Name: Procedury dla szczurów in situ Właściwości kurczliwości mięśni szkieletowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 49 s
Description: Poznaj metodę in situ do badania właściwości kurczliwości mięśni szkieletowych szczura. Technika ta pozwala mierzyć siłę, prędkość i zmęczenie mięśnia w warunkach fizjologicznych z normalnym przepływem krwi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania wspierane przez Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada.

1. Wstęp
<ol>
	<li>Laboratorium MacIntosha od kilku lat wykorzystuje preparat przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki, a wcześniej, opracowany wspólnie z dr. Philem Gardinerem, preparat całego mięśnia brzuchatego łydki.1</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>W naszym laboratorium do badania właściwości kurczliwych in situ zazwyczaj wykorzystuje się dorosłe szczury linii Sprague-Dawley (200-300 g). Szczura można unieruchomić w dostępnym komercyjnie urządzeniu z pleksiglasu lub poprzez przykrycie ręcznikiem i przytrzymanie.</li>
	<li>Stosujemy ketaminę/ksylazynę (po 100 mg·ml-1) zmieszane w proporcji 85:15, podając domięśniowo 0,1 ml na 100 g masy ciała szczura 2,3. Można również stosować pentobarbital sodu (50-60 mg·kg-1, domięśniowo) lub izofluran (2-3,5%, wziewnie)4.</li>
	<li>Podczas gdy środek znieczulający zaczyna działać, można precyzyjnie zważyć zwierzę i ogolić lewą kończynę tylną. Jest to również odpowiedni moment na upewnienie się, że cała elektronika jest włączona i gotowa do pracy. Dotyczy to komputerów, wzmacniacza tensometrycznego, grzejnika olejowego i innych urządzeń.</li>
	<li>Należy okresowo sprawdzać powrót odruchów i w razie potrzeby uzupełniać znieczulenie (od 0,05 do 0,1 ml na 100 g).</li>
</ol>
3. Rozpoczęcie zabiegu chirurgicznego
<ol>
	<li>Używamy platformy z pleksiglasu, na której unieruchamiamy szczura do zabiegu chirurgicznego. Wystarczy zwykła taśma klejąca. Należy upewnić się, że zwierzę jest wyciągnięte od lewej kończyny tylnej do prawej kończyny przedniej. Do oczu należy dodać kroplę lubrykantu. Stosujemy olej parafinowy. W przeciwnym razie oczy wyschną podczas anestezji ketaminą.</li>
	<li>Przydatna jest mała lampa chirurgiczna. Ta emituje wystarczającą ilość ciepła, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia. Alternatywnie można zastosować podgrzewaną podkładkę wodną. Przed przystąpieniem do pracy należy sprawdzić, czy odruchy rogówkowe lub odruchy na uciśnięcie palców są nieobecne. Technika sterylna nie jest konieczna, ponieważ jest to procedura ostra. Zwierzę nie wybudzi się z anestezji. Po zakończeniu wszystkich procedur uśmiercamy szczura poprzez przedawkowanie środka anestetycznego (0,2 ml, wewnątrzsercowo).</li>
	<li>Pierwsze cięcie wykonuje się przez skórę od pięty do kolumny kręgosłupa. Używamy nożyczek, ponieważ pozwala to kontrolować głębokość cięcia, a nożyczki służą do oddzielenia skóry od tkanek pod nią. Szczury mają doskonałą hemostazę, więc o ile unika się dużych naczyń krwionośnych, krwawienie będzie ograniczone. W miarę możliwości należy utrzymywać odsłonięte powierzchnie przykryte gazą nasączoną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Po oddzieleniu skóry od podległej tkanki łącznej przecina się powierzchowną warstwę mięśniową. Należy uważać, aby nie przeciąć zbyt głęboko; nie można uszkodzić nerwu kulszowego, naczyń krwionośnych ani badanego mięśnia. Nacięcie rozpoczyna się nad mięśniem brzuchatym łydki i prowadzi proksymalnie, wzdłuż linii cięcia skóry. Należy zajrzeć pod spód, aby zlokalizować i ominąć nerw kulszowy. Po zlokalizowaniu nerwu można prowadzić cięcie wzdłuż jego przebiegu, zachowując jednak bezpieczny odstęp powyżej nerwu. Pomiędzy mięśniami znajduje się wyraźna szczelina. Należy ją zlokalizować i przecinać wzdłuż tej szczeliny w kierunku kolana. Należy monitorować i omijać naczynia krwionośne.</li>
</ol>
4. Przygotowanie otworu pilotażowego w kości udowej pod pin kostny
<ol>
	<li>Przetnij cienką warstwę mięśni nad tylną częścią kości udowej, odsłaniając kość. Używając ręcznego narzędzia rotacyjnego, wiertarki lub wkrętaka precyzyjnego (wiertło z węglika węgla 0,9 mm), wykonaj mały otwór prowadzący przez korę kostną, wchodząc lekko w szpik. Nie wierć zbyt głęboko, aby uniknąć nadmiernego krwawienia. Otwór ten zostanie wykorzystany później do umieszczenia pinu kostnego w celu unieruchomienia kości udowej na podstawie miografu.</li>
</ol>
5. Izolacja unerwienia przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki
<ol>
	<li>Kolejny krok wymaga użycia mikroskopu stereoskopowego. Zlokalizuj miejsce, w którym nerw podkolanowy znika za przyśrodkową brzuścem mięśnia brzuchatego łydki. Delikatnie rozsuń poszczególne odgałęzienia i przetnij wszystkie te, które nie unerwiają przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki. Unerwienie można określić za pomocą mikrostymulacji. Na tym etapie upewnij się również, że powierzchowne odgałęzienia nerwu kulszowego zostały przecięte.</li>
	<li>Teraz oczyść nerw kulszowy z tkanki łącznej, aby można było go później wsunąć do mankietu nerwowego. Należy obchodzić się z nerwem bardzo delikatnie. Jakiekolwiek rozciągnięcie nerwu może doprowadzić do utraty jego pobudliwości i przedwczesnego zakończenia eksperymentu.</li>
</ol>
6. Izolacja ścięgna Achillesa i mięśnia brzuchatego łydki
<ol>
	<li>Do oddzielenia mięśnia brzuchatego łydki od innych tkanek można zastosować tępe rozczepianie, sporadycznie wspomagając się nożyczkami. Ścięgno mięśnia płatastego można wyciągnąć spod ścięgna Achillesa, podwiązać i przeciąć. Podwiązanie służy jedynie do przytrzymania ścięgna i może zostać usunięte natychmiast po przecięciu ścięgna i oddzieleniu mięśnia płatastego od mięśnia brzuchatego łydki na znacznym odcinku. Wokół ścięgna Achillesa należy umieścić ligaturę jedwabną nr 1 i zawiązać węzeł kwadratowy. Nie należy go zbyt mocno zaciskać, aby nie uszkodzić ścięgna. Używamy kleszczykostronków do przecięcia kości piętowej, pozostawiając niewielki fragment kości przytwierdzony do ścięgna Achillesa. Płaszczyzny cięcia powinny pozostać poziomo, aby upewnić się, że przecięta została kość, a nie tylko ścięgno. Zapewnia to możliwość późniejszego przymocowania ścięgna Achillesa do miografu.</li>
