Name: Zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parazytoida muszki owocowej Tephritid (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Poznaj zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parazytoida muszki owocowej Tephritid, w celu biologicznej kontroli szkodników rolniczych w tropikach. Ta metoda umożliwia skuteczne zwalczanie muchówek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Keithowi Shigeteniemu za pomoc w insektarium oraz Natashy Sostrom za pomoc w zakresie grafiki komputerowej. Praca ta była finansowana przez USDA-ARS. Opinie, ustalenia, wnioski lub rekomendacje przedstawione w niniejszej publikacji są opiniami autorów i niekoniecznie odzwierciedlają poglądy USDA. USDA jest dostawcą i pracodawcą zapewniającym równe szanse.

1. Przygotowanie jaj muszki owocówki jako gospodarza do parasityzacji
<ol>
	<li>Przygotować podłoże dla jaj muszek owocówek przeznaczonych do zaparasytowania, przygotowując szalki wypełnione agarem (alternatywnie, bardziej ekonomiczną opcją jest Gelcarin GP812, FMC Biopolymer, Ewing NJ) o wymiarach 10 cm na bok i głębokości 1,5 cm. Agar przygotować w stężeniu 9 g na litr wody.</li>
	<li>Wypełnić szalki płynnym agarem aż do krawędzi (około 70 ml) i pozostawić do ostygnięcia i zestalenia (przez co najmniej 45 minut).</li>
	<li>Po zestaleniu bloków agaru, nałożyć pojedynczą warstwę ręcznika papierowego (jedna warstwa ręcznika z partii Georgia Pacific 'Preference'), pokrywając wierzch każdego bloku. Ręcznik powinien łatwo przylegać do agaru dzięki wilgoci powierzchniowej.</li>
	<li>Nanieść 0,5 ml zawiesiny jaj muszek owocówek w wodzie na powierzchnię bloków agaru pokrytą ręcznikiem. W naszym insekterium odpowiada to około 6000 jaj Bactrocera dorsalis (12000 jaj na ml).</li>
	<li>Użyć czystego pędzla o szerokości 2,5 cm zamoczonego w wodzie, aby równomiernie rozprowadzić jaja muszek owocówek po powierzchni ręcznika.</li>
	<li>Umieścić jaja muszek owocówek pod dolnym sitami klatek z parasytoidami, aby umożliwić składanie jaj. Opukać spód dolnego sita, aby usunąć martwe pasożyty, które mogłyby blokować dostęp do jaj. Najlepiej, aby dolne sito nie dotykało jaj.</li>
	<li>Pozostawić pasożyty do składania jaj przez noc i następnego dnia, łącznie przez około 21 godzin. Jest to czas wystarczający, aby zaparasytować wysoki odsetek jaj. Dłuższa ekspozycja wiąże się z ryzykiem superparasytyzacji.</li>
</ol>
2. Wyklucie i przepoczwarzenie zarażonych muszek owocówek
<ol>
	<li>Przygotować pojemnik hodowlany, umieszczając od 3 do 3,5 przygotowanych bloków agaru z zaparasytowanymi jajami na każde 1,25 litra pożywki dla muszek owocówek19, z jajami skierowanymi ku górze.</li>
	<li>Umieścić pojemnik z pożywką i jajami na podkładce nad warstwą drobnoziarnistego wermikulitu lub płukanego piasku o grubości 1,5 cm w większym pojemniku do przepocznienia. Przykryć pojemnik do przepocznienia pokrywką i zabezpieczyć krawędzie taśmą malarską. Wermikulit można wykorzystać ponownie po przesianiu (patrz poniżej).</li>
	<li>Upewnić się, że między górną krawędzią pojemnika z pożywką a pokrywą pojemnika do przepocznienia jest wystarczająco dużo miejsca, aby larwy muszki owocówki mogły wypełznąć i „wpaść»20 do znajdującego się poniżej wermikulitu.</li>
	<li>Przenieść pojemniki do przepocznienia do pomieszczenia o temperaturze 27°C i 80% wilgotności względnej (RH) na jeden tydzień. Przez pierwsze cztery dni przykryć pojemniki ciemną tkaniną, a następnie zdjąć ją na pozostałe dni.</li>
	<li>Usunąć pożywkę dla larw po tygodniu, gdy larwy opuszczają pożywkę i wnikną do wermikulitu w celu przepocznienia. Jeśli w wermikulicie znajdują się larwy, pozostawić je na noc do przepocznienia.</li>
	<li>Przesiać poczwarki z wermikulitu. Zacząć od sita o grubych oczkach (około 3 mm), a następnie użyć sita ręcznego, aby usunąć wszelkie pozostałe grudki wermikulitu.</li>
</ol>
3. Sortowanie i selekcja
<ol>
	<li>Poczwarki zawierające F. arisanus można częściowo oddzielić od niezapasytuowanych muszek owocówek na podstawie ich wielkości. Należy zbierać poczwarki o średnicy od 1,65 do 2,26 mm, ponieważ w tej grupie będzie najwięcej zapasytuowanych much12. Puparia mniejsze zawierają głównie niedorozwinięte parasytoidy, natomiast większe poczwarki zawierają głównie muchy. Należy również zauważyć, że w przypadku zapasytuowanych poczwarek odsetek samic koreluje dodatnio z ich wielkością12.</li>
	<li>Do sortowania poczwarek według wielkości można zastosować różne metody. Opiszemy metodę mechaniczną z wykorzystaniem specjalnie skonstruowanego sortera wielkościowego21.</li>
	<li>Umieść poczwarki w lejku u góry podajnika wibracyjnego, który powoli zasila sorter wielkościowy.</li>
	<li>Podawaj poczwarki do sortera, który składa się z pary lekko rozbieżnych wałków ustawionych pod kątem 30°. Poczwarki wpadają pojedynczo, zależnie od rozmiaru, do szeregu szczelin, które poprzez lejek prowadzą do dziesięciu oddzielnych pojemników.</li>
	<li>Zbierz poczwarki z kubków w zakresie wielkości od 1,65 do 2,26 mm i umieść je w klatce wylęgowej na kolejne 7 dni, aż większość much wykluje się z niezapasytuowanych poczwarek.</li>
	<li>Następnie użyj wentylatora, aby oddzielić puste puparia od tych, które wciąż zawierają owady.</li>
