Name: Tworzenie przejściowych porów błony komórkowej za pomocą standardowej drukarki atramentowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-16T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Poznaj metodę bioprintingu z wykorzystaniem zmodyfikowanej drukarki atramentowej do tworzenia przejściowych porów w błonach komórkowych. Technika umożliwia wprowadzanie fluorescencyjnego G-aktyny do żywych komórek przy wysokiej przeżywalności.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować dr. Thomasowi Bolandowi za pomysł wykorzystania drukarek HP DeskJet do drukowania komórek. Finansowanie tego projektu pochodzi z NSF RII-EPS 0903795 oraz NIH K25 HL0922280.

1. Przystosowanie drukarki HP DeskJet 500
Należy zauważyć, że technika ta powinna działać z wieloma komercyjnymi drukarkami atramentowymi. Jednak starsze drukarki mają tendencję do lepszego działania, ponieważ wykorzystują wkłady z dyszami o większej średnicy, które nie zapychają się tak łatwo. Ponadto starsze drukarki zazwyczaj posiadają mechaniczne czujniki podawania papieru, które łatwiej jest ominąć. Drukarki z czujnikami optycznymi można oszukać, stosując mały pasek papieru na dalekiej krawędzi drukarki podczas każdego cyklu, jednak jest to nieco trudniejsze niż w przypadku systemu mechanicznego. Obecnie dostępne w sprzedaży drukarki, które sprawdzają się najlepiej, mają niską rozdzielczość (DPI).
Drukarki o wyższej rozdzielczości mają tendencję do częstszego zapychania się. Rozdzielczość drukarki HP Deskjet 500 wynosi 300 DPI. Na rynku dostępnych jest wiele drukarek (z serii HP Deskjet i inne), które mają rozdzielczość 600 DPI. Tego typu drukarki można stosować przy niewielkim wzroście problemów z zapychaniem się dysz, co można zniwelować poprzez staranne czyszczenie (sekcja 3).
<ol>
	<li>Zdejmij górną plastikową obudowę drukarki, odblokowując kilka plastikowych zatrzasków w dolnej podstawie urządzenia i powoli podnosząc górną część do góry.</li>
	<li>Odkręć panel przycisków/wyświetlacza z góry drukarki, pozostawiając go podłączonym do płyty głównej urządzenia.</li>
	<li>Oczyść wnętrze drukarki, szczególnie obszary, w których spoczywa kartridż z tuszem oraz miejsca, w których odbywa się druk.</li>
	<li>Zlokalizuj kable doprowadzające zasilanie do mechanizmów podawania papieru i odłącz je od płyty głównej.
	<ol>
		<li>W modelu HP DeskJet 500 znajdują się one tuż poniżej tacy papieru, po lewej stronie z przodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zlokalizuj mechanizm wykrywania papieru. Omiń ten mechanizm, mocując sznurek lub pętlę z drutu, która będzie służyć jako ręczny uchwyt do pociągania.
	<ol>
		<li>W modelu HP DeskJet 500 mechanizm wykrywania papieru to szara plastikowa dźwignia znajdująca się powyżej i za mechanizmem drukowania/podawania papieru.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stwórz platformę przed mechanizmem podawania papieru (w miejscu, z którego papier byłby pobierany i w którym byłby składany), aby podnieść wybrane szkiełka do druku na poziom tuż poniżej głowicy drukującej kartridża.
	<ol>
		<li>W naszych eksperymentach wykorzystano piankowy uchwyt transportowy do probówek wiriówek 15 mL, w którym w obszarze druku przyklejono taśmą kilka szkiełek mikroskopowych, aby osiągnąć pożądaną wysokość końcową szkiełek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W celu zachowania zasad aseptyki drukarkę można umieścić w standardowej komorze bezpieczeństwa biologicznego lub w blatowej komorze z laminarnym przepływem powietrza.</li>
	<li>Należy pamiętać, że modyfikacja dostępnej komercyjnie drukarki atramentowej zazwyczaj powoduje utratę gwarancji producenta.</li>
</ol>
2. Przerabianie standardowych wkładów z tuszem HP (czarny wkład z tuszem HP 26)
<ol>
	<li>Wyjmij wkład z opakowania, pozostawiając na razie taśmę ochronną zakrywającą styki drukarki i głowicę drukującą.</li>
	<li>Ustabilizuj korpus wkładu (część czarna) za pomocą zacisku lub imadła (zazwyczaj wystarczy również mocne przytrzymanie wkładu ręką), tak aby zielna górna część była wolna od przeszkód.</li>
	<li>Używając kombinerek lub klucza nastawnego, chwyć zielną górną część wkładu i skręcaj nią kilka razy w przód i w tył, aż się oddzieli.
	<ol>
		<li>Nie powinno to wymagać dużej siły, jednak górna część nie jest już potrzebna, więc jej uszkodzenie podczas usuwania jest dopuszczalne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Używając śrubokrętów, podważ i usuń odsłonięty przezroczysty plastikowy element.
	<ol>
		<li>Ponownie, nie powinno to wymagać dużej siły, ale element ten nie będzie potrzebny, więc jego uszkodzenie podczas usuwania jest dopuszczalne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opróżnij pozostałą zawartość zbiornika.</li>
	<li>Usuń plastikową taśmę ochronną zakrywającą styki drukarki i głowicę drukującą.</li>
	<li>Dokładnie przepłucz zbiorniki wodą.
	<ol>
		<li>Użyj pipety lub strzykawki, aby przepchnąć wodę przez kanały.</li>
		<li>W trakcie tego procesu woda prawdopodobnie będzie wyciekać z głowicy drukującej; jest to zjawisko dopuszczalne i nie wpływa na funkcjonalność wkładu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy woda będzie czysta, pozostaw wkład do wyschnięcia.</li>
</ol>
3. Czyszczenie wkładu z tuszem
<ol>
	<li>Aby zapewnić czystość środowiska druku, wkład inkustowy należy oczyścić przed i po użyciu.
	<ol>
		<li>Pomaga to również zapobiegać krystalizacji soli i innych materiałów biologicznych we wkładzie, co mogłoby doprowadzić do powstania zatorów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zanurz wkład całkowicie w zlewce z wodą dejonizowaną i poddaj działaniu ultradźwięków przez 15 minut przed i po drukowaniu.</li>
	<li>Po sonikacji wyjmij wkład z wody i wytrzęś nadmiar cieczy.</li>
	<li>Spryskaj wnętrze wkładu 70% etanolem, aby zapewnić bardziej aseptyczne warunki.
	<ol>
		<li>Upewnij się, że etanol całkowicie odparował przed dodaniem roztworu biotuszowego do druku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przygotowanie zawiesiny komórkowej - „bioatramentu”
<ol>
	<li>Hoduj komórki do momentu przygotowania do pasażowania.
	<ol>
		<li>W przypadku fibroblastów 3T3: wysiej komórki na kolby T-75 w zagęszczeniu około 1,3x104 komórek/cm2 w podłożu DMEM (Dulbecco's Modified Eagle's Medium) z 10% FBS (płytka cielęca). Hoduj komórki przez dwa dni w inkubatorze w temperaturze 37 °C i przy 5% CO2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj roztwór zapasowy fluorescencyjnej g-aktyny o stężeniu 50 μg/ml w buforze fosforanowym (PBS).</li>
	<li>Przeprowadź pasażowanie komórek.
	<ol>
		<li>W przypadku fibroblastów 3T3: usuń medium z kolby i wypłucz dwukrotnie za pomocą PBS. Przykryj komórki 5 ml 0,25% trypsyny z EDTA i inkubuj przez 5 minut.</li>
		<li>Dodaj 5 ml świeżego medium, przenieś zawiesinę komórkową pipetą do stożkowatej probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i wiruj przy 1000 rpm przez 5 minut. Odessaj zużyte medium.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Resuspenduj komórki w PBS z roztworem zapasowym fluorescencyjnej g-aktyny, aby przygotować biotusz.
	<ol>
