Name: In vivo (in vivo) Test funkcji mięśni psów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-05T11:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru siły mięśni kończyn tylnych u psów i ich reakcji na skurcze ekscentryczne. Technika ta umożliwia wielokrotne badania w czasie, dostarczając cennych danych dla fizjologii mięśni i medycyny weterynaryjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Narodowe Instytuty Zdrowia (NIH), Fundacja Joshuy Frase'a, Stowarzyszenie Dystrofii Mięśniowej (MDA).

1. Przygotowanie do eksperymentu
<ol>
	<li>Uruchom oprogramowanie Dynamic Muscle Control (DMC).</li>
	<li>Włącz zestaw fizjologiczny zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	<li>Obsługa oprogramowania DMC:</li>
</ol>
Zakłada się, że sprzęt jest podłączony do komputera, na którym uruchomiono oprogramowanie DMC, a system został skalibrowany. Oprogramowanie może być od czasu do czasu aktualizowane, dlatego poniżej przedstawiono instrukcje odnoszące się do obecnie używanej przez nas wersji. Po otwarciu oprogramowanie jest już uruchomione.

Użytkownik może początkowo zapisać protokół w DMC (np. stymulację z częstotliwością 50 Hz przez 1,5 s w celu wywołania tężca izometrycznego), a następnie zapisać go do późniejszego wykorzystania. Stosujemy dwa standardowe protokoły: (1) protokół skurczu izometrycznego (np. pojedynczy skurcz lub tężec) oraz (2) protokół urazu przez rozciąganie ekscentryczne. Rozpoczynamy od protokołu skurczu izometrycznego dla pojedynczego skurczu. W celu optymalizacji skurczu wykorzystuje się ekran Monitor Outputs; podczas przesuwania elektrod można obserwować generowany moment obrotowy. Po osiągnięciu maksymalnej odpowiedzi skurczowej dane są zbierane poprzez powrót do ekranu głównego (wybór Continue) oraz wybranie opcji Begin i Done. Pliki są zapisywane z wyskakującego okna Save As. Przy elektrodach pozostających w tej samej pozycji rejestrowany i zapisywany jest następnie tężec (50 Hz). Po zakończeniu wszystkich skurczów izometrycznych można wczytać i uruchomić protokół urazu przez rozciąganie ekscentryczne. Ponieważ w tym protokole należy wykonać serię skurczów (10 skurczów), na ekranie głównym wybiera się przycisk Run One, aby wyświetlić status Run All. Po wybraniu Begin pojawia się wyskakujące okno Run All Protocols, w którym należy podać nazwę pliku głównego oraz katalog, w którym pliki mają zostać zapisane. Następnie wybiera się Start Protocol Series Test oraz Done, aby zainicjować protokół ekscentryczny. Pliki są zapisywane automatycznie w wybranym katalogu.

