Metody oceny w EKG wskaźników ryzyka sercowego oraz podatności na arytmie indukowane akonityną u szczurów po statusie epilepticus

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ocena funkcji elektrycznej serca oraz podatności na arytmie komorowe u zwierząt doświadczalnych po wystąpieniu napadów drgawkowych. W tym celu najpierw wprowadza się cewnik infuzyjny do żyły szyjnej zwierzęcia, u którego wystąpiła aktywność napadowa. Następnie w mięśniach klatki piersiowej implantuje się elektrody do rejestracji elektrokardiogramów serca (EKG).

Następnie rejestrowane są zapisy EKG w warunkach kontrolnych oraz podczas wlewu do żyły szyjnej substancji indukującej arytmie serca. Na koniec dokonuje się oceny zapisów EKG. W rezultacie można uzyskać dane wykazujące, że drgawki zmieniają elektryczną funkcję serca i zwiększają ryzyko wystąpienia śmiertelnych arytmii komorowych.

Dzięki analizie zapisów EKG zmiany w EKG wywołane napadami mogą służyć jako wskaźnik prognostyczny ryzyka nagłego zgonu sercowego. Główną zaletą tej techniki jest fakt, że procedury te, będące nieinwazyjne u ludzi, pozwalają na uzyskanie zapisów aktywności elektrycznej serca, które mogą być wykorzystane do przewidywania ryzyka wystąpienia śmiertelnych arytmii serca. Co więcej, w modelach zwierzęcych zmiany w aktywności serca mogą być bezpośrednio powiązane z podatnością na arytmie.

Niniejsza metoda może zostać wykorzystana do odpowiedzi na kluczowe pytanie w dziedzinie zaburzeń napadowych, którym jest zależność między zmianami w aktywności elektrycznej serca a nagłym zgonem sercowymi następującym po stanie padaczkowym oraz w przebiegu epilepsji. Techniki te mają znaczenie dla leczenia zaburzeń napadowych u osób zidentyfikowanych jako grupa ryzyka dysfunkcji serca wynikającej z napadów.

Zastosowanie tej nieinwazyjnej procedury może pozwolić na włączenie terapii kardioprotekcyjnej w celu zmniejszenia ryzyka nagłego zgonu sercowego. Chociaż metoda ta może dostarczyć informacji na temat dysfunkcji serca związanych z zaburzeniami napadowymi, można ją również zastosować w przypadku każdego stanu patologicznego, który charakteryzuje się śmiertelnymi arytmiami komorowymi i który może być modelowany na zwierzętach. Zasadniczo osoby zaznajomione z podstawowymi technikami chirurgicznymi u gryzoni lub innych małych zwierząt nie powinny mieć problemów z zastosowaniem tej metody.

W pierwszej kolejności opracowaliśmy pomysł wykorzystania tej metody, poszukując szybkiej, niedrogiej i łatwej do przeprowadzenia procedury oceny funkcji serca, która mogłaby znaleźć zastosowanie również w diagnostyce u ludzi. Przed implantacją elektrod EKG u szczura w celu gromadzenia danych i indukowania arytmii podczas dożylnego podania czynnika arytmogennego, takiego jak akonityna, należy wykonać cewnik żyły szyjnej z odcinka rurki polietylenowej PE 50 o długości 100 mm, skosując jeden koniec, a następnie stępiając krawędź skosu. Następnie cewnik należy wypełnić solą fizjologiczną z heparyną. W kolejnym kroku należy wykonać elektrody do zapisu EKG z dwóch 100 mm odcinków izolowanego drutu srebrnego.

Zdejmij izolację z jednego końca obu przewodów i przylutuj je do mikroznłącza. Następnie skręć izolację, aby utworzyć trzeci przewód służący jako uziemienie. Po lutowaniu przewody uszczelnia się żywicą epoksydową. Zdejmij pięć milimetrów izolacji z dystalnego końca przewodów i odrzuć tę część, aby wszczepić cewnik do żyły szyjnej.

W pierwszej kolejności znieczul zwierzę poprzez dostrzępowe podanie uretanu. Dawka ta jest wystarczająca, aby utrzymać zwierzę w odpowiedniej płaszczyźnie znieczulenia przez cały czas trwania procedury. Jest to zabieg w trybie nieprzeżywalnym.

Upewnij się, że zwierzę znajduje się na odpowiednim poziomie znieczulenia, wykonując ucisk palca u nogi. Następnie wygol prawą stronę szyi od obojczyka do podbródka oraz klatkę piersiową. Dalej zdezynfekuj wygoloną część szyi alkoholem jodowym i wykonaj podłużne nacięcie skóry nad tętnicą szyjną, a następnie rozszerz nacięcie za pomocą zakrzywionej pęsety preparacyjnej z cienkimi końcówkami.

Ostrożnie oddziel skórę od leżącego pod nią mięśnia, a następnie mięśnie pokrywające żyłę szyjną. Na koniec, stosując podobne techniki, uwolnij żyłę szyjną z tkanki podścielistej. Umieść dwa kawałki jedwabiu chirurgicznego numer dwa pod żyłą szyjną, pozycjonując szwy w części rostralnej i caudalnej.