</ol>
4. Wykluwanie i utrzymanie F. arisanus
<ol>
	<li>Do utrzymania kolonii F. arisanus należy użyć klatki do hodowli parazytoidów z wyjmowanym szklanym frontem, o długości boku około 25 cm. Klatka posiada siatkę o oczkach 1 mm2 na górze oraz na dwóch bokach. Tył klatki jest pokryty gumową płachtą z otworem o średnicy 9 cm służącym do dostępu. Dno klatki posiada wycięcie pokryte od wewnątrz siatką 1-2 mm2, wystarczająco duże, aby umożliwić umieszczenie dwóch bloków agaru z jajami muszki owocówki w celu zniesienia jaj przez parazytoida.</li>
	<li>Klatki powinny również posiadać przyciemnioną część wzdłuż dolnej ćwiartki szklanego frontu, aby zminimalizować dostęp światła, co może powodować gromadzenie się parazytoidów przy przedniej ścianie klatki, prowadząc do zwiększonej śmiertelności.</li>
	<li>Należy umieścić około 11 g wybranych poczwarek w plastikowych pojemnikach o średnicy około 9 cm. Powinno to dać około 600-700 parazytoidów na klatkę. Dobór rozmiaru powinien skutkować zawartością około 60% samic.</li>
	<li>Do pojemników należy przymocować siatkowe pokrywki. Pokrywki powinny być pokryte siatką 2 mm2, co pozwoli dorosłym osobnikom F. arsianus na opuszczenie pojemników po wyjściu z poczwarki, ale zatrzyma pozostałe muszki owocówki.</li>
	<li>Parazytoidy należy utrzymywać w temperaturze 24°C i wilgotności względnej RH około 45% przy fotoperiodzie 12:12 i dobrej wentylacji. W przypadku zaobserwowania wysokiej śmiertelności, można ją zmniejszyć, wynosząc klatki na zewnątrz na kilka godzin dziennie lub zwiększając wentylację. Parazytoidy powinny być gotowe do zniesienia jaj w ciągu kolejnego tygodnia i pozostawać produktywne przez dwa następne tygodnie.</li>
	<li>Należy nakładać nierozcieńczony miód wirowany wzdłuż górnej krawędzi klatek co najmniej trzy razy w tygodniu lub za każdym razem, gdy dostępny miód wyschnie. Miód wirowany należy nanosić w wąskich smugach za pomocą opuszka palca. Należy pamiętać, że jeśli smugi będą zbyt grube, miód będzie ściekać do wnętrza klatki; jeśli będą zbyt cienkie, miód szybko wyschnie i będzie wymagał częstego ponownego nakładania.</li>
	<li>Na górnych ściankach klatek należy umieścić bloki agaru (10 cm x 10 cm x 4 cm), aby zapewnić parazytoidom wilgoć. Powinny być one wymieniane dwa razy w tygodniu.</li>
</ol>
5. Reprezentatywne wyniki:
W niniejszym raporcie przedstawiamy wyniki procedur kontroli jakości przeprowadzonych w hodowli F. arisanus USDA-ARS w Hilo na Hawajach w okresie od 5 stycznia do 22 czerwca 2010 roku. Hodowla w lokalizacji w Hilo w skali opisanej w tym artykule wideo i protokole została rozpoczęta w sierpniu 2009 roku, a początkowe problemy i korekty związane z nowym miejscem zostały w większości rozwiązane do stycznia. Zatem dane te są reprezentatywne dla wyników, jakie inni badacze mogliby uzyskać przy zakładaniu własnej kolonii, pod warunkiem przestrzegania opisanego protokołu oraz posiadania ogólnego doświadczenia w hodowli owadów. W tym okresie utrzymywaliśmy niewielką kolonię F. arisanus: w każdym tygodniu przygotowywano 4 klatki z pasożytami, co odpowiadało około 3600 osobników F. arisanus.
Wstępną kontrolę zwiększonych wskaźników parasitacji przeprowadzono, pobierając próbkę 2 g poczwarek o rozmiarach w zakresie 1,65 – 2,26 mm (wzbogacone) przed dodatkowym tygodniem rozwoju w klatce hodowlanej (tzn. bezpośrednio po usunięciu diety larwalnej oraz przesianiu i posegregowaniu poczwarek według rozmiaru. Określamy je mianem „wczesnych poczwerek”). W ciągu pierwszych trzech miesięcy 2010 roku średni udział pasożytów w próbce wzbogaconej wynosił 0,46 (SD=0,18). W kolejnym kwartale średnia ta wyniosła 0,58 (SD=0,08), co odzwierciedlało stabilizację kolonii i procedur hodowlanych w nowej lokalizacji. Należy zauważyć, że wzbogacone poczwarki, które nie zostały skutecznie sparazytowane, obejmują zarówno te, z których nie wykluły się osobniki, jak i te, z których wykluły się muchy.
Po dodatkowym tygodniu w klatce przechowawczej i usunięciu pustych pupariów pobrano kolejną próbkę o masie dwóch gramów („późne poczwarki”). Muszki owocówki stanowiły mniej niż 1% tej drugiej próbki. Niski odsetek muszek owocówek wynika częściowo z wcześniejszego wylotu much w porównaniu z pasożytami, w związku z czym większość much pozostała w pojemniku przechowawczym.
Na koniec, Rysunek 1 przedstawia wydajność w masie poczwerek od stycznia do czerwca 2010 roku. Wydajność mierzono dla poczwerek o rozmiarach w interesującym nas zakresie 1,65-2,26 mm. Duża masa „wczesnych poczwerek” na początku roku wskazuje na wysoki udział muszek owocówek i niewyklutych poczwerek w tym czasie, kiedy wprowadzano korekty w nowym obiekcie.
<img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Wykres porównawczy wydajności poczek, wczesne vs późne poczek, wydajność w gramach w ciągu miesięcy w 2010 roku." data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Wydajność wzbogaconych (średnica poczek 1,65-2,26 mm) wczesnych (bezpośrednio po selekcji rozmiarów) i „późnych” (po tygodniowym przechowywaniu i usunięciu pustych pochewek) poczek w kolonii F. ariasnus ARS-USDA w Hilo na Hawajach, styczeń – czerwiec 2010