2. Pozycjonowanie zwierzęcia w aparaturze fizjologicznej
<ol>
	<li>Wszystkie procedury z udziałem zwierząt muszą być zgodne z wytycznymi komisji ds. opieki i wykorzystania zwierząt (ACUC).</li>
	<li>Zanurzyć psa w znieczuleniu wziewnym (np. izofluranem) zgodnie z zatwierdzonym protokołem. Sprawdzić odruch mrugania, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się w stanie głębokiej anestezji. Przez cały czas trwania procedury należy ściśle monitorować poziom CO2, pulsoksymetrię oraz temperaturę. Zazwyczaj stosujemy propofol do indukcji, a następnie sewofluran do znieczulenia wziewnego.</li>
	<li>Wygolić sierść wokół bocznej strony stawu kolanowego w miejscu, w którym zostaną umieszczone elektrody stymulujące (tj. boczna strona kończyny, zaczynając od głowy kości strzałkowej do 2-3 cm dystalnie od krętarza większego).</li>
	<li>Umieścić psa na stole fizjologicznym w pozycji grzbietowej, ustawiając kończynę miedniczną tak, aby kość udowa i piszczelowa tworzyły kąt prosty, a piszczel była równoległa do blatu stołu. Badaniu może zostać poddana kończyna prawa lub lewa.</li>
	<li>Przed przymocowaniem łapy psa do pedału siłowego sprawdzić, czy pedał jest wolny i bezpieczny do obrotu. Wykonać procedurę włączania aparatury fizjologicznej i aktywować pedał. Uwaga: pedał siłowy powinien stawiać opór („być sztywny”) podczas próby ręcznego poruszenia go przez użytkownika.</li>
	<li>Delikatnie ułożyć łapę psa w pedale nożnym; zmierzyć i zapisać długość łapy psa od osi obrotu do końca bocznego palca.</li>
	<li>Zabezpieczyć łapę w pedale nożnym za pomocą elastycznej bandaża samoprzylepnego.</li>
</ol>
3. Izometryczny moment obrotowy skurczu (zgięcie stawu skokowego)
<ol>
	<li>Po przeprowadzeniu kontroli bezpieczeństwa podłącz sterylnie osłonięte jednobiegunowe elektrody stymulujące o rozmiarze 24-gauge do jednostki izolacji bodźca (SIU). </li>
	<li>Ustaw stymulator na: ciągłe wyjście impulsów z częstotliwością 1 Hz (1 impuls na sekundę)</li>
	<li>Ustawienia oprogramowania: Wczytaj protokół skurczu izometrycznego (na ekranie głównym wybierz Load Protocol). Przycisk Run One powinien być widoczny obok przycisku Begin. Zapewnia to jednorazowe wykonanie protokołu.</li>
	<li>W rękawiczkach oczyść skórę alkoholem i zlokalizuj poprzez palpację nerw strzałkowy wspólny tuż distalnie względem bocznej części proksymalnej strzałki. Trzymając palcem miejsce przebiegu nerwu, ostrożnie wprowadź elektrodę katody (czarną) pod skórę, tuż na zewnątrz okostnej. Elektrodę należy umieścić równolegle do powierzchni skóry na głębokości około 2cm, co zapobiegnie jej przesunięciu po zabraniu ręki.</li>
	<li>Umieść elektrodę anody (czerwoną) pod skórą, równolegle i nieco bardziej distalnie względem elektrody katody. Obie elektrody powinny znajdować się teraz wewnątrz nerwu strzałkowego wspólnego, tuż distalnie względem głowy strzałki.</li>
	<li>Aktywuj stymulator z częstotliwością 1 Hz. Obserwuj odpowiedzi drgające na monitorze. Wprowadzaj niewielkie korekty pozycji elektrod, aby uzyskać jak największą amplitudę drgnienia. Aby znaleźć największą odpowiedź drgającą, elektrodę należy całkowicie usunąć i ponownie wprowadzić w trzech do czterech odstępach po ½ cm równolegle do piszczeli. Jest to kluczowy element procedury i należy zachować szczególną staranność w celu znalezienia największej odpowiedzi.</li>
	<li>Zarejestruj odpowiedzi drgające, opuszczając ekran Monitor Outputs (wybierz Continue), a następnie wybierz Begin i Done , aby zebrać dane. Zapisz plik z wybraną nazwą w wyskakującym oknie Save As. Wyłącz stymulator.</li>
</ol>
4. Izometryczny moment obrotowy tetaniczny (zgięcie stawu skokowego)
<ol>
	<li>Bez przesuwania elektrod zmień ustawienia stymulatora na 50 Hz przez 1,5 s i włącz funkcję zewnętrznego wyzwalacza. Pozwala to na aktywację stymulatora przez oprogramowanie.</li>
	<li>Ustawienia oprogramowania: Takie same protokół skurczu izometrycznego wykorzystuje się do rejestracji odpowiedzi tężcowej, podobnie jak w przypadku skurczu pojedynczego. Zakładając, że elektrody stymulujące nie zostały przesunięte, Proszę wprowadzić tekst źródłowy do tłumaczenia. i Gotowe wybierane do produkcji tężca. W protokół izometryczny aby wywołać tężec, stymulator jest uruchamiany przez oprogramowanie w celu zachowania prawidłowego czasu. Należy zapisać odpowiedź tężcową w Zapisz jako okno wyskakujące</li>
</ol>
5. Protokół ekscentryczny
<ol>
	<li>Bez przesuwania elektrod zmienić ustawienia stymulatora na: 50 Hz przez 1 s (100V) oraz włączyć funkcję zewnętrznego wyzwalacza (external trigger). Pozwala to na aktywację stymulatora przez oprogramowanie.</li>
	<li>Ustawienia oprogramowania: Wczytać protokół urazu przez rozciąganie ekscentryczne (eccentric stretch injury protocol), polecenie dla serwosilnika do obrotu o 29 stopni (maksymalnie 30 stopni). Wybrać Run All. Wybrać Begin; wprowadzić nazwę pliku głównego dla serii plików ekscentrycznych oraz folder, w którym mają zostać zapisane. Wybrać Start Protocol Series Test, a następnie Done, aby rozpocząć protokół.</li>
	<li>W tym protokole stymulator jest ustawiony tak, aby był wyzwalany przez oprogramowanie w celu zachowania prawidłowego czasu. W miarę pojawiania się na ekranie odpowiedzi na każdy skurcz ekscentryczny, jest ona automatycznie zapisywana.</li>
	<li>Po każdym zestawie dziesięciu skurczów ekscentrycznych następuje czterominutowy okres odpoczynku.</li>
	<li>Zebrać łącznie 30 skurczów ekscentrycznych (trzy zestawy po dziesięć skurczów; każdy zestaw oddzielony czterominutową przerwą).</li>
</ol>
6. Izometryczny moment obrotowy skurczu (wyprost stawu skokowego)
<ol>
	<li>Powtórz powyższy protokół drgań, lecz umieść elektrody prostopadle do skóry i proksymalnie względem pierwotnego rozmieszczenia elektrod zastosowanego w protokole zgięcia. 
	Stymulowany jest nerw piszczelowy w miejscu, w którym biegnie on w kierunku kaudalnym i dystalnym w obrębie brzuśców mięśnia brzuchatego łydki. Pary elektrod stymulujących i referencyjnych umieszcza się 
	głęboko w obrębie mięśni, kaudalnie i tuż proksymalnie względem stawu kolanowego. Przybliżony punkt umieszczenia elektrod znajduje się wzdłuż linii przecinającej kąt 90o 
	tworzony przez staw kolanowy. Ponieważ nerw piszczelowy znajduje się głębiej (i bardziej kaudalnie) niż wspólny nerw strzałkowy, elektrody należy umieścić w kilku obszarach, aby uzyskać 
	optymalne potencjały drgań. Jest to krytyczny element procedury. Uwaga: zapisy momentu obrotowego dla drgań i tężca stawu skokowego będą wyglądać na odwrócone w stosunku 
	do zapisów zgięcia stawu skokowego.</li>
</ol>
7. Izometryczny moment obrotowy tężcowy (wyprost stawu skokowego)
<ol>
	<li>Nie przesuwając elektrod, zmień ustawienia stymulatora na 50 Hz przez 1,5 s i włącz funkcję zewnętrznego wyzwalacza. Pozwala to na aktywację stymulatora przez oprogramowanie.</li>
	<li>Ustawienia oprogramowania: 50 Hz przez 1,5 s oraz włączona funkcja zewnętrznego wyzwalacza. Pozwala to na aktywację stymulatora przez oprogramowanie.</li>
	<li>Ustawienia oprogramowania: W przypadku tężca stosuje się ten sam protokół skurczu izometrycznego, co w przypadku pojedynczego skurczu. Zakładając, że elektrody stymulujące nie zostały przesunięte, wybierz Begin oraz Done, aby wywołać tężec.</li>
	<li>W protokole izometrycznym służącym do wywołania tężca stymulator jest uruchamiany przez oprogramowanie w celu zachowania prawidłowego czasu. Zapisz odpowiedź tężcową w wyświetlanym oknie zapisu pliku Save File.</li>
</ol>
8. Analiza danych
<ol>
	<li>Do uzyskania informacji o momencie obrotowym i parametrach czasowych zebranych podczas skurczów pojedynczych, tężcowych i ekscentrycznych wykorzystuje się program do dynamicznej analizy mięśni (DMA) (Aurora Scientific).</li>
