Name: Ocena kopania, budowy gniazd i gromadzenia u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 23 s
Description: Poznaj metody oceny kopania, budowy gniazd i gromadzenia u myszy. Te zachowania gatunkowo typowe pozwalają badać zmiany neurologiczne i modelować choroby neurodegeneracyjne, takie jak choroba Alzheimera.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

The Wellcome Trust za zapewnienie funduszy na dostęp otwarty (Open Access) dla Uniwersytetu Oksfordzkiego. Robert Deacon jest członkiem grupy Oxford OXION, finansowanej z grantu Wellcome Trust WT084655MA.

1. Kopanie nor
1. Aparatura
Wypróbowano różne konstrukcje pojemników (na przykład metalowy dzbanek, który można było łatwo wyczyścić, jednak myszy niechętnie do niego wchodziły). Ostatecznie odkryto, że efektywnym elementem aparatury jest odcinek plastikowej rury spustowej (stosowanej w rynnach domowych), lekko uniesiony na jednym końcu, aby zapobiec przypadkowemu (niezamierzonemu) wysunięciu granulek pokarmu, i zamknięty na drugim końcu. Nory są obecnie wykonywane z plastikowej rury spustowej o średnicy 68 mm, pociętej na odcinki o długości 20 cm (Rysunek 1). Jeden koniec jest uszczelniony korkiem z płyty MDF o grubości 12 mm. (Podczas pracy z płytą MDF zaleca się stosowanie ochrony dróg oddechowych). W celu zapewnienia czystości i wodoszczelności, na powierzchnie wewnętrzne i zewnętrzne płyty MDF można nałożyć wodoodporną masę uszczelniającą, która służy również do przyklejenia jej do rury do kopania. Wkręty maszynowe (o długości 5 cm) są wykorzystywane do uniesienia drugiego końca rury na wysokość 3 cm nad podłogą. 1 cm od otwartego końca rury do kopania wierci się dwa otwory pod kątem 90°, w których następnie wkręca się i dokręca śruby4.

Średnica nor jest prawdopodobnie kluczowa; Schmid-Holmes i wsp.19 zaobserwowali, że myszy w naturze „czyściły nory” głównie w norach o rozmiarach zbliżonych do naszych sztucznych konstrukcji.
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig1.jpg" alt="Mysz w rurce gniazdowej otoczona ściółką, układ badania behawioralnego, siedlisko do badań nad zwierzętami." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1">
Rysunek 1. Mysz w rurce do kopania.

2. Procedura
<ol>
 <li>Habituacja Kopanie nor zwykle odbywa się spontanicznie, jednak występuje w tym procesie pewien element uczenia się. Proces ten jest wzmacniany przez facylitację społeczną. Dlatego należy umieścić pełną norę na noc w klatce zbiorowej myszy, które zostaną później poddane testowaniu po zastosowaniu zabiegu. Każda nora jest wypełniona 200 g granulek paszowych stosowanych normalnie w diecie. (Dotyczy to gęstego typu paszy prasowanej; jeśli stosowana jest pasza „ekspandowana”, nora pomieści mniej niż 200 g). Eksperymentatorzy powinni wziąć pod uwagę takie czynniki podczas wyboru podłoża do kopania. 
 Jeśli myszy są na racjonowaniu pokarmu (na przykład w celu zmotywowania ich do jednoczesnego przejścia zadania uczenia się w labiryncie), można zastosować substancje niejadalne, np. kulki gliniane stosowane do wyścielania powierzchni gleby w doniczkach do roślin doniczkowych, żwir grochowy (małe kamienie o średnicy ~1 cm) oraz piasek. Żwir grochowy i piasek, będąc trzykrotnie cięższe od granulek paszy, są użytecznymi zamiennikami paszy w przypadku, gdy myszy kopią bardzo intensywnie, aby uniknąć tzw. „efektu sufitu”.
 </li>
 
 <li>Ustalanie wartości bazowej Przeprowadź (najlepiej dwa) testy bazowe kopania w odstępach 48 h w ten sam sposób, w jaki będą przeprowadzane testy po planowanym zabiegu. Test optymalnie rozpoczyna się około godziny 16:00, jeśli myszy są utrzymywane w cyklu ciemno-jasnym 0700-1900 h. Jest to wrażliwy moment na testowanie, ponieważ myszy nie są wtedy zazwyczaj rozbudzone, a kopanie rozpoczyna się wolniej niż gdyby znajdowały się w zaawansowanej fazie ciemnej i w konsekwencji były bardzo aktywne. Dwie godziny po rozpoczęciu wykonuje się pomiar „migawkowy” wagi pokarmu, który został zakopany; zawartość nory wysypuje się do tarytowanego pojemnika i waży, a następnie granulki umieszcza z powrotem w norze, którą wkłada się do klatki. Jeśli mysz znajduje się w norze, należy ją delikatnie przelać wraz z zawartością do pojemnika wagowego, a następnie umieścić mysz z powrotem w klatce. Wagę zakopanego pokarmu po dwóch godzinach oblicza się poprzez odjęcie od począgowych 200 g. Ostateczny odczyt wykonuje się następnego ranka. Moment pomiaru nie jest krytyczny, ponieważ myszy zdążą już wrócić do snu (często w norze) i nie kopią już aktywnie. Wykorzystaj pomiar z 2 h wykonany podczas drugiej próby, aby utworzyć grupy zrównoważone pod względem wyników bazowych. Ponieważ intensywność kopania wzrasta wraz z praktyką17, ustalanie wartości bazowej pomaga również myszom osiągnąć bardziej stabilną wydajność asymptotyczną, co lepiej ujawnia efekty zabiegu.</li>
 
