Name: Skaningowa mikroskopia konfokalna i mikroendoskopia z częstotliwością wideo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Poznaj budowę taniego mikroskopu konfokalnego z częstotliwością wideo przy użyciu standardowych komponentów. Ta metoda umożliwia elastyczną konfigurację geometrii obrazowania dla badań w neurobiologii i biofizyce.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować firmie ThorLabs za wsparcie tego projektu. AJN pragnie podziękować za wsparcie w ramach stypendium doktoranckiego NSF.
Praca ta została częściowo sfinansowana przez National Institutes of Health w ramach programu NIH Director's New Innovator Award, grant numer 1 DP2 OD007096-01. Informacje na temat programu New Innovator Award znajdują się pod adresem <a href="http://nihroadmap.nih.gov/newinnovator/">http://nihroadmap.nih.gov/newinnovator/</a>. Autorzy chcieliby podziękować Tomowi Hayesowi za możliwość korzystania z laboratorium Harvard Electronics.

<ol><li>Pawley, J. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPawley%2C+JB+%22Handbook+of+biological+confocal+microscopy%22">Handbook of biological confocal microscopy</a>. , Springer Verlag. 985-985 (2006).</li>
<li>Lippincott-Schwartz, J., Snapp, E., Kenworthy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+protein+dynamics+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Molecular+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Studying protein dynamics in living cells.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2, 444-456 (2001).</li>
<li>Klonis, N., Rug, M., Harper, I., Wickham, M., Cowman, A., Tilley, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+photobleaching+analysis+for+the+study+of+cellular+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22European+Biophysics+Journal%22%5BJournal%5D)">Fluorescence photobleaching analysis for the study of cellular dynamics.</a> European Biophysics Journal. 31, 36-51 (2002).</li>
<li>Stephens, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+Microscopy+Techniques+for+Live+Cell+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Light Microscopy Techniques for Live Cell Imaging.</a> Science. 300, 82-86 (2003).</li>
<li>McMahon, A., Supatto, W., Fraser, S. E., Stathopoulos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+Analyses+of+Drosophila+Gastrulation+Provide+Insights+into+Collective+Cell+Migration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dynamic Analyses of Drosophila Gastrulation Provide Insights into Collective Cell Migration.</a> Science. 322, 1546-1550 (2008).</li>
<li>Wallingford, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dishevelled+controls+cell+polarity+during+Xenopus+gastrulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dishevelled controls cell polarity during Xenopus gastrulation.</a> Nature. 405, 81-85 (2000).</li>
<li>Laemmel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibered+Confocal+Fluorescence+Microscopy+%28Cell-viZio%29+Facilitates+Extended+Imaging+in+the+Field+of+Microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Fibered Confocal Fluorescence Microscopy (Cell-viZio) Facilitates Extended Imaging in the Field of Microcirculation.</a> Journal of Vascular Research. 41, 400-411 (2004).</li>
<li>Moussata, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+confocal+laser+endomicroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Endoscopica%22%5BJournal%5D)">The confocal laser endomicroscopy.</a> Acta Endoscopica. 39, 448-451 (2010).</li>
<li>Dunbar, K., Canto, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confocal+endomicroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Confocal endomicroscopy.</a> Current Opinion in Gastroenterology. 24, 631-637 (2008).</li>
<li>Udovich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+background+and+transmission+characteristics+of+fiber+optic+imaging+bundles%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+optics%22%5BJournal%5D)">Spectral background and transmission characteristics of fiber optic imaging bundles.</a> Applied optics. 47, 4560-4568 (2008).</li>
</ol>

Produkcja tego filmu została sponsorowana przez Thorlabs, Inc.