	<li>Uruchamianie programu DMA: Oprogramowanie może być okresowo aktualizowane, dlatego poniżej przedstawiono instrukcje dotyczące obecnie używanej przez nas wersji. Po otwarciu program DMA nie jest aktywny. Aby aktywować program, należy wybrać przycisk z białą strzałką w lewym górnym rogu. Program DMA posiada szereg funkcji, jednak dla naszych celów opisane zostaną tylko kilka istotnych z nich. 
	Wczytywanie pliku do analizy: Po uruchomieniu programu DMA pojawia się okno wyskakujące z pytaniem Reload recent data file or new data file? Wybierz New; w kolejnym oknie wybierz Labview; następnie wybierz odpowiedni folder i plik, a potem kliknij Open. Wybierz Remove Filter Plot, aby zamknąć to okno. W polu Cut-off Frequency wprowadź częstotliwość odcięcia filtra. Optymalna częstotliwość filtra musi zostać określona na podstawie konkretnych danych poddawanych ocenie. Przykładowo, dla odpowiedzi izometrycznych stosujemy 30 Hz, a dla odpowiedzi ekscentrycznych 10 Hz. Wybierz przycisk Use filtered data. W sekcji Select Plot Data wybierz Filtered Force. Użyj dwóch suwaków na dole, aby powiększyć obraz i przemieszczać się po pliku.</li>
	<li>Analiza skurczu pojedynczego (Fig 1): Po wczytaniu pliku i wykonaniu powyższych kroków ustaw pozycje kursorów. Dostępne są 3 kursory: (1) niebieski, (2) żółty i (3) biały. W przypadku skurczów izometrycznych pojedynczych i tężcowych lub innych skurczów izometrycznych kursor niebieski ustawia się w punkcie, w którym moment obrotowy zaczyna wzrastać powyżej momentu spoczynkowego; kursor żółty umieszcza się w miejscu, gdzie moment obrotowy powraca do wartości spoczynkowej (tj. po fazie relaksacji); kursor biały umieszcza się na prawo od kursora żółtego (nie jest on w tym przypadku wymagany). Kursory można łatwo przesuwać, przytrzymując lewy przycisk myszy i przeciągając wybrany kursor w pożądane miejsce. 
	Przeprowadzenie analizy: Po ustawieniu kursorów wybierz Do Muscle Analysis, a następnie Show Results. W oknie wyskakującym Analyzed Muscle Data Results wyświetlona zostanie szereg zmiennych, takich jak Maximum Force; Baseline Force; ½ Relaxation Time itp. Dane są prezentowane dla odpowiedzi momentu obrotowego znajdującej się między kursorem 1 (niebieskim) a 2 (żółtym). Wszystkie te zmienne lub wybrane z nich mogą być zapisywane w pliku danych, jednak proces ten nie został tutaj opisany. Jeśli rejestrowanie danych nie jest skonfigurowane, dane należy zapisać ręcznie. Wybierz Close Window, aby powrócić do głównego ekranu. Wybierz Exit Program, aby zamknąć program DMA, a następnie kliknij białą strzałkę, aby rozpocząć analizę nowego pliku.</li>
	<li>Analiza tężca (Fig 2): Postępuj zgodnie z krokami opisanymi powyżej dla skurczu pojedynczego.</li>
	<li>Analiza ekscentryczna (Fig 3): Analiza ekscentryczna wymaga więcej kroków konfiguracji i wykorzystuje wszystkie 3 kursory. Jeśli odpowiedź momentu obrotowego podczas skurczu ekscentrycznego jest ujemna (tj. zapis momentu obrotowego biegnie w dół), można go odwrócić, wpisując -1 w polu Reference Area (sq cm) (wartości momentu obrotowego pozostają niezmienione) i wybierając Do not normalize; przycisk zmieni stan, wskazując, że dane zostały znormalizowane (w tym przypadku odwrócone). Wprowadź żądaną częstotliwość odcięcia Cut Off Frequency (np. 10 Hz) i wybierz Use unfiltered data, aby zmienić przycisk na Use filtered data; od tego momentu w analizie będą wykorzystywane dane przefiltrowane. Ustaw kursor niebieski w punkcie, w którym moment izometryczny zaczyna wzrastać powyżej momentu spoczynkowego; ustaw kursor żółty w punkcie, w którym moment rozciągania ekscentrycznego zaczyna wzrastać powyżej plateau izometrycznego (patrz rycina poniżej); ustaw kursor biały w miejscu, gdzie moment obrotowy powraca do wartości spoczynkowej. Wybierz Do Muscle Analysis, a następnie Show Results. W oknie wyskakującym Analyzed Muscle Data Results można wybrać dane między kursorem 1 (niebieskim) a 2 (żółtym) dla danych momentu izometrycznego lub między kursorem 2 (żółtym) a 3 (białym) dla danych momentu ekscentrycznego. Wszystkie te zmienne lub wybrane z nich mogą być zapisywane w pliku danych, jednak proces ten nie został tutaj opisany. Jeśli rejestrowanie danych nie jest skonfigurowane, dane należy zapisać ręcznie. Wybierz Close Window, aby powrócić do głównego ekranu. Wybierz Exit Program, aby zamknąć program DMA, a następnie kliknij białą strzałkę, aby rozpocząć analizę nowego pliku.</li>
</ol>
9. Reprezentatywne wyniki
<ol>
	<li>Moment obrotowy skurczu pojedynczego: Stymulacja nerwu piszczelowego (1 Hz) aktywowała pojedyncze skurcze prostowników stawu skokowego (Rys. 1). Należy zauważyć, że oś Y wskazuje „siłę”; moment obrotowy (iloczyn siły i odległości) jest obliczany przez użytkownika. Mierzymy długość łapy (od osi obrotu do końca palca bocznego). Długość ta stanowi odległość (ramię dźwigni) wykorzystywaną do wyznaczenia momentu obrotowego (N-m).</li>
	<li>Izometryczny moment obrotowy tężcowy (wyprost stawu skokowego): stymulacja nerwu piszczelowego wywołała tężec prostowników stawu skokowego (seria impulsów 50 Hz trwająca 1,5 s). Do kontroli czasu stymulacji i rejestracji odpowiedzi momentu obrotowego wykorzystaliśmy oprogramowanie komputerowe Dynamic Muscle Control (DMC, Aurora Scientific, Inc.) (Rys. 2).</li>
	<li>Protokół ekscentryczny: skurcze ekscentryczne przeprowadzano w zginaczach stawu skokowego. Przezskórna stymulacja nerwu strzałkowego aktywowała początkowy skurcz izometryczny, po którym następowała rotacja stawu powodująca wydłużenie aktywowanych mięśni zginaczy (skurcz ekscentryczny; Rys. 3).6</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/2623/2623fig1.jpg" alt="Analiza danych dynamicznej kontroli mięśni z wykresem siła-czas, pokazująca szczyt i spadek, ustawienie eksperymentu." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Umiejscowienie kursorów niebieskiego (#1), żółtego (#2) i białego (#3) w celu analizy skurczu. Przedstawiono reprezentatywny zrzut ekranu z oprogramowania DMA dla skurczu wyprostnego stawu skokowego u zdrowego psa o masie 13 kg. Należy pamiętać, że w celu przeprowadzenia dalszej analizy przez oprogramowanie, dane są eksportowane do arkusza kalkulacyjnego, a wartość siły (pokazana na rysunku jako Force (g)) może zostać przeliczona na moment obrotowy (N-m). Moment obrotowy oblicza się jako iloczyn siły i długości ramienia dźwigni (w tym przypadku odległość = długość mierzona od osi obrotu do bocznego palca łapy).
<img src="/files/ftp_upload/2623/2623fig2.jpg" alt="Wykres analizy danych dynamicznej kontroli mięśni; siła względem czasu; interfejs oprogramowania do badania biomechanicznego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Rozmieszczenie kursorów niebieskiego (#1), żółtego (#2) i białego (#3) w celu analizy tężca. Przedstawiono reprezentatywny zrzut ekranu z oprogramowania DMA dla tężca wyprostu stawu skokowo-goleniowego, u tego samego zwierzęcia, co na Rys. 1.
<img src="/files/ftp_upload/2623/2623fig3.jpg" alt="Analiza danych dynamicznej kontroli mięśni; wykres zależności naprężenia od czasu." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Rozmieszczenie niebieskiego (#1), żółtego (#2) i białego (#3) kursora w celu analizy ekscentrycznego skurczu z uszkodzeniem rozciąganiem. Przedstawiono reprezentatywny zrzut ekranu z oprogramowania DMA dla pojedynczego ekscentrycznego skurczu z uszkodzeniem rozciąganiem u zdrowego psa o masie 13 kg. Początkowe plateau (zielona linia) ilustruje fazę izometryczną skurczu. Po fazie izometrycznej następuje faza ekscentryczna (rozciągania), co obrazuje gwałtowny szczyt na zielonej linii. Powtarzające się skurcze ekscentryczne zazwyczaj prowadzą do stopniowego spadku momentu obrotowego w fazie izometrycznej.