 <li>Testowanie W celu testowania, po podaniu zabiegów, myszy poddaje się testowi kopania dokładnie w ten sam sposób, co w etapie ustalania wartości bazowej. Jeśli test kopania ma być stosowany chronicznie, zaleca się, aby testy dzieliło co najmniej 48 h, aby zapobiec spadkowi wydajności wynikającemu z nadmiernej ekspozycji na procedurę.</li>
 
 <li>Uwaga NIE należy przekładać zakopanego pokarmu z dna klatki z powrotem do nory. Nawet jeśli mysz nic nie zakopała, przeprowadź procedurę ważenia tak, jak gdyby kopanie miało miejsce; zakłócenie spowodowane ważeniem ma tendencję do stymulowania zachowania, a myszy, które zakopały już część podłoża, często zaczynają kopać z odnowioną energią po procesie ważenia.</li>
</ol>

2. Oczekiwane wyniki
Myszy C57~BL/6 zazwyczaj kopią tunele o masie około 70 g w ciągu pierwszych dwóch godzin i blisko 200 g w ciągu nocy. Myszy z uszkodzeniami hipokampa często kopią mniej niż 5 g11 (Rysunek 2). Choroby prionowe hamują kopanie1,2, podobnie jak podawanie lipopolisacharydu20. Test kopania pozwala wykryć chorobę prionową (scrapie) w 10–12 tygodniu po wstrzyknięciu homogenatu chorego mózgu, podczas gdy objawy kliniczne pojawiają się dopiero w 22 tygodniu13 (Rysunek 3). Wykazano, że kopanie jest wrażliwe na różnice między szczepami15 oraz na nokaut podjednostek kanałów potasowych10.
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig2.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący masę materiału wykopanego między grupą kontrolną a grupą z uszkodzeniem hipokampa, wynik eksperymentu." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2">
Rycina 2. Masa granulek pokarmu (mediany i rozstępy międzykwartylowe) zakopanych w ciągu dwóch godzin przez myszy kontrolne oraz myszy z uszkodzeniem hipokampa. Te ostatnie zakopały znacząco mniej niż grupa kontrolna (P = 0.0001). 

<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig3.jpg" alt="Zakopane granulki pokarmowe Wt, wykres słupkowy, tygodnie po iniekcji, kontrolna vs scrapie, uwzględniono SEM." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3">
Rysunek 3. Masa granulek pokarmowych (średnie) zakopanych w ciągu nocy przez myszy kontrolne i myszy zakażone scrapie. Zdolność zakopywania wzrasta (wraz z praktyką) w obu grupach od 7. do 10. tygodnia po iniekcji, jednak od 12. tygodnia zakopywanie spada w grupie z scrapie, a różnica między grupami staje się istotna statystycznie (przekracza dwa błędy standardowe średniej).

3. Dyskusja
Przetestowaliśmy kopanie nor u innych gatunków gryzoni – szczurów, gerbilów, chomików i myszy kolczastych egipskich8. Wszystkie, z wyjątkiem tych ostatnich, mogły zostać skłonione do przekopywania znacznych ilości substratów lądowych, takich jak żwir lub piasek, jednak kopanie w pelletach paszowych występowało znacznie rzadziej, nawet po zdobytym doświadczeniu z materiałami lądowymi. Przyczyna tej różnicy w stosunku do myszy nie jest znana. Po zakończeniu tych prac odkryto, że myszy kolczaste egipskie w rzeczywistości nie kopią nor w naturze; mogą one zajmować nory wykopane przez gerbile, a powierzchnia ich naturalnego siedliska często składa się z twardej skały. Niedawne obserwacje w Nairobi wykazały, że w obrębie rodzaju Acomys, mysz kolczasta Wilsona (Acomys wilsoni) oraz mysz kolczasta Percivala (Acomys percivali), które kopią nory w naturze, kopią je również w warunkach laboratoryjnych. 

4. Gniazdowanie
1. Aparatura
Test ten przeprowadza się w oddzielnych klatkach; odpowiednie są te same, które stosuje się do badania kopania nor. Podłoże powinno pokrywać dno klatki do głębokości 0,5 cm. (Zmiany głębokości oraz bardzo głęboka ściółka mogą wpływać na budowę gniazda). Każda klatka jest wyposażona w „Nestlet”, czyli kwadrat z prasowanej waty bawełnianej o boku 5 cm (Ancare).


2. Procedura
Myszy umieszcza się pojedynczo w klatkach z materiałem do budowy gniazd około godziny przed fazą ciemną, a wyniki ocenia się następnego ranka. Podobnie jak w przypadku kopania nor i z podobnych przyczyn, dokładny czas nie jest krytyczny.


