hox-negative cephalic neural crest cells and the foregut endoderm in patterning the facial skeleton in the vertebrate head.</a> Development. 129, 1061-1061 (2002).</li>
<li>Evans, D. J., Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+relations+between+avian+craniofacial+neural+crest+and+paraxial+mesoderm+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Spatial relations between avian craniofacial neural crest and paraxial mesoderm cells.</a> Dev Dyn. , (2006).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+zone+of+frontonasal+ectoderm+regulates+patterning+and+growth+in+the+face%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face.</a> Development. 130, 1749-1749 (2003).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unique+organization+of+the+frontonasal+ectodermal+zone+in+birds+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals.</a> Dev Biol. 325, 200-200 (2009).</li>
<li>Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+derivatives+of+the+neural+crest%3A+analysis+of+chimaeric+quail+and+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Embryology+and+Experimental+Morphology%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos.</a> Journal of Embryology and Experimental Morphology. 34, 125-125 (1975).</li>
<li>Bollag, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+repetitive+mouse+B2+element+to+identify+transplanted+mouse+cells+in+mouse-chick+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Use of a repetitive mouse B2 element to identify transplanted mouse cells in mouse-chick chimeras.</a> Exp Cell Res. 248, 75-75 (1999).</li>
<li>Korn, M. J., Cramer, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Windowing+chicken+eggs+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Windowing chicken eggs for developmental studies.</a> J Vis Exp. , (2007).</li>
<li>Eames, B. F., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quail-duck+chimeras+reveal+spatiotemporal+plasticity+in+molecular+and+histogenic+programs+of+cranial+feather+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development.</a> Development. 132, 1499-1499 (2005).</li>
<li>Odent, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+the+Sonic+hedgehog+%28SHH+%29+gene+during+early+human+development+and+phenotypic+expression+of+new+mutations+causing+holoprosencephaly%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">Expression of the Sonic hedgehog (SHH ) gene during early human development and phenotypic expression of new mutations causing holoprosencephaly.</a> Hum Mol Genet. 8, 1683-1683 (1999).</li>
<li>Szabo-Rogers, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+skeletogenic+patterning+roles+for+the+olfactory+pit%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Novel skeletogenic patterning roles for the olfactory pit.</a> Development. 136, 219-219 (2009).</li>
</ol>

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.

Zastosowanie tej metody transplantacji pozwoliło nam ustalić, że ektoderm zawiera informacje sygnałowe regulujące polarność grzbietowo-brzuszną oraz wydłużenie proksymalno-dystalne górnej szczęki. Podobieństwo wyników przy użyciu ektodermy przepiórki lub myszy oraz konserwacja sygnałów molekularnych w tej tkance u wielu gatunków 6,11 wskazuje, że jest to wysoce konserwatywne centrum sygnałowe u kręgowców. Co więcej, inni badacze wykorzystali podobne techniki do przetestowania właściwości sygnałowych różnych ob...

<table><tbody><tr><td>1x PBS</td><td>Tektronix, Inc.</td><td>TEKZR114</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>University of California - San Francisco</td><td>CCFDA003</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>Dyspaza</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>17105-041</td><td></td></tr><tr><td>Szalka Petri 35x10 mm</td><td>Falcon BD</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta Dumont nr 5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15010-11</td><td></td></tr><tr><td>Igłotrzymacz</td><td>Fine Science Tools</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Igła wolframowa</td><td>Fine Science Tools</td><td>26000</td><td></td></tr><tr><td>Rurka mikrokapilarna</td><td>Drummond Scientific</td><td>3-000-225-G</td><td></td></tr><tr><td>Pipety Pasteura</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15010-11</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt do ostrza</td><td>Fine Science Tools</td><td>10052-11</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze do golenia</td><td>Fine Science Tools</td><td>10050-00</td><td></td></tr></tbody></table>

ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonków ektodermalnych podczas rozwoju kraniofacjalnego

Assessing Signaling Properties of Ectodermal Epithelia During Craniofacial Development