<ol><li>Childers, M. K., Okamura, C. S., Bogan, D. J., Bogan, J. R., Petroski, G. F., McDonald, K., Kornegay, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eccentric+contraction+injury+in+dystrophic+canine+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Phys+Med+Rehabil%22%5BJournal%5D)">Eccentric contraction injury in dystrophic canine muscle.</a> Arch Phys Med Rehabil. 83, 1572-1578 (2002).</li>
<li>Childers, M. K., Okamura, C. S., Bogan, D. J., Bogan, J. R., Sullivan, M. J., Kornegay, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myofiber+injury+and+regeneration+in+a+canine+homologue+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Phys+Med+Rehabil%22%5BJournal%5D)">Myofiber injury and regeneration in a canine homologue of Duchenne muscular dystrophy.</a> Am J Phys Med Rehabil. 80, 175-181 (2001).</li>
<li>MK, C. hilders, JT, S. taley, JN, K. ornegay, KS, M. cD. onald <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skinned+single+fibers+from+normal+and+dystrophin-deficient+dogs+incur+comparable+stretch-induced+force+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Skinned single fibers from normal and dystrophin-deficient dogs incur comparable stretch-induced force deficits.</a> Muscle Nerve. 31, 768-771 (2005).</li>
<li>Kornegay, J. N., Bogan, D. J., Bogan, J. R., Childers, M. K., Cundiff, D. D., Petroski, G. F., Schueler, R. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contraction+force+generated+by+tarsal+joint+flexion+and+extension+in+dogs+with+golden+retriever+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurol+Sci%22%5BJournal%5D)">Contraction force generated by tarsal joint flexion and extension in dogs with golden retriever muscular dystrophy.</a> J Neurol Sci. 166, 115-121 (1999).</li>
<li>Liu, J. M., Okamura, C. S., Bogan, D. J., Bogan, J. R., Childers, M. K., Kornegay, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+prednisone+in+canine+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of prednisone in canine muscular dystrophy.</a> Muscle Nerve. 30, 767-773 (2004).</li>
<li>Tegeler, C. J., Grange, R. W., Bogan, D. J., Markert, C. D., Case, D., Kornegay, J. N., Childers, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eccentric+contractions+induce+rapid+isometric+torque+drop+in+dystrophin-deficient+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Eccentric contractions induce rapid isometric torque drop in dystrophin-deficient dogs.</a> Muscle Nerve. 42, 130-132 (2010).</li>
<li>Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eccentric+muscle+damage%3A+mechanisms+of+early+reduction+of+force%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Eccentric muscle damage: mechanisms of early reduction of force.</a> Acta Physiol Scand. 171, 311-319 (2001).</li>
<li>Friden, J., Lieber, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eccentric+exercise-induced+injuries+to+contractile+and+cytoskeletal+muscle+fibre+components%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Eccentric exercise-induced injuries to contractile and cytoskeletal muscle fibre components.</a> Acta Physiol Scand. 171, 321-326 (2001).</li>
<li>Merkies, I. S., Faber, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+measures+in+Duchenne+muscular+dystrophy%3A+are+we+ready+for+the+new+therapeutic+era%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscul+Disord%22%5BJournal%5D)">Outcome measures in Duchenne muscular dystrophy: are we ready for the new therapeutic era?</a> Neuromuscul Disord. 19, 447-447 (2009).</li>
<li>Nagaraju, K., Willmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+standard+procedures+for+murine+and+canine+efficacy+studies+of+DMD+therapeutics%3A+report+of+two+expert+workshops+on+%22Pre-clinical+testing+for+Duchenne+dystrophy%22%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscul+Disord%22%5BJournal%5D)">Developing standard procedures for murine and canine efficacy studies of DMD therapeutics: report of two expert workshops on "Pre-clinical testing for Duchenne dystrophy".</a> Neuromuscul Disord. 19, 502-506 (2009).</li>
<li>Proske, U., Allen, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Damage+to+skeletal+muscle+from+eccentric+exercise%5BTitle%5D)+AND+%22Exerc+Sport+Sci+Rev%22%5BJournal%5D)">Damage to skeletal muscle from eccentric exercise.</a> Exerc Sport Sci Rev. 33, 98-104 (2005).</li>
<li>Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+tools+used+in+the+study+of+eccentric+contraction-induced+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Sports+Med%22%5BJournal%5D)">Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury.</a> Sports Med. 27, 43-59 (1999).</li>
</ol>