Ten system obrazowania w czasie rzeczywistym wykorzystuje rezonansowe lustro galwanometryczne pracujące z częstotliwością około 8 kHz. Lustra rezonansowe mogą generować znaczny hałas podczas pracy z pełną mocą, a ich wysoka częstotliwość może być uciążliwa lub nawet niebezpieczna przy dłuższym czasie ekspozycji. Chociaż nie pokazano tego w niniejszym materiale, zaleca się osłonienie rezonansowego lustra galwanometrycznego przezroczystą obudową w celu znacznego zmniejszenia poziomu hałasu systemu i/lub stosowanie odpowiednich środków ochrony słuchu, takich jak zatyczki do uszu.
Rezonansowe lustro galwanometryczne skanuje w sposób sinusoidalny. Jednak karty przechwytywania obrazu odczytują sygnał przy założeniu całkowicie liniowej prędkości przeskanowania zarówno w kierunku poziomym, jak i pionowym. Ponieważ skanowanie sinusoidalne zwalnia na krawędziach skanu, wzdłuż szybkiej (poziomej) osi obrazu mogą wystąpić artefakty kompresji obrazu. Jednym ze sposobów zminimalizowania tego problemu jest celowe ustawienie zakresu skanowania rezonansowego lustra galwanometrycznego na wartość znacznie większą niż średnica soczewki przekaźnikowej. W ten sposób tylko niemal liniowy centralny zakres sinusoidalnego wzoru skanowania będzie przechodził przez próbkę, co zminimalizuje zniekształcenia obrazu. Innym podejściem jest postprocesowanie zebranych obrazów w celu linearyzacji szybkiej osi. Można to osiągnąć poprzez obrazowanie znanego wzoru fluorescencyjnego (np. siatki) i wykorzystanie znanych wymiarów wzoru do stworzenia skryptu przetwarzającego, który usunie zniekształcenia z zebranych obrazów.
Ten konkretny system skanowania został zaprojektowany do obrazowania in vivo, które często wymaga mikroskopu o szybkości wideo w orientacji pionowej. W eksperymentach z obrazowaniem komórkowym częściej stosuje się mikroskopy odwrócone. Przedstawiona tutaj konstrukcja może zostać łatwo zmodyfikowana w celu zbudowania takiego mikroskopu odwróconego; wymagany jest jedynie obrót końcowego lustra o średnicy 2”. Zamiast orientować lustro tak, aby kierowało wiązkę skanującą w dół, można je skierować w górę. Umieszczenie obiektywu w tej samej odległości od lustra wraz ze stolikiem obiektowym umożliwiłoby obrazowanie w geometrii odwróconej. Jeśli system obrazowania jest budowany wyłącznie do obrazowania mikroendoskopowego, nie ma potrzeby pionowego „składania” konstrukcji mikroskopu. Zamiast tego cały system skanowania można zbudować na pojedynczej poziomej płycie optycznej, z obiektywem zorientowanym równolegle do stołu optycznego.
Należy zauważyć, że mikroskop w tej wersji wykorzystuje stałą konfigurację otworu w przysłonie (pinhole); choć zapewnia to maksymalną prostotę konstrukcji i łatwość kalibracji, użytkownicy pragnący bardziej wszechstronnego systemu mogą rozważyć zastosowanie otworu o regulowanej średnicy, jaki spotyka się w większości komercyjnych mikroskopów konfokalnych. Dzięki możliwości dostosowania wielkości otworu w przysłonie w celu skompensowania próbek o różnej intensywności emisji, użytkownik może lepiej zoptymalizować kompromis między siłą sygnału a rozdzielczością dla danej próbki.
Wybór włókna obrazującego do mikroskopu jest istotny. Zalecamy stosowanie włókien obrazujących firmy Sumitomo ze względu na niewielkie odstępy między rdzeniami włókien oraz niską względną autofluorescencję. Stwierdzono, że włókna obrazujące produkowane przez firmę Fujikura charakteryzują się wysokim poziomem autofluorescencji10, co może przykryć słabe sygnały fluorescencyjne z próbki i ograniczyć ostateczną czułość mikroendoskopu. Włókna produkowane przez Sumitomo, takie jak 8-30N zastosowane w tej konkretnej konfiguracji, wykazują znacznie niższy poziom autofluorescencji niż ich odpowiedniki od Fujikury. Choć wiązki włókien typu leeched mogą wydawać się atrakcyjne w mikroendoskopii, ich konstrukcja zazwyczaj zakłada zbyt duże odstępy między poszczególnymi rdzeniami włókien, co oznacza, że rdzenie te próbkują obiekty zbyt rzadko, pomijając istotne obszary potencjalnego zainteresowania.
Na koniec należy zauważyć, że choć opisany tutaj mikroskop będzie przydatny w szerokim zakresie zastosowań in vitro oraz in vivo i może zostać zbudowany za ułamek kosztów pełnowartościowego systemu komercyjnego, nie posiada on takich funkcji jak detekcja światła przechodzącego, okular do obserwacji czy tor wiązki dla niekonfokalnej epifluorescencji szerokopolowej. Chociaż możliwe jest zbudowanie od podstaw systemu z takimi funkcjami, czytelnicy potrzebujący takiego rozwiązania mogą rozważyć modyfikację istniejącego systemu komercyjnego w celu zaspokojenia swoich potrzeb, zamiast rozpoczynać budowę całkowicie nowego urządzenia.