		<li>Biotusz powinien mieć końcowe stężenie g-aktyny 10 μg/ml oraz stężenie komórek 1x105 komórek/ml. Stężenie to zostało zoptymalizowane w celu ograniczenia liczby komórek w kropli oraz zapobiegania zapychaniu się głowicy drukarki.8</li>
		<li>Należy pamiętać, że 250 μl biotuszu wystarcza do wydrukowania trzech szkiełek nakrywkowych z wzorem przedstawionym na Rysunku 2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Biodruk
<ol>
	<li>Włączyć urządzenie i pozwolić drukarce się rozgrzać.</li>
	<li>Umieścić wybraną powierzchnię do druku (w tym przypadku szkiełka podstawowe 22 mm x 22 mm) w centrum stolika przygotowanego w kroku 1.6.</li>
	<li>Utworzyć plik z wzorem druku.
	<ol>
		<li>Otworzyć program Microsoft Word (lub dowolne inne oprogramowanie graficzne) i narysować pożądany wzór.</li>
		<li>Wybrać odpowiedni wzór druku do nanoszenia komórek w przygotowanym pliku.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Napełnić przygotowany wkład pożądaną zawiesiną komórkową.
	<ol>
		<li>Nanieść zawiesinę do małego okrągłego otworu na dnie komory wkładu. Użyć około 100-120 μl roztworu. Wielkość wydrukowanej kropli wynosi około 130 picoliterów.8</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wydrukować plik za pomocą drukarki HP Deskjet 500.
	<ol>
		<li>Aby uzyskać najlepsze wyniki, mniejsze wzory należy wydrukować wielokrotnie (5 razy), zmieniając liczbę kopii w programie do edycji tekstu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Drukarka ponownie się rozgrzeje, a następnie wkład przemieści się do „pozycji gotowości”.</li>
	<li>Gdy wkład znajdzie się w pozycji gotowości (nieco na lewo od otworu na kroplę tuszu poniżej i pozostanie w tym miejscu), należy pociągnąć w górę drut mechanizmu podawania papieru, co powinno rozpocząć druk.
	<ol>
		<li>W przypadku wydruku wielu kopii, mechanizm podawania papieru musi być zwalniany po każdym cyklu lub wydrukowanej stronie. Wkład powróci wówczas do „pozycji gotowości”, a drut mechanizmu podawania papieru należy ponownie unieść.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Drukarka naniesie wzór na szkiełko podstawowe umieszczone w centrum stolika drukarskiego w kroku 5.2 (patrz Rysunek 2).</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Reprezentatywne wyniki całego procesu konwersji standardowej, dostępnej w sprzedaży drukarki HP Deskjet 500 z wykorzystaniem standardowych wkładów z serii HP 26 pozwolą na stworzenie urządzenia zdolnego do drukowania zawiesin komórkowych dla wielu typów analiz, o których wspomniano wcześniej. Gotowa drukarka po konwersji przedstawiona jest na Rysunku 3, z etapem drukowania służącym do umieszczania szkiełek nakrywkowych mikroskopu. Drukarka ta może być użyteczna w analizach w wielu dziedzinach, w tym między innymi w: mechanice pojedynczych komórek, inżynierii tkankowej, transfekcji genów, mikrowzorcowaniu biosensorów oraz bezpośrednich terapiach komórkowych. 1-10, 16-22
W niniejszym przykładzie zmodyfikowano drukarkę HP Deskjet 500 oraz wkłady z tuszem z serii HP 26 do celów biodrukowania. Przy wykorzystaniu tej konfiguracji drukarki oraz bioatramentu składającego się z zawiesiny fibroblastów w roztworze monomeru g-aktyny, komórki zostały wydrukowane na szklanych szkiełkach przedmiotowych do mikroskopu. Rysunek 1 przedstawia reprezentatywne wyniki wydrukowanych fibroblastów, w których widoczne są wbudowane fluorescencyjne monomery aktyny. Wyniki uzyskano w kontrolowanym środowisku aseptycznym, w którym komórki drukowano w formie konfigurowalnych wzorów.
Wzorzec użyty w tym przykładzie został stworzony w programie Microsoft Word (Rysunek 2). Wzorzec ten pozwolił na utworzenie ciągłej linii z roztworu drukującego na większości powierzchni szkiełka przedmiotowego. Rysunek 4 przedstawia linię prostą, w której biotusze i komórki są nanoszone jednocześnie. Należy zauważyć, że bezpośrednio po drukowaniu następuje wzrost fluorescencji tła, ponieważ roztwór biotuszu, w którym zawieszone są komórki, zawiera wolne, nadmiarowe fluorescencyjne monomery aktyny. Fluorescencja tła ta znacznie maleje po dodaniu do komórek pożywki wzrostowej (Rysunek 1), co pozwala na wypłukanie nadmiaru monomeru z podłoża.
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna, obrazowanie komórek, badanie optyczne, analiza emisji, wynik eksperymentalny." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1."> 
Rycina 1. Reprezentatywne obrazy fibroblastów 3T3 3 godziny po wydrukowaniu za pomocą zmodyfikowanej drukarki atramentowej. Wnętrze komórek wykazuje wbudowane monomery aktyny znakowane fluorescencyjnie. Paski skali reprezentują 50 μm.
<img alt="Równowaga statyczna, pręt pionowy; schemat; ilustruje koncepcję równowagi i rozkładu sił." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2."> 
Rysunek 2. Projekt zastosowany do drukowania bioatramentu.
<img alt="Konfiguracja stanowiska PCR do amplifikacji DNA w eksperymentach biologii molekularnej." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3."> 
Rysunek 3. Drukarka po konwersji z platformą ze styropianu. Pomarańczowy przewód w środku omija czujnik dźwigni podawania papieru.
<img alt="Obraz mikroskopowy mikroorganizmów; wykorzystywany w badaniach komórkowych, analizie biologicznej." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4."> 
Rycina 4. Reprezentatywny obraz fibroblastów 3T3 wydrukowanych w zlokalizowanej strefie drukowania. Obraz mikroskopowy wykonany 5 minut po drukowaniu przy 20-krotnym powiększeniu.
<img alt="Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej; lokalizacja białka; analiza emisji zielonej; wynik eksperymentu." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5."> 
Rysunek 5. Obraz fluorescencyjny (powiększenie 40x) wykonany 3 godziny po druku, przedstawiający fibroblast z zinternalizowanymi fluorescencyjnymi monomerami aktyny. Pasek skali odpowiada 50 μm.
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna, analiza emisji, światło zielone i niebieskie, wizualizacja nakładania się widm." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 6."> 
Rysunek 6. Mikroskopia fluorescencyjna (powiększenie 20x) komórki wykonana 15 minut po wydruku. Obraz przedstawia zarówno g-aktynę (zielony), jak i jądro komórkowe (niebieski). Od lewej do prawej: g-aktyna z Alexa Fluor 488, jądro z DAPI oraz nałożenie obu obrazów.
<img alt="Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej przedstawiający komórki zabarwione na zielono i pasek skali, 100 μm." src="/files/ftp_upload/3681/3681fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 7."> 
Rysunek 7. Mikroskopia fluorescencyjna przedstawiająca dwa fibroblasty w układzie liniowym 3 godziny po drukowaniu. Obraz po lewej pokazuje fluorescencyjnie znakowane monomery aktyny wewnątrz komórek. Obraz po prawej jest nałożeniem kanału fluorescencyjnego na obraz tła, aby wykazać, że mimo obecności niektórych zanieczyszczeń na szkiełku (lewy dolny róg), nie wykazują one fluorescencji. Paski skali reprezentują 50 μm; jeśli rozmiar nie jest wskazany, po prawej stronie znajduje się grupa kontrolna niedrukowanych komórek inkubowanych przez 3 godziny z fluorescencyjnie znakowanymi monomerami. Kontrola ta ma na celu wykazanie, że monomery nie mogły przeniknąć przez błonę komórkową bez jej permeabilizacji podczas drukowania komórek.