Produkcja tego artykułu wideo była sponsorowana przez firmę Aurora Scientific, Inc.

Niniejszy protokół jest stosowany do oceny funkcji mięśni dużych zwierząt in vivo w celu analizy, dokumentacji i określenia skuteczności interwencji terapeutycznych lub w celu udokumentowania cech biologicznych progresji choroby.1-6 Pozycjonowanie zwierzęcia, ułożenie kończyn oraz rozmieszczenie elektrod są kluczowymi zmiennymi, które istotnie wpływają na wyniki. W badaniu wstępnym wartości średniego stężenia pęcherzykowego (MAC) dla izofluranu nie wpływały znacząco na pomiary siły (Schueler RO, Koch H, Kornegay JN, dane niepublikowane, 1993). Sprzęt i oprogramowanie są dostępne w sprzedaży, a metody są dobrze ugruntowane.7,1,2,8,4,9-11,6,12 Zaleca się, aby użytkownicy pozyskali i wykorzystali opisane powyżej oprogramowanie i sprzęt podczas stosowania tego protokołu.
Modyfikacje: ograniczenia obecnego serwomotoru obejmują masę ciała wynoszącą około 23 kg oraz długość łapy 20cm. Należy zauważyć, że limit momentu obrotowego dla opisanego tutaj przetwornika momentu (model 310LR) wynosi ~8 N-metrów. Wartość ta może zostać przekroczona przez zdrowe psy w wieku 6 miesięcy lub starsze. Możliwe modyfikacje obecnego protokołu obejmują aktualizację oprogramowania oraz zwiększenie zakresu momentu obrotowego przetwornika. Firma Aurora Scientific produkuje urządzenie do pozycjonowania kończyn dla dużych zwierząt, które może zastąpić ramę stereotaktyczną użytą w obecnym protokole. Metoda ta została z sukcesem zastosowana w innych modelach zwierzęcych, w tym u naczelnych niebędących ludźmi.

<table><tbody><tr><td>Elektrody stymulujące</td><td>Teca</td><td>25mmx26G</td><td>Jednorazowe sterylne monopolarne elektrody igłowe</td></tr><tr><td>Stymulator</td><td>Grass Technologies</td><td>S88X</td><td></td></tr><tr><td>Jednostka izolacji bodźca</td><td>Grass Technologies</td><td>SIU-C</td><td></td></tr><tr><td>System dźwigni mięśniowej</td><td>Aurora Scientific</td><td>310C-LR</td><td>Opcja z płytką stopową</td></tr><tr><td>Interfejs sygnałowy</td><td>Aurora Scientific</td><td>Series 604A</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Dynamic Muscle Control &amp;amp; Analysis</td><td>Aurora Scientific</td><td>Aurora Scientific</td><td></td></tr><tr><td>Komputer/Monitor</td><td>Aurora Scientific</td><td>Komputer z systemem Windows XP</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do pozycjonowania kończyny</td><td>Aurora Scientific</td><td>NA</td><td>Może zostać zastąpione ramą stereotaktyczną</td></tr><tr><td>Stół</td><td>Northstar Customs, LLC</td><td>NA</td><td>Stół wykonany na zamówienie</td></tr><tr><td>Elastyczna opaska do mocowania łapy do pedału</td><td>Andover</td><td>PetFlex(5cmx2m)</td><td>Może być użyta ponownie raz lub dwa razy</td></tr></tbody></table>