Dostępność embrionów ptaków pomogła embriologom eksperymentalnym zrozumieć losy komórek podczas rozwoju oraz rolę oddziaływań tkankowych regulujących wzorowanie i morfogenezę kręgowców (np. 1, 2, 3, 4). W niniejszej pracy przedstawiamy metodę, która wykorzystuje tę dostępność do badania właściwości sygnalizacyjnych i wzorujących tkanek ektodermalnych podczas rozwoju twarzy. W tych eksperymentach tworzymy chimery przepiórczo-kurze 5 lub mysio-kurze 6 poprzez przeszczepianie powierzchniowego ektodermy głownej pokrywającej górną szczękę z przepiórki lub myszy do tego samego obszaru lub obszaru ektopowego embrionów kurcząt. Wykorzystanie przepiórki jako tkanki donora do przeszczepów u kurcząt zostało opracowane, aby wykorzystać marker jąderkowaty obecny w komórkach przepiórki, a nie kurcząt, co pozwala badaczom odróżnić tkanki gospodarza od tkanek donora 7. Podobnie, w genomie myszy występuje element powtarzalny, który jest wyrażany powszechnie, co umożliwia nam odróżnienie tkanek gospodarza od tkanek donora w chimerach mysio-kurzych 8. Zastosowanie ektodermy mysiej jako tkanki donora znacznie poszerzy naszą wiedzę na temat tych oddziaływań tkankowych, ponieważ pozwoli nam to przetestować właściwości sygnalizacyjne ektodermy pochodzącej z różnych embrionów mutantów.

W niniejszym artykule opisano technikę transplantacji tkanek, która została opracowana w celu zbadania właściwości sygnalizacyjnych i wzorowania powierzchniowego ektodermy głownej podczas rozwoju kraniofacjalnego.

Ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonków ektodermalnych podczas rozwoju kraniofacjalnego

Dostępność zarodków ptaków pomogła embriologom eksperymentalnym zrozumieć losy komórek podczas rozwoju oraz rolę tkanki ...