<ol><li>Calvert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Materials+science.+Printing+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Materials science. Printing cells.</a> Science. 318, 208-209 (2007).</li>
<li>Mironov, V., Reis,, Derby, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review%3A+Bioprinting%3A+A+beginning%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Review: Bioprinting: A beginning.</a> Tissue Eng. 12, 631-634 (2006).</li>
<li>Pepper, M. E., Parzel, C. A., Burg, T., Boland, T., Burg, K. J. L., Groff, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+Implementation+of+a+two-dimensional+inkjet+bioprinter%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+IEEE+Eng.+Med.+Biol.+Soc%22%5BJournal%5D)">Design and Implementation of a two-dimensional inkjet bioprinter.</a> Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 3-6, 6001-6005 (2009).</li>
<li>Campbell, P., Weiss, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+with+the+aid+of+inkjet+printers%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin.+Biol.+Th%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering with the aid of inkjet printers.</a> Expert Opin. Biol. Th. 7, 1123-1127 (2007).</li>
<li>Boland, T., Xu, T., Damon, B., Cui, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+inkjet+printing+to+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+J%22%5BJournal%5D)">Application of inkjet printing to tissue engineering.</a> Biotechnol. J. 1, 910-917 (2006).</li>
<li>Mironov, V., Prestwich, G., Forgacs, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioprinting+Living+Structures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mater.+Chem%22%5BJournal%5D)">Bioprinting Living Structures.</a> J. Mater. Chem. 17, 2054-2060 (2007).</li>
<li>Xu, T., Rohozinski, J., Zhao, W., Moorefield, E. C., Atala, A., Yoo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inkjet-mediated+gene+transfection+into+living+cells+combined+with+targeted+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Inkjet-mediated gene transfection into living cells combined with targeted delivery.</a> Tissue Eng. Part A. 15, 95-101 (2009).</li>
<li>Cui, X., Dean, D., Ruggeri, Z., Boland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+Damage+Evaluation+of+Thermal+Inkjet+Printed+Chinese+Hamster+Ovary+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Cell Damage Evaluation of Thermal Inkjet Printed Chinese Hamster Ovary Cells.</a> Biotechnol. Bioeng. 106, 963-969 (2010).</li>
<li>Hamm, A., Krott, N., Breibach, I., Blindt, R., Bosserhoff, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+transfection+method+for+primary+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Efficient transfection method for primary cells.</a> Tissue Eng. 8, 235-245 (2002).</li>
<li>Saunders, R., Derby, B. B. ioprinting Inkjet Deposition. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSaunders%2C+R+%22Encyclopedia+of+Industrial+Biotechnology%3A+Bioprocess%2C+Bioseparation%2C+and+Cell+Technology%22">Encyclopedia of Industrial Biotechnology: Bioprocess, Bioseparation, and Cell Technology</a>. 15, John Wiley & Sons. (2010).</li>
<li>Prabha, S., Zhou, W., Panyam, J., Labhasetwar, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size-dependency+of+nanoparticle+mediated+gene+transfection%3A+studies+with+fractioned+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Pharm%22%5BJournal%5D)">Size-dependency of nanoparticle mediated gene transfection: studies with fractioned nanoparticles.</a> Int. J. Pharm. 244, 105-115 (2002).</li>
<li>Derby, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioprinting%3A+inkjet+printing+proteins+and+hybrid+cell-containing+materials+and+structures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mater.+Chem%22%5BJournal%5D)">Bioprinting: inkjet printing proteins and hybrid cell-containing materials and structures.</a> J. Mater. Chem. 18, 5717-5721 (2008).</li>
<li>Apodaca, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocytic+Traffic+in+Polarized+Epithelial+Cells%3A+Role+of+Actin+and+microtubule+Cytoskeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Traffic%22%5BJournal%5D)">Endocytic Traffic in Polarized Epithelial Cells: Role of Actin and microtubule Cytoskeleton.</a> Traffic. 2, 149-159 (2001).</li>
<li>Hotulainen, P., Llano, O., Smirnov, S., Tanhuanpää, K., Faix, G., Rivera, C., Lappalainen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+mechanisms+of+actin+polymerization+and+depolymerization+during+dendritic+spine+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Defining mechanisms of actin polymerization and depolymerization during dendritic spine morphogenesis.</a> J. Cell Biol. 185, 323-339 (2009).</li>
<li>Allen, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actin+filament+uncapping+localizes+to+ruffling+lamellaw+and+rocketing+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Actin filament uncapping localizes to ruffling lamellaw and rocketing vesicles.</a> Nat Cell Biol. 5, 972-979 (2003).</li>
<li>Cooper, G. M., Miller, E. D., Desesare, G. E., Usas, A., Lensie, E. L., Bykowski, M. R., Huard, J., Weiss, L. E., Losee, J. E., Campbell, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inkjet-based+biopatterning+of+bone+morphogenetic+protein-2+to+spatially+control+calvarial+bone+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Inkjet-based biopatterning of bone morphogenetic protein-2 to spatially control calvarial bone formation.</a> Tissue Eng. Part A. 16, 1749-1759 (2010).</li>
<li>Deitch, S., Kunkle, C., Cui, X., Boland, T., Dean, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen+matrix+alignment+using+inkjet+printer+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+1094+%28DD%22%5BJournal%5D)">Collagen matrix alignment using inkjet printer technology.</a> Proc. 1094 (DD. , 7-16 (2008).</li>
<li>Ilkhanizadeh, S., Teixeira, A., Hermanson, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inkjet+printing+of+macromolecules+on+hydrogels+to+steer+neural+stem+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Inkjet printing of macromolecules on hydrogels to steer neural stem cell differentiation.</a> Biomaterials. 28, 3936-3943 (2007).</li>
<li>Ringeisen, B. R., Orthon, C. M., Barron, J. A., Young, D., Sparago, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jet-based+methods+to+print+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+J%22%5BJournal%5D)">Jet-based methods to print living cells.</a> Biotechnol. J. 1, 930-948 (2006).</li>
