Name: Przygotowanie wybudzonej myszy do rejestrowania odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 6 s
Description: Poznaj metodę rejestracji odpowiedzi neuronowych u wybudzonych myszy przy użyciu elektrofizjologii i stereotaksji. Technika umożliwia badanie aktywności mózgu bez wpływu środków znieczulających.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wspierane przez grant NSF 0920060, grant NIH DC004395, grant NHMRC 1009482, NSW Office of Science and Medical Research oraz Garnett Passe and Rodney Williams Memorial Foundation.

1. Przegląd unieruchomienia głowy
<ol>
	<li>Aby zmontować wykonany na zamówienie stelaż głowowy (head-post), należy prostopadle włożyć stalową sprężynkę 1/16" w otwór wywiercony w stalowym pręcie 3/32", tworząc krzyż. Pionowy element stelaża głowowego powinien mieć około 20 mm, a poziomy element poprzeczny około 15 mm. Jeden koniec pionowego pręta należy nagwintować pod śrubę #1-72 (Rys. 1).</li>
	<li>Podczas operacji i rejestracji stelaż głowowy jest mocowany w wykonanym na zamówienie mosiężnym lub aluminiowym pręcie montażowym za pomocą śruby #1-72 (Rys. 2). Długi element pręta montażowego powinien mieć około 90 mm długości i 5-10 mm szerokości. Stelaż głowowy pasuje do rowka wyciętego w 15 mm przedłużeniu długiego pręta, który jest ustawiony pod kątem 45 deg. Aby zapobiec obrotowi głowy, element poprzeczny stelaża głowowego osadza się w małym rowku na spodzie pręta montażowego.</li>
	<li>Pręt montażowy jest następnie mocowany do wykonanego na zamówienie aluminiowego bloku montażowego (Rys. 3). Blok montażowy ma wymiary około 30 mm x 30 mm x 25 mm. Blok ten jest przymocowany do mikromanipulatora, aby pozycję stelaża głowowego można było precyzyjnie ustawić wzdłuż linii środkowej i w punkcie Bregma. Blok montażowy składa się z dwóch elementów połączonych śrubami. Wycięcie w bloku umożliwia wsunięcie pręta montażowego i jego zabezpieczenie śrubami. Pręt montażowy znajduje się równolegle do powierzchni stołu. Podczas rejestracji pręt mocuje się w specjalnym stelażu stereotaktycznym (Rys. 4). Stelaż stereotaktyczny jest zaprojektowany tak, aby pręt znajdował się w tej samej pozycji, co w bloku montażowym podczas operacji. Taka konfiguracja zapewnia, że mysz zawsze będzie wyrównana względem stelaża stereotaktycznego we wszystkich sesjach eksperymentalnych.</li>
	<li>Należy odciąć pręt wolframowy (średnica .010") na długość około 5 mm, zagiąwszy około 1 mm pod kątem 45°. Pręt ten służy jako pin uziemiający (Rys. 1).</li>
</ol>
2. Ustawienie stereotaktyczne do kraniotomii
Uwaga: Wszystkie opisane poniżej procedury są zgodne ze standardowymi aseptycznymi technikami chirurgicznymi i zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Washington State University oraz Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Garvan.
<ol>
	<li>Zanurzyć mysz w narkozie, umieszczając ją w komorze indukcyjnej z 5% izofluranem. Brak reakcji na uciśnięcie ogona i/lub palców u stóp potwierdza pełne znieczulenie zwierzęcia.</li>
	<li>Umieścić mysz w stereotaktycznym uchwycie do gryzoni wyposażonym w adapter dla myszy (Stoelting). Aby prawidłowo zorientować mysz, umieścić zęby w otworze poprzeczki do zgryzu i mocno dokręcić zacisk nosowy. Ustawić mysz w poprzeczce do zgryzu i zacisku nosowym tak prosto, jak to możliwe. Nałożyć maskę twarzową wykonaną z kawałka lateksowej rękawiczki na nos myszy i utrzymać stężenie izofluranu na poziomie 5%, aż częstość oddechów myszy wyniesie około 1 oddechu/sec. Zmniejszyć stężenie izofluranu do 1,5 - 2,0%. Unieruchomić głowę za pomocą prętów usznych, uważając, aby nie przebić błony bębenkowej. Pręty powinny przylegać ściśle, ale nie wnikać zbyt głęboko w kanały słuchowe.</li>
	<li>Umieścić matę grzewczą pod myszą.</li>
	<li>Nanieść maść okulistyczną, aby zapobiec wysychaniu oczu.</li>
	<li>Ogolić skórę głowy od okolic między uszami aż do oczu za pomocą małej maszynki do golenia lub nożyczek z cienkim czubkiem.</li>
	<li>Oczyścić i wysterylizować skórę głowy, przecierając ją preparatem do mycia z chlorheksydyną (lub betadyną), a następnie płucząc alkoholem (powtórzyć 3 razy).</li>
	<li>Aby odsłonić skórę nad górną częścią czaszki, wykonać nacięcie wzdłuż linii środkowej od tyłu głowy do oczu.</li>
	<li>Zeskrobać okostną do krawędzi nacięcia za pomocą skalpela. Jeśli jest to wymagane (w zależności od celu eksperymentu), ostrożnie odsunąć pęsetą mięśnie w tylnej części szyi, pozwalając mięśniom rwać się wzdłuż pęczków, aby zminimalizować krwawienie. Pod tkankę skóry głowy nałożyć gąbkę żelatynową (gelfoam), aby zminimalizować wilgotność i zapobiec przesuwaniu się skóry po czaszce.</li>
	<li>Osuszyć powierzchnię czaszki aplikatorem z bawełnianym końcem zwilżonym alkoholem izopropylowym, aby poprawić widoczność punktów orientacyjnych czaszki.</li>
	<li>Wyrównać czaszkę zgodnie ze standardowymi współrzędnymi stereotaktycznymi13. Włożyć cienką sondę do uchwytu elektrod i przymocować ją do stereotaktycznego mikromanipulatora. Do tego celu dobrze nadaje się zaostrzony metalowy pręt (Rys. 5).</li>
	<li>Użyć końcówki do zidentyfikowania punktów Bregma (Rys. 5A) i Lambda (Rys. 5B) na czaszce. Przesuwać sondę w przód i w tył między tymi punktami, sprawdzając, czy współrzędna boczna-środkowa dla każdej lokalizacji różni się nie więcej niż o 50 μm. W razie potrzeby zmienić położenie głowy, ostrożnie luzując pręty uszne, przesuwając głowę i pręty uszne bocznie, a następnie ponownie dokręcając pręty.</li>