	<li>Wzdłuż dolnej strony mięśnia brzuchatego łydki widoczny jest mięsień płatowy. Ponownie można zastosować tępe rozczepianie, aby oddzielić mięsień płatowy od mięśnia brzuchatego łydki. Celem jest izolacja przyśrodkowej głowy mięśnia brzuchatego łydki, tak aby był to jedyny mięsień pozostający przytwierdzeniem do ścięgna Achillesa. Przeciąć ścięgno mięśnia płatowego blisko jego końca dystalnego. Następnie można oddzielić przyśrodkową i boczną głowę mięśnia brzuchatego łydki i przeciąć ścięgno boczne, pozostawiając jedynie przyśrodkową głowę mięśnia brzuchatego łydki przytwierdzoną do ścięgna Achillesa. Odsunąć boczną głowę mięśnia brzuchatego od przyśrodkowej na odcinku około 50% jej długości. Po przekroczeniu tej długości włókna przecinają się, a dalsze odciąganie spowoduje uszkodzenia. Należy sprawdzić, czy mięsień jest wolny od tkanki łącznej.</li>
</ol>
7. Odcięcie kości piszczelowej
<ol>
	<li>Załóż ligaturę wokół trzonu, tuż nad jego połową. Powinna być zaciśnięta mocno, ale bez przecinania tkanki. Drugi obrót przed zawiązaniem zapobiega ześlizgnięciu się więzadła. Do zabezpieczenia ponownie użyj węzła płaskiego.</li>
	<li>Używając małej piły, odetnij dolną część nogi. Cięcie powinno przebiegać mniej więcej w połowie długości kości piszczelowej.</li>
	<li>Wprowadź ostrą sondę do szpiku kości piszczelowej. Sonda ta posłuży do unieruchomienia kości piszczelowej na podstawie miografu.</li>
	<li>Przymocuj 2 gumki do skóry, używając klamer Michela. One oraz dodatkowe gumki posłużą do podtrzymania skóry wokół mięśnia, tworząc zbiornik, który zostanie wypełniony ogrzanym olejem parafinowym.</li>
</ol>
[OPCJONALNIE]
8. Wstawienie kryształów sonometrycznych (krok opcjonalny)5
<ol>
	<li>Umieść zwierzę na podkładce grzewczej ustawionej na niską temperaturę. Jeśli sonda rektalna nie została jeszcze wprowadzona, można to zrobić w tym momencie. Użyj małej kropli oleju parafinowego do nawilżenia.</li>
	<li>Za pomocą mikrostymulacji zidentyfikuj końce pęczka w obrębie mięśnia. Wbij igłę o rozmiarze 21 G w miejsca przyczepu początkowego i końcowego mięśnia.</li>
	<li>Wsuń kryształ sonometryczny w otwór wykonany igłą i uszczelnij go chirurgicznym klejem Vet-Bond. Użyj bardzo małej kropli kleju, upewniając się, że znajduje się on bezpośrednio nad kryształem. Nałożenie kleju na kawałek papieru ściętego pod ostrym kątem ułatwia jego precyzyjną aplikację. Umieść jeden dodatkowy kryształ przy przyczepie końcowym pęczka zidentyfikowanego podczas mikrostymulacji.</li>
</ol>
[KONTYNUUJ]
9. Montaż w aparaturze (patrz Rysunek 1)
<ol>
	<li>Umieść szczura na podstawie miografu, tak aby sonda piszczelowa była skierowana w stronę dźwigni. Umieść sondę w uchwycie, aby unieruchomić nogę.</li>
	<li>Odciągnij skórę po bokach, tworząc zbiornik, i zabezpiecz ją gumkami.</li>
	<li>Wprowadź wiertło (1/16th cala) do kości udowej, korzystając z otworu prowadzącego wykonanego podczas przygotowania chirurgicznego. Podczas wprowadzania wiertła (zamocowanego w imadle precyzyjnym) należy podtrzymywać kość udową od strony przedniej, ponieważ może dojść do jej złamania, co spowoduje przedwczesne zakończenie eksperymentu. Przymocuj imadło precyzyjne do poprzeczki, aby unieruchomić kość udową.</li>
	<li>Przełóż dystalny koniec nerwu kulszowego przez mankiet stymulujący nerw (katoda skierowana w stronę mięśnia) i odsuń go z powrotem w pobliże miejsca przyczepu mięśnia. Podłącz stymulator do tych przewodów.</li>
	<li>Przymocuj ścięgno Achillesa do dźwigni wyposażonej w tensometry. Zawiąż ciasno, pozostawiając jednak niewielki luz na późniejszą regulację. Upewnij się, że oś mięśnia jest prostopadła do dźwigni.</li>
	<li>Wypełnij utworzony ze skóry zbiornik podgrzanym olejem parafinowym.</li>
	<li>Włącz lampę grzewczą i umieść osłony z folii aluminiowej nad głową zwierzęcia oraz nad przetwornikiem siły. Może być konieczne zastosowanie dodatkowych osłon z folii, aby temperatura głęboka zwierzęcia nie przekroczyła 38 °C. Długość mięśnia można regulować do momentu usunięcia luzu sznurka w połączeniu między m. gastrocnemius medialis a przetwornikiem siły.</li>
</ol>
10. Ustawienie maksymalnego napięcia i długości referencyjnej
<ol>
	<li>Podczas rozgrzewania mięśnia należy przygotować stymulator i przetestować napięcie stymulacji. Ważne jest, aby upewnić się, że stymulacja jest ustawiona na bardzo krótki czas trwania impulsu. Stosujemy 50 μs. Maksymalne napięcie powinno być mniejsze niż 1 V. Zaczynając od 0,5 V, zwiększaj napięcie do momentu, aż amplituda drgnięcia przestanie rosnąć. Maksymalne napięcie to najniższe napięcie, które aktywuje wszystkie jednostki motoryczne. Zazwyczaj stymulujemy napięciem dwukrotnie wyższym od maksymalnego lub 3 V, w zależności od tego, która z tych wartości jest wyższa.</li>
	<li>Zazwyczaj eksperymenty rozpoczyna się przy długości mięśnia, która daje największy skurcz drgnięciowy. Drgnięcie uzyskuje się za pomocą pojedynczego impulsu stymulującego. Długość mięśnia zwiększa się o około 1 mm dla kolejnego drgnięcia. Czynność tę powtarza się tak długo, jak amplituda drgnięcia rośnie. Gdy amplituda drgnięcia spadnie, długość przywraca się do tej, która dawała drgnięcie o największej amplitudzie.</li>