<ol><li>Wang, X. G., Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Egg-larval+opiine+parasitoids+%28Hym.%2C+Braconidae%29+of+tephritid+fruit+fly+pests+do+not+attack+the+flowerhead-feeder+Trupanea+dubautiae+%28Dipt.%2C+Tephritidae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Egg-larval opiine parasitoids (Hym., Braconidae) of tephritid fruit fly pests do not attack the flowerhead-feeder Trupanea dubautiae (Dipt., Tephritidae.</a> Journal of Applied Entomology. 128, 716-722 (2004).</li>
<li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+for+areawide+integrated+management+of+Mediterranean+fruit+fly+%28Diptera+%3A+Tephritidae%29+with+a+braconid+parasitoid+and+a+novel+bait+spray%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Potential for areawide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera : Tephritidae) with a braconid parasitoid and a novel bait spray.</a> Journal of Economic Entomology. 94, 817-825 (2001).</li>
<li>Vargas, R. I., Leblanc, L., Putoa, R., Eitam, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+introduction+of+Bactrocera+dorsalis+%28Diptera+%3A+Tephritidae%29+and+classical+biological+control+releases+of+Fopius+arisanus+%28Hymenoptera+%3A+Braconidae%29+on+economically+important+fruit+flies+in+French+Polynesia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera : Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia.</a> Journal of Economic Entomology. 100, 670-679 (2007).</li>
<li>Harris, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+melon+fly+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+populations+with+releases+of+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+%28Hymenoptera+Braconidae%29+in+North+Shore+Oahu%2C+HI%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol%22%5BJournal%5D)">Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA.</a> Biocontrol. 55, 593-599 (2010).</li>
<li>Haramoto, F. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22The+Biology+of+Opius+oophilus+Fullaway+%28Hymenoptera%3A+Braconidae%29+%5B%5D%22">The Biology of Opius oophilus Fullaway (Hymenoptera: Braconidae) [dissertation]</a>. , University of Hawaii. Honolulu, HI. (1988).</li>
<li>Chong, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+methods+for+fruit+fly+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Hawaiian+Entomological+Society%22%5BJournal%5D)">Production methods for fruit fly parasites.</a> Proceedings of the Hawaiian Entomological Society. 18, 61-63 (1962).</li>
<li>Snowball, G. J., Wilson, F., Lukins, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+and+consignment+techiques+used+for+parasites+introduced+against+Queensland+fruit+fly+%28Strumeta+tryoni+%28Frogg%29.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Australian+Journal+of+Agricultural+Research%22%5BJournal%5D)">Culture and consignment techiques used for parasites introduced against Queensland fruit fly (Strumeta tryoni (Frogg).).</a> Australian Journal of Agricultural Research. 13, 233-248 (1962).</li>
<li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., Beardsley, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproductive+Behavior+of+Biosteres+arisanus+%28Sonan%29+%28Hymenoptera%3ABraconidae%29%2C+an+Egg-Larval+Parasitoid+of+the+Oriental+Fruit+Fly%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Reproductive Behavior of Biosteres arisanus (Sonan) (Hymenoptera:Braconidae), an Egg-Larval Parasitoid of the Oriental Fruit Fly.</a> Biological Control. 2, 28-34 (1992).</li>
<li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., McInnis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproductive+biology+of+Biosteres+arisanus+%28Sonan%29%2C+an+egg-larval+parasitoid+of+the+oriental+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Reproductive biology of Biosteres arisanus (Sonan), an egg-larval parasitoid of the oriental fruit fly.</a> Biological Control. 4, 93-100 (1994).</li>
<li>Harris, E. J., Okamoto, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+for+rearing+Biosteres+arisanus+%28Hymenoptera%2C+Braconidae%29+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">A Method for rearing Biosteres arisanus (Hymenoptera, Braconidae) in the laboratory.</a> Journal of Economic Entomology. 84, 417-422 (1991).</li>
<li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Lawrence, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+and+rearing+of+the+fruit+fly+parasitoid+Biosteres+arisanus%3A+clues+to+insectary+propagation%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologia+Experimentalis+Et+Applicata%22%5BJournal%5D)">Biology and rearing of the fruit fly parasitoid Biosteres arisanus: clues to insectary propagation.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 89, 79-85 (1998).</li>
<li>Bautista, R. C., Mochizuki, N., Spencer, J. P., Harris, E. J., Ichimura, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass-rearing+of+the+tephritid+fruit+fly+parasitoid+Fopius+arisanus+%28Hymenoptera+%3A+Braconidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Mass-rearing of the tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae).</a> Biological Control. 15, 137-144 (1999).</li>