	<li>Zweryfikować, czy wysokość grzbietowo-brzuszna w każdej lokalizacji różni się nie więcej niż o 50 μm. W razie potrzeby skorygować wysokość zacisku nosowego, co spowoduje obrót czaszki wokół osi prętów usznych, aby wyrównać nachylenie czaszki. Konieczna może być również korekta wysokości prętów usznych.</li>
	<li>Skorzystać z atlasu13, aby określić współrzędne interesującego celu (Rys. 5C) względem punktu Bregma. Zaznaczyć czaszkę nad celem (np. znakiem „X” lub używając tuszu indyjskiego do naniesienia kropek w czterech rogach kwadratu), w miejscu, gdzie zostanie wykonana kraniotomia (Rys. 5D).</li>
</ol>
3. Instalacja wspornika głowy i pinu uziemiającego
<ol>
	<li>Użyj żelu trawiącego do oczyszczenia czaszki. Za pomocą aplikatora wyszoruj i rozprowadź żel trawiący po powierzchni (10 s). Przemyj wodą i całkowicie osusz. Nałóż primer do cementu dentystycznego na powierzchnię czaszki za pomocą aplikatora. Rozprowadź adhezyw nowym aplikatorem. Utwardź adhezyw za pomocą lampy UV (1 cykl).</li>
	<li>Wybierz miejsce na pin uziemiający, które znajduje się dystalnie względem miejsca docelowego. Ostrożnie wykonaj mały otwór w czaszce za pomocą końcówki skalpela z mini ostrzem #65, na tyle szeroki, aby krótki koniec pinu uziemiającego mógł wejść i spocząć na oponach mózgowych. Pin uziemiający powinien być zorientowany tak, aby był skierowany w stronę przeciwną do punktu Bregma i przyszłego trzpienia głownego (Rys. 6A).</li>
	<li>Zamocuj trzpień główny do pręta montażowego i bloku, a następnie przyłącz do mikromanipulatora. Przesuwając mikromanipulator w trzech wymiarach, ustaw trzpień główny nad punktem Bregma, tak aby ledwo dotykał czaszki (Rys. 6B). Podstawa trzpienia głównego powinna przylegać płasko do czaszki.</li>
	<li>Używając sond do sekcji, nałóż niewielką ilość cementu dentystycznego wokół trzpienia głównego i pinu uziemiającego (Rys. 6C). Dociśnij cement, aby zapewnić dobry kontakt z czaszką. Uwaga: Nie używaj zbyt dużej ilości cementu, w przeciwnym razie nie utwardzi się on równomiernie. Utwardź cement za pomocą lampy UV (3-4 cykle pod różnymi kątami).</li>
	<li>Nałóż drugi etap cementowania, budując podstawę wokół trzpienia głównego i zakrywając jego rowki (Rys. 6D).</li>
</ol>
4. Kraniektomia
<ol>
	<li>Zlokalizuj punkt odniesienia do kraniotomii, który będzie częściowo przesłonięty przez primer. Używając skalpela nr 65, wyznacz kwadrat o wymiarach 3 mm x 3 mm wokół tego miejsca, a następnie nanieś kroplę lidokainy, aby zmniejszyć wrażliwość i zminimalizować krwawienie.</li>
	<li>Wykonaj wielokrotne nacięcia na każdym boku kwadratu (nawet do 10), uważając, aby nie przeciąć kości i nie uszkodzić mózgu (Ryc. 7A).</li>
	<li>Gdy fragment kości poluzuje się, użyj czubka skalpela, aby go podważyć, pozostawiając oponę twardą nienaruszoną (Ryc. 7B).</li>
	<li>Przykryj wosk kostny.</li>
</ol>
5. Po operacji
<ol>
	<li>Wyłączyć znieczulenie gazowe i wyjąć mysz z ramion stereotyptaktycznych.</li>
	<li>Za pomocą aplikatora z bawełnianym końcem nałożyć maść lidokainową na odsłoniętą skórę, aby znieczulić obszar wokół rany. Za pomocą innego aplikatora z bawełnianym końcem nałożyć Neosporin na odsłoniętą skórę. Wstrzyknąć ketoprofen (5 mg/kg IM lub IP, zgodnie z preferencjami lekarzy weterynarii IACUC) jako lek przeciwbólowy po operacji. Mysz zazwyczaj podnosi się i zaczyna poruszać w ciągu kilku minut od zaprzestania podawania gazu.</li>
	<li>Umieścić mysz w ciepłej klatce i monitorować do czasu, aż będzie gotowa do powrotu do pomieszczenia dla zwierząt.</li>
	<li>Zwierzę powinno być sprawdzane co najmniej raz dziennie po wybudzeniu z narkozy. Należy obserwować oznaki słabego jedzenia i/lub picia oraz apatyczne zachowanie. W przypadku podejrzenia bólu podawać ketoprofen co 24 godziny (w tej samej dawce, co po operacji) aż do ustąpienia objawów. Lidokainę można stosować miejscowo na ranę, jeśli zwierzę drapie się lub wykazuje oznaki dyskomfortu. Zwierzęta zazwyczaj regenerują się po operacji bez powikłań i bólu.</li>
</ol>
6. Rejestracja i wstrzykiwanie barwnika
<ol>
	<li>Odczekać co najmniej jeden dzień po operacji wszczepienia trzpienia głownego przed rozpoczęciem rejestracji u myszy.</li>
	<li>Umieścić mysz w piankowym urządzeniu ograniczającym, dopasowanym do kształtu ciała zwierzęcia. Mysz została wcześniej przyzwyczajona do tego urządzenia, co redukuje jej lęk. Typowa adaptacja polega na codziennej manipulacji myszą po odsadzeniu oraz umieszczaniu jej w piankowym urządzeniu na 1-5 minut przez około jeden tydzień przed operacją i eksperymentami. Zawiesić urządzenie w ramie stereotaktycznej (Rys. 4).</li>
	<li>Zabezpieczyć trzpień główny na pręcie montażowym, który jest teraz przymocowany do ramy stereotaktycznej (Rys. 4).</li>
	<li>Podłączyć do pinu uziemiającego za pomocą przewodu zakończonego tępą igłą hipodermiczną o rozmiarze 22-gauge.</li>
	<li>Usunąć wosk kostny z miejsca kraniotomii. W razie potrzeby usunąć oponę twardą za pomocą czubka skalpela typu miniblade.</li>