<table><tbody><tr><td>filtr pasmowy 515 nm</td><td>Chroma Technology Corp.</td><td>HQ515/50M</td><td>46 FWHM</td></tr><tr><td>Soczewka achromatyczna dublet, średnica 25,4 mm x ogniskowa 50 mm, powłoka MgF2</td><td>Edmund Scientific</td><td>NT49-766</td><td></td></tr><tr><td>Soczewka achromatyczna (dublet) o średnicy 25,4 mm i ogniskowej 76,2 mm, powłoka MgF2</td><td>Edmund Scientific</td><td>NT49-768</td><td></td></tr><tr><td>Soczewka achromatyczna (dublet), średnica 25,4 mm x ogniskowa 88,9 mm, powłoka MgF2</td><td>Edmund Scientific</td><td>NT49-769</td><td></td></tr><tr><td>Soczewka achromatyczna (dublet) o średnicy 50 mm i ogniskowej 300 mm, powłoka MgF2</td><td>Edmund Scientific</td><td>NT45-179</td><td></td></tr><tr><td>Wysokoczęstotliwościowy skaner optyczny 8 kHz R</td><td>Electro-Optical Products Corporation (EOPC)</td><td>SC-30</td><td>8 kHz</td></tr><tr><td>Sterownik AGC</td><td>Electro-Optical Products Corporation (EOPC)</td><td>ACG:8K</td><td></td></tr><tr><td>Moduł fotoczuły H7422-PA</td><td>Hamamatsu Corp.</td><td>H7422-PA</td><td>Zalecane ograniczenie prądu</td></tr><tr><td>Zasilacz M9012</td><td>Hamamatsu Corp.</td><td>M9012</td><td>Do użytku z H7422-PA</td></tr><tr><td>Obiektyw HC PL APO CS</td><td>Leica Microsystems</td><td>11506284</td><td>10x/0,40</td></tr><tr><td>Karta przechwytująca Solios eA/XA Framegrabber</td><td>Matrox</td><td>Solios eA/XA</td><td>wymagane oprogramowanie MIL; &amp;#8211;Zalecane połączenia M</td></tr><tr><td>Zasilacz 12 V</td><td>Meanwell</td><td>LPV-100-12</td><td>+12 V, 8,5 A</td></tr><tr><td>obiektyw mikroskopowy 5x</td><td>Newport Corp.</td><td>M-5X</td><td>NA 0,10, ogniskowa 25,4 mm</td></tr><tr><td>Koherentne światłowody obrazujące</td><td>Sumitomo Bakelite Co., Ltd.</td><td>8-30N</td><td></td></tr><tr><td>1/4&quot;Zestaw śrub z łbem stożkowym -20 i elementów montażowych</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>HW-KIT2</td><td></td></tr><tr><td>100 &amp;mu;zamontowany otwór kombinacyjny (pinhole)</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>P100S</td><td>Idealne do budowy filtrów przestrzennych</td></tr><tr><td>Zacisk do kostki klatkowej 30 mm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>B6C</td><td></td></tr><tr><td>Klatka systemowa 30 mm, kostka 4-drożna</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>C4W</td><td></td></tr><tr><td>406 nm, 5 mW, kod pin B, dioda laserowa z dopasowanym światłowodem jednomodowym (SM), FC/PC</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>LPS-406-FC</td><td>Produkt wycofany z oferty; zastąpiony przez LP405-SF10</td></tr><tr><td>Klej epoksydowy 5-minutowy, 1 uncja</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>G14250</td><td></td></tr><tr><td>6-osiowy kinematyczny uchwyt optyczny</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>K6X</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw śrub imbusowych 8-32 i elementów montażowych</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>HW-KIT1</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw śrub imbusowych i elementów montażowych 8-32</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>HW-KIT3</td><td></td></tr><tr><td>Adapter z zewnętrznym gwintem RMS i wewnętrznym gwintem SM1</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>SM1A4</td><td></td></tr><tr><td>Regulowany kolimator FC/PC i FC/APC, f = 2,0 mm, ARC: 400-600 nm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>CFC-2X-A</td><td>f = 2,0 mm</td></tr><tr><td>Regulowany adapter kolimatora światłowodowego, z gwintem SM1</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>AD9.5F</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiowa płyta montażowa, 12&quot; x 18&quot; x 1/2&quot;</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>MB1218</td><td>1/4&quot;-20 Gwintowany</td></tr><tr><td>Laboratoryjny kontroler diody laserowej/TEC</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>ITC4001</td><td>1 A/96 W</td></tr><tr><td>Lustro dichroiczne długoprzepustowe DMLP 425 nm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>DMLP425</td><td></td></tr><tr><td>Mocowanie kinematyczne dla 1&quot; Optyka</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>KM100</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt LD/TEC do diod laserowych z wyprowadzeniem światłowodowym firmy ThorLabs</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>LM9LP</td><td></td></tr><tr><td>Mocowanie soczewki dla optyki 18 mm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>LMR18</td><td>W zestawie znajduje się jeden pierścień zabezpieczający</td></tr><tr><td>Mocowania obiektywów dla 2&quot; Optyka</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>LMR2S</td><td>Z gwintowaniem wewnętrznym i zewnętrznym; pierścień zabezpieczający w zestawie</td></tr><tr><td>Pręt montażowy klatki z serii Mini, 6&quot; Długość 4 mm, ilość: 1</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>SR6</td><td></td></tr><tr><td>1.0&quot; Słupek podstawowy, gwint 8-32, 1 szt.&quot; Długi</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>RS1P8E</td><td></td></tr><tr><td>1&quot; Przedłużenie słupa wsporczego, długość=0,5</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>RS05</td><td></td></tr><tr><td>1&quot; Przedłużenie słupka wsporczego, długość=0,75&quot;</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>RS075</td><td></td></tr><tr><td>1&quot; Chronione lustro srebrne, grubość 3,2 mm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>ME1-P01</td><td></td></tr><tr><td>1&quot; Obrotowy regulowany element ogniskujący SM1, L = 1&quot;</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>SM1V10</td><td></td></tr><tr><td>2&quot; Chronione lustro srebrne, grubość 3,2 mm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>ME2-P01</td><td></td></tr><tr><td>P100S - 100 &amp;mu;zamontowana blendna (pinhole)</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>P100S</td><td></td></tr><tr><td>Polaris Low Drift 1&quot; Kinematyczny uchwyt lustra</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>POLARIS-K1</td><td>Niski dryft</td></tr><tr><td>Tuba soczewkowa SM1, L = 1&quot;</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>SM1L-10</td><td>Dołączono jeden pierścień zabezpieczający</td></tr><tr><td>Gwintowana płytka klatki SM1 o rozmiarze 30 mm, 0,35&quot; Gruby</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>CP02</td><td></td></tr><tr><td>Adapter gwintowy komponentów optycznych SM1 na M25</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>SM1A24</td><td>Zewnętrzne gwinty SM1 i wewnętrzne gwinty M25,5x0,5</td></tr><tr><td>System galwanometryczny o małej średnicy wiązki</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>GVSM001</td><td></td></tr><tr><td>Mały widelec zaciskowy</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>CF125</td><td>1/25&quot; gniazdo z fazowaniem, uniwersalne</td></tr><tr><td>System filtra przestrzennego</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>KT310</td><td>Otwór typu pinhole sprzedawany oddzielnie</td></tr><tr><td>Uchwyt z chłodzeniem termoelektrycznym dla 5,6 &amp;lasery 9 mm</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>TCLDM9</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt pionowy do płyt eksperymentalnych</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>VB01</td><td>Każdy</td></tr><tr><td>Plan-Apochromat</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>1101-957</td><td>20x/0,75 NA</td></tr></tbody></table>