	<li>Po tym wstępnym ustawieniu długości testujemy układ za pomocą tzw. „warunkującego skurczu tężcowego”. Stymulator ustawia się tak, aby dostarczał impulsy z częstotliwością 200 Hz przez 500 ms. Podanie takiej stymulacji spowoduje całkowicie zlanetężenie skurczu. Siła generowana przez mięsień dociągnie wszystkie połączenia, w tym węzły na mięśniu. Po odpowiednim odpoczynku w celu rozproszenia potęgowania4, długość referencyjna mięśnia zostaje zresetowana (patrz część 9.2). Zazwyczaj warunkujący skurcz tężcowy spowoduje pewne skrócenie długości pęczków, więc mięsień będzie musiał zostać lekko rozciągnięty, aby powrócić do długości dającej skurcz drgnięciowy o największej amplitudzie.</li>
</ol>
11. Rozpoczęcie eksperymentu
<ol>
	<li>Typowy eksperyment obejmuje regulację długości i/lub stymulację z zastosowaniem różnych wzorów stymulacji. Gromadzenie danych może dotyczyć wyłącznie siły lub siły wraz z długością, długością pęczka mięśniowego i elektromiogramem.</li>
</ol>
[ OPCJONALNIE]
12. Zależność siły od częstotliwości2
<ol>
	<li>Ustaw czas trwania serii stymulacji na tyle długi, aby osiągnąć plateau siły przy każdej interesującej częstotliwości. Maksymalna siła izometryczna w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowym jest osiągana przy 200 Hz. Czas trwania serii musi wynosić co najmniej 200 ms; dłuższy czas jest korzystniejszy dla niższych częstotliwości, jednak może doprowadzić do zmęczenia, jeśli do wyznaczenia pełnego zakresu zależności siła-częstotliwość zostanie użytych kilka skurczów. Zazwyczaj stosujemy skurcze przy 0, 20, 40, 60, 80, 100 i 200 Hz. Taki zakres częstotliwości pozwoli na opisanie pełnego przebiegu zależności siła-częstotliwość. Należy zapewnić odpowiedni odpoczynek między skurczami, aby uniknąć zmęczenia (1-10 min).</li>
</ol>
13. Zależność siła-długość6
<ol>
	<li>Po wcześniejszym ustaleniu szacowanej długości optymalnej, zależność siła-długość można określić poprzez systematyczną regulację długości mięśnia w zakresie od -4 mm do +4 mm przy użyciu urządzenia z serwomotorami. Należy to przeprowadzić przy maksymalnej stymulacji (200 Hz), choć ustalono, że bardzo krótkie skurcze pozwalają uzyskać tę samą rzeczywistą długość optymalną7. Można stosować skurcze podmaksymalne, takie jak drżenia (twitches), jednak spowoduje to uzyskanie innej zależności siły od długości8.</li>
	<li>Ważnym aspektem wyznaczania zależności siła-długość jest konieczność oszacowania siły biernej przy długości pęczka mięśniowego, przy której występuje mierzona siła. Siłę czynną oblicza się jako różnicę między siłą całkowitą a odpowiednią siłą bierną. Ponieważ struktury sprężyste równoległe przenoszą siłę bierną i znajdują się one szeregowo ze strukturami sprężystymi szeregowymi, wkład siły biernej do siły całkowitej musi maleć w miarę rozciągania struktur sprężystych szeregowych podczas skurczu3. Po poznaniu siły biernej dla wszystkich istotnych długości mięśnia, odpowiednią siłę bierną można oszacować poprzez ciągły pomiar długości pęczka za pomocą sonomikrometrii lub poprzez oszacowanie podatności systemu pomiarowego oraz struktur szeregowych jednostki mięsień-ścięgno. W przypadku pominięcia tego kroku, długość optymalna preparatu oraz siły szczytowe zostaną niedoszacowane.</li>
</ol>
14. Zależność siła-prędkość9
<ol>
	<li>Jeśli chcą Państwo wyznaczyć zależność siła-prędkość, należy podłączyć przetworniki siły do układu umożliwiającego kontrolę obciążenia lub szybkości zmiany długości. Najprostszą i najbardziej kosztowo efektywną metodą jest wykorzystanie ciśnienia powietrza do ograniczenia skracania do kontrolowanego obciążenia. W naszym układzie mięsień jest przymocowany do dźwigni po jednej stronie punktu podparcia, a ciśnienie powietrza hamuje zmianę długości po drugiej stronie. Należy zastosować czujnik długości, aby móc wykrywać zmiany długości mięśnia podczas skurczów izotonicznych. Taka konfiguracja pozwala na skurcze z obciążeniem zewnętrznym przy zastosowaniu oporu pneumatycznego. Zastosowanie podwójnych zbiorników umożliwia skurcz izometryczny z przejściem do obciążenia izotonicznego. Należy uzyskać łącznie 15-20 skurczów, przy obciążeniach od prawie zerowego do maksymalnej siły izometrycznej. Podczas dopasowywania danych do równania nie należy uwzględniać obciążeń powyżej 90% siły izometrycznej9.</li>
</ol>
15. Reprezentatywne wyniki:
Przykładowe skurcze przedstawiono na rysunku 2. Skurcze te uzyskano w celu zilustrowania zależności siły od częstotliwości. Obliczenie szczytowej siły aktywnej tych skurczów i naniesienie siły aktywnej w funkcji częstotliwości pozwala otrzymać rysunek 3, czyli zależność siły od częstotliwości. Dane przedstawione na rysunku 2 można dopasować do równania: AF=c/(1+eˆ((a-F)/b)+d); gdzie AF to siła aktywna, F to częstotliwość, a a, b, c i d są stałymi.
W przypadku przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki szczura częstotliwość półmaksymalna stymulacji w mięśniu niewyczerpanym wynosi zazwyczaj 50-60 Hz2. Wyniki będą ściśle odpowiadać linii opisanej powyższym równaniem.
<img alt="Schemat równowagi statycznej mięśnia brzuchatego łydki przy użyciu zestawu z dźwignią i przetwornikiem siły." src="/files/ftp_upload/3167/3167fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Aparatura i przygotowanie mięśnia: po lewej stronie przedstawiono zestaw pneumatyczny, po prawej izometryczny. System dźwigni widoczny po lewej stronie jest przymocowany do stołu translacyjnego w przypadku chęci przeprowadzenia skurczów dynamicznych (zaadaptowano z13). Silnik krokowy jest sterowany przez komputer (zaadaptowano z14).
<img alt="Wykres siły w funkcji czasu ilustrujący powtarzalne szczyty siły w czasie, analiza odpowiedzi mechanicznej." src="/files/ftp_upload/3167/3167fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Nałożone skurcze izometryczne: 20, 40, 60, 80, 100 i 200 Hz. Amplituda skurczu przy 200 Hz wynosi 8,13 N.
<img alt="Odpowiedź na częstotliwość stymulacji mięśni; wykres siły w funkcji częstotliwości; analiza krzywej sigmoidalnej." src="/files/ftp_upload/3167/3167fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Zależność siły od częstotliwości: Naniesiono siłę aktywną skurczów z rysunku 2, a linia przedstawia linię trendu.