	<li>Wprowadzić elektrodę do odpowiedniej lokalizacji stereotaktycznej i rozpocząć rejestrację (Rys. 8). W przypadku samych rejestracji elektrofizjologicznych można zastosować różne rodzaje elektrod. Wybór elektrody zależy od wymaganej lokalizacji i rodzaju rejestracji. Wybór elektrody do rejestracji u myszy w stanie czuwania jest taki sam, jakiego badacz używa u myszy znieczulonej. Do połączonych rejestracji elektrofizjologicznych z wstrzykiwaniem barwnika/znacznika stosuje się elektrodę z mikropipety10. Mikropipeta jest napełniona wybranym barwnikiem/znacznikiem, aby możliwe było jego wstrzyknięcie jontoforetycznie po zakończeniu eksperymentów elektrofizjologicznych. Można również stosować elektrody wielokanałowe, aby umożliwić manipulacje farmakologiczne. Elektroda wielokanałowa jest zamontowana na pojedynczej mikropipecie rejestrującej (Rys. 8). Techniki te są standardowe w literaturze i nie różnią się w przypadku rejestracji u zwierząt znieczulonych i czuwających.</li>
	<li>Rejestracje mogą być prowadzone przez 4-5 godzin przez 3-4 kolejne dni.</li>
	<li>Pod koniec sesji rejestracyjnej można wstrzyknąć barwnik/znacznik. Ponieważ w mózgu nie ma receptorów bólu, jontoforetyczne wstrzyknięcie barwnika lub znacznika do mózgu prawdopodobnie nie spowoduje dyskomfortu. Jednak po scharakteryzowaniu właściwości odpowiedzi elektrofizjologicznej w obszarze, w którym ma zostać wykonane wstrzyknięcie, zwierzę można znieczulić izofluranem na czas iniekcji. Pozwoli to wyeliminować wszelkie potencjalne niepożądane odczucia. Ponieważ barwnik/znacznik znajduje się już w mikropipetach, przewody aktywne i uziemiające można przełączyć z zestawu do rejestracji elektrofizjologicznej na generator prądu, aby jontoforetycznie wstrzyknąć barwnik/znacznik. Należy zastosować odpowiedni protokół dla barwnika/znacznika znajdującego się w elektrodzie. Zdjąć zwierzę z mocowania trzpienia głównego oraz ogranicznika ciała i przenieść do klatki macierzystej.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu postępować zgodnie z odpowiednim protokołem eutanazji i przetwarzania tkanek w celu odzyskania miejsca wstrzyknięcia i analizy znakowania.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
Prawidłowa implantacja trzpienia głownego pozwala eksperymentatorowi na rejestrację odpowiedzi pojedynczych i wielounitowych od niezestetyzowanej, czuwającej myszy przez wiele dni. System unieruchomienia umożliwia stabilne rejestracje elektrofizjologiczne pojedynczych neuronów w mózgu. Przez wiele dni z tej samej struktury mózgu można rejestrować doskonałą izolację pojedynczych jednostek i silne odpowiedzi na bodźce, na przykład w wzgórku dolnym myszy (Rys. 9A, dzień pierwszy; Rysunek 9B, dzień drugi). Przy prawidłowej implantacji trzpienia głownego każda mysz będzie konsekwentnie wyrównana względem aparatu stereotaksycznego oraz atlasu stereotaksycznego mózgu myszy,13 co skutkuje niezawodną lokalizacją konkretnych jąder mózgu. Ta niezawodna lokalizacja umożliwia wstrzykiwanie barwników i tracerów do specyficznych struktur po wielu dniach rejestracji. Na przykład, aby ocenić projekcje zstępujące z ośrodka słuchowego śródmózgowia do pnia mózgu, można wstrzyknąć biotynilowaną aminę dekstranową (wizualizowaną przy użyciu diaminobenzydyny jako chromogenu) do wzgórka dolnego myszy (Rys. 10A) po elektrofizjologicznej identyfikacji właściwości odpowiedzi neuronalnych w miejscu wstrzyknięcia (na Rys. 10A zarejestrowano neuron z częstotliwością optymalną wynoszącą 51 kHz), a po opracowaniu tkanki można zwizualizować i nanieść na mapę znakowanie anterogradne w przeciwległym jądrze grzbietowym ślimakowym (Rys. 10B). Można również uzyskać mikrofotografie o wyższej rozdzielczości, aby obejrzeć anterogradnie znakowane aksony i terminale (Rys. 10C).
<img alt="Schemat montażu wspornika głowicy; elementy: śruba wspornika głowicy, wspornik głowicy, pin uziemiający, mocowanie wspornika głowicy." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. 
<img alt="Montaż górnej części słupka, schemat z podpisami; obejmuje pręt montażowy i śrubę słupka, stosowane w konstrukcjach strukturalnych." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. 
<img alt="Układ montażowy z blokiem i prętem aluminiowym, stosowany podczas montażu i wyrównywania sprzętu laboratoryjnego." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. 
<img alt="Układ równowagi statycznej; eksperyment z mechaniki metali; analiza rozkładu sił; badanie z fizyki." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. 
<img alt="Schemat procedury chirurgii stereotaktycznej z oznaczeniami celu na czaszce w celu precyzyjnego wstrzyknięcia do mózgu." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. 
<img alt="Przygotowanie do chirurgicznego implantu czaszkowego, utwardzanie optyczne, sekwencja; kroki A-D; metoda badań biomedycznych." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. 
<img alt="Aplikacja mikroigieł, porównanie penetracji skóry; obraz mikroskopowy, badanie dermatologiczne." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. 
<img alt="Układ mikro pozycjonera z głośnikiem, elektrodami jednokanałowymi i wielokanałowymi do badań elektrofizjologicznych." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig8.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8. 
<img alt="Wykresy sygnałów elektrofizjologicznych, czas vs. mV, analiza przejściowa, porównanie aktywności neuronalnej." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig9.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9. 
<img alt="Analiza przekroju histologicznego z zaznaczonymi obszarami; mikroskopia, struktura komórkowa, badanie tkanki." src="/files/ftp_upload/3755/3755fig10.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 10"> 
Rysunek 10.