skaningowa mikroskopia konfokalna w czasie rzeczywistym i mikroendoskopia

Video-rate Scanning Confocal Microscopy and Microendoscopy

Mikroskopia konfokalna stała się nieocenionym narzędziem w biologii i naukach biomedycznych, umożliwiając szybkie, wysokoczułe i wysokorozdzielcze sekcjonowanie optyczne złożonych układów. Mikroskopię konfokalną stosuje się rutynowo na przykład do badania specyficznych celów komórkowych1, monitorowania dynamiki w żywych komórkach2-4 oraz wizualizacji trójwymiarowej ewolucji całych organizmów5,6. Rozszerzenia systemów obrazowania konfokalnego, takie jak mikroendoskopy konfokalne, umożliwiają obrazowanie o wysokiej rozdzielczości in vivo7 i są obecnie wykorzystywane do obrazowania oraz diagnostyki chorób w warunkach klinicznych8,9.
Mikroskopia konfokalna zapewnia rozdzielczość trójwymiarową poprzez tworzenie tzw. „przekrojów optycznych” z wykorzystaniem podstawowej optyki geometrycznej. W standardowym mikroskopie szerokopolowym fluorescencja generowana przez próbkę jest zbierana przez obiektyw i przekazywana bezpośrednio do detektora. Jest to rozwiązanie akceptowalne przy obrazowaniu cienkich próbek, jednak w przypadku próbek grubych obraz staje się rozmyty z powodu fluorescencji generowanej powyżej i poniżej płaszczyzny ogniskowej obiektywu. W przeciwieństwie do tego, mikroskopia konfokalna umożliwia wirtualne sekcjonowanie optyczne próbek, odrzucając światło poza ogniskową, co pozwala na budowanie trójwymiarowych reprezentacji próbek o wysokiej rozdzielczości.
Mikroskopy konfokalne osiągają ten efekt dzięki zastosowaniu przysłony konfokalnej na drodze wiązki detekcyjnej. Fluorescencja zbierana z próbki przez obiektyw jest przekazywana z powrotem przez lustra skanujące i główny lustro dichroiczne, które jest starannie dobrane tak, aby odbijać krótsze długości fal, takie jak laserowa wiązka wzbudzenia, przepuszczając jednocześnie dłuższą emisję fluorescencji przesuniętą w stronę czerwieni (przesunięcie Stokesa). Ten sygnał fluorescencyjny o długiej fali jest następnie przekazywany do pary soczewek po obu stronach otworu (pinhole), który znajduje się w płaszczyźnie dokładnie sprzężonej z płaszczyzną ogniskową soczewki obiektywu. Fotony zebrane z objętości ogniskowej obiektu są kolimowane przez soczewkę obiektywu i ogniskowane przez soczewki konfokalne przez otwór. Fluorescencja generowana powyżej lub poniżej płaszczyzny ogniskowej nie zostanie zatem prawidłowo skolimowana i nie przejdzie przez otwór konfokalny1, co tworzy przekrój optyczny, w którym widoczne jest tylko światło z ogniska mikroskopu (Rys. 1). W ten sposób otwór działa efektywnie jako wirtualna przysłona w płaszczyźnie ogniskowej, ograniczając wykrywaną emisję tylko do jednej, ograniczonej lokalizacji przestrzennej.
Nowoczesne komercyjne mikroskopy konfokalne oferują użytkownikom pełną automatyzację pracy, dzięki czemu procedury obrazowania, które dawniej były złożone, stały się stosunkowo proste i przystępne. Mimo elastyczności i możliwości tych systemów, komercyjne mikroskopy konfokalne nie nadają się do wszystkich zadań obrazowania konfokalnego, takich jak wiele zastosowań w obrazowaniu in vivo. Bez możliwości tworzenia spersonalizowanych systemów obrazowania dostosowanych do konkretnych potrzeb, ważne eksperymenty mogą pozostać poza zasięgiem wielu naukowców.
W niniejszym artykule przedstawiamy szczegółową metodę kompletnej budowy niestandardowego systemu obrazowania konfokalnego o szybkości wideo z podstawowych komponentów. Mikroskop pionowy zostanie zbudowany z wykorzystaniem rezonansowego lustra galwanometrycznego zapewniającego szybką oś skanowania, podczas gdy standardowe lustro galwanometryczne będzie skanować oś wolną. Aby uzyskać precyzyjną wiązkę skanującą w ognisku soczewki obiektywu, lustra te zostaną umieszczone w tzw. płaszczyznach telecentrycznych przy użyciu czterech soczewek przekaźnikowych. Detekcja konfokalna zostanie zrealizowana za pomocą standardowej, dostępnej w sprzedaży lampy fotopowielającej (PMT), a obrazy będą rejestrowane i wyświetlane za pomocą karty przechwytującej Matrox oraz dołączonego oprogramowania.

Opisano pełną konstrukcję niestandardowego systemu obrazowania konfokalnego z przeskanowaniem w czasie rzeczywistym. System ten, który może być łatwo wykorzystany do mikroskopii i mikroendoskopii w tempie wideo, umożliwia zastosowanie szeregu geometrii obrazowania i aplikacji niedostępnych w standardowych komercyjnych systemach konfokalnych, przy ułamku ich kosztów.

Skaningowa mikroskopia konfokalna w czasie rzeczywistym i mikroendoskopia

Mikroskopia konfokalna stała się nieocenionym narzędziem w biologii i naukach biomedycznych, umożliwiając szybkie, wysokoczułe i wysokorozdzielcze obrazowanie optyczne...