3. Punktacja
Gniazda ocenia się w 5-stopniowej skali (Ryciny 4-8), a następnie waży się ilość nienaruszonego materiału Nestlet5.
<ol>
 <li>Nestlet pozostaje w dużej mierze nienaruszony (&gt;90% nienaruszonych fragmentów).</li>
 <li>Nestlet jest częściowo rozszarpany (50-90% nienaruszonych fragmentów).</li>
 <li>Nestlet jest w większości poszarpany, lecz często nie można zidentyfikować miejsca gniazdowania: &lt; 50% Nestlet pozostaje nienaruszone, a &lt; 90% materiału znajduje się w obrębie jednej czwartej powierzchni dna klatki, co oznacza, że bawełna nie jest zebrana w gniazdo, lecz rozproszona po klatce. Uwaga: materiał może czasami znajdować się w szeroko zdefiniowanym obszarze gniazda, jednak kluczowym kryterium jest to, że 50-90% zostało poszarpane.</li>
 <li>Zidentyfikowane, ale płaskie gniazdo: &gt; 90% Nestlet jest poszarpane, materiał jest zebrany w gniazdo w obrębie jednej czwartej powierzchni dna klatki, ale gniazdo jest płaskie, a jego ścianki są wyższe niż wysokość ciała myszy (zwiniętej na boku) na mniej niż 50% obwodu.</li>
 <li>Gniazdo (niemal) idealne: &gt; 90% Nestlet jest poszarpane, gniazdo ma kształt krateru, a jego ścianki są wyższe niż wysokość ciała myszy na więcej niż 50% obwodu.</li>
</ol>
W przypadku rozbieżności między kryteriami należy przyjąć wartość średnią. Na przykład idealne gniazdo z nieposzarpanym kawałkiem o masie 0,7g otrzymałoby ocenę 4,5.
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig4.jpg" alt="Układ badania behawioralnego gryzoni w ściółce, obserwacja wzorców aktywności w kontrolowanym środowisku." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4">
Rycina 4. Wynik gniazdowania 1
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig5.jpg" alt="Biały materiał do budowy gniazd w ściółce dla gryzoni w konfiguracji badania zwierząt laboratoryjnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5">
Rysunek 5. Wynik gniazdowania 2
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig6.jpg" alt="Przygotowanie ściółki dla gryzoni z miękkim materiałem gniazdowym w środowisku laboratoryjnym do kwaterowania zwierząt." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 6">
Rycina 6. Wynik gniazdowania 3
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig7.jpg" alt="Mysz laboratoryjna w ściółce, powszechnie stosowana w biologicznych i genetycznych badaniach eksperymentalnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 7">
Rysunek 7. Wynik gniazdowania 4
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig8.jpg" alt="Mysz laboratoryjna w ściółce; powszechny organizm modelowy w badaniach genetycznych i biomedycznych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 8">
Rysunek 8. Wynik budowania gniazda 5

4. Oczekiwane wyniki
Zarówno samce, jak i samice budują gniazda, ponieważ służą one termoregulacji oraz są związane z reprodukcją. W przypadku myszy C57BL/6 oceny budowy gniazd dla samców i samic mieszczą się w tym samym zakresie, choć nie przeprowadziliśmy kontrolowanego porównania w ramach jednego eksperymentu. Większość myszy C57BL/6 otrzymuje ocenę 4-5 za budowę gniazda, natomiast po uszkodzeniu hipokampa mediana ocen wynosi około 1-2; mało prawdopodobne jest przekroczenie oceny 3 (Rysunek 9). Wykazano również, że budowa gniazd jest wrażliwa na chorobę prionową w okolicach 10-12 tygodnia1,2,16.
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig9.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący oceny gniazd dla grup Sham, Vent, Dors, Comp; analiza wyników eksperymentalnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 9">
Rycina 9. Wyniki oceny budowy gniazd (mediany i rozstępy międzykwartylne) dla myszy kontrolnych oraz myszy z uszkodzeniami grzbietowej, brzusznej i całkowitej części hipokampa. Tylko u myszy z całkowitym uszkodzeniem obserwuje się zahamowanie budowy gniazd, co sugeruje, że efekty selektywnych uszkodzeń obszarów grzbietowych i brzusznych są poniżej progu, lecz mają charakter addytywny.


5. Gromadzenie zapasów
1. Aparatura
Seria „baz domowych” jest połączona z rurkami wykonanymi z drucianej siatki, które są trwale zamknięte na końcu dystalnym, gdzie umieszcza się pellety z pokarmem, oraz tymczasowo na końcu proksymalnym za pomocą drewnianego korka. Stosuje się to w celu zapobieżenia wchodzeniu myszy do rurek przed zakończeniem adaptacji do bazy domowej7.
Aparaturę (Rysunek 10) można wykonać na różne sposoby, pod warunkiem przestrzegania podstawowych zasad. Nasza składa się z rzędu 8 drewnianych skrzynek, każda o wymiarach 30 x 13 x 15 cm, z przezroczystymi pokrywami z pleksiglasu. Każda skrzynka jest wyposażona w butelkę z wodą i posiada otwór z tyłu, w który wciśnięta jest rurka do gromadzenia zapasów. Rurki są wykonane z czarnego plastiku, mają 10 cm długości i 40 mm średnicy, a są one połączone z rurką z siatki drucianej o długości 45 cm i średnicy 4 cm, co daje całkowitą długość 50 cm. Siatka składa się z oczek o wielkości 13 mm i jest podwójnie zwinięta z przesunięciem oczek, aby zmniejszyć otwory w siatce i zapobiec wypadaniu granulek pokarmu. Jeśli dostępna jest siatka o oczkach 6 mm, jest to lepszy materiał, gdyż wystarczyłaby jedna warstwa. Dalszy koniec rurki, w którym umieszcza się granulki pokarmu, jest zamknięty. Koniec bliższy jest uszczelniony zdejmowanym drewnianym korkiem.
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig10.jpg" alt="Układ eksperymentu behawioralnego gryzoni przedstawiający labirynt z zachętami pokarmowymi i poszczególnymi komorami." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 10">
Rycina 10. Myszy w rurkach do gromadzenia zapasów