<li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Vargas, R. I., Jang, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasitization+of+melon+fly+%28Diptera+%3A+Tephritidae%29+by+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+%28Hymenoptera+%3A+Braconidae%29+and+the+effect+of+fruit+substrates+on+host+preference+by+parasitoids%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Parasitization of melon fly (Diptera : Tephritidae) by Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera : Braconidae) and the effect of fruit substrates on host preference by parasitoids.</a> Biological Control. 30, 156-164 (2004).</li>
<li>Rousse, P., Gourdon, F., Quilici, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+specificity+of+the+egg+pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+%28Hymenoptera+%3A+Braconidae%29+in+La+Reunion%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) in La Reunion.</a> Biological Control. 37, 284-290 (2006).</li>
<li>Quimio, G. M., Walter, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+preference+and+host+suitability+in+an+egg-pupal+fruit+fly+parasitoid%2C+Fopius+arisanus+%28Sonan%29+%28Hym.%2C+Braconidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Zeitschrift+fur+Angewandtes+Entomologie%22%5BJournal%5D)">Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit fly parasitoid, Fopius arisanus (Sonan) (Hym., Braconidae).</a> Zeitschrift fur Angewandtes Entomologie. 125, 135-140 (2001).</li>
<li>Calvitti, M., Antonelli, M., Moretti, R., Bautista, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oviposition+response+and+development+of+the+egg-pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+on+Bactrocera+oleae%2C+a+tephritid+fruit+fly+pest+of+olive+in+the+Mediterranean+basin%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologia+Experimentalis+Et+Applicata%22%5BJournal%5D)">Oviposition response and development of the egg-pupal parasitoid Fopius arisanus on Bactrocera oleae, a tephritid fruit fly pest of olive in the Mediterranean basin.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 102, 65-73 (2002).</li>
<li>Montoya, P., Suarez, A., Lopez, F., Cancino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fopius+arisanus+oviposition+in+four+Anastrepha+fruit+fly+species+of+economic+importance+in+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol%22%5BJournal%5D)">Fopius arisanus oviposition in four Anastrepha fruit fly species of economic importance in Mexico.</a> Biocontrol. 54, 437-444 (2009).</li>
<li>Vargas, R. I., Shelly, T. E., Leblanc, L., Piñero, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+Advances+in+Methyl+Eugenol+and+Cue-Lure+Technologies+for+Fruit+Fly+Detection%2C+Monitoring%2C+and+Control+in+Hawaii%5BTitle%5D)+AND+%22Pheromones%22%5BJournal%5D)">Recent Advances in Methyl Eugenol and Cue-Lure Technologies for Fruit Fly Detection, Monitoring, and Control in Hawaii.</a> Pheromones. 83, 575-595 (2010).</li>
<li>Tanaka, N., Steiner, L. F., Ohinata, K., Okamoto, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-cost+larval+rearing+medium+for+mass+production+of+oriental+and+Mediterranean+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Low-cost larval rearing medium for mass production of oriental and Mediterranean fruit flies.</a> Journal of Economic Entomology. 62, 967-968 (1969).</li>
<li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+tephritid+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22World+crop+pests.+Fruit+flies%3A+Their+biology%2C+natural+enemies+and+control%22%5BJournal%5D)">Mass production of tephritid fruit flies.</a> World crop pests. Fruit flies: Their biology, natural enemies and control. 3, 141-151 (1989).</li>
<li>Spencer, J. P., Mochizuki, N., McInnis, D. O., Liquido, N. J. Mechanical separation of parasitoid sexes based upon size of fruit fly host pupae. Abstracts of the 2nd meeting of the Working Group on Fruit Flies of the Western Hemisphere Vina Del Mar, Chile, , (1996).</li>
<li>Dukas, R., Duan, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+fitness+consequences+of+associative+learning+in+a+parasitoid+wasp%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+Ecology%22%5BJournal%5D)">Potential fitness consequences of associative learning in a parasitoid wasp.</a> Behavioral Ecology. 11, 536-543 (2000).</li>
<li>Drew, R., Tsuruta, K., White, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+species+of+pest+fruit+fly+%28Diptera%3A+Tephritidae%3A+Dacinae%29+from+Sri+Lanka+and+Africa%5BTitle%5D)+AND+%22African+Entomology%22%5BJournal%5D)">A new species of pest fruit fly (Diptera: Tephritidae: Dacinae) from Sri Lanka and Africa.</a> African Entomology. 13, 149-154 (2005).</li>
<li>Argov, Y., Gazit, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+control+of+the+Mediterranean+fruit+fly+in+Israel%3A+Introduction+and+establishment+of+natural+enemies%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Biological control of the Mediterranean fruit fly in Israel: Introduction and establishment of natural enemies.</a> Biological Control. 46, 502-507 (2008).</li>
<li>Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproductive+biology+of+Fopius+ceratitivorus+%28Hymenoptera+%3A+Braconidae%29%2C+an+egg-larval+parasitold+of+the+Mediterranean+fruit+fly%2C+Ceratitis+capitata+%28Diptera+%3A+Tephritidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Reproductive biology of Fopius ceratitivorus (Hymenoptera : Braconidae), an egg-larval parasitold of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Diptera : Tephritidae).</a> Biological Control. 41, 361-367 (2007).</li>
</ol>