Ogólnym celem tej procedury jest stworzenie embrionów chimerycznych poprzez transplantację ektodermy z embrionów dawców do rozwijającej się górnej szczęki embrionów kurzych. Osiąga się to najpierw poprzez usunięcie skóry dawcy do transplantacji, a następnie przygotowanie miejsca u biorcy do przeszczepienia.Ostatnim krokiem procedury jest umieszczenie tkanki dawcy w miejscu biorcy i przymocowanie przeszczepu w odpowiedniej pozycji. W rezultacie można uzyskać wyniki wykazujące wyłączne przyjęcie się ektodermy dawcy, a dzięki analizie molekularnej i morfologicznej można określić funkcję rekodowanej dermy dawcy. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu biologii rozwoju, takie jak identyfikacja roli różnych tkanek podczas morfogenezy.Procedurę zademonstruje dr Diane, starszy badacz z naszego laboratorium. Przed rozpoczęciem procedury należy przygotować pożywki oraz upewnić się, że wszystkie wymagane roztwory są dostępne i mają odpowiednią temperaturę. Następnie, stosując odpowiednią ochronę oczu, należy wyciągnąć rurki mikrokapilarne do uzyskania cienkiego ostrza nad płomieniem palnika alkoholowego.Aby zaostrzyć igły wolframowe, należy trzymać je w płomieniu palnika propanowego za pomocą szklanych pręcików. Rozpocznij wyjmowanie zarodka donora ze skorupki, naklejając kawałek taśmy na koniec jaja. Następnie użyj czubka igły sekcyjnej, aby wykonać mały otwór w centrum taśmy.Wprowadź strzykawkę o pojemności 10 ml oraz igłę hipodermiczną o rozmiarze 18 G przez otwór i pobierz 1 ml albuminy z jaja. Następnie, używając igły sekcyjnej, wykonaj mały otwór w górnej części skorupy. Naklej drugi kawałek taśmy, aby zakryć ten otwór.Za pomocą dwóch par pincet wytnij okrągły otwór w jajku. Chwyć embrion i umieść go w naczyniu z lodowatym PBS w celu przemycia. Po usunięciu głowy embrionu umieść go w naczyniu do hodowli tkankowej zawierającym DMEM bez surowicy o temperaturze pokojowej.Umieść szalkę pod mikroskopem stereoskopowym, trzymając głowę pęsetą. Za pomocą nożyczek sprężynowych odetnij górną szczękę i lagon od reszty głowy. Następnie, używając uchwytu z ostrą żyletką, odetnij wyrostek czołowo-nosowy od górnej szczęki.Za pomocą pipety przenieść wyrostek nosowy czołowy do 30 milimetrowej szalki Petriego zawierającej odpowiednią objętość diss w PBS i inkubować na lodzie przez 20 minut. Po upływie czasu inkubacji odessać roztwór dispa, uważając, aby nie naruszyć tkanki. Następnie całkowicie przykryć tkanki pożywką DMEM zawierającą 1% BSA.Aby zatrzymać proces trawienia, przenieś tkankę do nowej szalki hodowlanej. Następnie, pracując pod mikroskopem stereotypowym, przytrzymaj tkankę nieostrą igłą wolframową, używając ostrej igły wolframowej.Oddziel ektodermę, odrywając ją od pozostałych tkanek. Po przygotowaniu przechowywać tkankę przeszczepioną w DMEM z BSA w lodzie do momentu, aż organizm biorcy będzie gotowy do transplantacji. Korzystając z wcześniej zaprezentowanej metody, wykonaj okienko w jajku kurzym.Umieść jajo zawierające zarodek pod mikroskopem stereoskopowym, posługując się dwiema parami pęset. Chwyć błonę IGN oraz owodnią i delikatnie rozerwij je, aby wykonać otwór i odsłonić zarodek gospodarza. Obróć głowę, kładąc jedną pęsetę na prawym oku i wywierając nacisk, jednocześnie stabilizując głowę.Użyj pęsety i igły, aby usunąć skórę właściwą gospodarza w celu przygotowania miejsca na przeszczep. Do szalki Petriego zawierającej przygotowane przeszczepy dodaj 2 µL czerwieni neutralnej. Za pomocą pipety szklanej przenieś przeszczep do organizmu gospodarza.Umieść przeszczep w pozycji zastępującej usuniętą ektodermę. W każdy róg przeszczepionej tkanki wbij szklany pin, aby unieruchomić przeszczep po jego wprowadzeniu. Szczelnie zaklej otwór taśmą.Przenieś embrion z powrotem do inkubatora aż do osiągnięcia etapu rozwoju wymaganego do analizy; na tym obrazie przedstawiono tkankę z URA pisklęcia przepiórki, która została zabarwiona swoistym dla przepiórki przeciwciałem anty Q-C-P-N-A. Przeszczepiona tkanka znajduje się pomiędzy dwiema strzałkami. Nie stwierdzono zabarwienia QCPN w tkance zmieszanej z chimerycznego embrionu mysz-pisklę widocznego tutaj. Ponownie, przeszczepiona tkanka znajduje się pomiędzy dwiema strzałkami w C; hybrydyzacja w punkcie dwa z sondą swoistą dla sekwencji powtórzeniowej B dwa.W odzwierciedleniu genów klasy pierwszej okazuje się, że ekspresja sign B two jest ograniczona do obszaru obejmującego przeszczep pokazany tutaj jako obraz chimery lustrzanej pisklęcia przepiórki, która została poddana barwieniu trichromowym. Barwienie trichromowe wybarwia kolagen i kość na kolor niebieski. Duplikacja szkieletu górnej szczęki jest widoczna, co wskazuje strzałka. Ten obraz przedstawia chimerę lustrzaną pisklęcia myszy, która została ponownie poddana barwieniu trichromowemu.Widoczna jest duplikacja szkieletu górnej szczęki. Obraz ten przedstawia radioaktywną hybrydyzację in situ normalnej ekspresji BMP 7 w mezenchymie zarodka kurczaka; pokazana tutaj tkanka pochodzi z chimery mysz-kurczak. Widać, że ekspresja BMP 7 jest indukowana w mezenchymie sąsiadującym z przeszczepem, co wskazuje strzałka.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat manipulacji zarodkami kurczęt w celu oceny mechanizmów regulujących rozwój wyrostka czołowego i nosowego.

assessing-signaling-properties-ectodermal-epithelia-during

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ocena właściwości sygnałowych nabłonka ektodermalnego podczas rozwoju twarzoczaszki

Mezenchyma czaszki ulega gwałtownym ruchom morfogenetycznym, które prawdopodobnie stanowią siłę napędową dla uniesienia fałdów neuronalnych.1,2W niniejszym opracowaniu opisujemy prostą ex vivo test z eksplantem w celu charakterystyki zachowań komórkowych mezenchymy czaszki podczas neurulacji. Metoda ta znajduje liczne zastosowania, w tym możliwość wprowadzania manipulacji farmakologicznych oraz przeprowadzania analiz z wykorzystaniem obrazowania na żywo.

Test eksplantacyjny do oceny zachowania komórkowego mezenchymy czaszki

Analiza specyficzna dla tkanki w modelu regeneracji mieszka włosowego z wykorzystaniem lentiwirusów do mediacji funkcji wzmocnionej (gain-of-function) lub utraconej (loss-of-function).