<ol><li>MacIntosh, B. R., Gardiner, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posttetanic+potentiation+and+skeletal+muscle+fatigue%3A+interactions+with+caffeine%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Physiology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Posttetanic potentiation and skeletal muscle fatigue: interactions with caffeine.</a> Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 65, 260-268 (1987).</li>
<li>Dormer, G. N., Teskey, G. C., MacIntosh, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force-frequency+and+force-length+properties+in+skeletal+muscle+following+unilateral+focal+ischeaemic+insult+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Physiol.+%28Oxf.%29%22%5BJournal%5D)">Force-frequency and force-length properties in skeletal muscle following unilateral focal ischeaemic insult in a rat model.</a> Acta. Physiol. (Oxf.). 197, 227-239 (2009).</li>
<li>MacIntosh, B. R., MacNaughton, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+length+dependence+of+muscle+active+force%3A+considerations+for+parallel+elastic+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The length dependence of muscle active force: considerations for parallel elastic properties.</a> J. Appl. Physiol. 98, 1666-1673 (2005).</li>
<li>Tubman, L. A., MacIntosh, B. R., Rassier, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absence+of+myosin+light+chain+phosphorylation+and+twitch+potentiation+in+atrophied+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Physiology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Absence of myosin light chain phosphorylation and twitch potentiation in atrophied skeletal muscle.</a> Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 74, 723-728 (1996).</li>
<li>MacNaughton, M. B., MacIntosh, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+length+during+repetitive+contractions+on+fatigue+in+rat+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers.+Arch%22%5BJournal%5D)">Impact of length during repetitive contractions on fatigue in rat skeletal muscle.</a> Pflugers. Arch. 455, 359-366 (2007).</li>
<li>MacNaughton, M. B., MacIntosh, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reports+of+the+Length+Dependence+of+Fatigue+are+Greatly+Exaggerated%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Reports of the Length Dependence of Fatigue are Greatly Exaggerated.</a> J. Appl. Physiol. 101, 23-29 (2006).</li>
<li>Rassier, D. E., MacIntosh, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Length-dependent+twitch+contractile+characteristics+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Physiology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Length-dependent twitch contractile characteristics of skeletal muscle.</a> Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 80, 993-1000 (2002).</li>
<li>Rack, P. M. H., Westbury, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+length+and+stimulus+rate+on+tension+in+the+isometric+cat+soleus+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The effects of length and stimulus rate on tension in the isometric cat soleus muscle.</a> Journal of Physiology. 204, 443-460 (1969).</li>
<li>Devrome, A. N., MacIntosh, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biphasic+force-velocity+relationship+in+whole+rat+skeletal+muscle+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The biphasic force-velocity relationship in whole rat skeletal muscle in situ.</a> J. Appl. Physiol. 102, 2294-2300 (2007).</li>
<li>Drzymala-Celichowska, H., Krutki, P., Celichowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Summation+of+motor+unit+forces+in+rat+medial+gastrocnemius+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr.+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Summation of motor unit forces in rat medial gastrocnemius muscle.</a> J Electromyogr. Kinesiol. 20, 599-607 (2010).</li>
<li>Petrofsky, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+the+recruitment+and+firing+frequencies+of+motor+units+in+electrically+stimulated+muscles+in+the+cat%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+%26+Biological+Engineering+%26+Computers%22%5BJournal%5D)">Control of the recruitment and firing frequencies of motor units in electrically stimulated muscles in the cat.</a> Medical & Biological Engineering & Computers. 16, 302-308 (1978).</li>
<li>Bawa, P., Binder, M. D., Ruenzel, P., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recruitment+order+of+motoneurons+in+stretch+reflexes+is+highly+correlated+with+their+axonal+conduction+velocity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Recruitment order of motoneurons in stretch reflexes is highly correlated with their axonal conduction velocity.</a> Journal of Neurophysiology. 52, 410-420 (1984).</li>
<li>Dormer, G. N. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Fundamental+Contractil+Properties+of+Skeletal+Muscle+Following+a+stroke+in+a+Rat+Model.+Master%27s%22">Fundamental Contractil Properties of Skeletal Muscle Following a stroke in a Rat Model. Master's Thesis</a>. , University of Calgary. (2008).</li>
<li>MacNaughton, M. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22The+Length+dependence+of+Fatigue+and+of+Repetitive+Contractions.+Master%27s%22">The Length dependence of Fatigue and of Repetitive Contractions. Master's Thesis</a>. , University of Calgary. (2005).</li>
</ol>