test funkcji mięśni psów in vivo

In Vivo Canine Muscle Function Assay

Opisujemy małoinwazyjną i powtarzalną metodę pomiaru siły mięśni kończyny miednicznej psa oraz odpowiedzi mięśniowej na powtarzające się skurcze ekscentryczne. Kończyna miedniczna znieczulonego psa zostaje unieruchomiona w ramie stereotaktycznej, aby ustawić kość piszczelową pod kątem prostym do kości udowej. Owijka samoprzylepna mocuje łapę do pedału zamontowanego na wale serwosilnika w celu pomiaru momentu obrotowego. Przezskórna stymulacja nerwów aktywuje mięśnie kończyny miednicznej łapy do odpychania (wyprostu) lub przyciągania (zgięcia) pedału w celu wygenerowania momentu izometrycznego. Przezskórna stymulacja nerwu piszczelowego aktywuje mięśnie prostowniki stawu skokowego. Powtarzające się skurcze ekscentryczne (wydłużające) są indukowane w mięśniach zginaczach stawu skokowego poprzez przezskórną stymulację nerwu strzałkowego. Protokół ekscentryczny składa się z początkowego skurczu izometrycznego, po którym następuje wymuszone rozciąganie realizowane przez serwosilnik. Rotacja skutecznie wydłuża mięsień podczas jego skurczu, co stanowi przykład skurczu ekscentrycznego. Podczas stymulacji mięśnie zginacze są poddawane 800 msec skurczowi izometrycznemu i 200 msec skurczowi ekscentrycznemu. Procedura ta jest powtarzana co 5 sec. Aby uniknąć zmęczenia, po każdych 10 skurczach następuje 4 min odpoczynku, przy łącznej liczbie 30 wykonanych skurczów.

Opisujemy małoinwazyjną i bezbolesną metodę pomiaru siły mięśni kończyn tylnych u psów oraz reakcji mięśni na powtarzające się skurcze ekscentryczne.

