Normothermiczne zatrzymanie krążenia i resuscytacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego

Przedstawiono potężny model ostrego uszkodzenia nerek związanego z okołooperacyjnym i krytycznym opieką. Stosując hipoperfuzję całego ciała wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych klinicznego AKI.

Ogólnym celem tej procedury jest modelowanie globalnej reperfuzji niedokrwiennej Norm Themic w celu oceny wpływu interwencji na ten ważny i powszechny stan chorobowy. Po pierwsze, znieczulona mysz z instrumentami jest przygotowywana do zatrzymania krążenia i resuscytacji lub resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Następnie dochodzi do zatrzymania krążenia.

Następnie mysz jest reanimowana z zatrzymania akcji serca za pomocą uciśnięć klatki piersiowej i epinefryny. Ostatecznie można przeprowadzić testy czynnościowe, takie jak mocznik we krwi, azot, kreatynina w surowicy, transferazy Alana, asparaginian do mniejszych transferaz i histologia w celu oceny znacznego uszkodzenia narządu. Można również zmierzyć obecność wczesnych biomarkerów, takich jak lipo kalina związana z żelatyną neutrofilów.

Na koniec oceniany jest tutaj wynik resuscytacji, który jest prezentowany jako 24-godzinne trans cardio, perfuzja i pobranie nerek. Główną przewagą tego modelu nad innymi naszymi metodami, takimi jak większe modele zwierzęce zatrzymania krążenia i resuscytacji krążeniowo-oddechowej, jest to, że myszy laboratoryjne są tanie, wszechobecne i dostępne w wielu szczepach transgenicznych. Na początek nasmaruj oczy znieczulonej myszy i ułóż zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej.

Następnie unieruchamiaj kończyny zwierzęcia za pomocą taśmy, umieszczając tylne pory w neutralnej pozycji, ale zabezpieczając cztery pory jak najbliżej ściany klatki piersiowej, aby umożliwić pełne wychylenie ściany klatki piersiowej podczas uciskania klatki piersiowej. Następnie nasmaruj i umieść sondę temperatury w odbycie. Zaintubuj tchawicę za pomocą cewnika teflonowego o rozmiarze 22 i kątowego wprowadzacza.

Ułożenie rurki dotchawiczej można potwierdzić za pomocą nadciśnienia lub podciśnienia. Za pomocą nadciśnienia do rurki wtłaczana jest niewielka ilość powietrza. Jeśli rurka jest umieszczona w tchawicy, a nie w przełyku, klatka piersiowa unosi się symetrycznie pod wpływem podciśnienia.

Niewielką ilość płynu umieszcza się w przezroczystej rurce, która jest przymocowana do rurki dotchawiczej. Spontaniczny wysiłek oddechowy myszy porusza płyn w rurce. Przymocuj cewnik dotchawiczy za pomocą pętli z drutu do siekacza, utrzymując lekkie napięcie na siekaczu, aby utrzymać głowę unieruchomioną podczas uciskania klatki piersiowej.

Mechanicznie przewietrz mysz za pomocą wentylatora dla gryzoni ustawionego na 140 mikrolitrów 150 oddechów na minutę. Korzystając z sterylnej techniki i mikroskopu operacyjnego, umieść wstępnie przepłukany cewnik PE 10 w żyle szyjnej. Przymocuj cewnik PE 10 do zamknięcia skóry za pomocą cyjanoakrylowego kleju chirurgicznego

Umieść trzy podskórne elektrody EKG, po jednej w pobliżu każdego axi, a jedną w lewym dolnym kwadrancie brzucha. Upewnij się, że wszystkie przewody są przymocowane do powierzchni roboczej. Zminimalizuj przejścia sygnału i zminimalizuj izolatory w ścieżce sygnałowej.

Po podłączeniu zoptymalizuj sygnał EKG na monitorze. Upewnij się, że mysz jest normalna. Podaj dożylnie 40 mikrolitrów temperatury pokojowej, 0,5 molowego chlorku potasu i obserwuj zapis izoelektryczny na EKG.

Uruchom licznik czasu aresztowania. Następnie odłącz wentylator i odstaw parę znieczulającą. Wyłącz poduszkę grzewczą i wszelkie inne urządzenia, które wytwarzają szum elektroniczny i mogą zakłócać monitorowanie EKG.

Umieść koc izolacyjny na myszy. Rejestruj temperaturę co minutę podczas zatrzymania krążenia. W razie potrzeby użyj lampy grzewczej, aby podnieść temperaturę rdzenia do normalnego zakresu tematycznego.

Po siedmiu minutach i 30 sekundach od zatrzymania krążenia ponownie podłącz respirator i zwiększ częstość oddechów do 180 oddechów na minutę. Wykonywanie uciśnięć klatki piersiowej w celu przywrócenia spontanicznego krążenia jest najtrudniejszą częścią tego modelu. Mysz jest dość mała, więc pozycjonowanie i nacisk mają kluczowe znaczenie.

Zbyt duże ciśnienie spowoduje uszkodzenie płuc i wątroby oraz skróci przeżycie. Zbyt małe ciśnienie zmniejszy prawdopodobieństwo powrotu spontanicznego krążenia. Klatka piersiowa powinna być ściśnięta od jednej trzeciej do połowy rzędu ANA.