Niniejszy materiał wideo prezentuje sposób budowy konfokalnego mikroskopu skanującego z prędkością klatkowania obrazu wideo, przy użyciu standardowych, dostępnych w handlu komponentów. Działanie konfokalnego mikroskopu skanującego opiera się na skoordynowanym ruchu dwóch luster skanujących, które przesuwają wiązkę w płaszczyźnie rastrowej; światło z pierwszego lustra jest skanowane poziomo przez pierwszy zestaw soczewek przekaźnikowych, które skupiają je z powrotem w nieruchomym punkcie na drugim lustrze skanującym. Ten sam ruch skanowania jest następnie przenoszony przez soczewki skanujące i tubusowe, co kieruje teraz rozszerzoną wiązkę światła na tylną aperturę obiektywu.Drugie lustro, którego ruch jest wolniejszy w porównaniu z pierwszym lustrem, jednocześnie skanuje oś Y, co umożliwia skanowanie powyżej i poniżej ilustrowanej płaszczyzny i tworzy prostokątny raster na powierzchni próbki. Główną zaletą tego protokołu w stosunku do zakupu komercyjnie dostępnego mikroskopu jest niski koszt oraz możliwość dostosowania instrumentu do konkretnych potrzeb projektu obrazowania. Podczas pracy z jakimkolwiek laserem niezbędne jest podjęcie odpowiednich środków bezpieczeństwa w celu zapobieżenia urazom oczu.Zawsze, gdy jest to możliwe, należy nosić odpowiednie okulary ochronne do pracy z laserem. Widzowie oraz badacze, którzy nie zajmują się w danej chwili ustawianiem wiązki ani pracą z nią, powinni stale nosić okulary. Należy zdjąć wszystkie błyszczące i odbijające światło zegarki oraz biżuterię.Co najważniejsze, należy przez cały czas śledzić i kontrolować wiązkę, kończąc jej drogę za pomocą blokady wiązki lub przymocowanej wizytówki. Jest to szczególnie istotne podczas ustawiania luster, ponieważ droga wiązki może być trudna do przewidzenia. Ponadto nigdy nie należy znajdować się z oczami na wysokości drogi przebiegu wiązki.Wyłącz laser, jeśli musisz przekroczyć płaszczyznę wiązki przed złożeniem mikroskopu. Upewnij się, że dostępny jest cały sprzęt niezbędny do konstrukcji, w tym optyczny stół pomiarowy i wsporniki 90 stopni, wszystkie lustra, soczewki i filtr dichroiczny, wraz z odpowiednimi zaciskami i elementami montażowymi, oba lustra skanujące oraz fotodetektor. Przydatne będzie również posiadanie pod ręką generatora funkcji, aby przetestować działanie skanowania i manipulować lustrami podczas ustawiania.Zdecydowanie zaleca się również przykręcenie płyty optycznej dla zapewnienia stabilności. Konstrukcję mikroskopu należy rozpocząć od umieszczenia adaptera światłowodowego w uchwycie optycznym, a następnie ustawienia całego zestawu na środku płyty optycznej. Odpowiada to punktowi wyjścia niebieskiej wiązki, jak pokazano tutaj.Włącz źródło światła. Za pomocą śrub regulacyjnych wstępnie ustaw wiązkę tak, aby poruszała się w linii prostej zarówno w poziomie, jak i w pionie. Umieść przysłonę przed kolimatorem światłowodowym.Następnie dostosuj wysokość przysłony tak, aby wiązka przechodziła przez jej środek. Następnie przesuń przysłonę z dala od atora wzdłuż drogi wiązki. Sprawdź wyrównanie wiązki.W razie potrzeby użyj dwóch śrub regulacyjnych, aby ponownie ustawić wiązkę na przysłonie. Umieść zamontowane lustro diiczne na drodze wiązki w taki sposób, aby wiązka laserowa znajdowała się w centrum lustra. Obróć uchwyt lustra, aby odbić wiązkę pod kątem około 90 stopni, upewniając się, że wysokość wiązki nie uległa zmianie.Przymocuj lustro do stołu, dokręcając śruby w uchwycie. Następnie umieść zamontowane rezonansowe lustro galwanometryczne na drodze wiązki lasera. Należy zadbać o to, aby wiązka lasera była skierowana dokładnie w poziomy środek powierzchni lustra.Obróć uchwyt lustra tak, aby odbić wiązkę lasera pod kątem 90 stopni. Następnie w przybliżeniu wyreguluj odbicie od lustra, aby zachować tę samą wysokość pionową wiązki lasera. W następnym kroku weź dwie przysłony i umieść je bezpośrednio przed rezonansowym galwanometrem.Następnie, wykorzystując wiązkę lasera odbitą od rezonansowego lustra galwanometrycznego jako punkt odniesienia, ustaw ich wysokość pionową w taki sam sposób jak poprzednio. Teraz, posługując się otworami na śruby w stole optycznym jako prowadnicą wizualną, przymocuj obie przysłony w linii prostej. Wyreguluj pierwsze lustro na drodze wiązki, czyli lustro dichroiczne, aby wycentrować wiązkę na pierwszej przysłonie.Następnie wyreguluj drugie lustro na drodze wiązki. Wykorzystaj galwanometr rezonansowy, aby wycentrować wiązkę na drugiej przysłonie. Powtarzaj regulację obu luster, aż wiązka zostanie wyrównana i przejdzie przez obie przysłony.Należy upewnić się, że wiązka lasera odbita od rezonansowego lustra galwanometrycznego jest nadal odbijana z przybliżonego centrum lustra. Jeśli wiązka jest odchylona, należy wyregulować uchwyt kolimatora światłowodowego i powtórzyć regulację tak, aby wiązka była wycentrowana na obu otwartych przysłonach. Kolejnym krokiem jest umieszczenie dwóch soczewek przekaźnikowych, które odwzorują pierwszą stacjonarną płaszczyznę telecentryczną na drugą stacjonarną płaszczyznę telecentryczną.W przypadku tego konkretnego mikroskopu soczewki wybrane do pierwszego przekaźnika mają tę samą ogniskową F, zatem odległość między dwoma lustrami wynosi tutaj po prostu cztery F. W tej konfiguracji F wynosi 90 mm, więc pozycja 4F znajduje się w odległości 360 mm od lustra skanującego. Aby upewnić się, że soczewki są precyzyjnie wycentrowane na drodze wiązki, należy umieścić pierwszą soczewkę na drodze wiązki i obserwować