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.

Dobre wyniki skurczowe można uzyskać dzięki staranności w przygotowaniu chirurgicznym, pewnemu zamocowaniu w aparaturze oraz wysokiej jakości elektronice. Podczas nauki tej procedury chirurgicznej przez studenta najczęstszymi błędami są: rozciągnięcie nerwu kulszowego, przerwanie przepływu krwi oraz nadmierne krwawienie. Z nerwem należy obchodzić się ostrożnie, aby zapobiec jego uszkodzeniu. O uszkodzeniu nerwu świadczy sytuacja, w której maksymalna siła tężcowa przy optymalnej długości jest znacznie niższa niż ta przedstawiona na Rysunku 3, lub gdy napięcie stymulujące niezbędne do maksymalnej aktywacji wszystkich jednostek motorycznych przekracza 5 V. Podczas operacji stosunkowo łatwo jest uniknąć uszkodzenia naczyń krwionośnych zaopatrujących ten mięsień. Przerwanie tych naczyń może nastąpić podczas umieszczania wiertła w powierzchni ogonowej kości udowej. Jeśli otwór prowadzący nie znajduje się na płaskiej powierzchni kości udowej, wiertło może się ześlizgnąć. W takim przypadku istnieje możliwość przerwania naczyń podkolanowych. Jeśli po przygotowaniu zestawu wokół mięśnia gromadzi się krew, jest to znak, że doszło do przerwania tych naczyń. Nadmierne krwawienie może wystąpić również w przypadku przecięcia i niepodwiązania dużej żyły. Należy zwrócić szczególną uwagę na duże żyły znajdujące się w okolicy kostki.
Przygotowanie mięśnia in situ jest cennym podejściem do badania właściwości kurczliwych mięśni. Możliwa jest aktywacja pojedynczych jednostek motorycznych10, lecz zazwyczaj wszystkie jednostki motoryczne są aktywowane synchronicznie. Jest to niekorzystne w porównaniu z normalną asynchroniczną aktywacją, która zachodzi podczas dobrowolnego rekrutowania jednostek motorycznych, co stanowi ograniczenie tej metody. Z drugiej strony, synchroniczna aktywacja pozwala na ilościowe określenie średniej odpowiedzi wszystkich jednostek motorycznych.
W celu uniknięcia aktywacji synchronicznej stosowano dwa podejścia. Pierwsze z nich polega na użyciu mankietu elektrodowego z kilkoma parami przewodów stymulujących. Pozwala to na aktywację części jednostek motorycznych za pomocą każdej pary, a stymulacja może rotować między parami, aby uzyskać aktywację asynchroniczną. Tę metodę aktywacji można połączyć z blokadą anodową11, aby spróbować aktywować jednostki motoryczne w odpowiedniej sekwencji zgodnie z zasadą wielkości12. W tym podejściu wszystkie jednostki motoryczne są aktywowane przez proksymalną parę elektrod, a blokada jest wywoływana za pomocą stymulacji prądem stałym. Amplitudę bodźca dla blokady można modulować, aby zahamować jednostki motoryczne, których aktywacja nie jest pożądana. Wygląda na to, że blokada wpływa na duże aksony przy najniższym napięciu i stopniowo obejmuje mniejsze jednostki.
Preparacja mięśnia brzuchatego szczura in situ jest cennym podejściem fizjologicznym do badania skurczu mięśni szkieletowych oraz ich właściwości biochemicznych w stanie zdrowia i choroby.

<table><tbody><tr><td>Maszynka do strzyżenia</td><td></td><td></td><td>Wysokiej jakości maszynka do strzyżenia zwierząt</td></tr><tr><td>Lampa chirurgiczna</td><td>Dyna-Lume</td><td></td><td>Jakikolwiek odpowiednik</td></tr><tr><td>Miograf</td><td></td><td></td><td>Budowa własna</td></tr><tr><td>Stymulator</td><td>Grass Technologies</td><td>S-88</td><td>Jakikolwiek odpowiednik</td></tr><tr><td>Wzmacniacz tensometryczny</td><td>CWE, Inc.</td><td>PM-1000</td><td></td></tr><tr><td>Teletermometr</td><td>YSI</td><td>YSI-400</td><td></td></tr><tr><td>Platforma robotyczna</td><td>Arrick Robotics</td><td>MD-2</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz sonometryczny</td><td>Sonometrics</td><td>Sonolab</td><td></td></tr><tr><td>Komputer i system akwizycji danych</td><td>PC z płytą NI</td><td></td><td>Oprogramowanie dedykowane (labview)</td></tr><tr><td>Grzejnik blokowy</td><td>Labline Instruments</td><td>Multi-block</td><td></td></tr><tr><td>Mankiet nerwowy</td><td></td><td></td><td>Wykonanie własne</td></tr><tr><td>Mikrostymulator</td><td></td><td></td><td>Wykonanie własne</td></tr></tbody></table>

procedury badania właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych szczura in situ