2. Procedura
<ol>
 <li>Zazwyczaj gromadzenie zapasów jest bardzo zmienne podczas pierwszej próby i niektóre myszy mogą w ogóle nie gromadzić pokarmu. Zdolność ta, podobnie jak kopanie nor, poprawia się wraz z praktyką. Dlatego, o ile pozwala na to plan eksperymentalny, sesje wyznaczania wartości bazowej najlepiej przeprowadzić przed podaniem preparatu. Oczywiście nie jest to praktyczne, gdy zmienna niezależna jest wrodzona, jak w przypadku (nieuwarunkowanej) myszy mutantowej lub podczas testowania różnych szczepów myszy.</li>
 <li>Na początku dnia każdą mysz umieszcza się w oddzielnej klatce w celu habituacji. W klatce znajduje się tekturowy tunel, który przebywał w klatce zbiorowej grupy przez co najmniej jedną noc, a także obfita porcja zabrudzonej ściółki, aby mysz czuła się jak „w domu”. Dostęp do rury do gromadzenia zapasów jest zablokowany drewnianym korkiem aż do wieczora. 100 g peletu pokarmowego (mieszanka małych i dużych granulek) umieszcza się na dystalnym końcu rury (wsypując go drugim końcem przy pionowo trzymanej rurze). Aby upewnić się, że mysz jest lekko głodna przed rozpoczęciem testów, w klatce domowej nie zapewnia się pokarmu.</li>
 <li>Tuż przed rozpoczęciem fazy ciemnej należy usunąć drewniany korek, aby umożliwić myszy dostęp do rury do gromadzenia zapasów. Następnego ranka (ponownie, dokładny czas nie jest krytyczny) należy zebrać i zważyć wszystkie granulki pokarmu, które zostały zgromadzone w klatce domowej.</li>
</ol>
6. Oczekiwane wyniki
W przypadku samic myszy C57BL/6 mediana gromadzonej ilości wynosiłaby około 50-70 g. Uszkodzenia hipokampa silnie hamują gromadzenie11, podczas gdy uszkodzenia kory przedczołowej mają jedynie słaby efekt12 (Rycina 11). 
<img src="/files/ftp_upload/2607/2607fig11.jpg" alt="Wykres słupkowy porównujący wagę zgromadzeń w grupie kontrolnej i grupie z uszkodzeniem kory przedczołowej; analiza danych, neuronauka." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 11">
Rycina 11. Masa granulek pokarmu zgromadzonych przez myszy z grupy kontrolnej oraz myszy z uszkodzeniem przyśrodkowej kory przedczołowej (mediany i rozstępy międzykwartylne). Chociaż mediany znacznie się różnią, wysoka zmienność w grupie kontrolnej sprawia, że wynik jest daleki od istotności statystycznej (P = 0.3).