W większości fragmentów nacięcia zawiązana zostaje ligatura rostralna, aby przerwać przepływ przez żyłę. Odciągnij ligaturę, aby unieść naczynie znad leżącej pod nim tkanki, a następnie za pomocą mikronożyczek lub igły 23 G wykonaj niewielkie nacięcie.

Następnie należy wprowadzić stępiony, ścięty koniec wcześniej przygotowanego cewnika polietylenowego PE 50 wypełnionego heparyną i przesunąć jego końcówkę o około osiem milimetrów do poziomu prawego przedsionka. Cewnik należy unieruchomić, zawiązując ligaturę wokół naczynia i cewnika. Na koniec ranę zamyka się za pomocą klamer chirurgicznych lub szwów.

Po implantacji cewnika należy położyć zwierzę na plecach i zdezynfekować ogoloną część klatki piersiowej. W celu umieszczenia elektrod należy wykonać dwa 10 milimetrowe nacięcia podłużne, jedno w górnym prawym, a drugie w dolnym lewym kwadrancie klatki piersiowej, a następnie odsunąć skórę, aby odsłonić mięśnie klatki piersiowej, używając do tego względnie cienkiej chirurgicznej nici jedwabnej. Do mięśni klatki piersiowej w każdym z odsłoniętych obszarów należy wprowadzić jedną z odsłoniętych pięciomilimetrowych końcówek srebrnych elektrod drutowych.

Zamknąć nacięcia za pomocą klamer chirurgicznych i podłączyć mikro złącze do urządzenia rejestrującego. Rejestrację EKG przeprowadza się przy użyciu systemu akwizycji danych PowerLab i komputera Macintosh lub podobnego sprzętu i oprogramowania po 20-30 minutowym okresie ekwilibracji, podczas którego zwierzę umieszcza się na uziemionej blasze metalowej i luźno owija ręcznikiem. Aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia, rejestrować EKG przez 20 minut, podłączając cewnik żyły szyjnej do zdalnej strzykawki umieszczonej w programowalnej pompie infuzyjnej.

Rozpocznij wlew akonityny, aby podać stałą dawkę 5 µg/kg/min. Przez siedem minut zaznaczaj w zapisie komputerowym punkt rozpoczęcia wlewu po wystąpieniu migotania komór lub koniec okresu wlewu. Uśmierć zwierzę zgodnie z zatwierdzoną procedurą. Odcinek QT reprezentuje całkowity czas trwania aktywności elektrycznej komór.

Rysunek ten przedstawia modelowy zapis EKG oraz czas trwania odstępu QT. Oblicz średni czas między początkiem załamka Q a końcem załamka T dla wszystkich zarejestrowanych uderzeń serca w pięciominutowym odstępie czasu, uzyskanym podczas 20-minutowego okresu rejestracji kontrolnej, aby skorygować odstęp QT o różnice w częstości akcji serca. Skorzystaj z przedstawionego tutaj wzoru Bassa, w którym RR oznacza średni odstęp między uderzeniami serca.

Odstęp RR oblicza się jako czas pomiędzy kolejnymi załamkami Q zarejestrowanymi w analizowanym okresie. Dyspersję QT oblicza się poprzez odjęcie minimalnej wartości QT od maksymalnej wartości QT zarejestrowanej dla każdego zwierzęcia. W celu analizy zmienności rytmu serca należy użyć programu komputerowego, np. LabChart 7, który analizuje zmienność odstępów RR uzyskanych w okresie analizy i oblicza warianty czasowe oraz/lub spektralne rytmu serca.

W celu analizy podatności na arytmie komorowe, oblicz opóźnienie od rozpoczęcia wlewu akonityny do wystąpienia pierwszego przedwczesnego skurczu komorowego, tachykardii komorowej oraz migotania komór. Rysunek ten ilustruje jeden z parametrów HRV w dziedzinie spektralnej. Pierwiastek kwadratowy ze średniej kwadratów różnic między kolejnymi odstępami RR, czyli R-M-S-S-D, u szczurów kontrolnych oraz u zwierząt, u których wywołano SE na tydzień przed badaniem.

Ten parametr HRV, reprezentujący zmiany w przywspółczulnej kontroli funkcji serca, ulega znacznemu obniżeniu u zwierząt po se. Rycina ta pokazuje, że zarówno skorygowany odstęp QT, jak i dyspersja QT są znacząco zwiększone. Dwa tygodnie po se, dane te w połączeniu pozwalają przewidywać, że se zwiększa ryzyko wystąpienia arytmii komorowych.

Przewidywanie to zostało potwierdzone wynikami wskazującymi, że okresy wlewów akonityny niezbędne do wywołania arytmii eksperymentalnych zaobserwowanych w tych badaniach były znacznie krótsze u zwierząt po SE. Zazwyczaj procedura ta, jeśli jest przeprowadzona prawidłowo, trwa około półtorej godziny. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że cewnik żyły szyjnej musi pozostać drożny, a elektrody EKG powinny być skonstruowane i wszczepione w taki sposób, aby uzyskać sygnał z jak najmniejszą ilością zakłóceń. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat oceny aktywności elektrycznej serca oraz jej powiązania z podatnością na śmiertelne arytmie komorowe.

W modelach gryzoni w patologiach związanych z nagłym zgonem sercowym.