Nie mamy do zgłoszenia żadnych konfliktów interesów.

W niniejszym protokole oraz towarzyszącym mu artykule wideo opisaliśmy i zaprezentowaliśmy zoptymalizowany protokół hodowli F. ariasnus, pasożyta muszek owocówek z rodziny Tephritidae, w warunkach laboratoryjnych. Protokół ten był udoskonalany przez lata w celu zminimalizowania nakładu pracy oraz amount specjalistycznego sprzętu niezbędnego do utrzymania kolonii. Zaznaczamy, że każda próba hodowli pasożytów wymaga dobrze ugruntowanej, produktywnej i stabilnej kolonii muszek owocówek pełniących rolę żywiciela. W naszym insektarium jako muszkę owocówkę-żywiciela wykorzystujemy Bactrocera dorsalis, choć wykazano, że inne gatunki również mogą być kompetentnymi żywicielami14-17.
Kilka aspektów utrzymania kolonii F. arisanus wciąż wymaga zbadania. Należą do nich tempo adaptacji laboratoryjnej tego gatunku10, mechanizmy uczenia się22 oraz zmiany genetyczne, które mogą wystąpić podczas adaptacji, a także mechanizmy mogące wpływać na plastyczność muchowca w zależności od gospodarza.
W ciągu ostatnich dziesięciu lat odnotowano wiele przykładów rozprzestrzeniania się muszek z podrodziny Dacinae na całym świecie, w szczególności gatunków z rodzaju Bactrocera: B. dorsalis w Polinezji Francuskiej, B. carambolae w częściach Ameryki Południowej, B. invadens w Afryce oraz B. zonata w Afryce i północnym basenie Morza Śródziemnego3,23,18. Badanie skuteczności biologicznych czynników kontrolnych, takich jak F. arisanus, przeciwko innym gatunkom Bactrocera powinno być priorytetem. Mamy nadzieję, że zastosowanie metod opisanych w niniejszym protokole i towarzyszącym artykule wideo przyspieszy badania nad F. arisanus w szerszym zakresie lokalizacji24. Wreszcie, dalsze badania z wykorzystaniem tej metody jako punktu wyjścia mogą dostarczyć istotnych informacji na temat kolonizacji nowych parazytoidów jaj25,1

zoptymalizowany protokół hodowli fopius arisanus, parasytoida much owocówek z rodziny tephritidae

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) jest istotnym parazytoidem muszek owocówek z rodziny Tephritidae z co najmniej dwóch powodów. Po pierwsze, jest jednym z zaledwie trzech znanych parazytoidów z podrodziny Opiinae, które infekują gospodarza na etapie jaja1. Po drugie, posiada on szeroki zakres potencjalnych gospodarzy wśród muszek owocówek. Prawdopodobnie ze względu na cykl życiowy, F. arisanus był z powodzeniem stosowany w biologicznej walce z muszkami owocówkami w wielu regionach tropikalnych2-4. Jedną z przeszkód w szerokim zastosowaniu F. arisanus do zwalczania muszek owocówek jest trudność w stworzeniu stabilnej kolonii laboratoryjnej5-9. Mimo tych trudności, w latach 90. badacze z USDA opracowali niezawodną metodę utrzymywania populacji laboratoryjnych F. arisanus10-12. Istnieje znaczne zainteresowanie biologią F. arisanus13,14, szczególnie w odniesieniu do jego zdolności do kolonizacji szerokiej gamy gospodarzy z rodziny Tephritidae14-17; zainteresowanie to jest potęgowane przez niepokojące rozprzestrzenianie się szkodników z rodzaju Bactrocera na nowe kontynenty w ostatniej dekadzie18. Dalsze badania nad F. arisanus oraz dodatkowe wdrożenia tego gatunku jako czynnika biologicznej kontroli zyskają dzięki optymalizacji i ulepszeniu metod hodowli. W niniejszym protokole i powiązanym artykule wideo opisujemy zoptymalizowaną metodę hodowli F. arisanus opartą na wcześniej opisanym podejściu12. Opisana tutaj metoda pozwala na hodowlę F. arisanus na niewielką skalę bez użycia owoców, przy wykorzystaniu materiałów dostępnych w regionach tropikalnych na całym świecie i przy stosunkowo niskim nakładzie pracy ręcznej.