Procedures for Rat in situ Skeletal Muscle Contractile Properties

Istnieje wiele sytuacji, w których pożądane jest uzyskanie odpowiedzi skurczowej mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych: przy prawidłowym krążeniu, w nienaruszonym całym mięśniu i w temperaturze ciała. Obejmuje to badanie odpowiedzi skurczowych, takich jak potencjacja potetaniczna, zjawisko schodkowe oraz zmęczenie. Ponadto interesujące mogą być skutki chorób, nieużywania, urazów, treningu oraz leczenia farmakologicznego. Niniejszy film prezentuje odpowiednie procedury przygotowania i wykorzystania tej cennej preparacji mięśniowej.
Aby przygotować ten układ, zwierzę musi zostać znieczulone, a przyśrodkowy mięsień brzuchaty łydki chirurgicznie wyizolowany, przy zachowaniu nienaruszonego przyczepu początkowego. Należy zadbać o utrzymanie ukrwienia i unerwienia. Długi odcinek nerwu kulszowego należy oczyścić z tkanki łącznej i przeciąć proksymalnie. Wszystkie odgałęzienia dystalnego kikuta, które nie unerwiają przyśrodkowego mięśnia brzuchatego łydki, zostają przecięte. Dystalny kikut nerwu wprowadza się do mankietu wyłożonego stymulującymi drucikami ze stali nierdzewnej. Przecina się kość piętową, pozostawiając niewielki fragment kości przytwierdzony do ścięgna Achillesa. Można wprowadzić kryształy sonometryczne i/lub elektrody do elektromiografii. Unieruchomienie za pomocą metalowych sond w kości udowej i piszczelowej zapobiega przemieszczaniu się przyczepu początkowego mięśnia. Ścięgno Achillesa mocuje się do przetwornika siły, a rozciętą skórę odciąga się po bokach, tworząc zbiornik, który wypełnia się ogrzanym olejem parafinowym. Olej równomiernie rozprowadza ciepło i minimalizuje utratę ciepła wskutek parowania. Lampę grzewczą kieruje się na mięsień, a mięśniowi i szczurowi pozwala się rozgrzać do 37°C. Podczas ogrzewania można określić maksymalne napięcie oraz optymalną długość. Są to istotne warunki początkowe dla każdego eksperymentu na nienaruszonym całym mięśniu. Eksperyment może obejmować wyznaczenie standardowych właściwości kurczliwych, takich jak zależność siły od częstotliwości, zależność siły od długości oraz zależność siły od prędkości.
Przy zachowaniu staranności w izolacji chirurgicznej, unieruchomieniu przyczepu początkowego mięśnia i wyrównaniu jednostki mięśniowo-ścięgnistej z przetwornikiem siły, a także przy właściwej analizie danych, można uzyskać wysokiej jakości pomiary przy użyciu tej preparacji mięśnia.

Niniejszy film prezentuje chirurgiczne przygotowanie i procedury niezbędne do badania odpowiedzi skurczowej preparatu przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego szczura in situ. Preparat ten umożliwia pomiar właściwości skurczowych mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych. Zwierzę zostaje poddane znieczuleniu, a mięsień zostaje oddzielony od otaczających go tkanek na jego końcu dystalnym. Ścięgno Achillesa zostaje przymocowane do przetwornika siły, co pozwala na pomiar odpowiedzi skurczowej mięśnia w temperaturze 37 °C przy zachowaniu prawidłowego krążenia.

Procedury badania właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych szczura in situ