plamkę wiązki laserowej na kolejnej przysłonie w torze optycznym. Po umieszczeniu soczewki należy dostosować jej wysokość tak, aby pionowy środek wiązki znajdował się w centrum przysłony.Następnie należy dostosować pozycję wiązki poziomej, aby wycentrować ją na przysłonie. Proces ten należy powtórzyć w przypadku drugiej soczewki. W kolejnym kroku zostanie zainstalowane lustro skanujące, a mikroskop zostanie obrócony, aby ułatwić bezpośrednie rozmieszczenie i wyrównanie elementów, które w przeciwnym razie wymagałyby regulacji w pionie.Aby wyznaczyć dokładne położenie drugiej płaszczyzny telecentrycznej, włóż rezonansowy skaner galwanometryczny do jednostki skanującej i włącz go. Użyj wizytówki, aby prześledzić drogę wiązki skanującej przechodzącej przez dwie soczewki. Druga płaszczyzna telecentryczna znajduje się w odległości około czterech F od rezonansowego skanera galwanometrycznego i można ją zidentyfikować jako miejsce, w którym wiązka skanująca wydaje się nieruchoma.Zaznacz ołówkiem płytkę stykową poniżej tego miejsca. Po zidentyfikowaniu płaszczyzny telecentrycznej ustaw wejście lustra skanującego na zero woltów i włącz sprzęt sterujący lustrem, aby lustro ustabilizowało się w pozycji neutralnej. Następnie ustaw standardowe skanujące lustro galilowo w dokładnym miejscu płaszczyzny tele.Dostosuj położenie lustra w taki sposób, aby wiązka w płaszczyźnie tele uderzała dokładnie w środek lustra skanującego, a następnie dokręć uchwyt lustra. Teraz poluzuj śrubę blokującą trzymającą lustro galwanometryczne i obróć je, upewniając się, że wiązka rozchodzi się pionowo. Następnie wyłącz laser oraz elektronikę skanującą.Odłącz światłowód oraz lustra skanujące. Następnie, używając kątowników montażowych do płyty eksperymentalnej o kącie 90 stopni, przymocuj drugą płytę eksperymentalną do pierwszej.Na koniec ostrożnie obróć cały mikroskop tak, aby nowa płyta optyczna leżała płasko, a następnie użyj zacisku, aby zamocować mikroskop w tej pozycji. Podłącz ponownie galvo i laser, pamiętając o przywróceniu galvo do zera woltów. Pozostałą część konfiguracji, która wcześniej była ustawiona pionowo, można łatwo przeprowadzić na płaskiej płycie optycznej.Następnie skonfigurujemy drugi zestaw soczewek przekaźnikowych, formalnie określanych jako soczewka skanująca i soczewka tubusowa. Prosimy zapoznać się z towarzyszącym protokołem pisemnym, który zawiera bardzo ważne informacje na temat wyboru odpowiedniej kombinacji soczewek. Rozpocznij od ustawienia soczewek.W pierwszej kolejności należy rozmieścić lustra niezbędne do skierowania wiązki do obiektywu. Pierwsze duże lustro o średnicy dwóch cali należy umieścić blisko krawędzi stołu optycznego i obrócić uchwyt lustra tak, aby odbić wiązkę lasera pod kątem w przybliżeniu 90 stopni. Należy dostosować odbicie od lustra, aby zachować tę samą wysokość pionową wiązki.Następnie umieść drugie dwucalowe lustro na przeciwległej krawędzi płyty optycznej, aby skierować wiązkę pod kątem 90 stopni, i za pomocą śrub regulacyjnych przymocuj je na stałe. Następnie ustaw dwie przysłony i w ten sam sposób dostrój oba lustra, aby wycentrować wiązkę. Potem umieść soczewkę skanującą w torze wiązki w odległości odpowiadającej jej ogniskowej od galwanometru i dostosuj jej pozycję w płaszczyźnie poziomej i pionowej.Aby wycentrować plamkę lasera na pierwszej przysłonie między dwoma lustrami, ostrożnie umieść dużą, dwucalową soczewkę tubusową w odpowiedniej odległości od soczewki skanującej i dostosuj jej pozycję w płaszczyźnie poziomej i pionowej, aby wycentrować wiązkę na pierwszej przysłonie. W tej konfiguracji, po rozmieszczeniu wszystkich komponentów, soczewka tubusowa znajduje się w odległości 75 mm plus 300 mm.Podłącz gal O do wyjścia standardowego generatora funkcji elektrycznych lub obwodu sterującego i ustaw napięcie szczyt-szczyt w zakresie od 1 do 3 V. Następnie rozpocznij skanowanie obu luster, używając wizytówki. Zlokalizuj wiązkę lasera w płaszczyźnie stacjonarnej, 300 mm za soczewką tubusową.Umieść obiektyw na drodze wiązki, dbając o to, aby tylna apertura obiektywu znajdowała się jak najbliżej płaszczyzny stacjonarnej. Przygotuj stolik z próbką, upewniając się, że uchwyt przesuwny w osi Z nie uderza w uchwyt obiektywu podczas przemieszczania się w całym zakresie ruchu. Aby skonfigurować układ konfokalny, otwór pinhole oraz detektor, należy rozpocząć od odłączenia wszystkich zasilaczy i światłowodów.Obróć zespół mikroskopu tak, aby ponownie spoczął na stole optycznym, trzymając rezonansowe lustro skanujące. Po ponownym podłączeniu światłowodu do kolimatora i standardowego lustra skanującego oraz kabli zasilających i sterujących, ustaw napięcie zero na napięciu sterującym standardowym galwanometrem skanującym, tak jak wcześniej na stoliku, a następnie umieść próbkę jasnego barwnika w kanapce między dwiema lamelkami. Następnie włącz źródło laserowe i ustaw barwnik w ostrości.Dostosuj moc lasera, aby uzyskać jak najsilniejszą fluorescencję, wykorzystując do tego wizytówkę. Śledź emisję fluorescencji z próbki przez obiektyw, system skanujący aż do lustra dichroicznego, które odbija wiązkę lasera i przepuszcza emisję fluorescencyjną. Zlokalizuj ten sygnał fluorescencji po drugiej stronie lustra dichroicznego.Teraz należy przyciemnić światła w pomieszczeniu. Za lustrem dichroicznym należy umieścić lustro, aby odbić emisję pod kątem 90 stopni. Następnie, używając przysłony z lustrem, należy skierować wiązkę fluorescencji tak, aby biegła jak najprościej i jak najbardziej równolegle do płyty optycznej.Następnie zostanie skonfigurowany moduł otworu konfokalnego przy użyciu zestawu mocowań klatkowych filtru przestrzennego firmy Thor Labs. Ten schemat przedstawia konfigurację. Lustro skanujące znajduje się w płaszczyznach stacjonarnych, które są w układzie tele względem stacjonarnego obiektywu.Pary soczewek w płaszczyźnie tylnej apertury między płaszczyznami stacjonarnymi służą do przesyłania skanowanych wiązek. Pierwsza para soczewek posiada równą ogniskową, tworząc teleskop w skali jeden do jednego. Druga para soczewek, znana formalnie jako soczewka skanująca i soczewka tubusowa, nie musi mieć równej ogniskowej i często pełni funkcję teleskopu rozszerzającego wiązkę, aby zapewnić przepełnienie tylnej apertury obiektywu.