<ol><li>Cunningham, C., Deacon, R. M. J., Chan, K., Boche, D., Rawlins, J. N. P., Perry, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathologically+distinct+prion+strains+give+rise+to+similar+temporal+profiles+ofbehavioural+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol.+Dis%22%5BJournal%5D)">Neuropathologically distinct prion strains give rise to similar temporal profiles ofbehavioural deficits.</a> Neurobiol. Dis. 18, 258-269 (2005).</li>
<li>Cunningham, C., Deacon, R., Wells, H., Boche, D., Waters, S., Picanco Diniz, C., Scott, H., Rawlins, J. N. P., Perry, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+changes+characterize+early+behavioural+signs+in+the+ME7+model+of+murine+prion+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic changes characterize early behavioural signs in the ME7 model of murine prion disease.</a> Eur. J. Neurosci. 17, 2147-2215 (2003).</li>
<li>Damiani, R., Modesto, S., Yates, A., Neveling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Earliest+evidence+of+cynodont+burrowing%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+Lond.+B%22%5BJournal%5D)">Earliest evidence of cynodont burrowing.</a> Proc. R. Soc. Lond. B. 270, 1747-1751 (2003).</li>
<li>Deacon, R. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burrowing+in+rodents%3A+a+sensitive+method+for+detecting+behavioral+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction.</a> Nat. Protocols. 1, 118-121 (2006).</li>
<li>Deacon, R. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+nest+building+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">Assessing nest building in mice.</a> Nat. Protocols. 1, 1117-1119 (2006).</li>
<li>Deacon, R. M. J. Digging in Mice: Marble Burying, Burrowing, and Direct Observation Reveal Changes in Mouse Behavior. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDeacon%2C+RMJ+%22Mood+and+anxiety+related+phenotypes+in+mice%22">Mood and anxiety related phenotypes in mice</a>. Gould, T. D. , Humana Press. New York. (2009).</li>
<li>Deacon, R. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+hoarding+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">Assessing hoarding in mice.</a> Nat. Protocols. 1, 2828-2830 (2006).</li>
<li>Deacon, R. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burrowing%3A+A+sensitive+behavioural+assay%2C+tested+in+five+species+of+laboratory+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Burrowing: A sensitive behavioural assay, tested in five species of laboratory rodents.</a> Behav. Brain. Res. 200, 128-133 (2009).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Bannerman, D. M., Kirby, B. P., Croucher, A., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+cytotoxic+hippocampal+lesions+in+mice+on+a+cognitive+test+battery%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of cytotoxic hippocampal lesions in mice on a cognitive test battery.</a> Behav. Brain. Res. 133, 57-68 (2002).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Brook, R. C., Meyer, D., Haeckel, O., Ashcroft, F. M., Miki, T., Seino, S., Liss, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+phenotyping+of+mice+lacking+the+KATP+channel+subunit+Kir6.2%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral phenotyping of mice lacking the KATP channel subunit Kir6.2.</a> Physiol. Behav. 87, 723-733 (2006).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Croucher, A., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+cytotoxic+lesion+effects+on+species-typical+behaviors+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviors in mice.</a> Behav. Brain. Res. 132, 203-213 (2002).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Penny, C., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+medial+prefrontal+cortex+cytotoxic+lesions+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of medial prefrontal cortex cytotoxic lesions in mice.</a> Behav. Brain. Res. 139, 139-155 (2003).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Raley, J. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burrowing+into+prion+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Burrowing into prion disease.</a> Neuroreport. 12, 2053-2057 (2001).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+lesions%2C+species-typical+behaviours+and+anxiety+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Hippocampal lesions, species-typical behaviours and anxiety in mice.</a> Behav. Brain. Res. 156, 241-249 (2005).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Thomas, C. L., Rawlins, J. N. P., Morley, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+the+behavior+of+C57BL%2F6+and+C57BL%2F10%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">A comparison of the behavior of C57BL/6 and C57BL/10.</a> Behav. Brain. Res. 179, 239-247 (2007).</li>
<li>Guenther, K., Deacon, R. M. J., Perry, V. H., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+behavioural+changes+in+scrapie-affected+mice+and+the+influence+of+dapsone%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Early behavioural changes in scrapie-affected mice and the influence of dapsone.</a> Eur. J. Neurosci. 14, 401-409 (2001).</li>
<li>Mallucci, G. R., White, F. armer, Dickinson, M., Khatun, A., Powell, H., Brandner, A. D., Jefferys, S., R, J. G., Collinge, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+Cellular+Prion+Protein+Reverses+Early+Cognitive+Deficits+and+Neurophysiological+Dysfunction+in+Prion-Infected+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Targeting Cellular Prion Protein Reverses Early Cognitive Deficits and Neurophysiological Dysfunction in Prion-Infected Mice.</a> Neuron. 53, 325-335 (2007).</li>
<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+principles+of+humane+experimental+technique%22">The principles of humane experimental technique</a>. , Methuen, London. (1959).</li>
<li>Schmid-Holmes, S., Drickamer, L. C., Robinson, A. S., Gillie, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burrows+and+burrow+cleaning+behaviour+of+house+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+Mid.+Nat%22%5BJournal%5D)">Burrows and burrow cleaning behaviour of house mice.</a> Am. Mid. Nat. 146, 53-62 (2001).</li>
<li>Teeling, J. L., Felton, L. M., Deacon, R. M. J., Cunningham, C., Rawlins, J. N. P., Perry, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-pyrogenic+systemic+inflammation+impacts+on+brain+and+behavior%2C+independent+of+cytokines%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Behav.+Immun%22%5BJournal%5D)">Sub-pyrogenic systemic inflammation impacts on brain and behavior, independent of cytokines.</a> Brain Behav. Immun. 21, 836-850 (2007).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Testy te są niezwykle proste w wykonaniu, a uzyskane wielkości efektu są bardzo duże, co sprawia, że są one wyjątkowo czułe na zastosowane terapie, różnice między szczepami i inne czynniki. Są one zgodne z aspektem „Udoskonalenia” (Refinement) zasady 3R zaproponowanej przez Russella i Burcha18. W rzeczywistości dobre wyniki w testach takich jak kopanie nor wydają się być wskaźnikiem ogólnego stanu zdrowia zwierząt. W związku z tym może to być wartościowy test do oceny dobrostanu zwierząt.
Znaczenie wzbogacenia środowiskowego dla gryzoni laboratoryjnych jest obecnie powszechnie uznawane. Zapewnienie materiału do budowy gniazd jest obecnie standardową praktyką w wielu pomieszczeniach dla zwierząt i jest to łatwe do zrealizowania. Entuzjazm, z jakim myszy kopią tunele, sprawia, że możliwość kopania jest potencjalnie doskonałą formą wzbogacenia, jednak niestety nie opracowano jeszcze „samoodnawialnego” podłoża do kopania, które stanowiłoby praktyczny sposób realizacji tej potrzeby. Nie ustalono jeszcze, czy myszy uznają gromadzenie zapasów za formę wzbogacenia środowiskowego.
Jedną z wad jest to, że dane generowane przez te testy są zazwyczaj nieparametryczne (nie mają rozkładu Gaussa), dlatego do ich analizy wymagane są odpowiednie statystyki nieparametryczne, np. test U Manna-Whitneya dla porównań parzystych lub ANOVA Kruskala-Wallisa dla danych z wielu grup. W przypadku zastosowania planów z powtarzanymi pomiarami, ze względu na brak odpowiedniego testu ANOVA dla danych nieparametrycznych, wyniki można przekształcić, np. za pomocą procedur pierwiastkowania lub logarytmowania, aby dopasować je do rozkładu bardziej zbliżonego do normalnego.
Wymiary aparatury mogą nieco różnić się od tych określonych w tekście (co jest przydatne dla eksperymentatorów z USA), jednak należy unikać znacznych rozbieżności. Niemniej jednak w niektórych przypadkach inni badacze mogą uznać, że konstrukcje odmienne od opisanych tutaj sprawdzają się lepiej.
Podobnie jak w przypadku wszystkich pomiarów behawioralnych, należy zbadać myszy, aby sprawdzić, czy ich poziomy aktywności są prawidłowe, ponieważ brak aktywności będzie miał oczywisty niekorzystny wpływ na zachowania typowe dla gatunku. W przypadku myszy zainfekowanych scrapie, u których stwierdzono upośledzenie kopania nor i budowania gniazd, poziomy aktywności były prawidłowe (badane w aparacie open field). Co więcej, okres hiperaktywności występuje około 2-4 tygodnie po tym, jak te typowe dla gatunku zachowania zostaną po raz pierwszy upośledzone2.
Silne upośledzenie kopania nor, budowania gniazd i gromadzenia zapasów – które są wszystkimi zachowaniami typowymi dla tego gatunku – wywołane przez uszkodzenia hipokampa, uzupełnia deficyty w uczeniu się przestrzennym i pamięci9, będące dobrze udokumentowanymi efektami tych uszkodzeń. Wydają się one być równoważne upośledzeniu czynności życia codziennego, tak charakterystycznemu dla choroby Alzheimera14.
Te testy typowe dla gatunku mogą okazać się niezwykle użyteczne w badaniach przedklinicznych nad metodami leczenia choroby Alzheimera oraz innych chorób neurodegeneracyjnych14. W wielu schorzeniach mózgu u ludzi utrata lub ograniczenie zdolności do wykonywania normalnych, codziennych czynności jest tak samo istotne, jak inne cechy choroby, takie jak zaburzenia poznawcze. W szczególności utrata ta może wymuszać angażowanie opiekunów, co często wiąże się z dużym obciążeniem społeczno-ekonomicznym.