Fopius arisanus jest parasitoidem jaj i larw muszek owocówek z rodziny Tephritidae, który jest z sukcesem wykorzystywany w biologicznej kontroli tych istotnych tropikalnych szkodników. Opisujemy tutaj zoptymalizowany protokół hodowli F. arisanus na małą skalę z wykorzystaniem łatwo dostępnych materiałów.

Zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parasytoida much owocówek z rodziny Tephritidae

*Fopius arisanus* (Sonan) jest ważnym parasytoidem muszek owocówek z rodziny Tephritidae z co najmniej dwóch powodów. Po pierwsze, jest jednym z zaledwie trzech opiinych...

FOIA Aus jest ważnym biologicznym środkiem kontroli na Hawajach, ponieważ atakuje owocówki, które są poważnymi szkodnikami ekonomicznymi w całych tropikach, a w szczególności tutaj, na Hawajach. Zaletą FOIA Aus jest to, że atakuje on stadium jaj szkodnika, kontrolując tym samym owada na wczesnym etapie rozwoju. W następujących klipach zobaczą Państwo zbliżenia pokazujące, jak hodujemy FOIA Aus w warunkach laboratoryjnych.Na koniec programu zaprezentujemy dyskusje na temat tego, jak ten konkretny parasitoid został wykorzystany w udanym programie uwalniania w Polinezji Francuskiej. Protokół rozpoczniemy od dorosłych pasożytów, które są gotowe do osowania w jajach owocówki będącej gospodarzem. Pierwszym krokiem jest przygotowanie jaj owocówki do prezentacji pasożytowi.Następnie pozwala się larwom muszki owocówki na wyklucie, rozwój i przepoczwarzenie. Gdy muszki owocówki osiągną stadium poczwarki, są one sortowane pod względem wielkości w celu wzbogacenia populacji pasożytów. Na koniec pasożyty wykluwają się i są utrzymywane aż do osiągnięcia dojrzałości.Następnie się spotykają i ponownie są gotowe do złożenia jaj w nowej partii owoców. Jaja muchy. To kończy cykl.Przygotuj podłoże dla jaj muszek owocówek, tworząc bloki z agaru o boku około 10 centymetrów. Agar przygotowuje się w stężeniu 9 g proszku agarowego na litr wody.Kładąc naczynia na płaskiej powierzchni, należy wypełnić je po brzegi ciekłym agarem, pozostawiając go do zastygnięcia przez co najmniej 45 minut. Gdy bloki agaru stwardnieją, na górną powierzchnię każdego z nich należy nałożyć pojedynczą warstwę papieru chłonnego. Dzięki wilgoci powierzchniowej papier powinien łatwo przylgnąć do agaru.Drugie toczenie. Nanieś jaja muszki owocowej na powierzchnię bloków świdra pokrytą tkanką. Objętość 0,5 mililitra zawiesiny jaj muszki owocowej dostarcza około 6 000 jaj na blok.Do równomiernego rozprowadzenia jaj muszek owocówek na powierzchni tkanki używa się pędzla o szerokości 2,5 centymetra namoczonego w wodzie. Jaja muszki owocówki są następnie umieszczane pod dolnym sitiem klatek z pasożytami, aby umożliwić pasożytom złożenie jaj. Opukanie dolnej strony sita pozwala usunąć martwe pasożyty, które mogłyby przeszkodzić w dostępie do jaj. Jaja much pozwalają pasożytom na złożenie jaj w ciągu nocy.Około 21 godzin jest wystarczającym czasem, aby wysoki odsetek jaj muszek owocówek został sparazytowany. Dłuższa ekspozycja wiąże się z ryzykiem superparazytozy. Głównymi komponentami potrzebnymi do hodowli jaj po ekspozycji na pasożyty są pożywka dla larw muszki owocówki, pojemniki na pożywkę dla larw oraz pojemniki do przepoczwarczania.Umieść od trzech do trzech i pół przygotowanych bloków świdrowych z zaparasytowanymi jajami na jednym i ćwierć litra pożywki dla larw muchy owocówki. Postaw pojemnik z pożywką i jajami na podwyższeniu, a pojemnik do przepocz워kowania na warstwie drobnoziarnistego wermikulitu lub płukanego piasku o grubości półtora centymetra.Krawędzie pojemnika do przepocznienia zaklej taśmą maskującą. Upewnij się, że między górną częścią pojemnika z pożywką a pokrywą pojemnika do przepocznienia znajduje się wystarczająca przestrzeń, aby larwy mogły wypełznąć i wpaść do znajdującego się poniżej wermikulitu. Przenieś pojemniki do przepocznienia do pomieszczenia o temperaturze 27 °C i wilgotności względnej 80% na jeden tydzień.Przykryj pojemniki grubą tkaniną przez pierwsze cztery dni po upływie jednego tygodnia. Otwórz pojemniki do przepocwierania i usuń pożywkę dla larw. Jako muchówki gospodarza do hodowli foia Airis wykorzystujemy Bre Dorsals.Potencjalnymi gospodarzami są również inne gatunki z rodzajów Asfa i sitis. Jeśli w wermikulicie znajdują się nieprzypompowane larwy, należy pozostawić je na noc do przepoczwarczenia przed przesianiem. Przesiewanie poczwerek z wermikulitu należy rozpocząć od zastosowania grubego sita i dużego pojemnika.Następnie należy użyć sita ręcznego, aby usunąć wszelkie pozostałe grudki wermikulitu zawierające opia. Można