Światło emitowane z próbki przechodzi z powrotem przez system skanujący i przechodzi przez lustro dichroiczne. Soczewka o krótkiej ogniskowej lub obiektyw skupia światło emisji w otworze konfokalnym, które następnie jest kolimowane przez soczewkę. Ostatnia soczewka skupia przefiltrowaną emisję konfokalną na fotopowielaczu.Umieść moduł filtra przestrzennego w linii drogi wiązki emisji, dbając o to, aby centrować pierwszy uchwyt soczewki skupiającej względem wiązki emisji. W tym przypadku wybrano moduł filtra przestrzennego z otworem o średnicy 100 mikronów. Następnie zamontuj w module soczewkę o krótkiej ogniskowej i przesuwaj uchwyt translacyjny w osi Z, aż do uzyskania wyraźnej ostrości na powierzchni otworu.Upewnij się, że cały moduł jest zorientowany wzdłuż linii prostej wyznaczonej przez wiązkę fluorescencyjną. Przymocuj moduł do płyty optycznej. Następnie, korzystając z pokręteł regulacyjnych stolika translacyjnego, dostrój obie osie, aby przeprowadzić dwuwymiarowy przeszukanie powierzchni uchwytu otworu przypinowego w celu znalezienia punktu, w którym sygnał fluorescencyjny przechodzący przez otwór przypinowy jest maksymalny.Następnie umieść soczewkę powłokową na uchwycie klatkowym za otworem przypinowym (pinhole). Za pomocą wizytówki zlokalizuj jon fluorescencyjny przechodzący przez jednostkę konfokalną i przesuwaj soczewkę powłokową wzdłuż wsporników, aż emitowana fluorescencja będzie możliwie najlepiej skupiona. Przygotuj zespół z lampą fotopowielaczową. Umieść soczewkę o ogniskowej 50 mm na drodze wiązki emisji fluorescencyjnej i znajdź jej punkt ogniskowania.Zaznacz tę pozycję na płyciestykowej. Teraz całkowicie wyłącz laser i ustaw fotopowielacz tak, aby jego okno znajdowało się jak najbliżej zaznaczonego punktu ogniskowania. Następnie, używając regulowanych tub soczewkowych, połącz ten zespół z soczewką skupiającą.Owiń wszystkie odsłonięte ścieżki wiązki za otworem pinhole ciemną taśmą, a następnie włącz laser, utrzymując jego moc na bardzo niskim poziomie. Włącz fotopowielacz, uważnie odczytując jego napięcie na oscyloskopie. Wraz ze zwiększaniem natężenia lasera, zwiększaj napięcie, aż na ekranie oscyloskopu pojawi się odczyt w postaci piku i/lub przesunięcie składowej stałej (DC offset).Potwierdź, że sygnał ten faktycznie wynika z fluorescencji, wyłączając moc lasera lub blokując drogę wiązki, aby zaobserwować zanik sygnału. Na koniec iteracyjnie ustaw otwór pinhole, aby uzyskać maksymalny sygnał na oscyloskopie. Po uprzedniej manipulacji pozycją Z soczewki skupiającej, a następnie regulacji stołu translacyjnego YZ, konfiguracja sprzętowa mikroskopu wideo jest kompletna.Najpierw wyłączyć pomnożnik elektronów. Następnie podłączyć niestandardowe płytki sterujące lustrami oraz komputer zgodnie ze schematem przedstawionym w załączonym protokole pisemnym. System ten można dostosować do przeprowadzania konfokalnej skaningowej mikroendoskopii.W celu zastąpienia stolika przedmiotowego uchwytem do włókien, proszę zapoznać się z towarzyszącym tekstem lub szczegółami. Gotowy pionowy konfokalny mikroskop skaningowy oraz mikroendoskop powinny wyglądać tak, jak przedstawiono tutaj. Wiązki lasera i emisji zostały narysowane w celu ułatwienia orientacji.Podczas operacji mikroendoskopowej uchwyt światłowodu stabilizuje światłowód obrazujący podczas eksperymentów. W zależności od zastosowania uchwyt ten można łatwo zastąpić stolikiem XY. Przedstawiona tutaj platforma mikroskopu biologicznego to reprezentacyjny obraz testowy małej litery M wydrukowanej na białej wizytówce, wykonany przy użyciu karty przechwytywania obrazu w czasie rzeczywistym w celu generowania obrazów z sygnału wejściowego.Wybielono.Biały papier zawiera fluorofory, które są łatwo pobudzane przez światło UV i niebieskie, co skutkuje jasnym tłem za ciemnymi obszarami. Aby zebrać tę emisję fluorescencyjną, wybrano filtr emisyjny z maksimum przy 515 nanometrach. Można zaobserwować niewielkie zniekształcenie obrazu, szczególnie w pobliżu bocznych krawędzi ramki obrazu.Zniekształcenie to wynika z sinusoidalnego wzoru skanowania lustra gvo o częstotliwości ośmiu kilohertz i jest szczegółowo omówione w towarzyszącym dokumencie. Ten film przedstawia przykładowe dane w częstotliwości odświeżania wideo uzyskane poprzez skanowanie wizytówki. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak zbudować i wyrównać konfokalny mikroskop skanujący pracujący w częstotliwości odświeżania wideo.Należy pamiętać, że praca z wiązką laserową może być niezwykle niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak zdjęcie wszelkiej refleksyjnej biżuterii oraz unikanie pracy z oczami na wysokości linii wiązki.