ocena kopania nor, budowy gniazd i gromadzenia zapasów u myszy

Assessing Burrowing, Nest Construction, and Hoarding in Mice

Pogorszenie zdolności do wykonywania „czynności życia codziennego” (ADL) jest wczesnym objawem choroby Alzheimera (AD). Prekliniczne przesiewowe badania behawioralne potencjalnych metod leczenia AD koncentrują się obecnie głównie na testach poznawczych, które często wymagają kosztownego sprzętu i dużego nakładu czasu eksperymentatora. Jednakże ludzka pamięć epizodyczna (aspekt pamięci najbardziej dotknięty w przebiegu AD) różni się od pamięci gryzoni, która wydaje się być w dużej mierze nieepizodyczna. W związku z tym obecne metody przesiewowe w poszukiwaniu nowych terapii AD u gryzoni są z natury mało prawdopodobne do sukcesu. Nowym podejściem do badań preklinicznych byłaby charakterystyka ADL u myszy. Przypadkowo w Oksfordzie opracowano ostatnio kilka takich testów, a w niniejszej pracy przedstawiono trzy z nich, które są najczulsze i najlepiej scharakteryzowane.
Metoda badania kopania w podłożu (burrowing) została opracowana po raz pierwszy w Oxfordzie13. Wynikła ona z potrzeby stworzenia paradygmatu badania gromadzenia zapasów u myszy. Większość opublikowanych paradygmatów gromadzenia zapasów u gryzoni wymagała połączenia odległego źródła pokarmu z klatką domową za pomocą łącznika. Wiązało się to z koniecznością modyfikacji klatki domowej, a także zbudowania szczelnego łącznika i źródła pokarmu, z których myszy nie mogłyby się wydostać. Rozważano zatem, czy możliwe byłoby umieszczenie źródła pokarmu wewnątrz klatki. Stwierdzono, że jeśli pojemnik zostanie umieszczony na dnie klatki, zostanie on opróżniony do następnego ranka. Granulaty pokarmowe były jednak po prostu składowane w kopcu przy wejściu do pojemnika, a nie przenoszone w odseparowane miejsce z dala od pojemnika, czego należałoby się spodziewać, gdyby myszy rzeczywiście gromadziły zapasy. Szczegółowa obserwacja wykazała, że myszy wykonują ruchy kopania („burrowing”), a nie przenoszą granulaty w pyskach do wybranego miejsca, co robiłyby w przypadku rzeczywistego gromadzenia zapasów.6



Granulaty paszowe nie są niezbędnym podłożem do kopania; myszy opróżnią rurki wypełnione piaskiem, żwirem, a nawet zabrudzoną ściółką z własnej klatki. Co więcej, opróżnią pełną rurkę nawet wtedy, gdy obok niej zostanie umieszczona rurka pusta8.



W literaturze istnieje kilka protokołów gniazdowania. Przedstawiony tutaj protokół oksfordzki upraszcza procedurę i posiada dobrze zdefiniowany system oceny jakości gniazda5. 



Później opracowano paradygmat gromadzenia zapasów, w którym myszy, zamiast znosić pokarm do właściwej klatki domowej, zostały przystosowane do życia w „bazie domowej” aparatu do gromadzenia. Baza domowa ta była połączona rurką wykonaną z drucianej siatki, której dalszy koniec zawierał źródło pokarmu. Takie rozwiązanie okazało się zapewniać prawidłowe zachowania gromadzenia zapasów, pod warunkiem że myszy były przystosowane do przebywania w „bazie domowej” w ciągu dnia i miały dostęp do rurki do gromadzenia zapasów wyłącznie w nocy.

Kopanie nor, budowanie gniazd i gromadzenie zapasów to typowe dla gatunku czynności, które myszy chętnie wykonują w warunkach laboratoryjnych. Niniejszy artykuł opisuje, w jaki sposób można je w prosty i niedrogi sposób ocenić. Protokoły te są niezwykle wrażliwe na szczep myszy, uszkodzenia mózgu oraz choroby. Co więcej, stanowią one „wzbogacenie środowiskowe” dla myszy i ucieleśniają aspekt „Udoskonalenia” (Refinement) zasady „3R”18.

Ocena kopania nor, budowy gniazd i gromadzenia zapasów u myszy

Pogorszenie zdolności do wykonywania „czynności życia codziennego” (ADL) jest wczesnym objawem choroby Alzheimera (AD). Przedklinowy screening behawioralny...