<li>Cui, X., Boland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+microvasculature+fabrication+using+thermal+inkjet+printing+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Human microvasculature fabrication using thermal inkjet printing technology.</a> Biomaterials. 30, 6221-6227 (2009).</li>
<li>Langer, R., Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering.</a> Science. 260, 920-926 (1993).</li>
<li>Okamoto, T., Suzuki, T., Yamamoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microarray+fabrication+with+covalent+attatchment+of+DNA+using+Bubble+Jet+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microarray fabrication with covalent attatchment of DNA using Bubble Jet technology.</a> Nature Biotechnol. 18, 438-441 (2000).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Proces przystosowania standardowej biurkowej drukarki atramentowej do biodrukowania nie jest szczególnie trudny. Najbardziej wymagającym krokiem jest ustalenie sposobu obejścia mechanizmu podawania papieru, co zależy od marki i modelu użytej drukarki. Jest to jednak stosunkowo proste, gdy czujnik podawania papieru jest mechaniczny, jak opisano w niniejszym opracowaniu. W przypadku modeli z optycznymi czujnikami podawania konieczne może być zastosowanie innych technik, aby oszukać drukarkę, by „myślała”, że korzysta z papieru; na przykład można przeprowadzić niewielki kawałek papieru przez drukarkę w czasie, gdy ta drukuje na szkiełku przedmiotowym. Obejście mechanizmu podawania papieru jest prawdopodobnie najtrudniejszym etapem wdrażania tych procedur w różnych modelach drukarek.
Podczas konstruowania platformy do utrzymywania szkiełek nakrywkowych podczas drukowania ważne jest zapewnienie odpowiedniego wyrównania i wysokości. Platforma powinna umożliwiać umieszczenie szkiełka nakrywkowego w środku obszaru drukowania. Ponadto powinna ona pozycjonować szkiełko nakrywkowe na odpowiedniej wysokości, aby zapewnić prześwit pozwalający na przejście kartridża drukującego nad szkiełkiem bez jego naruszania. Dokładna wysokość platformy będzie zależeć od modelu drukarki.
Aby zapobiec wypłukaniu wydrukowanych komórek, preparaty bezpośrednio po drukowaniu umieszczono w inkubatorze na około 30 minut w celu umożliwienia adhezji komórek przed dodaniem dodatkowej pożywki do wzrostu komórek. Ponieważ komórki zostały wydrukowane w roztworze zawierającym duże ilości PBS, nie uległy one wysuszeniu i pozostały żywe. Komórki obrazowano za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej, aby zwizualizować rozkład znakowanych monomerów g-aktyny wewnątrz komórki (Ryciny 1, 5-7). W przypadku drukowania fibroblastów 3T3, Rycina 5 przedstawia reprezentatywny wynik, w którym aktyna powoduje fluorescencję większości komórki, wykazując jednocześnie linie o zwiększonej jasności. Inkorporacja znakowanej fluorescencyjnie g-aktyny do cytoszkieletu jest przydatna w badaniu dynamiki cytoszkieletu i mechaniki komórkowej.12-15 Ograniczeniem tej techniki jest to, że ma ona zastosowanie wyłącznie do cząsteczek i białek o średnicy mniejszej niż około 10 nm.
Aby upewnić się, że komórki są faktycznie przetwarzane przez przekształconą drukarkę, do bioatramentu dodano DAPI (1:5000 w PBS) w miejsce połowy objętości czystego PBS. Fluorescencyjny barwnik DAPI wiąże się z bogatymi w aminokwasy fragmentami DNA znajdującymi się w jądrze komórkowym. Dlatego DAPI jest przydatnym barwnikiem do obrazowania fluorescencyjnego jąder wydrukowanych komórek. Rysunek 6 przedstawia reprezentatywny obraz komórki wykazującej fluorescencję zarówno Alexa Fluor 488 (aktyna), jak i DAPI (jądro), wraz z obrazem nałożonym z obu barwnikami. Rysunek 7 ilustruje również, w jaki sposób komórki będą fluorescować po wbudowaniu monomerów g-aktyny, podczas gdy materiał niebiologiczny naniesiony na próbkę nie będzie fluorescował ze względu na brak monomerów g-aktyny.
Ważnym aspektem biodrukowania jest dobór środowiska wodnego stosowanego w bioatramencie. Stwierdzono, że użycie standardowych pośrodków do hodowli komórkowej z dodatkiem surowicy prowadzi do niespójnych wyników. Jest to najprawdopodobniej spowodowane zatykaniem się dysz głowicy drukującej przez białka surowicy. Zastosowanie PBS zwiększyło powtarzalność wydruków oraz liczbę naniesionych komórek. Wadą stosowania PBS jest fakt, że komórki nie powinny pozostawać w zawiesinie przez zbyt długi czas. Niemniej jednak fibroblasty w przedstawionych przykładach tolerowały warunki bioatramentu przez co najmniej godzinę bez zmiany żywotności komórek. Jest to zgodne z wieloma wcześniejszymi doniesieniami, według których komórki drukowane za pomocą mechanizmów termicznego druku atramentowego wykazują wysoki stopień przeżywalności.2-8
Tę zmodyfikowaną konfigurację drukarki można wykorzystać w zastosowaniach innych niż drukowanie komórek. 16-22 Białka macierzy, takie jak kolagen lub fibronektyna, mogą być za pomocą tej techniki łatwo drukowane na podłożach, co może być przydatne przy tworzeniu wzorów komórkowych. Na przykład kolagen typu I wydrukowany w formie linii pozwoli na uzyskanie uporządkowanych podłoży kolagenowych, które mogą być wykorzystane w badaniach hodowli komórkowych in vitro.17 Oprócz białek macierzy inne cząsteczki, w tym czynniki wzrostu, mogą być wiarygodnie lokalizowane na podłożach do badań komórkowych i potencjalnych zastosowań terapeutycznych.18
Głównym ograniczeniem konstrukcji opisanej w poprzednich krokach jest fakt, że drukarka ta nie jest zdolna do drukowania w więcej niż jednym wymiarze. Ogranicza to potencjalne zastosowania w aplikacjach wzorzystych, takich jak drukowanie rusztowań. Aby umożliwić druk 3D, konieczne jest zastosowanie specjalistycznego stolika. Stolik ten musi posiadać możliwość stopniowej regulacji wysokości w celu warstwowego nanoszenia bioatramentu.
Biodruk wykazuje duży potencjał jako wydajna i kosztowo efektywna metoda inżynierii tkankowej, transfekcji genów, mikrowzorowania oraz wytwarzania mikroarrayów.1-12, 16-22 Przyszłe zastosowania tego typu urządzeń są liczne i obejmują m.in.: tworzenie kontrolowanych i ustrukturyzowanych mikrośrodowisk komórkowych, wprowadzanie makromolekuł do cytoplazmy komórek oraz osadzanie komórek na rusztowaniach i strukturach, które nie występują naturalnie lub nie są tworzone w sposób efektywny.