Istnieje wiele okoliczności, w których pożądane jest uzyskanie odpowiedzi skurczowej mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych: normalne...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest badanie właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych w warunkach fizjologicznych. Jest to realizowane poprzez znieczulenie zwierzęcia i chirurgiczne wyizolowanie unerwienia ruchowego badanego mięśnia. Kolejnym krokiem procedury jest wyizolowanie dystalnego końca mięśnia.Następnie mięsień zostaje zamocowany w preparacie mięśniowym w taki sposób, aby miejsce przyczepu początkowego było unieruchomione, a długość mięśnia została ustawiona na powtarzalną długość referencyjną. Poprzez stymulację nerwów ruchowych można uzyskać wyniki ukazujące podstawowe właściwości skurczowe, takie jak zależność siły od prędkości, zależność siły od częstotliwości oraz męczliwość, lub specyficzne właściwości związane z nietypowymi wzorcami stymulacji. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi metodami, takimi jak ocena właściwości skurczowych in vitro, jest to, że ocena in situ umożliwia bezpośrednie badanie właściwości skurczowych mięśnia w temperaturze ciała przy zachowaniu prawidłowego przepływu krwi.Ta metoda może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu mechaniki mięśni, metabolizmu mięśni oraz fizjologii wysiłku, takie jak: jakie są mechanizmy obwodowego zmęczenia mięśni szkieletowych? Jakie są krótkoterminowe skutki powtarzalnej aktywacji? Przewlekłe oddziaływanie na zwierzęta, na przykład poprzez trening lub zawieszenie kończyn tylnych, a następnie ocena właściwości kurczliwych, pozwala na określenie wpływu takiego postępowania na te właściwości.Ta metoda in situ może dostarczyć cennych informacji w przypadku zmian właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych. Właściwości kurczliwe mogą zmieniać się gwałtownie w wyniku powtarzającej się aktywacji lub chronicznie w przebiegu choroby, nieaktywności bądź treningu. Skurcze mogą być izometryczne lub dynamiczne, a dodatkowo można uwzględnić długość mięśnia.Po pełnym znieczuleniu wybranej szczura, unieruchom go na platformie z pleksiglasu za pomocą taśmy maskującej. Do oczu nanieś kroplę oleju parafinowego i upewnij się, że odruchy rogówkowe lub rozmieszczenia rogówki są nieobecne przed przystąpieniem do dalszych działań. Technika sterylna nie jest wymagana, ponieważ procedura ma charakter ostry.Następnie za pomocą nożyczek przetnij ogoloną skórę od pięty do kręgosłupa i oddziel skórę od leżącej pod nią tkanki. Przykryj odsłonięte powierzchnie gazą nasączoną solą fizjologiczną. Przetnij proksymalnie mięśnie powierzchowne nad mięśniem brzuchatym łydki wzdłuż tej samej linii co nacięcie skóry. Podczas przecinania mięśni należy zlokalizować i oszczędzić nerw kulszowy.Wykorzystaj przebieg nerwu jako prowadnicę dla nacięcia, zachowując jednak bezpieczny odstęp powyżej nerwu. Następnie zidentyfikuj wyraźną szczelinę między mięśniami i wykonaj cięcie wzdłuż tej szczeliny w kierunku kolana. Należy uważać, aby nie przeciąć naczyń krwionośnych.Nadmierny krwawienie lub nawet uszkodzenie kluczowego naczynia krwionośnego spowoduje szybkie pogorszenie stanu preparatu mięśniowego oraz spowolnienie relaksacji mięśni. Teraz należy oczyścić nerw kulszowy z tkanki łącznej, aby można było go wsunąć do mankietu nerwowego. Należy pamiętać o delikatnym obchodzeniu się z nerwem.Rozciągnięcie nerwu może prowadzić do utraty pobudliwości, co skutkuje przedwczesnym zakończeniem eksperymentu. Zawiąż nerw i przetnij go proksymalnie względem wiązania, a następnie odchyl nerw z powrotem nad mięsień. Teraz, używając ręcznego narzędzia rotacyjnego, wywierć mały otwór prowadzący przez korę kości udowej, niemal do jej szpiku.Nie należy wiercić zbyt głęboko, aby nie spowodować nadmiernego krwawienia. Należy unikać kontaktu z tkankami miękkimi podczas pracy pod mikroskopem stereoskopowym. Należy zlokalizować miejsce, w którym nerw poplitealny znika za przyśrodkową brzuszkowatą częścią mięśnia brzuchatego łydki.Ostrożnie rozsuń poszczególne gałęzie i przetnij gałąź biegnącą do mięśnia brzuchatego bocznego. Pozostałe gałęzie zostaną przecięte podczas usuwania dystalnej części nogi. Innervację można określić za pomocą mikrostymulacji.Odciąć również gałęzie powierzchowne za pomocą nożyczek. Przeciąć lub rozdzielić tępo mięsień brzuchaty łydki, aby oddzielić go od innych tkanek. Wyciągnąć ścięgno mięśnia płaszczkowatego spod ścięgna Achillesa.Powiązać i przeciąć ścięgno. Następnie oddzielić znaczny odcinek mięśni podeszwowych od mięśnia brzuchatego i odciąć sznurek przywiązany do ścięgna mięśni podeszwowych. Teraz założyć jedwabną ligaturę numer jeden wokół ścięgna Achillesa i zawiązać ją węzłem kwadratowym.Nie należy ciągnąć zbyt mocno, aby nie uszkodzić ścięgna. Użyj kleszczy do kości, aby odciąć kość piętową, pozostawiając mały fragment kości przymocowany do ścięgna Achillesa. Powierzchnie cięcia powinny pozostać poziome, aby upewnić się, że przecięto kość, a nie tylko ścięgno.Zlokalizuj mięsień płaszczkowaty wzdłuż spodnej strony mięśnia brzuchatego i za pomocą tępej dyssekcji oddziel oba mięśnie. Następnie przetnij ścięgno mięśnia płaszczkowatego blisko jego końca dystalnego. Na koniec rozdziel przyśrodkową i boczną brzuszkę mięśnia brzuchatego.Przetnij ścięgno boczne w taki sposób, aby jedyną tkanką przytwierdzoną do ścięgna Achillesa pozostał przyśrodkowy mięsień brzuchaty łydki. Po oddzieleniu mięśnia brzuchatego łydki od ścięgna Achillesa, zaciśnij ligaturę wokół trzonu kości piszczelowej tuż powyżej punktu środkowego. Nie należy przecinać tkanki. Wykonaj drugą pętlę, aby zapobiec zsunięciu się, i zabezpiecz ligaturę węzłem płaskim.Następnie, używając małej piły, odetnij dolną część nogi w połowie długości kości piszczelowej. Potem wprowadź ostrą sondę do szpiku kości piszczelowej. Za pomocą klamer typu Michel przymocuj dwie gumki recepturki, które posłużą do uniesienia skóry wokół mięśnia w celu utworzenia zbiornika na olej parafinowy.Ustaw szczura na podstawie myo graft i unieruchom jego nogę, kierując sondę piszczelową w stronę dźwigni i umieszczając ją w uchwycie. Następnie odciągnij skórę po bokach, aby utworzyć rodzaj zbiornika, i zabezpiecz ją gumkami recepturkami. Podeprzyj kość udową od strony przedniej i wprowadź wiertło w kość udową.Przymocuj wiertarkę do poprzeczki. Następnie przeprowadź dystalny odcinek nerwu kulszowego przez mankiet stymulujący nerw. Wsuń go blisko miejsca przyczepu mięśnia i podłącz stymulator do przewodów mankietu nerwowego.Przymocuj ścięgno Achillesa do dźwigni. Zwiąż je ciasno, pozostawiając niewielki zapas na ewentualne korekty. Następnie ustaw mięsień prostopadle do dźwigni.Teraz należy wypełnić powstały ze skóry zbiornik podgrzanym olejem parafinowym i ustawić lampę grzewczą nad zwierzęciem, aby temperatura rdzeniowa zwierzęcia nie przekroczyła 38 °C. Pomiędzy lampą grzewczą a przetwornikiem siły oraz między głową szczura a lampą grzewczą należy umieścić arkusze folii. Ostatnim krokiem w tym przygotowaniu jest regulacja długości mięśnia, aż do momentu, gdy podczas rozgrzewania mięśnia w nici między przyśrodkową brzuścem mięśnia brzuchatego a przetwornikiem siły nie będzie widocznego luzu.Ustaw czas trwania impulsu stymulatora na 50 microseconds oraz napięcie na 0.5 volts. Następnie stymuluj mięsień w odstępach od ośmiu do 12 sekund. Stopniowo zwiększaj napięcie, aż amplituda skurczu osiągnie plateau.Plateau występuje przy maksymalnym napięciu; o ile nerw nie jest uszkodzony, powinno ono wynosić mniej niż 1,5 V. W dalszej kolejności należy stymulować z napięciem dwukrotnie większym od maksymalnego, aby zapewnić aktywację wszystkich jednostek motorycznych. Następnie należy zwiększać długość mięśnia w przyrostach o 1 mm i mierzyć amplitudę skurczu dla każdej długości. Po wyznaczeniu długości zapewniającej maksymalną amplitudę skurczu, należy zastosować stymulację podwójnym impulsem o częstotliwości 200 Hz.Ustaw mięsień na tej długości. Następnie ustaw stymulator tak, aby podawał impulsy o częstotliwości 200 hertz przez 500 milliseconds w celu wywołania całkowicie zsumowanego skurczu tężcowego. Powoduje to napięcie wszystkich połączeń mięśniowych, w tym węzłów na mięśniu, po czym należy ponownie wyznaczyć długość odniesienia, a mięsień będzie gotowy do eksperymentu.Skurcze te uzyskano w celu zilustrowania zależności między siłą a częstotliwością. Obliczenie szczytowej siły aktywnej tych skurczów i naniesienie siły aktywnej w funkcji częstotliwości pozwoliło na wyznaczenie tej zależności siła-częstotliwość. Dane można dopasować do równania wyświetlonego na ekranie, gdzie AF oznacza siłę aktywną, F częstotliwość, a A, B, C i D są stałymi.Równanie to tworzy linię, która ściśle dopasowuje się do danych. Po opanowaniu techniki zabieg chirurgiczny i przygotowanie mogą zostać ukończone w ciągu jednej godziny, jednak nie należy traktować tego jako wyścigu podczas wykonywania procedury. Ważne jest, aby regularnie sprawdzać poziom znieczulenia zwierzęcia po przeprowadzeniu tej procedury.W celu odpowiedzi na inne pytania, takie jak: czy pobudliwość błony uległa zmniejszeniu? Czy zapasy energii zostały wyczerpane, czy też przepływ krwi został upośledzony?, można przeprowadzić inne pomiary, np. EMG, pomiar przepływu krwi lub ocenę biochemiczną.