Szybka analiza genetyczna sygnalizacji nabłonkowo-mezenchymalnej podczas regeneracji włosa

Opisano protokół separacji ektodermy twarzy i mezenchymy zarodka. Używamy Dispase II do leczenia najpierw całych zarodków, następnie wycinamy całe wypukłości twarzy, a następnie oddzielamy ektodermę twarzy i mezenchymę.

Oddzielenie embrionalnej ektodermy twarzy myszy i mezenchymy

Technika przeszczepiania tkanki twarzy "Extreme Anterior Domain" pomiędzy embrionami Xenopus laevis została opracowana. Tkanka może być przenoszona z jednego tła ekspresji genów do drugiego, co pozwala na badanie lokalnych wymagań dotyczących rozwoju twarzoczaszki i sygnalizowania interakcji między regionami twarzy.

Przeszczepy twarzy w zarodkach Xenopus laevis

Ten protokół opisuje, jak przeprowadzić preparację premigracyjnego grzebienia nerwowego czaszki (NC) od Xenopus laevis neurulas. Te eksplantaty można posiewać na fibronektynie i hodować in vitro lub przeszczepiać z powrotem do zarodków gospodarza. Technika ta pozwala na badanie mechanizmów przejścia, migracji i różnicowania nabłonka NC do mezenchymy.

Rozwarstwienie grzebienia nerwowego Xenopus laevis do hodowli eksplantatów in vitro lub przeszczepu in vivo

Obrazowanie konfokalne w czasie jest potężną techniką przydatną do charakteryzowania rozwoju embrionalnego. W tym miejscu opisujemy metodologię i charakteryzujemy morfogenezę twarzoczaszki w zarodkach typu dzikiego, a także pdgfra, smad5 i zmutowanych smo.

Analiza morfogenezy twarzoczaszki u danio pręgowanego przy użyciu mikroskopii konfokalnej 4D

Ten artykuł opisuje metodę generowania embrionów chimerycznych, które są przeznaczone do testowania specyficznego dla gatunku wkładu grzebienia nerwowego i/lub innych tkanek w rozwój twarzoczaszki.<br...

Ocena specyficznego dla gatunku wkładu w rozwój twarzoczaszki za pomocą chimer kaczki przepiórczej

Opisane są protokoły wykorzystujące nieprzepuszczalne bariery do blokowania zdarzeń indukcyjnych między tkankami głównej osi ciała a bokiem zarodka pisklęcia, wymagane do tworzenia kończyn. Koraliki nasączone potencjalnymi sygnałami indukcyjnymi są wykorzystywane do przezwyciężenia efektu umieszczania bariery, a analiza ekspresji genów to potwierdza.

Zastosowanie nieprzepuszczalnych barier w połączeniu z kulkami nasączonymi czynnikiem kandydującym do badania sygnałów indukcyjnych w pisklątku

Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół do wykrywania i ilościowego określania poziomów białek podczas morfogenezy/patogenezy twarzoczaszki poprzez barwienie immunologiczne na przykładzie tkanek twarzoczaszki myszy. Ponadto opisano metodę przygotowania i kriosekcji nieodwapnionych tkanek twardych od młodych myszy w celu barwienia immunologicznego.

Przygotowanie tkanek i barwienie immunologiczne tkanek twarzoczaszki myszy i kości nieodwapnionej

Ten artykuł opisuje technikę przeszczepu tkanek, która została zaprojektowana w celu przetestowania właściwości sygnalizacyjnych i wzorcowych podstawy przodomózgowia podczas rozwoju twarzoczaszki.

Tworzenie ptasich chimer przodomózgowia w celu oceny rozwoju twarzy

Protokół przedstawia metodę izolowania lizatów białkowych całych komórek z wypreparowanych procesów twarzy zarodków myszy lub hodowanych mysich embrionalnych komórek mezenchymy zarodkowej i przeprowadzania następnie western blot w celu oceny poziomu fosforylowanego białka.

Izolacja lizatów białkowych całych komórek z procesów twarzy myszy i hodowanych komórek mezenchymy podniebienia do analizy fosfoprotein

Poznaj technikę transplantacji ektodermy do tworzenia chimerowych zarodków kurzych w celu badania sygnalizacji nabłonkowej podczas rozwoju twarzoczaszki. Ta metoda pozwala analizować właściwości wzorcujące tkanek.

Ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonków ektodermalnych podczas rozwoju kraniofacjalnego

Przeglądaj więcej filmów