Celem niniejszej procedury jest charakterystyka typowych zachowań gatunkowych u myszy. W pierwszej kolejności badane jest zachowanie kopania nor poprzez wypełnienie rurki materiałem i pomiar ilości substancji usuniętej przez zwierzę. Do klatki umieszcza się materiały do budowy gniazda, a stopień kompletności gniazda jest kwantyfikowany jako miara zachowań gniazdowania.Zachowanie gromadzenia zapasów bada się poprzez umieszczenie myszy w pudełku z dostępem do tunelu wypełnionego granulkami pokarmu i pomiar ilości pokarmu, którą zwierzę wydobędzie z tunelu. Wyniki tej serii testów wskazują, czy myszy wykonują czynności dnia codziennego. Zazwyczaj implikacje tej techniki mogą rozciągać się na poszukiwanie metod leczenia otępienia, ponieważ funkcjonalnie podobne zachowania są zaburzone zarówno u myszy, jak i u ludzi.Typowe zachowania myszy można porównać nawet do codziennych czynności życiowych ludzi. Pierwsze objawy choroby Alzheimera polegają na ograniczaniu zdolności do wykonywania normalnych czynności dnia codziennego, takich jak przygotowywanie śniadania, wiązanie sznurowadeł w butach, planowanie posiłku czy wyjście na zakupy. W przypadku naszego modelu myszy z chorobą Alzheimera obserwujemy, że typowe dla gatunku zachowania są w znacznym stopniu zahamowane.Oto bezpośredni model, model niemal homologiczny pomiędzy czynnościami życia codziennego obserwowanymi u pacjentów z chorobą Alzheimera w domu i w klinice a hamowaniem typowych zachowań u myszy. Należy skonstruować norę z plastikowej rury o średnicy 68 mm i długości 20 cm. Jeden koniec należy uszczelnić korkiem wykonanym z płyty MDF o grubości 12 mm.Następnie wywierć dwa otwory w odległości jednego centymetra od otwartego końca rurki do drążenia, pod kątem 90 stopni. W każdy otwór wkręć śrubę maszynową o długości pięciu centymetrów i mocno ją dokręć. Rurka powinna zostać teraz uniesiona na wysokość około trzech centymetrów nad podłogą.Na jednym końcu wypełnij norę 200 gramami peletek karmowych i umieść ją w klatce domowej w celu habituacji przez noc. Jeśli myszy są utrzymywane w grupach, habituacja będzie szybsza i dokładniejsza dzięki efektowi facylitacji społecznej. Niemniej jednak, należy przeprowadzić testy bazowe również na myszach utrzymywanych indywidualnie.Następnie do pomiaru zachowań kopania można wykorzystać również substancje niespożywcze. Przykłady obejmują kulki gliniane, żwir grochowy oraz piasek. Po habituacji zwierząt, około godziny 16:00, umieść pełny substrat do kopania w klatce testowej w celu przeprowadzenia pomiaru bazowego.Zaleca się przeprowadzenie dwóch testów wyjściowych w odstępie 48 godzin. Dwie godziny później zmierz masę materiału pozostałego w norze, wysypując jego zawartość do tarytowanego pojemnika.Przenieś niewykorzystany materiał z powrotem do probówki i umieść ją w klatce macierzystej następnego ranka. Wyjmij probówkę i zważ pozostały materiał w celu przeprowadzenia analizy. Powtórz tę procedurę co najmniej 48 godzin po ostatnim pomiarze bazowym.Myszy szczepu C 57 black six zazwyczaj przekopują około 70 g materiału w ciągu pierwszych dwóch godzin i blisko 200 g w ciągu nocy. Myszy z uszkodzeniami hipokampa często przekopują mniej niż 5 g. Choroba Pion hamuje czynność kopania nor, podobnie jak lipopolisacharyd.Badanie kopania może wykryć chorobę prionową od 10 do 12 tygodni po wstrzyknięciu homogenatu chorego mózgu, podczas gdy objawy kliniczne pojawiają się dopiero w 22. tygodniu. Wykazano, że kopanie jest czułe na różnice między szczepami oraz nokaut podjednostek kanałów potasowych. Aby zmierzyć zachowanie związane z budowaniem gniazda, należy przygotować indywidualne klatki i wysypać dno ściółką o grubości 0,5 cm.W każdej klatce umieść gniazdo w postaci kwadratu z prasowanej waty bawełnianej o boku pięciu centymetrów. Około godziny przed fazą ciemną umieść jedną mysz w każdej klatce z gniazdem, a następnego ranka oceń wyniki.Zważ ilość nienaruszonego materiału gniazdowego i oceń gniazdo w pięciostopniowej skali. Wynik jeden przyznaje się, gdy materiał gniazdowy jest w dużej mierze nietknięty, natomiast wynik pięć nadaje się dla gniazda niemal idealnego, w którym ponad 90% materiału gniazdowego zostało rozszarpane. Gniazd budują zarówno samce, jak i samice, ponieważ służą one termoregulacji, a także są związane z rozmnażaniem.Wyniki oceny budowy gniazd u samców i samic myszy C 57 black six mieszczą się w tym samym zakresie. Chociaż nie przeprowadziliśmy kontrolowanego porównania w ramach pojedynczej grupy, większość myszy C 57 black six uzyskuje w ocenie budowy gniazd wynik od czterech do pięciu. Jednak w przypadku uszkodzenia hipokampa mediana wyniku wynosi około dwóch.Mało prawdopodobne jest przekroczenie wyniku trzech. Aby zmierzyć zachowania gromadzenia zapasów, przygotuj pudełko, które będzie służyć jako baza, wstawiając do niego butelkę z wodą i wywiercając w boku otwór, do którego zostanie przymocowana rurka do gromadzenia. Wykonaj rurkę do gromadzenia, zwijając 45 centimeter kawałek siatki drucianej wokół rurki o średnicy 40 millimeter.Zabezpiecz go klipsami Allen lub skrętkami z drutu. Następnie nasuń go na 10 centymetr odcinek czarnej rury o średnicy 40 milimetrów. Kolejno podłącz rurę magazynującą do przygotowanego wcześniej pudełka i zablokuj koniec proksymalny za pomocą wyjmowanego drewnianego korka.Przygotuj pudło domowe, umieszczając w nim tekturowy tunel oraz zabrudzoną ściółkę z klatki domowej. Należy upewnić się, że dostęp do rurki do gromadzenia pokarmu jest zablokowany. Umieść mysz w pudle wczesną porą dnia w celu późniejszej habituacji, usuń rurkę do gromadzenia pokarmu i wypełnij jej dystalny koniec mieszanką dużych i małych granulek pokarmowych o łącznej masie 100 g.Tuż przed rozpoczęciem fazy ciemnej. Usuń drewniany korek, aby mysz mogła uzyskać dostęp do rurki do gromadzenia zapasów następnego ranka. Ponownie, dokładny czas wykonania tej czynności nie jest krytyczny.Należy zebrać i zważyć granulaty karmy zgromadzone w pudełku bazy domowej. W doświadczeniu wykorzystano samice myszy C 57 black six. Mediana ilości zgromadzonej karmy wynosiła od 50 do 70 g.Uszkodzenia hipokampa silnie hamują gromadzenie zapasów, podczas gdy uszkodzenia kory przedczołowej mają jedynie słaby wpływ. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo dobrze rozumieć, w jaki sposób oceniać typowe dla gatunku zachowania w masie.