<ol><li>Evans, E. F., Nelson, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+responses+of+single+neurones+in+the+cochlear+nucleus+of+the+cat+as+a+function+of+their+location+and+the+anaesthetic+state%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state.</a> Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).</li>
<li>Joris, P. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+classes+in+the+dorsal+cochlear+nucleus+and+its+output+tract+in+the+chloralose-anesthetized+cat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Response classes in the dorsal cochlear nucleus and its output tract in the chloralose-anesthetized cat.</a> J. Neurosci. 18, 3955-3966 (1998).</li>
<li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthetics+change+the+excitation%2Finhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> J. Neurosci. 25, 5903-5914 (2005).</li>
<li>Young, E. D., Brownell, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+to+tones+and+noise+of+single+cells+in+dorsal+cochlear+nucleus+of+unanesthetized+cats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Responses to tones and noise of single cells in dorsal cochlear nucleus of unanesthetized cats.</a> J. Neurophysiol. 39, 282-300 (1976).</li>
<li>Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrasting+properties+of+neurons+in+two+parts+of+the+primary+motor+cortex+of+the+awake+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Contrasting properties of neurons in two parts of the primary motor cortex of the awake rat.</a> Brain Res. , 333-3173 (1985).</li>
<li>Westby, G. W., Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+floating+microwire+technique+for+multichannel+chronic+neural+recording+and+stimulation+in+the+awake+freely+moving+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A floating microwire technique for multichannel chronic neural recording and stimulation in the awake freely moving rat.</a> J. Neurosci. Methods. 76, 123-133 (1997).</li>
<li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+neurons+sensitive+to+combinations+of+information-bearing+elements+of+biosonar+signals+in+the+mustache+bat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cortical neurons sensitive to combinations of information-bearing elements of biosonar signals in the mustache bat.</a> Science. 200, 778-781 (1978).</li>
<li>O'Neill, W. E., Suga, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Target+range-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Target range-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 69-73 (1979).</li>
<li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harmonic-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Harmonic-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 270-274 (1979).</li>
<li>Portfors, C. V., Felix, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2nd+Spectral+integration+in+the+inferior+colliculus+of+the+CBA%2FCaJ+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">2nd Spectral integration in the inferior colliculus of the CBA/CaJ mouse.</a> Neuroscience. , 136-1159 (2005).</li>
<li>Felix, R. A. 2nd, Portfors, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitatory%2C+inhibitory+and+facilitatory+frequency+response+areas+in+the+inferior+colliculus+of+hearing+impaired+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Excitatory, inhibitory and facilitatory frequency response areas in the inferior colliculus of hearing impaired mice.</a> Hear Res. 228, 212-229 (2007).</li>
<li>Portfors, C. V., Jonson, K. G., Roberts, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over-representation+of+species-specific+vocalizations+in+the+awake+mouse+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Over-representation of species-specific vocalizations in the awake mouse inferior colliculus.</a> Neuroscience. 162, 486-500 (2009).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+Mouse+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , 3rd edn, Academic Press. NY. (2007).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Zaletą systemu unieruchamiania głowy za pomocą bolca (head-post) w eksperymentach elektrofizjologicznych i neuroanatomicznych u myszy jest możliwość prowadzenia badań na zwierzętach nieznieczulonych i czuwających, co eliminuje potencjalne zniekształcenia odpowiedzi wywołane lekami anestezjologicznymi. Ponadto konfiguracja ta może być wykorzystywana przez wiele dni, co pozwala na bardziej efektywne wykorzystanie zwierząt.
Większość komponentów do trzpienia głowowego jest dostępna w sprzedaży. J...