<table><tbody><tr><td>HP DeskJet 500</td><td>Hewlett-Packard</td><td>C2106A</td><td>Wycofany z produkcji. Zakupiony odnawiany model DEC Trader.</td></tr><tr><td>Czarny wkład z tuszem HP 26</td><td>Hewlett-Packard</td><td>51626A</td><td></td></tr><tr><td>Aktyna z mięśnia królika, koniugat Alexa Fluor 488, 200 &amp;mu;g</td><td>Invitrogen</td><td>A12373</td><td></td></tr><tr><td>Fosforanowy bufor solny (PBS)</td><td>MP Biomedicals</td><td>ICN1860454</td><td></td></tr><tr><td>Podłoże DMEM (Dulbeccos Modified Eagles Medium)</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>SH3002201</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4135</td><td></td></tr><tr><td>Amfoterycyna B</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2942</td><td>Stosowana w stężeniu 0,5% w pożywkach do hodowli komórkowej</td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4333</td><td>Stosowana w stężeniu 0,5% w pożywkach do hodowli komórkowej</td></tr><tr><td>Clean Bench z jednokierunkowym przepływem powietrza</td><td>Envirco</td><td>VLF 797</td><td>Opcjonalna obudowa do utrzymania sterylności drukarki</td></tr></tbody></table>