assessing-burrowing-nest-construction-and-hoarding-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ocenianie kopania nor, budowy gniazd i zbieraczy u myszy

Choroba, uraz głowy, modyfikacje genetyczne i leczenie myszy lekami mogą mieć głęboki wpływ na zachowanie. Wykorzystując dobrze scharakteryzowane i zweryfikowane podejścia, takie jak zakopywanie marmuru i rozdrabnianie gniazd, zachowania podobne do kompulsywnych można dokładnie udokumentować u myszy jako modele ludzkiego zaburzenia obsesyjno-kompulsywnego i zaburzenia ze spektrum autyzmu.

Zakopywanie marmuru i rozdrabnianie gniazd jako testy powtarzających się, kompulsywnych zachowań u myszy

Pokazujemy użyteczność budowania gniazd u myszy laboratoryjnych jako wskaźnik dobrostanu. Punktacja gniazdowa to wrażliwa technika, która jest zmieniana przez temperaturę, chorobę i agresję. Czas integracji z testem gniazdowym (TINT) to prosta ocena przy klatce, która może wykryć ból pooperacyjny.

Budowanie gniazd jako wskaźnik zdrowia i dobrostanu myszy laboratoryjnych

Ten protokół opisuje test behawioralny, oparty na teście labiryntu Barnesa, w celu zbadania, jak instynktowne działania obronne są modyfikowane przez wiedzę o środowisku przestrzennym.

Test behawioralny do badania roli pamięci przestrzennej podczas instynktownej obrony u myszy

Opracowaliśmy protokół oceny samopoczucia myszy podczas zabiegów z użyciem znieczulenia ogólnego. Przeanalizowano szereg parametrów behawioralnych wskazujących na poziom dobrostanu, a także metabolity glikokortykosteroidów. Protokół może służyć jako ogólna pomoc w oszacowaniu stopnia ciężkości w sposób naukowy, skoncentrowany na zwierzętach.

Systematyczna ocena dobrostanu myszy przed zabiegami ze względu na znieczulenie ogólne

Ten protokół mierzy przestrzenne uczenie się i pamięć za pomocą labiryntu Barnesa. Nowatorski paradygmat damy w niebezpieczeństwie służy do oceny aktywności lokomotorycznej i zachowań prospołecznych u myszy.

Analiza uczenia się przestrzennego i zachowań prospołecznych u myszy przy użyciu paradygmatów labiryntu Barnesa i damy w niebezpieczeństwie

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określania zachowań związanych z budowaniem gniazd u myszy, o których wiadomo, że są upośledzone w kilku zaburzeniach i chorobach neurologicznych. Protokół ten bada użyteczność czterech materiałów i oferuje możliwość ilościowego określenia zgodności oceniającego w punktacji, poprawiając ważność i wiarygodność testu.

Zachowanie związane z budowaniem gniazda jako wczesny wskaźnik deficytów behawioralnych u myszy

Ten artykuł zawiera szczegółowy opis nowego protokołu błędu oceny myszy. Przedstawiono również dowody na wrażliwość tego zadania węchowego na stan afektywny i omówiono jego użyteczność w różnych dziedzinach badawczych.

Ocena błędu oceny myszy za pomocą zadania kopania węchowego

Ten protokół opisuje model zwierzęcy do badania, jak przeciwności losu we wczesnym okresie życia, sprowokowane przez zubożałe środowisko i nieprzewidywalną opiekę matki we wczesnym okresie poporodowym, wpływają na rozwój mózgu i przyszłe ryzyko zaburzeń psychicznych.

Ograniczone ściółkowanie i gniazdowanie jako model przeciwności losu we wczesnym okresie życia u myszy

Przedstawiamy niskokosztową metodę projektowania i budowy lekkiego systemu przedwzmacniacza montowanego na głowie (headstage), który umożliwia jednoczesną rejestrację i stymulację aktywności neuronalnej. Urządzenie to można uszczelnić, aby umożliwić jego zastosowanie u zwierząt pływających.

Projekt i konstrukcja kostuktywnego headstage'a do jednoczesnej stymulacji i rejestracji aktywności neuronalnej w labiryncie wodnym

Niniejszy artykuł przedstawia protokół testów w labiryncie T z wykorzystaniem zmodyfikowanego zautomatyzowanego aparatu do oceny funkcji uczenia się i pamięci u myszy.

Zadania wymuszonej alternacji w labiryncie T oraz dyskryminacji lewo-prawo w celu oceny pamięci operacyjnej i referencyjnej u myszy

Poznaj metody oceny kopania, budowy gniazd i gromadzenia u myszy. Te zachowania gatunkowo typowe pozwalają badać zmiany neurologiczne i modelować choroby neurodegeneracyjne, takie jak choroba Alzheimera.

Ocena kopania nor, budowy gniazd i gromadzenia zapasów u myszy

Przeglądaj więcej filmów