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Żel do trawienia &lt;/em&gt; do oczyszczania czaszki przed nałożeniem cementu stomatologicznego</td><td>Henry Schein</td><td>101-5396</td><td>opakowanie 12 szt. z strzykawkami 1,2 mL</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Primer &lt;/em&gt; do cementu stomatologicznego</td><td>Kerr Optibond</td><td>25881</td><td>butelka 8 mL</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Adhezyw&lt;/em&gt; do cementu stomatologicznego</td><td>Kerr Optibond</td><td>25882</td><td>butelka 8 mL</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Aplikatory &lt;/em&gt; do cementu stomatologicznego</td><td>Kerr Optibond</td><td>24680</td><td>opakowanie 200 szt.</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Cement stomatologiczny&lt;/em&gt;</td><td>Charisma, Heraeus Kulzer</td><td>66000085</td><td>wkład do strzykawki 4 g</td></tr><tr><td>Pręt wolframowy (&lt;em&gt;pin szlifowany&lt;/em&gt;)</td><td>A-M Systems</td><td>717200</td><td>średnica 0,010&quot;</td></tr><tr><td>Ekonomiczna &lt;em&gt;lampa do polimeryzacji UV&lt;/em&gt;</td><td>Henry Schein</td><td>CU-80</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Słupek głowowy&lt;/em&gt;</td><td>Wytworzony wewnętrznie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Pręt montażowy&lt;/em&gt;</td><td>Wytworzony wewnętrznie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Blok montażowy&lt;/em&gt;</td><td>Wytworzony wewnętrznie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Stereotaksyczny przyrząd utrwalający&lt;/em&gt;</td><td>David Kopf Instruments</td><td>902</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Adapter dla myszy i noworodkowych szczurów&lt;/em&gt;</td><td>Stoelting Co.</td><td>51625</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Izotermiczna mata Deltaphase&lt;/em&gt;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>39DP</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