procedures-for-rat-in-situ-skeletal-muscle-contractile-properties

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Procedury dotyczące właściwości skurczu mięśni szkieletowych szczura in situ

Opisano model zwierzęcy urazu in vivo. Metoda wykorzystuje podskórne położenie nerwu strzałkowego. Prędkość, czas aktywacji mięśni oraz łuk ruchu są wcześniej określone i zsynchronizowane przy użyciu komercyjnego oprogramowania. Zmiany po urazie są monitorowane in vivo za pomocą obrazowania/spektroskopii MR.

Model gryzoni in vivo w urazie wywołanym przykurczem i nieinwazyjne monitorowanie powrotu do sprawności

Opisujemy metodę bezpośredniego pomiaru siły mięśniowej, mocy mięśniowej, kinetyki skurczu oraz podatności na zmęczenie izolowanych mięśni szkieletowych w układzie in vitro z wykorzystaniem stymulacji polowej. Dzięki zastosowaniu różnych protokołów stymulacji można uzyskać cenne informacje na temat właściwości gospodarki Ca2+ oraz mechanizmu skurczowego mięśnia.

Ex Vivo ocena kurczliwości, męczliwości i alternansu w izolowanych mięśniach szkieletowych

Ten film demonstruje procedurę rejestrowania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u szczurów poprzez zastosowanie bodźców elektrycznych do nerwu łokciowego, dostosowanie elektrod do optymalnego sygnału i zwiększenie stymulacji w celu oceny funkcjonalności nerwu. Metoda ta umożliwia badanie in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych.

Pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni u szczura

Zmiany w kurczliwości mięśni kończyn i pasywnych właściwościach mechanicznych są ważnymi biomarkerami chorób mięśni.  W tym manuskrypcie opisano testy fizjologiczne do pomiaru tych właściwości w mysich mięśniach prostownika długiego palca długiego i piszczelowych przednich.

Ocena funkcji mięśni mięśnia prostownika długiego mięśnia ex vivo i mięśnia piszczelowego przedniego in situ u myszy

Neurony czuciowe mięśni są zaangażowane w sygnalizację proprioceptorową, a także informują o stanie metabolicznym i zdarzeniach związanych z urazami. Opisujemy preparat mięśniowo-nerwowy dorosłej myszy in vitro do badań nad mięśniami aferentnymi aktywowanymi rozciąganiem.

Preparat mięśniowo-nerwowy dorosłej myszy in vitro do badania właściwości wypalania aferentów mięśniowych

Opisujemy protokół in vivo do pomiaru zgięcia grzbietowego stopy po stymulacji nerwu strzałkowego i skurczu przedniego przedziału podudniowego kończyny tylnej szczura. Takie pomiary są niezastąpionym narzędziem translacyjnym do oceny patologii mięśni szkieletowych i podejść inżynierii tkankowej do naprawy i regeneracji mięśni.

Zastosowania testów funkcjonalnych in vivo kości piszczelowej szczura przedniego do oceny naprawy mięśni szkieletowych za pomocą inżynierii tkankowej

Ten protokół opisuje wykorzystanie modelu przewlekłej aktywności skurczowej ćwiczeń do obserwacji wywołanych stymulacją adaptacji mięśni szkieletowych w tylnych kończynach szczura.

Zastosowanie przewlekłej stymulacji do badania adaptacji fenotypowych mięśni szkieletowych szczurów wywołanych aktywnością skurczową

Ta metoda pozwala na rejestrację siły skurczów skurczowych i tężcowych oraz potencjałów czynnościowych w trzech typach jednostek motorycznych w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowego szczura. Izolacja funkcjonalna pojedynczej jednostki silnikowej jest indukowana przez stymulację elektryczną aksonu.

Funkcjonalna izolacja pojedynczych jednostek motorycznych mięśnia brzuchatego łydki przyśrodkowego szczura

W tym badaniu demonstrujemy wyrafinowany protokół elektromiografii pojedynczego włókna (SFEMG), który umożliwia pomiar in vivo transmisji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) w modelach gryzoni. Opisano podejście krok po kroku do techniki SFEMG, aby umożliwić ilościowe określenie zmienności transmisji NMJ i niewydolności mięśnia brzuchatego łydki szczura.

Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

Przedstawiamy tutaj nowy protokół nieinwazyjnego pomiaru zależności momentu obrotowego-kątowego-moc in vivo u zginaczy podeszwowych szczurów za pomocą stymulacji mięśni przeskórnej. Takie rozwiązanie umożliwia proste testowanie skurczów mięśni izotonicznych na systemie przetwornika siły/regulacji długości, aby lepiej oddać stałe obciążenie codziennych ruchów.

Konstrukcja profili zgięczy podeszwowych o stałym obciążeniu (izotonicznych) i stałej prędkości (izokinetycznych) in vivo dla zgięczy podeszwowych szczurów

Poznaj metodę in situ do badania właściwości kurczliwości mięśni szkieletowych szczura. Technika ta pozwala mierzyć siłę, prędkość i zmęczenie mięśnia w warunkach fizjologicznych z normalnym przepływem krwi.

Procedury badania właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych szczura in situ

Przeglądaj więcej filmów