tworzenie przejściowych porów w błonie komórkowej przy użyciu standardowej drukarki atramentowej

Creating Transient Cell Membrane Pores Using a Standard Inkjet Printer

Biodruk znajduje szerokie zastosowanie i ma duże znaczenie w wielu obszarach, w tym w inżynierii tkankowej, terapiach opartych na bezpośrednim wprowadzaniu komórek oraz w mikrofabrykacji biosensorów.1-10 Niedawno druk termiczny atramentowy został wykorzystany również do transfekcji genów.8,9 Wykazano, że proces termicznego druku atramentowego powoduje tymczasowe przerwanie ciągłości błon komórkowych bez wpływu na żywotność komórek. Przejściowe pory w błonie mogą być wykorzystane do wprowadzania do cytoplazmy komórki cząsteczek, które w innym przypadku byłyby zbyt duże, aby przeniknąć przez błonę.8,9,11
Prezentowana tutaj aplikacja dotyczy wykorzystania termicznego druku atramentowego do wprowadzania fluorescencyjnie znakowanych monomerów g-aktyny do komórek. Zaletą stosowania termicznego druku atramentowego do wstrzykiwania cząsteczek do komórek jest fakt, że technika ta jest stosunkowo łagodna dla komórek.8, 12 Wykazano, że żywotność komórek po drukowaniu jest zbliżona do żywotności przy standardowych metodach wysiewu komórek1,8. Ponadto druk atramentowy pozwala na opracowanie tysięcy komórek w ciągu kilku minut, co jest znacznie szybsze niż ręczna mikroiniekcja. Wykazano, że pory powstałe w wyniku drukowania zamykają się w ciągu około dwóch godzin. Istnieje jednak ograniczenie wielkości tworzonego poru (~10 nm) w tej technice drukowania, co ogranicza możliwość wstrzykiwania do komórek niewielkich białek i/lub cząsteczek. 8,9,11
Standardową drukarkę HP DeskJet 500 zmodyfikowano w celu umożliwienia drukowania komórek.3, 5, 8 Usunięto obudowę drukarki, a mechanizm podawania papieru pominięto za pomocą dźwigni mechanicznej. Stworzono stolik umożliwiający umieszczenie szkiełek i szkiełek nakrywkowych bezpośrednio pod głowicą drukującą. Wkładniki z tuszem otwarto, usunięto z nich tusz i oczyszczono przed użyciem do drukowania komórek. Wzór druku przygotowano w standardowym programie graficznym, który następnie sterował drukarką za pomocą prostej komendy drukowania. Fibroblasty 3T3 hodowano do konfluencji, poddano trypsynizacji, a następnie zawieszono w soli fizjologicznej z rozpuszczalnymi, fluorescencyjnie znakowanymi monomerami g-aktyny. Zawiesinę komórkową wprowadzono pipetą do wkładnika, a następnie linie komórek wydrukowano na szklanych szkiełkach nakrywkowych. Żywe komórki obrazowano za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej, stwierdzając obecność aktyny w całej cytoplazmie. Wbudowanie fluorescencyjnej aktyny do komórki umożliwia obrazowanie krótkotrwałej dynamiki cytoszkieletu i jest przydatne w szerokim zakresie zastosowań.13-15

Opis metod wykorzystanych do przekształcenia drukarki HP DeskJet 500 w biodrukarkę. Drukarka jest zdolna do przetwarzania żywych komórek, co powoduje powstanie przejściowych porów w błonie. Pory te mogą być wykorzystane do wprowadzania małych cząsteczek, w tym fluorescencyjnej G-aktyny, do wydrukowanych komórek.

Tworzenie przejściowych porów w błonie komórkowej przy użyciu standardowej drukarki atramentowej

Biodruk znajduje szerokie zastosowanie i ma istotne znaczenie w wielu obszarach, w tym w inżynierii tkankowej, terapiach opartych na bezpośrednim aplikowaniu komórek oraz w biosensorach...