Powszechnie wiadomo, że znieczulenie zmienia właściwości odpowiedzi neuronalnej w różnych obszarach mózgu13. W układzie słuchowym podstawowe właściwości odpowiedzi neuronów pnia mózgu, w tym próg pobudzenia, swoistość częstotliwościowa i boczne pasma hamowania, ulegają znacznym zmianom pod wpływem znieczulenia1-2. Obserwacje te skłoniły fizjologów do poszukiwania sposobów rejestracji sygnałów z pojedynczych neuronów bez wpływu znieczulenia. Jednym z rezultatów było opracowanie preparatu decerebracyjnego, w którym pień mózgu został całkowicie przecięty na poziomie śródmózgowia4. Wadami tego preparatu są skomplikowana procedura chirurgiczna, eliminacja projekcji zstępujących z przedmózgowia oraz brak możliwości wykorzystania stymulacji sensorycznej do badania struktur powyżej śródmózgowia. Inną strategią było chroniczne implantowanie macierzy elektrod w celu rejestracji sygnałów z pojedynczych neuronów i klastrów wielojednostkowych podczas gdy zwierzę jest w stanie czuwania i/lub wykazuje określoną aktywność behawioralną5,6. Techniki te nie są jednak kompatybilne z wstrzykiwaniem barwników śledzących po uprzednim scharakteryzowaniu struktury mózgu metodami elektrofizjologicznymi. Aby uniknąć zmiany właściwości odpowiedzi neuronalnej przez środki znieczulające podczas rejestracji elektrofizjologicznej pojedynczych neuronów, zaadaptowaliśmy technikę unieruchomienia głowy, długo stosowaną u nietoperzy7-9, do zastosowania u myszy10-12. Dzięki tej metodzie jesteśmy w stanie przeprowadzać pomiary elektrofizjologiczne przez kilka dni u nieznarkowanej myszy. Po zakończeniu sesji pomiarowych możemy wstrzyknąć barwnik w celu rekonstrukcji pozycji elektrod i miejsc rejestracji lub wstrzyknąć znacznik, aby wyznaczyć drogi do i z miejsc rejestracji. Metoda ta umożliwia dobrze odizolowaną rejestrację sygnałów z pojedynczych neuronów przez wiele dni bez użycia środków znieczulających.

Elektrofizjologiczna charakterystyka odpowiedzi neuronalnych jest istotna dla zrozumienia funkcji mózgu oraz dla precyzyjnego wyznaczania miejsc podawania barwników do śledzenia szlaków neuronalnych. Jednak wiele badań przeprowadzanych jest na zwierzętach poddanym znieczuleniu. Aby zrozumieć funkcje mózgu bez stosowania środków znieczulających, opracowaliśmy metodę rejestracji właściwości odpowiedzi neuronalnych oraz wstrzykiwania barwników u budzącej się myszy.

Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Powszechnie wiadomo, że znieczulenie zmienia właściwości odpowiedzi neuronalnych w różnych obszarach mózgu.13. W systemie słuchowym podstawowa odpowiedź ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest rejestracja odpowiedzi pojedynczych neuronów u budzącej się myszy. Osiąga się to poprzez uprzednie znieczulenie myszy drogą wziewną izofluranem, umieszczenie zwierzęcia w stereotaktycznej ramie dla gryzoni i odsłonięcie czaszki. Drugim krokiem jest zlokalizowanie interesującego regionu mózgu przy użyciu współrzędnych stereotaktycznych i zaznaczenie tego obszaru w celu wykonania późniejszej kraniotomii.Następnie do czaszki montuje się wykonany na zamówienie trzpień głowowy, a następnie umieszcza go w uchwycie przymocowanym do mikromanipulatora w aparacie stereotaksycznym. Ostatnim krokiem jest wykonanie kraniotomii, aby umożliwić wprowadzenie elektrody do mózgu. Po wyzdrowieniu myszy z operacji, zwierzę zostaje unieruchomione w bloku z pianki.Głowicę mocującą umieszcza się z powrotem w ramionie montażowym i przytwierdza do specjalnie wykonanego aparatu stereotaksycznego, po czym do mózgu można wprowadzić elektrodę z mikropipety. Procedura ta pozwala na izolację pojedynczych jednostek. Silne reakcje na bodźce mogą być rejestrowane z tej samej struktury mózgu przez wiele dni, a uzyskane zapisy mogą służyć do badania projekcji wstępujących lub zstępujących do fizjologicznie zidentyfikowanych obszarów, bez wpływu środków znieczulających na odpowiedzi.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami jest to, że właściwości odpowiedzi neuronów nie są pod wpływem środków znieczulających. Procedurę tę zaprezentuje Zachary Mako, doktorant z mojego laboratorium. Aby przygotować uchwyt głowy, najpierw należy zmontować niestandardowy trzpień głowy, wiercąc otwór w pręcie ze stali nierdzewnej o długości 15 millimeter i średnicy 3/32 inch. Następnie należy prostopadle wprowadzić do otworu stalowy trzpień sprężynowy o długości 20 millimeter.Aby stworzyć gwint poprzeczny, należy przygotować jeden koniec pionowego pręta w taki sposób, aby można było wkręcić śrubę nr 1 72, jak pokazano tutaj. Następnie należy przygotować listwę montażową. Ten element aparatury składa się z dłuższej mosiężnej lub aluminiowej listwy o długości około 90 mm i szerokości od 5 do 10 mm oraz krótszej listwy o długości 15 mm, która jest przymocowana do końca dłuższej listwy pod kątem 45 stopni.Krótszy pręt posiada jedno wycięcie w dolnej części oraz krótszy rowek w poprzek szerokości; należy dopasować słupek głowowy do tych wycięć, tak aby element poprzeczny osiadł w krótszym rowku. Blok montażowy składa się z dwóch dopasowanych do siebie śrubami elementów aluminiowych, tworzących blok o wymiarach około 30 milimetrów na 30 milimetrów na 25 milimetrów z wycięciem na pręt montażowy; należy wsunąć pręt montażowy do wycięcia w bloku montażowym równolegle do powierzchni stołu. Przymocuj blok montażowy do mikromanipulatora w taki sposób, aby pozycję słupka głowowego można było precyzyjnie ustawić wzdłuż linii środkowej i brima.Na koniec odetnij pręt wolframowy o średnicy 0,01 cala na długość około pięciu milimetrów, zgięte pod kątem 45 stopni około jeden milimetr z końca. Pręt ten służy jako pin uziemiający. Po umieszczeniu zwierzęcia w komorze indukcyjnej z 5% izofluranem, upewnij się, że zwierzę jest w pełni znieczulone, wykonując ucisk palca u nogi i sprawdzając brak reakcji.Po pełnym znieczuleniu umieść mysz w stereotaktycznym uchwycie do gryzoni z zamontowanym adapterem dla myszy, najpierw wprowadzając zęby do otworu w listwie zgryzowej, a następnie delikatnie dokręcając zacisk nosowy, aż będzie stabilnie osadzony. Aby zapewnić utrzymanie znieczulenia zwierzęcia, nałóż na nos myszy maskę wykonaną z fragmentu rękawiczki lateksowej i podawaj 5% izofluranu, aż częstość oddechów wyniesie około jednego oddechu na sekundę.Po tym czasie zmniejsz stężenie izofluranu do 1,5–2%. Następnie unieruchom głowę, ostrożnie wprowadzając pręciki do każdego przewodu słuchowego. Dbając o to, aby nie przebić błony bębenkowej, zamocuj pręciki tak, aby przylegały ściśle, ale nie wnikały zbyt głęboko do przewodów słuchowych. Pod myszą umieść żelową podkładkę grzewczą.Następnie delikatnie nałóż maść okulistyczną, aby zapobiec wysychaniu oczu. Użyj do tego małego trymera lub nożyczek z cienkim ostrzem. Usuń włosy z obszaru między uszami aż do oczu.Następnie należy oczyścić i zdezynfekować skórę głowy za pomocą chlorheksydyny lub preparatu Betadine, a następnie trzykrotnie przepłukać ją alkoholem. Wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej, od tyłu głowy w stronę oczu. W razie potrzeby zeskrob okostną do krawędzi nacięcia za pomocą skalpela.Ostrożnie odsunąć pęsetą muskulaturę z tyłu szyi, pozwalając mięśniom na rozrywanie się wzdłuż powięzi, aby zminimalizować krwawienie. Pod tkanką skalpu zastosować gąbkę żelową, aby zredukować wilgoć i zapobiec przesuwaniu się skóry po czaszce. Następnie zwilżyć aplikator z bawełnianym końcem alkoholem izopropylowym i osuszyć powierzchnię czaszki, aby poprawić widoczność punktów orientacyjnych czaszki.Po przygotowaniu zwierzęcia należy wprowadzić cienką sondę, np. zaostrzony metalowy pręt, do uchwytu elektrody i przymocować go do mikromanipulatora stereotaktycznego. Przesuń sondę w przód i w tył pomiędzy punktami Bregma i Lambda, upewniając się, że współrzędna boczno-przyśrodkowa dla każdej lokalizacji różni się o nie więcej niż 50 µm.Delikatnie skoryguj położenie głowy, używając w razie potrzeby uchwytów usznych. Sprawdź, czy różnica wysokości grzbietowo-brzusznej w punktach Bgma i Lambda nie przekracza 50 mikronów. W razie potrzeby dostosuj wysokość zacisku nosowego, aby wypoziomować pochylenie czaszki; może być również konieczna regulacja wysokości uchwytów usznych.Należy skorzystać z atlasu mózgu myszy, aby wyznaczyć współrzędne interesującego celu względem punktu bgma. Do zaznaczenia na czaszce miejsca nad celem, w którym zostanie wykonana kraniotomia, należy użyć tuszu indyjskiego. W pierwszej kolejności czaszkę należy oczyścić, rozprowadzając na jej powierzchni żel do trawienia zębów i szorując przez około 10 sekund.Następnie przemyć wodą i całkowicie osuszyć. W kolejnym kroku nanieść primer adhezyjny do cementu stomatologicznego na powierzchnię czaszki. Używając aplikatora, rozprowadzić preparat, a następnie za pomocą nowego aplikatora utwardzić adhezję za pomocą jednego cyklu lampy UV.Zidentyfikuj miejsce oddalone od miejsca docelowego. W celu instalacji pinu uziemiającego użyj końcówki skalpela z mini ostrzem nr 65, aby ostrożnie wywiercić w czaszce niewielki otwór. Na tym etapie otwór powinien być wystarczająco szeroki, aby pomieścić krótki koniec pinu uziemiającego.Wprowadź pin uziemiający tak, aby opierał się o opony mózgowe. Upewnij się, że pin jest zorientowany tak, aby był skierowany w stronę przeciwną do bgma oraz miejsca mocowania wspornika głowy. Następnie przesuń mikromanipulator tak, aby wspornik głowy znajdował się nad bgma, ledwo dotykając czaszki.Podstawa trzpienia głownego powinna ściśle przylegać do czaszki. Następnie za pomocą sond sekcyjnych należy nanieść niewielką ilość cementu dentystycznego wokół trzpienia oraz pinu uziemiającego. Dociśnij cement, aby zapewnić dobry kontakt z czaszką.Następnie utwardź, stosując od trzech do czterech cykli naświetlania lampą UV. Na koniec nałóż drugą warstwę cementu, aby pogrubić podstawę wokół trzpienia głowowego, wypełnić jego rowki i utwardzić całość. Przedtem zlokalizuj znacznik referencyjny kraniotomii, który będzie częściowo przesłonięty przez podkład.Następnie za pomocą skalpela z mini ostrzem nr 65 wyznacz kwadrat o wymiarach 3 mm na 3 mm wokół tego miejsca. Nanieś kroplę roztworu lidokainy, aby zmniejszyć wrażliwość. Wykonaj teraz wielokrotne nacięcia na każdym boku kwadratu, uważając, aby nie przeciąć kości i nie uszkodzić mózgu.Gdy płat kostny poluzuje się, użyj czubka skalpela, aby go podważyć, pozostawiając oponę twardą nienaruszoną. Następnie pokryj ten obszar woskiem kostnym. Po zakończeniu operacji wyłącz izofluran i zwolnij mysz z aparatu stereotaksycznego.Nanieś lidokainę na odsłoniętą skórę, a następnie zastosuj maść Neosporin, podaj leki przeciwbólowe pooperacyjne zgodnie z zaleceniami weterynarza i umieść mysz z powrotem w klatce domowej. Po 24 godzinach mysz może zostać wykorzystana do rejestracji elektrofizjologicznej. Rysunek ten pokazuje, że prawidłowa instalacja trzpienia głownego pozwala eksperymentatorowi na rejestrację odpowiedzi pojedynczych i wielu jednostek u czuwającej myszy przez wiele dni.System unieruchamiający umożliwia stabilne rejestracje elektrofizjologiczne pojedynczych neuronów w mózgu. Z tej samej struktury mózgu przez wiele dni można rejestrować doskonałą izolację pojedynczych jednostek oraz silne odpowiedzi na bodźce. Na przykład, w przypadku wzgórka dolnego myszy w okresie dwóch dni, lewy panel przedstawia rejestracje uzyskane pierwszego dnia, a prawy panel drugiego dnia, w celu oceny projekcji zstępujących z ośrodka słuchowego śródmózgowia do pnia mózgu. Biotynilowany dekstran i amina, wizualizowane przy użyciu Dino Benadine jako chromogenu, mogą zostać wstrzyknięte do wzgórka dolnego myszy, co pokazano tutaj po elektrofizjologicznej identyfikacji właściwości odpowiedzi neuronalnych w miejscu wstrzyknięcia oraz po obróbce tkanki.Oznakowanie anterogradne w przeciwległym grzbietowym jądrze ślimaka można zwizualizować i nanieść na wykres, co zostało tutaj zaprezentowane. W celu obejrzenia oznakowanych aksonów i zakończeń można również uzyskać mikrofotografie o wyższej rozdzielczości. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak rejestrować właściwości odpowiedzi poszczególnych neuronów oraz wstrzykiwać barwniki lub znaczniki do badań neuroanatomicznych u budzącej się myszy.Przygotowanie to eliminuje wpływ środków anestetycznych na właściwości odpowiedzi neuronalnych i pozwala na prowadzenie eksperymentów przez wiele dni na tym samym zwierzęciu. Kluczowym elementem procedury jest zapewnienie bezpiecznego zamocowania trzpienia głownego do czaszki oraz odpowiedniego unieruchomienia myszy. Chociaż w tym filmie przedstawiono wykorzystanie tej procedury do rejestracji aktywności pojedynczych neuronów w systemie słuchowym, technikę tę można zastosować do badania innych obszarów mózgu.