je częściowo oddzielić od niezaparasytowanych muszek owocówek. W oparciu o poprzednie badania zbieramy tylko te, których średnica wynosi od 1,65 do 2,26 mm; mniejsze zawierają głównie niedorosłe parasitoidy.W większych obszarach znajdują się głównie muchy. Do sortowania poczwerek według rozmiaru można zastosować różne metody. Opiszemy metodę mechaniczną z wykorzystaniem sortera o niestandardowym rozmiarze dla zebranych obszarów zaparasytowanych.Procent kobiet zwiększa się wraz z rozmiarem. Umieść osobniki w lejku na górze mechanicznego sortera rozmiarów. Podajnik wibracyjny przesuwa je na górę pary lekko rozbieżnych wałków toczących ustawionych pod kątem 30 stopni. Osobniki wpadają pojedynczo do szeregu szczelin, które odprowadzają je przez lejki do 10 oddzielnych pojemników.Umieść poczwarki o rozmiarach od 1,65 millimeters do 2,26 millimeters w klatce do wyklucia na kolejne siedem dni, aż większość much wykluje się z zapasożyczonych poczwarek. Następnie użyj wentylatora, aby oddzielić puste poczwarki od tych, w których wciąż znajdują się żywe parasytoidy. W celu utrzymania kolonii Opia Aus należy używać klatki dla pasożytów z odsuwanym szklanym frontem, o długości boku około 25 centimeters.Klatka posiada siatkę o oczkach o wymiarach jednego milimetra kwadratowego na górze oraz na dwóch bokach. Tył klatki jest pokryty gumową płachtą z otworem o średnicy dziewięciu centymetrów, służącym do dostępu. Dno klatki posiada wycięcie, które od wewnątrz jest osłonięte siatką o oczkach od jednego do dwóch milimetrów kwadratowych.Wystarczająco duże, aby pomieścić dwa bloki z owocami oraz jaja much dla pasożytów w odpowiedniej pozycji. Klatki powinny posiadać również przyciemnioną część wzdłuż dolnej ćwiartki szklanego frontu, aby zminimalizować gromadzenie się pasożytów przy przedniej ścianie klatki. Umieść około 11 gramów wybranego podłoża w plastikowych pojemnikach o średnicy około dziewięciu centymetrów.Powinno to dać około 600 do 700 pasożytów na klatkę. Selekcja wielkości powinna skutkować uzyskaniem około 60% samic. Do pojemników należy przymocować pokrywki z siatką. Pokrywki powinny być przykryte siatką o oczkach o wymiarach dwóch milimetrów kwadratowych, co pozwoli owadom na opuszczenie pojemników po wykluciu, ale zatrzyma pozostałe muszki owocówki.Utrzymuj pasożyty w temperaturze 24°C i przy wilgotności względnej około 45%, przy fotoperiodzie 12:12 i dobrej wentylacji. Nakładaj wirówki miodu w formie smug wzdłuż górnej części klatek co najmniej trzy razy w tygodniu. Jeśli dostępny miód wyschnie, nanieś miód wirowany w wąskich smugach za pomocą opuszka palca. Należy pamiętać, że jeśli smugi będą zbyt grube, miód będzie ściekać do klatki. Jeśli smugi będą zbyt cienkie, miód szybko wyschnie i będzie wymagał częstego nakładania. Na górze klatek umieść bloki agarowe o wymiarach 10 cm kwadratu i głębokości 4 cm, aby zapewnić pasożytom wilgoć.Bloki te należy wymieniać dwa razy w tygodniu. W 2001 roku otrzymaliśmy niewielki grant zalążkowy, aby sprawdzić, czy możemy wprowadzić metody biologicznej kontroli na Polinezji Francuskiej w celu złagodzenia sytuacji, ponieważ muszka owocówka orientalna powodowała wówczas niewyobrażalną infestację wszystkich owoców tropikalnych. Z laboratorium tutaj, na Hawajach, wysłaliśmy 10 przesyłek.Zatem każda z tych przesyłek obejmowała zazwyczaj około stu tysięcy osobników *Fop maximize*, choć w rzeczywistości było ich nieco więcej. Przesyłaliśmy poczwarki muszki owocówki orientalnej z zawartym wewnątrz parasitoidem, a następnie przeprowadzaliśmy ich wylęg. W związku z tym założyliśmy niewielkie laboratorium na Tahiti, gdzie otrzymywaliśmy przesyłki i przeprowadzaliśmy wylęg *Fop maximize*. W ten sposób w przeciągu około roku wypuściliśmy blisko milion osobników *Fop maximize*.Ogólnie rzecz biorąc, jest to najskuteczniejsze rozwiązanie poza Hawajami. Kiedy FOIA Aus zostało po raz pierwszy wprowadzone na Hawajach, stało się najlepszym przykładem biologicznej kontroli muszek owocówek na obszarze Pacyfiku. W ciągu ostatnich 10 lat odnotowano ogromne rozprzestrzenienie kompleksu Bactrocera Dorsals na całym świecie.Gatunek Bactrocera carambola rozprzestrzenił się do Ameryki Południowej, do Surinamu, i obecnie występuje w północnej części Brazylii. Ponadto pojawił się inny gatunek, Bactrocera dorsalis, który rozprzestrzenił się w całej Afryce i wyrządza ogromne szkody. Odnotowano również rozprzestrzenianie się gatunku Bactrocera papayae.Ten sukces otwiera teraz możliwości wdrożenia tych FOIA Aus w Ameryce Południowej, Afryce oraz w innych częściach Azji.