Test funkcji mięśni psów in vivo

Opisujemy małoinwazyjną i powtarzalną metodę pomiaru siły mięśni kończyn miednicznych psów oraz odpowiedzi mięśniowej na powtarzające się skurcze ekscentryczne...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pomiar i charakterystyka właściwości mechanicznych mięśni kończyn tylnych u żywego psa z wykorzystaniem metod nieinwazyjnych. Jest to realizowane poprzez odpowiednie ułożenie psa w aparaturze fizjologicznej. Drugim krokiem procedury jest pomiar i zapis izometrycznego momentu obrotowego skurczu pojedynczego oraz tytanicznego momentu obrotowego zgięcia stępu.Trzecim krokiem procedury jest wykonanie skurczów ekscentrycznych. Ostatnim krokiem procedury jest pomiar i zapis skurczu pojedynczego (isometric twitch), momentu obrotowego (torque) oraz momentu obrotowego przy skurczu tężcowym (titanic torque) podczas wyprostu stawu skokowego. W rezultacie, za pomocą nieinwazyjnej metody fizjologicznej, można uzyskać wyniki obrazujące siłę mięśni kończyn tylnych oraz ich odpowiedź na powtarzane skurcze ekscentryczne.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak badania ex vivo na izolowanych mięśniach, które mają charakter badań terminalnych, jest możliwość wielokrotnego powtarzania zastosowanej tutaj metody w czasie, ponieważ jest ona nieinwazyjna i dobrze tolerowana. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu fizjologii mięśni, takie jak reakcja mięśni na uraz indukowany skurczem lub zmęczenie. Zastosowania tej techniki obejmują terapię lub diagnostykę dystrofi mięśniowych, ponieważ metoda ta pozwala na pomiar funkcji mięśni u psów lub innych dużych ssaków.Tak duże zwierzęta są wymagane w badaniach przedklinicznych wielu nowych terapii przed rozpoczęciem badań klinicznych z udziałem pacjentów. Chociaż metoda ta może dostarczyć wiedzy na temat modeli psich, można ją również zastosować do innych systemów modeli zwierzęcych, takich jak naczelne niebędące ludźmi. Zazwyczaj osoby początkujące w tej metodzie napotykają trudności ze względu na staranność wymaganą przy rozmieszczaniu elektrod stymulujących oraz konieczność wiedzy na temat oczekiwanego przebiegu zapisu momentu obrotowego. Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ etapy pozycjonowania elektrod są trudne do opanowania ze względu na precyzję wymaganą do wywołania maksymalnej odpowiedzi momentu obrotowego z mięśni.W ramach badania do zdefiniowania parametrów stymulacji oraz rejestrowania danych wykorzystuje się dwa protokoły zapisane w oprogramowaniu dynamic muscle control (DMC). Pierwszy protokół, protokół skurczu izometrycznego, jest stosowany zarówno dla skurczów pojedynczych (twitch), jak i tężcowych. Drugi protokół, nazwany protokołem uszkodzenia przez rozciąganie ekscentryczne, jest wykorzystywany do skurczów ekscentrycznych; ustawienia stymulatora oraz sekwencje oprogramowania stosowane dla każdego protokołu przedstawiono w widocznej tutaj tabeli. Skurcze pojedyncze wywołuje się stymulacją o częstotliwości 1 Hz.Skurcze tetaniczne i ekscentryczne wywołuje się stymulacją o częstotliwości 50 hertz. W przypadku skurczu ekscentrycznego na kurczący się mięsień nakłada się rozciąganie. Eksperymenty te polegają na wywoływaniu kilku rodzajów skurczów mięśni poprzez stymulację nerwu strzałkowego w celu wywołania skurczu pojedynczego, tetanicznego lub ekscentrycznego mięśnia zginacza, oraz stymulację nerwu piszczelowego w celu wywołania skurczu pojedynczego lub tetanicznego mięśnia prostownika.Po znieczuleniu psa należy sprawdzić odruch mrugania, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się w głębokiej narkozie. Należy ściśle monitorować poziom dwutlenku węgla, pulsoksymetrię oraz temperaturę. W trakcie procedury należy ogolić sierść w bocznej części stawu kolanowego w miejscu, w którym zostaną umieszczone elektrody stymulujące.Następnie umieść psa na stole fizjologicznym. W pozycji grzbietowej ułóż kończynę miedniczną tak, aby kość udowa i piszczel tworzyły kąt prosty, a piszczel była równoległa do blatu stołu; sprawdź, czy pedał siły może obracać się bezpiecznie. Podczas przesuwania go ręcznie powinien on stawiać opór.Następnie włącz zestaw do badań fizjologicznych i aktywuj pedał. Ruch pedału jest sterowany przez serwomotor, który z kolei jest kontrolowany przez komputer. Teraz delikatnie umieść łapę psa na pedale, zmierz i zapisz długość łapy psa od osi obrotu do końca bocznego palca.Następnie unieruchom łapę psa w pedale za pomocą elastycznej bandażowej opaski samoprzylepnej. Przetwornik w pedale rejestruje siłę skurczów mięśni kończyny. Przygotuj elektrody stymulujące, podłączając ekranowane elektrody monopolarne o rozmiarze 24 gauge do izolatora stymulatora.W rękawiczkach oczyścić skórę psa alkoholem i palcem zlokalizować nerw strzałkowy wspólny, badając go metodą palpacyjną tuż za odcinkiem dystalnym bocznej części proksymalnej strzałki. Oznaczając obszar przebiegu nerwu, ostrożnie wprowadzić pod skórę czarną elektrodę katody, a następnie, tuż nad okostną, umieścić pod skórą czerwoną elektrodę anody równolegle i nieco bardziej dystalnie względem katody. Obie elektrody powinny znajdować się teraz wewnętrznie względem nerwu strzałkowego wspólnego, tuż za głową strzałki. Następnie uruchomić stymulator z częstotliwością 1 Hz i obserwować reakcję drgania mięśnia na monitorze.W razie potrzeby wprowadź niewielkie korekty w położeniu elektrod, aby uzyskać jak największą amplitudę drgnięcia. Po prawidłowym ustawieniu elektrod uruchom oprogramowanie DMC w celu zarejestrowania odpowiedzi drgowej. Kolejnym krokiem jest wywołanie skurczu tetanicznego bez przesuwania elektrod.Ustaw stymulator zgodnie z parametrami podanymi w tabeli dla skurczu tężcowego. Następnie uruchom w oprogramowaniu protokół skurczu izometrycznego, aby wywołać izometryczny skurcz tężcowy mięśnia. Kolejny eksperyment, protokół urazu w wyniku rozciągania ekscentrycznego, jest również przeprowadzany bez przesuwania elektrod.Ustaw stymulator na skurcz ekscentryczny i rozpocznij stymulację. W tym protokole nerw jest stymulowany 10 razy z częstotliwością 50 hertz przez jedną sekundę. W ciągu tej jednej sekundy mięśnie zginacze kurczą się izometrycznie przez pierwsze 800 milisekund, a następnie mięsień jest rozciągany przez ostatnie 200 milisekund.Po jednej serii 10 skurczów ekscentrycznych należy pozostawić mięsień do odpoczynku na cztery minuty. Następnie protokół urazu poprzez rozciąganie ekscentryczne należy powtórzyć jeszcze dwukrotnie, z czterominutową przerwą między każdą serią. Aby stymulować mięsień prostownik, należy przenieść elektrody na nerw piszczelowy, wprowadzając je prostopadle do skóry, proksymalnie względem pierwotnego miejsca umieszczenia elektrod stosowanego przy zgięciu. Przybliżony punkt umieszczenia znajduje się wzdłuż linii dwisiekającej kąta 90 stopni utworzonego przez kolano.Nerw piszczelowy znajduje się głębiej i przyśrodkowo w stosunku do wspólnego nerwu strzałkowego. Przesuń elektrody w razie potrzeby, aby wywołać optymalne potencjały drgań. Po umieszczeniu elektrod wywołaj maksymalne drgnienie, stosując protokół izometryczny bez przesuwania elektrod.Zmień ustawienia stymulatora zgodnie ze specyfikacją dla skurczów tężcowych. Następnie wywołaj i zarejestruj skurcz tężcowy mięśnia prostownika palców stopy. Program dynamicznej analizy mięśni (DMA) służy do analizy momentu obrotowego oraz informacji czasowych dotyczących skurczów mięśni.Na tej rycinie stymulacja nerwu piszczelowego z częstotliwością 1 Hz aktywowała pojedyncze skurcze mięśni prostowników stawu skokowego piszczelowych; w celu analizy danych położenia trzech kursorów ustawiono w następujący sposób. Kursor niebieski ustawiono w punkcie, w którym moment obrotowy wzrasta w stosunku do momentu spoczynkowego. Kursor żółty umieszczono w miejscu, w którym moment obrotowy powraca do wartości spoczynkowej.Po fazie relaksacji biały kursor nie jest już potrzebny, dlatego zostaje umieszczony na prawo od kursora żółtego. Rysunek ten przedstawia izometryczną stymulację tężcową nerwu piszczelowego, w której seria impulsów o częstotliwości 50 Hz trwająca 1,5 sekundy spowodowała skurcz tężcowy mięśnia prostownika palców stopy. Do analizy danych zastosowano kursory niebieski i żółty.W odniesieniu do analizy drgań przedstawionej na tej rycinie, skurcze ekscentryczne wywołano w zginaczach piszczelowo-skokowych. Przezskórna stymulacja nerwu sromowego aktywowała wstępny skurcz izometryczny trwający 800 milisekund, po którym nastąpiło wymuszone rozciągnięcie nogi. W tej analizie danych niebieski kursor został ustawiony w punkcie, w którym moment obrotowy izometryczny zaczyna wzrastać względem momentu spoczynkowego.Żółty kursor zostaje umieszczony w punkcie, w którym moment obrotowy podczas rozciągania ekscentrycznego zaczyna rosnąć z poziomu plateau izometrycznego. Biały kursor umieszcza się w miejscu, w którym moment obrotowy powraca do wartości spoczynkowej. Po opanowaniu techniki, procedura ta może zostać wykonana w około jedną godzinę, jeśli jest przeprowadzana prawidłowo. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby korzystać z wydrukowanego protokołu z punktami kontrolnymi krok po kroku, postępując zgodnie z opisaną procedurą.W celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak typ włókien mięśniowych czy ekspresja transgenu po jego wprowadzeniu, można przeprowadzić inne metody, np. biopsje mięśni. Technika ta utorowała drogę badaczom w dziedzinie fizjologii mięśni do analizy odpowiedzi na wysiłek fizyczny u psów z dystrofią mięśniową. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat przeprowadzania nieinwazyjnego badania fizjologii mięśni u psów.