Odległość tylna i pełny odrzut powinny być dozwolone między uciśnięciami. Niepowodzenie w osiągnięciu przeżycia w tym modelu jest prawie zawsze spowodowane nieoptymalną resuscytacją krążeniowo-oddechową po ośmiu minutach. Zainicjuj uciskanie klatki piersiowej z prędkością 300 uderzeń na minutę.

Uciskanie klatki piersiowej powinno odbywać się palcem wskazującym. Pięć milimetrów powyżej wyrostka mieczykowatego i nieco na lewo od linii środkowej zaparzać. 0,5 mililitra epinefryny rozcieńczonej do 15 mikrogramów na mililitr.

W ciągu pierwszych 30 sekund RKO uważnie obserwuj EKG pod kątem powrotu spontanicznego krążenia lub ROSC, w ciągu pierwszych dwóch minut obserwuje się częste przedwczesne skurcze komorowe i zmiany osi EKG. ROSC i prawie zawsze ustępują stabilnemu częstoskurczowi zatokowemu. Po dwóch minutach zapisz całkowity czas resuscytacji i dawkę epinefryny.

Rejestruj temperaturę co minutę przez 10 minut. Po usunięciu przewodów R-O-S-C-E-K-G Gdy rozpocznie się spontaniczne oddychanie, zwykle w ciągu 12 do 50 minut po ROSC, usuń cewnik szyjny i użyj bezpośredniego nacisku, aby uzyskać hemostazę, ekstubuj tchawicę, gdy spontaniczna częstość oddechów jest większa niż 60 na minutę. Na koniec umieść mysz w klatce rekonwalescencji na powierzchni o kontrolowanej temperaturze ustawionej na 37 stopni Celsjusza przez pierwsze dwie godziny po zabiegu lub dłużej, jeśli jest to konieczne do całkowitego wyzdrowienia ze znieczulenia, klatka może zostać przeniesiona do standardowych warunków pooperacyjnych 24 godziny po znieczuleniu myszy C-A-C-P-R znieczulić mysz i wykonać perfuzję trans cardio najpierw solą fizjologiczną, a następnie formaliną Po utrwaleniu, Wykonuje się laparotomię w celu sprawdzenia adekwatności stabilizacji nerek.

Odpowiednio ukrwione i utrwalone nerki są dobrze zblanszowane. Zatrzymanie akcji serca powoduje natychmiastową utratę perfuzji. Ciśnienie jest tutaj reprezentowane jako średnie ciśnienie tętnicze lub mapa.

Ta utrata ciśnienia perfuzji powoduje prawie całkowite ustanie regionalnego przepływu krwi w korze nerkowej lub RR CBF przez cały okres zatrzymania krążenia w zacienionym obszarze. Jak widać tutaj, resuscytacja z uciskaniem klatki piersiowej i epinefryną wraca do normy, a RR CBF stale rośnie w okresie po resuscytacji. Na tym rysunku widać, jak 24 godziny po zabiegu kreatynina w surowicy krwi z mocznikiem lub kreatyniną w surowicy BUN oraz zakres śmierci komórek kanalików są znacznie podwyższone u zwierząt, które przeszły CA RKO w porównaniu ze zwierzętami leczonymi procedurą pozorowaną, ca RKO wywołuje tutaj niedokrwienie całego organizmu, co świadczy o masywnym podwyższeniu aktywności enzymów wątroby, Transferazy Alana lub LT i asparaginian do minoro transferazy lub ST u ca, myszy CPR w porównaniu ze zwierzętami pozorowanymi.

W tym przypadku western blot wykonywany przy użyciu przeciwciała poliklonalnego przeciwko galaretowatej neutrofilowej galaretowatości związanej z lipo calliną lub końcowym galem. Pokazany jest czuły wskaźnik uszkodzenia niedokrwiennego nerek. Próbki moczu uzyskano bezpośrednio przed i 24 godziny po C-A-C-P-R u czterech zwierząt reprezentowanych jako A, B, C i D. Ten rysunek pokazuje, że N gal jest znacznie zwiększony w moczu myszy po C-A-C-P-R.

Rysunek ten przedstawia plamę hematów, toiny i eoiny na krótkim odcinku wnęki tkanki nerkowej 24 godziny po ca, RKO niejednolita, ale wyraźne uszkodzenie kanalików rdzeniowych i korowych z zastawem rurkowym można zobaczyć plamę fluoro jadeitu B z tego samego regionu u tego samego zwierzęcia. 24 godziny po C-A-C-P-R można zobaczyć na tym rysunku, jadeit fluorowy B barwi komórki martwicze na jasnozielono, pokazując niejednolitą martwicę rdzenia tubuliny korowej. Wyniki te są zasadniczo podobne do wyników biopsji nerki u ludzi, u których rozwija się ostre uszkodzenie nerek lub KI, w przeciwieństwie do tych wytwarzanych przez inne zwierzęce modele KI, Podczas próby tej procedury ważne jest, aby pamiętać o ostrożnym ustawieniu myszy przed odpoczynkiem, aby zminimalizować szum sygnału EKG i wykonywać uciskanie klatki piersiowej z optymalnym naciskiem.