an-optimized-protocol-for-rearing-fopius-arisanus-parasitoid

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zoptymalizowany protokół wychowu Fopius arisanus, pasożytoida muchówek z rodziny Tephritidae

Przedstawiono metodę hodowli Drosophila melanogaster w warunkach aksonicznych i gnotobiotycznych. Zarodki much są dechorionowane w podchlorynie sodu, przenoszone aseptycznie do jałowej diety i hodowane w zamkniętych pojemnikach. Zaszczepianie diety i zarodków bakteriami prowadzi do asocjacji gnotobiotycznych, a obecność bakterii potwierdza się poprzez posiew homogenatów Drosophila na całe ciało.

Hodowla muszki owocowej Drosophila melanogaster w warunkach aksenicznych i gnotobiotycznych

Tutaj prezentujemy protokół oparty na systemie przynęty na mącznika mącznika (Tenebrio molitor), który był używany do izolowania i selekcji grzybów entomopatogenicznych (EPF) z próbek gleby. Skuteczna formuła liczby konidiów (ECN) jest stosowana do wyboru EPF o wysokiej tolerancji na stres w oparciu o cechy fizjologiczne do zwalczania mikrobiologicznego szkodników na polu.

Izolacja i selekcja grzybów entomopatogenicznych z próbek glebowych oraz ocena zjadliwości grzybów wobec szkodników owadzich

Ganaspis brasiliensis - larwalny parazytoid Drosophila suzukii (globalny inwazyjny szkodnik upraw owocowych) - został zatwierdzony lub jest rozważany do wprowadzenia do Europy i Stanów Zjednoczonych w celu biologicznego zwalczania tego szkodnika. W tym artykule przedstawiono protokoły hodowli tego parazytoida zarówno na małą, jak i dużą skalę.

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

Zwiększenie wykrywalności niedojrzałych muszek owocowych tefrytów na polu może w porę uruchomić działania mające na celu wyeliminowanie populacji tych niszczycielskich szkodników. Wykrywanie larw w późnym stadium rozwoju jest szybsze i dokładniejsze w przypadku rozdrabniania owoców żywiciela w torbie i przepuszczania miąższu przez szereg sit, niż podczas ręcznego cięcia i kontroli wzrokowej.

Przesiewanie miazgi owocowej w celu wykrycia niedojrzałych muszek owocowych Tephritid na polu

Tutaj prezentujemy protokół pozyskiwania entomopatogenicznych grzybów z omacnicy leśnej oraz zastępczy sposób oceny ich entomopatogenicznej aktywności za pomocą modelowego owada Coleoptera. Ta metoda jest skuteczna i wygodna w badaniu entomopatogenicznych zasobów grzybów ze szkodników owadzich drążących drewno w lasach naturalnych.

Izolacja, identyfikacja behawioralna i ocena chorobotwórczości grzybów entomopatogenicznych z omacnicy leśnej

Ten artykuł przedstawia laboratoryjne utrzymanie (w tym krycie i karmienie) muchówki niższej Bradysia (Sciara) coprophila.

Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

Celem tego protokołu jest ułatwienie analizy funkcjonalnej interakcji parazytoid-gospodarz w Asobara japonica i Drosophila melanogaster poprzez zoptymalizowane metody chowu, pojedynczy test infekcji jajorodności i wyciszenia genu z wykorzystaniem RNAi.

Protokoły efektywnego hodowania i analizy funkcjonalnej endoparazitoida Asobara japonica oraz jego żywiciela Drosophila melanogaster

Agresja jest wrodzonym zachowaniem, które wyewoluowało w ramach obrony lub zdobywania zasobów. To złożone zachowanie społeczne jest kształtowane przez...

Badanie agresji u Drosophila (muszek owocówek)

Niniejszy film przedstawia ogólne techniki stosowane w hodowli Anopheles gambiae w warunkach laboratoryjnych. Metody opieki nad komarami laboratoryjnymi są zaprezentowane na wszystkich etapach cyklu życiowego organizmu: od larw i poczwarek po dorosłe osobniki pobierające krew.

Protokół hodowli komarów (A. gambiae)

Nadziemne organy roślin są chronione przez kutykulę, która stanowi supramolekularny kompleks biopoliestru i wosków. Przedstawiamy protokoły monitorowania selektywnego usuwania wosków epikutykularnych i intrakutykularnych z kutykuli owoców pomidora w skalach molekularnej i mikro, odpowiednio za pomocą NMR w stanie stałym oraz mikroskopii sił atomowych, a także oceny zdolności do sieciowania zmodyfikowanych biopoliestrów kutykularnych.

Izolacja i badanie biofizyczne kutykuli owoców

Poznaj zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parazytoida muszki owocowej Tephritid, w celu biologicznej kontroli szkodników rolniczych w tropikach. Ta metoda umożliwia skuteczne zwalczanie muchówek.

Zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parasytoida much owocówek z rodziny Tephritidae

Przeglądaj więcej filmów