video-rate-scanning-confocal-microscopy-and-microendoscopy

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Mikroskopia skanująca confocalna i mikroendoskopia z prędkością video

Mikroskopia konfokalna rogówki jest nieinwazyjną techniką kliniczną, która może być wykorzystana do ilościowej oceny uszkodzeń włókien C w celu diagnozy i stratyfikacji pacjentów z rosnącym stopniem nasilenia neuropatii.

Konfokalna mikroskopia rogówki: Nowoczesna nieinwazyjna metoda ilościowej oceny patologii małych włókien w neuropatiach obwodowych

W wielu sytuacjach biologicznych i klinicznych korzystne jest badanie procesów komórkowych w ich naturalnym mikrośrodowisku. W niniejszym materiale opisujemy montaż i zastosowanie niedrogiego mikroskopu światłowodowego, który umożliwia obrazowanie w czasie rzeczywistym w hodowlach komórkowych, badaniach na zwierzętach oraz w badaniach klinicznych z udziałem pacjentów.

Wysokorozdzielcza mikroendoskopia światłowodowa do obrazowania komórkowego in situ

Sondowa konfokalna laserowa endomikroskopia umożliwia obrazowanie w czasie rzeczywistym dróg moczowych człowieka podczas cystoskopii, zapewniając dynamiczne obrazowanie intravitalne stanów patologicznych, takich jak rak pęcherza moczowego, z rozdzielczością komórkową. Endomikroskopia może zwiększyć dokładność diagnostyczną standardowej endoskopii w białym świetle oraz zapewnić śródoperacyjne prowadzenie obrazowe w celu usprawnienia resekcji chirurgicznej.

Sondowa konfokalna laserowa endomikroskopia dróg moczowych: Technika

Czterowymiarowe (4D) obrazowanie jest wykorzystywane do badania zachowania i interakcji między dwoma typami endosomów w zakończonych nerwach żywych kręgowców.  Ruch tych małych struktur jest scharakteryzowany w trzech wymiarach, co pozwala na potwierdzenie zdarzeń takich jak fuzja endosomów i egzocytoza.

Wizualizacja dynamiki endosomów w żywych zakończeniach nerwowych za pomocą czterowymiarowego obrazowania fluorescencyjnego

Opisujemy test czopa matrigelowego, aby zilustrować potencjał angiogenny puli czynników wydzielanych przez komórki nowotworowe za pomocą dwóch uzupełniających się metod obrazowania, ultradźwięków i endomikroskopii. Matrigel, żel naśladujący macierz zewnątrzkomórkową (ECM), jest wykorzystywany do wprowadzenia gospodarza (myszy) z czynnikami angiogennymi wydzielanymi do kondycjonowanego podłoża (CM).

Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe

Opisano montaż i użycie multimodalnego mikroendoskopu, który może rejestrować dane obrazu tkanek powierzchownych z parametrami fizjologicznymi tkanek, w tym stężeniem hemoglobiny, stężeniem melaniny i nasyceniem tlenem. Technika ta może być przydatna do oceny struktury tkanki i perfuzji oraz może być zoptymalizowana pod kątem indywidualnych potrzeb badacza.

Multimodalna platforma obrazowania i spektroskopii mikroendoskopii z wiązkami włókien do nieinwazyjnej analizy tkanek in vivo

Prezentowany jest tutaj protokół techniki Conpokal, która łączy mikroskopię konfokalną i mikroskopię sił atomowych w jedną platformę instrumentów. Conpokal zapewnia tę samą komórkę, ten sam region, prawie równoczesne obrazowanie konfokalne i mechaniczną charakterystykę żywych próbek biologicznych.

Niemal równoczesna skaning laserowy Mikroskopia konfokalna i mikroskopia sił atomowych (Conpokal) na żywych komórkach

Pęcherzyki zewnątrzkomórkowe (EV) przyczyniają się do biologii komórkowej i komunikacji międzykomórkowej. Istnieje potrzeba przeprowadzenia praktycznych testów w celu wizualizacji i ilościowego określenia wychwytu EV przez komórki. Obecny protokół proponuje test wychwytu EV poprzez wykorzystanie trójwymiarowego obrazowania fluorescencyjnego za pomocą mikroskopii konfokalnej, po izolacji EV za pomocą urządzenia mikroprzepływowego opartego na nanofiltracji.

Test wychwytu pęcherzyków zewnątrzkomórkowych za pomocą analizy obrazowania pod mikroskopem konfokalnym

Ten manuskrypt opisuje konstrukcję i działanie mikrotensjometru/mikroskopu konfokalnego do wykonywania jednoczesnych pomiarów napięcia międzyfazowego i reologii dylatacyjnej powierzchni przy jednoczesnej wizualizacji morfologii międzyfazowej. Zapewnia to konstruowanie w czasie rzeczywistym relacji struktura-właściwości interfejsów ważnych w technologii i fizjologii.

Mikrotensjometr do mikroskopii konfokalnej Wizualizacja dynamicznych interfejsów

Prezentujemy wykonanie niskokosztowego stopnia kriogenicznego, zaprojektowanego tak, aby pasował do większości mikroskopów światła odbitego. Ten zbudowany w laboratorium stopień kriogeniczny umożliwia efektywne i niezawodne obrazowanie korelacyjne pomiędzy kriomikroskopią świetlną a kriomikroskopią elektronową.

Budowa niskokosztowego stolika do kriomikroskopii świetlnej na potrzeby skorelowanej mikroskopii świetlnej i elektronowej

Poznaj budowę taniego mikroskopu konfokalnego z częstotliwością wideo przy użyciu standardowych komponentów. Ta metoda umożliwia elastyczną konfigurację geometrii obrazowania dla badań w neurobiologii i biofizyce.

Skaningowa mikroskopia konfokalna w czasie rzeczywistym i mikroendoskopia

Przeglądaj więcej filmów