preparation-an-awake-mouse-for-recording-neural-responses-injecting

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przygotowanie czujnego mysza do rejestracji odpowiedzi neuronowych i wstrzykiwania środków śledzących

Ten film pokazuje badanie aktywności neuronalnej w określonym regionie mózgu myszy, który przetwarza bodźce słuchowe. Technika polega na zastosowaniu hamującego blokera neurotransmisji i porównaniu odpowiedzi neuronalnych na bodźce słuchowe przed i po zastosowaniu leku do zlokalizowanego obszaru mózgu.

Badanie słuchowych reakcji neuronalnych u obudzonej myszy w obecności hamującego blokera neuroprzekaźników

Ten film demonstruje technikę wszczepiania zespołu elektrod do mózgu myszy. Zespół zawiera elektrody bipolarne do rejestrowania aktywności z hipokampa i elektrodę odniesienia do uzyskiwania podstawowej aktywności z móżdżku. Znieczuloną mysz umieszcza się na stereotaktycznej ramie, a zespół elektrod wszczepia się w docelowy obszar mózgu. Następnie zwierzę może dojść do siebie przed wykonaniem zapisu elektrofizjologicznego.

Wszczepienie zespołu elektrod do mózgu myszy w celu zapisu elektrofizjologicznego

Źródło: Moore, J. D., et al. Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restricted Rats. J. Vis. Exp. (2015)Ten film pokazuje metodę zestawiania nagrań komórkowych i barwienia u skrępowanego, przytomnego szczura. Zabieg polega na rejestrowaniu sygnałów z neuronów i wstrzykiwaniu barwnika w celu precyzyjnej lokalizacji miejsca zapisu. Technika ta pozwala na dokładne odwzorowanie aktywności neuronalnej na anatomiczną strukturę...

Zapis i barwienie Juxtacellular w celu precyzyjnego mapowania aktywności neuronalnej u obudzonego szczura 

Zapis elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) u swobodnie zachowujących się myszy jest kluczowym krokiem do skorelowania zachowania i fizjologii ze snem i czuwaniem. Opisany w niniejszym dokumencie protokół eksperymentalny zapewnia przewodowy system do pozyskiwania zapisów EEG i EMG u myszy.

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Prezentujemy metody budowy elektrod do jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej i uwalniania wielu substancji neuroaktywnych w pobliżu miejsc rejestracji u obudzonych myszy. Technika ta pozwala na szczegółową analizę przypuszczalnych lokalnych wejść synaptycznych do neuronu będącego przedmiotem zainteresowania.

Zewnątrzkomórkowy zapis aktywności neuronalnej w połączeniu z mikrojonoforowym zastosowaniem substancji neuroaktywnych u obudzonych myszy

Ta praca wprowadza metodę niezawodnego wykonywania optogenetycznego zapisu pojedynczej jednostki z obudzonej myszy za pomocą specjalnie wykonanej szklanej optrody.

Optogenetyka Identyfikacja typu neuronalnego za pomocą szklanej optrody u obudzonych myszy

Tutaj opisujemy procedurę oczyszczania tkanek, znakowania fluorescencyjnego i wielkoskalowego obrazowania tkanki mózgowej myszy, która umożliwia wizualizację trójwymiarowej organizacji typów komórek w korze nowej.

Wielkoskalowe trójwymiarowe obrazowanie organizacji komórkowej w korze nowej myszy

Ten protokół opisuje technikę przewlekłego wszczepiania okien czaszkowych, która może być używana do podłużnego obrazowania struktur nerwowo-glejowo-naczyniowych, interakcji i funkcji zarówno w zdrowych, jak i chorych warunkach. Służy jako alternatywa uzupełniająca dla metody obrazowania przezczaszkowego, która, choć często preferowana, ma pewne krytyczne ograniczenia.

Precyzyjne mapowanie mózgu w celu wykonywania powtarzalnych obrazowań in vivo dynamiki neuroimmunologicznej u myszy

Tutaj opisujemy protokół łączący wstrzyknięcie wirusa związanego z adenowirusem z implantacją okna czaszkowego w celu jednoczesnego obrazowania dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy.

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy

Opracowaliśmy uproszczone i opłacalne podejście do produkcji elektrod i przeprowadziliśmy zapisy sygnałów w wielu regionach u swobodnie poruszających się myszy. Wykorzystanie optogenetyki, wraz z elektrofizjologią wieloregionalną i rejestracją sygnału wapnia, umożliwiło ujawnienie aktywności neuronalnej w różnych regionach w modelu rozpalania napadów.

Zintegrowana metoda tworzenia elastycznych i wygodnych optymór elektrofizjologicznych do wieloregionalnego zapisu in vivo

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Poznaj metodę rejestracji odpowiedzi neuronowych u wybudzonych myszy przy użyciu elektrofizjologii i stereotaksji. Technika umożliwia badanie aktywności mózgu bez wpływu środków znieczulających.

Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Przeglądaj więcej filmów