Ogólnym celem tej procedury jest utworzenie przejściowych porów w błonach komórkowych przy użyciu druku atramentowego. Zostaje to osiągnięte poprzez uprzednią modyfikację standardowej drukarki atramentowej. Drugim krokiem jest opróżnienie i wyczyszczenie fabrycznego wkładu z tuszem, aby umożliwić wprowadzenie bioatramentu.Następnie badane komórki zawiesza się w roztworze monomerów aktyny znakowanych fluorescencyjnie i PBS, aby przygotować roztwór biotuszu. Ostatnim krokiem jest nadrukowanie biotuszu na szkiełkach przedmiotowych przy użyciu zmodyfikowanej drukarki i wkładu. Ostatecznie można wykorzystać mikroskopię fluorescencyjną, aby wykazać, że sprzężone z Fluor four monomery G-aktyny zostały wchłonięte przez wydrukowane komórki poprzez przejściowe pory w błonie.Główną zaletą tej techniki w porównaniu do standardowej transfekcji i mikroiniekcji komórek jest łatwość jej stosowania oraz wysoka przeżywalność komórek. Choć technika ta może dostarczać cennych informacji w dziedzinie genetyki, może być również wykorzystywana w innych obszarach badawczych, takich jak biofizyka komórki i inżynieria tkankowa. Metoda ta umożliwia łatwą obserwację cytoszkieletu komórki podczas jej migracji.Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy chcieliśmy umożliwić wizualizację zmian w układzie cytoszkieletu pod wpływem sił przyłożonych do komórek. Należy rozpocząć od odblokowania plastikowych zacisków u podstawy drukarki, a następnie powoli zdjąć górną plastikową obudowę. Następnie należy odłączyć panel świetlny wyświetlacza przycisków z górnej części drukarki, pozostawiając go podłączonym do płyty głównej drukarki.Używając chusteczek Kim wipes i etanolu, należy oczyścić wnętrze drukarki, szczególnie obszary, w których spoczywa kartridż z tuszem oraz miejsca, w których odbywa się druk. Następnie należy zlokalizować kabel zasilający mechanizmy podawania papieru w drukarce HP desk Jet 500.Znajdują się one tuż poniżej tacy papieru po lewej stronie z przodu; należy odłączyć kable od płyty głównej. Teraz należy zlokalizować mechanizm wykrywania papieru i przymocować pętlę z drutu do szarej plastikowej dźwigni znajdującej się powyżej i za mechanizmem podawania papieru do druku, aby służyła jako uchwyt manualny, a następnie umieścić tutaj podstawkę. Piankowy uchwyt transportowy na 15 probówek do wirowania jest wykorzystywany wraz z kilkoma przyklejonymi taśmą szkiełkami mikroskopowymi w obszarze druku przed mechanizmem podawania papieru, aby doprowadzić wybrane szkiełka do druku na poziom tuż poniżej głowicy drukującej kartridża.Na koniec, aby zachować technikę aseptyczną, umieść drukarkę w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Rozpocznij od wyjęcia wkładu z opakowania, pozostawiając taśmę ochronną zakrywającą styki drukarki i głowicę drukującą. Stabilizuj korpus wkładu za pomocą zacisku, pozostawiając zieloną górną część wolną od przeszkód, używając ręcznego obrotowego narzędzia tnącego.Odetnij zieloną górną część wkładu, opróżnij zbiornik z pozostałego tuszu, a następnie usuń plastikową taśmę ochronną zakrywającą styki drukarki i głowicę drukującą. W trakcie tego procesu z głowicy drukującej prawdopodobnie będzie wyciekać woda, co nie wyrządzi jednak żadnej szkody wkładowi. Gdy woda przestanie być zabarwiona, pozwól wkładowi wyschnąć.Aby zachować czystość środowiska drukowania, należy rozpocząć od całkowitego zanurzenia kartridża w zlewce z wodą dejonizowaną, a następnie poddać go sonikacji przez 15 minut. Po sonikacji należy wyjąć kartridż i strząsnąć nadmiar wody. Do wnętrza kartridża należy rozpylić 70% ethanol, aby stworzyć bardziej aseptyczne środowisko.Po zebraniu interesujących komórek, odwiruj je w 5 ml świeżego medium w 15 ml stożkowej probówce wirówkowej przez 5 minut przy 250 ×g w temperaturze pokojowej. Następnie odessaj medium, a komórki resuspenduj w świeżo przygotowanym roztworze stokowym fluorescencyjnej G aktyny w stężeniu 1 × 10⁵ komórek/ml. W celu przygotowania bioatramentu należy pamiętać, że 250 µL bioatramentu wystarcza do wydrukowania trzech szkiełek podstawowych z zaprezentowanym tutaj wzorem liniowym. Po włączeniu i rozgrzaniu drukarki umieść w tym miejscu odpowiednią powierzchnię druku; na środku wcześniej zmontowanego stolika stosuje się szkiełka podstawowe o wymiarach 22 mm × 22 mm.Następnie otwórz program do rysowania i wybierz żądany wzór. Teraz pipetuj około 100 do 120 µL zawiesiny komórek do małego okrągłego otworu na dnie przedziału na kartridż. Wydrukuj plik; gdy drukarka ponownie się rozgrzeje, kartridż przesunie się do pozycji gotowości.Gdy wkład przesunie się lekko w lewo względem otworu do ociekania tuszu i zatrzyma się w tej pozycji, należy pociągnąć do góry mechanizm podawania papieru i drut, co rozpocznie drukowanie. Drukarka HP DeskJet 500 wydrukuje obraz na szkiełku nakrywce umieszczonej w centrum platformy drukującej, wykorzystując biotusz składający się z zawiesiny fibroblastów w roztworze monomeru G-aktyny.Wewnątrz wkładów atramentowych z serii HP 26 wydrukowano komórki fibroblastów na szklanych szkiełkach nakrywkowych do mikroskopu. Rysunek ten przedstawia reprezentatywny wynik drukowania komórek fibroblastów, w których wbudowano fluorescencyjne monomery aktyny. Wzorzec ten został wykorzystany na poprzednim rysunku do utworzenia ciągłej linii roztworu drukującego na większości powierzchni szkiełka mikroskopowego.Na tej rycinie przedstawiono linię prostą, w której wzajemnie naniesiono bioatrament i komórki. Należy zauważyć, że bezpośrednio po drukowaniu następuje wzrost fluorescencji tła, ponieważ roztwór bioatramentu, w którym zawieszone są komórki, zawiera wolne nadmiarowe fluorescencyjne monomery aktyny; inkubowanie komórek przez około 10 minut po drukowaniu ułatwia ich przyleganie do szkiełka, co pozwala na wypłukanie nadmiarowego roztworu monomeru z podłoża za pomocą świeżej pożywki wzrostowej, znacząco redukując fluorescencję tła. Tutaj przedstawiono reprezentatywny obraz trzech fibroblastów 3T3 wydrukowanych w zlokalizowanej strefie druku; ta mikrofotografia z mikroskopii fluorescencyjnej komórki wykonana 15 minut po drukowaniu pokazuje aktynę G w kolorze zielonym, jądro w kolorze niebieskim oraz nałożenie obrazu aktyny G i barwnika jądrowego.Dwa kolejne obrazy przedstawiają mikroskopię fluorescencyjną dwóch fibroblastów ułożonych w linii trzy godziny po druku. Pierwszy obraz pokazuje fluorescencyjnie znakowane monomery aktyny wewnątrz komórek. Drugi obraz jest nałożeniem kanału fluorescencyjnego na obraz tła, co pokazuje, że mimo obecności pewnych zanieczyszczeń na preparasie w lewym dolnym rogu, nie wykazują one fluorescencji.Na koniec przedstawiono grupę kontrolną komórek niedrukowanych, inkubowanych przez trzy godziny z monomerami znakowanymi fluorescencyjnie, aby wykazać, że monomery nie mogą przenikać przez błonę komórkową bez jej permeabilizacji dokonanej podczas drukowania komórek. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby mieć przygotowanych i wyczyszczonych kilka wkładów, ponieważ zapychanie się drukarki jest jednym z problemów spowalniających tę technikę. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak przekształcić standardową drukarkę biurkową w celu drukowania żywych komórek, co pomaga w wytworzeniu przejściowej siły błonowej.

creating-transient-cell-membrane-pores-using-a-standard-inkjet-printer

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Tworzenie tymczasowych porów błony komórkowej za pomocą standardowego drukarka atramentową

Opisano metodę montażu adhezyjnych i rozpuszczalnych gradientów w komorze mikroskopowej do badań migracji żywych komórek. Zaprojektowane środowisko łączy powierzchnie przeciwporostowe i ścieżki adhezyjne z gradientami roztworu, a tym samym pozwala określić względne znaczenie wskazówek naprowadzających.