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

In Vivo Test funkcji mięśniowej u psów

Aby ocenić efekty in vivo interwencji terapeutycznych w chorobach mięśni, konieczne są metody ilościowego pomiaru generowanej siły oraz podatności na zmęczenie w leczonych mięśniach. Szczegółowo opisujemy podejście do oceny właściwości miomechanicznych w wyizolowanym mięśniu kończyny tylnej myszy. Analiza ta stanowi solidną metodę ilościowego określania wpływu modyfikacji genetycznej na funkcję mięśni, a także porównywania terapii w modelach mysich chorób mięśni.

Analiza miomechaniczna wyizolowanego mięśnia szkieletowego

Opisano model zwierzęcy urazu in vivo. Metoda wykorzystuje podskórne położenie nerwu strzałkowego. Prędkość, czas aktywacji mięśni oraz łuk ruchu są wcześniej określone i zsynchronizowane przy użyciu komercyjnego oprogramowania. Zmiany po urazie są monitorowane in vivo za pomocą obrazowania/spektroskopii MR.

Model gryzoni in vivo w urazie wywołanym przykurczem i nieinwazyjne monitorowanie powrotu do sprawności

Opisujemy metodę bezpośredniego pomiaru siły mięśniowej, mocy mięśniowej, kinetyki skurczu oraz podatności na zmęczenie izolowanych mięśni szkieletowych w układzie in vitro z wykorzystaniem stymulacji polowej. Dzięki zastosowaniu różnych protokołów stymulacji można uzyskać cenne informacje na temat właściwości gospodarki Ca2+ oraz mechanizmu skurczowego mięśnia.

Ex Vivo ocena kurczliwości, męczliwości i alternansu w izolowanych mięśniach szkieletowych

Zmiany w kurczliwości mięśni kończyn i pasywnych właściwościach mechanicznych są ważnymi biomarkerami chorób mięśni.  W tym manuskrypcie opisano testy fizjologiczne do pomiaru tych właściwości w mysich mięśniach prostownika długiego palca długiego i piszczelowych przednich.

Ocena funkcji mięśni mięśnia prostownika długiego mięśnia ex vivo i mięśnia piszczelowego przedniego in situ u myszy

Pomijanie eksonów jest obecnie najbardziej obiecującą opcją terapeutyczną dla dystrofii mięśniowej Duchenne'a (DMD). Aby rozszerzyć możliwości zastosowania u pacjentów z DMD i zoptymalizować stabilność/funkcję powstałych skróconych białek dystrofiny, opracowano podejście z pominięciem wielu eksonów przy użyciu koktajlowych oligonukleotydów antysensownych i zademonstrowaliśmy ogólnoustrojowe ratowanie dystrofiny w modelu psów.

Przeskakiwanie wieloeksonowe przy użyciu koktajlowych oligonukleotydów antysensownych w dystrofii mięśniowej sprzężonej z chromosomem X u psów

Opisujemy protokół in vivo do pomiaru zgięcia grzbietowego stopy po stymulacji nerwu strzałkowego i skurczu przedniego przedziału podudniowego kończyny tylnej szczura. Takie pomiary są niezastąpionym narzędziem translacyjnym do oceny patologii mięśni szkieletowych i podejść inżynierii tkankowej do naprawy i regeneracji mięśni.

Zastosowania testów funkcjonalnych in vivo kości piszczelowej szczura przedniego do oceny naprawy mięśni szkieletowych za pomocą inżynierii tkankowej

Pomiar funkcji kurczliwości mięśni szkieletowych gryzoni jest użytecznym narzędziem, które może być używane do śledzenia postępu choroby, jak również skuteczności interwencji terapeutycznej. Opisujemy tutaj nieinwazyjną ocenę in vivo mięśni zginaczy grzbietowych, która może być powtarzana w czasie u tej samej myszy.

Nieinwazyjna ocena funkcji mięśni zginacza grzbietowego u myszy

Kwantyfikacja maksymalnej siły prostownika kolana jest niezbędna do zrozumienia funkcjonalnych adaptacji do starzenia się, chorób, urazów i rehabilitacji. Przedstawiamy nowatorską metodę wielokrotnego pomiaru in vivo izometrycznego szczytowego momentu obrotowego tężcowego wyprostu kolana.

Pomiar in vivo funkcji mięśni prostowników stawu kolanowego u myszy

Obecny protokół opisuje zwięzłe szczegóły eksperymentalne dotyczące oceny i interpretacji danych in vivo dotyczących momentu obrotowego uzyskanych za pomocą elektrycznej stymulacji wspólnego nerwu strzałkowego u znieczulonych świń.

In vivo (in vivo) Pomiar izometrycznego momentu obrotowego zginacza grzbietowego kończyny tylnej od świni

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

Urazy objętościowe utraty mięśni (VML) przekraczają endogenne zdolności regeneracyjne, skutkując trwałymi deficytami funkcjonalnymi. Obecne badania nad VML koncentrują się głównie na mięśniach kończyn i tułowia. Aby rozszerzyć badania mechanistyczne VML na mięśnie czaszkowo-twarzowe, niniejszy artykuł opisuje metodę in vivo do podłużnej oceny funkcji mięśni żwaczowych przed i po urazie VML.

Funkcjonalna ocena in vivo mięśnia masetera szczura po chirurgicznym utworzeniu urazu objętościowego (VML)

Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru siły mięśni kończyn tylnych u psów i ich reakcji na skurcze ekscentryczne. Technika ta umożliwia wielokrotne badania w czasie, dostarczając cennych danych dla fizjologii mięśni i medycyny weterynaryjnej.

Test funkcji mięśni psów in vivo

Przeglądaj więcej filmów