Tworzenie adhezyjnych i rozpuszczalnych gradientów do obrazowania migracji komórek za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej

Ta technologia druku mikroprzepływowego 3D drukuje tablice komórek na zanurzonych powierzchniach.  Opisujemy, w jaki sposób układy komórek są dostarczane mikroprzepływowo w komórkach przepływowych 3D na zanurzone powierzchnie.  Drukując na zanurzonych powierzchniach, stworzono mikromacierze komórkowe, które umożliwiają badania przesiewowe leków i ocenę cytotoksyczności w wielu obszarach.

Zanurzone drukowanie komórek na zmodyfikowanej powierzchni za pomocą mikroskopu z ciągłym przepływem

Metody opisane w tym artykule pokazują, jak przekształcić komercyjną drukarkę atramentową w biodrukarkę z jednoczesną polimeryzacją UV. Drukarka jest w stanie konstruować strukturę tkankową 3D z komórek i biomateriałów. Badanie, które wykazało, że tutaj skonstruowano chrząstkę nową 3D.

Wytwarzanie tkanki chrzęstnej ludzkiej przy użyciu technologii trójwymiarowego druku atramentowego

Mikroprzepływowe natryskiwanie dwuwarstwy lipidowej na granicy kropelek zapewnia niezawodny sposób generowania pęcherzyków z kontrolą nad asymetrią błony, włączeniem białek transbłonowych i enkapsulacją materiału. Technika ta może być stosowana do badania różnych systemów biologicznych, w których pożądane są biomolekuły podzielone na przedziały.

Wytwarzanie dwuwarstwowych pęcherzyków lipidowych za pomocą natryskiwania mikroprzepływowego

A kartezjańska biodrukarka została zaprojektowana i wyprodukowana, aby umożliwić osadzanie wielu materiałów w precyzyjnych, powtarzalnych geometriach, jednocześnie umożliwiając kontrolę czynników środowiskowych. Korzystając z trójwymiarowej biodrukarki, można drukować i łatwo odtwarzać złożone i żywotne konstrukcje.

Żywotność biodrukowanych konstruktów komórkowych przy użyciu drukarki kartezjańskiej z trzema dozownikami

Ten protokół opisuje metodologię biodruku przy użyciu zautomatyzowanego zrobotyzowanego systemu deponowania, który łączy wytrawione wskazówki topograficzne z precyzyjnym osadzaniem biotuszu z hydrożelu na komórce. Wydrukowane komórki są dostarczane bezpośrednio do wytrawionych elementów i są w stanie je wyczuć i zorientować się w sytuacji.

Zautomatyzowana zrobotyzowana technika dozowania do prowadzenia powierzchni i biodruku komórek

Ten raport opisuje prostą, łatwą do wykonania technikę, wykorzystującą próżnię niskociśnieniową, do wypełniania kanałów mikroprzepływowych komórkami i substratami do badań biologicznych.

Wszechstronna metoda modelowania białek i komórek

Tutaj prezentujemy protokół do tworzenia wzorów przewodzących o wysokiej rozdzielczości za pomocą elektrohydrodynamicznego (EHD) druku strumieniowego. Protokół obejmuje dwa tryby druku strumieniowego EHD: ciągłe elektroprzędzenie w bliskim polu (NFES) i drukowanie EHD metodą kropli na żądanie (DOD) oparte na kropkach.

Modelowanie w wysokiej rozdzielczości przy użyciu dwóch trybów strumienia elektrohydrodynamicznego: kropli na żądanie i elektroprzędzenia w bliskim polu

Prezentowana tutaj jest łagodna technika druku 3D napędzana zmiennymi siłami lepko-inercyjnymi, aby umożliwić budowę mikronośników hydrożelowych. Dysze domowej roboty oferują elastyczność, umożliwiając łatwą wymianę dla różnych materiałów i średnic. Można uzyskać mikronośniki wiążące komórki o średnicy 50-500 μm i pobrać je do dalszej hodowli.

Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną

Ten protokół podkreśla metodę szybkiej oceny biokompatybilności krystalicznego tuszu biomateriałowego z nanocelulozy (CNC)/agarozy z komórkami tucznymi pochodzącymi ze szpiku kostnego myszy pod względem żywotności komórek i fenotypowej ekspresji receptorów powierzchniowych komórki, Kit (CD117) i receptora IgE o wysokim powinowactwie (FcεRI).

Wytwarzanie krystalicznego atramentu z biomateriału agarozowego z nanocelulozą do hodowli komórek tucznych pochodzących ze szpiku kostnego

Ten protokół opisuje prosty proces, który wykorzystuje wygodne plastikowe mikro-formy do prostych operacji mikrotłoczenia w celu wytworzenia mikrokanałów na nanofibrylowanym papierze celulozowym, osiągając minimalną szerokość 200 μm.

Mikrotłoczenie: wygodny proces wytwarzania mikrokanalików na mikrofluidyce na bazie papieru nanocelulozowego

Poznaj metodę bioprintingu z wykorzystaniem zmodyfikowanej drukarki atramentowej do tworzenia przejściowych porów w błonach komórkowych. Technika umożliwia wprowadzanie fluorescencyjnego G-aktyny do żywych komórek przy wysokiej przeżywalności.

Tworzenie przejściowych porów w błonie komórkowej przy użyciu standardowej drukarki atramentowej

Przeglądaj więcej filmów