Name: Elektroantennograficzny test biologiczny jako narzędzie przesiewowe w kierunku substancji lotnych roślin żywicielskich (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 43 s
Description: Poznaj metodę elektroantennograficzną do szybkiego przesiewania lotnych związków roślin żywicielskich u Amyelois transitella. Technika ta umożliwia identyfikację biologicznie aktywnych komponentów dla badań ekologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie to zostało przeprowadzone w ramach projektu USDA-ARS CRIS 5325-42000-037-00D, a jego wyniki uzyskano w ramach CRADA 58-3K95-7-1198 oraz TFCA 58-5325-8-419. Autorzy wyrażają wdzięczność firmie Suterra za przekazanie (Z,Z)-11,13-hexadecadienal, B. Higbee za owocne dyskusje oraz J. Baker za pomoc techniczną.

<ol><li>Bruce, T. J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+host+location%3A+a+volatile+situation%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Insect host location: a volatile situation.</a> Trends in Plant Sci. 10, 1360-1385 (2005).</li>
<li>Unsicker, S. B., Kunert, G., Gershenzon, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+perfumes%3A+the+role+of+vegetative+volatiles+in+plant+defense+against+herbivores%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Protective perfumes: the role of vegetative volatiles in plant defense against herbivores.</a> Curr. Opin. Plant Biol. 12, 479-485 (2009).</li>
<li>Norin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semiochemicals+for+insect+pest+management%5BTitle%5D)+AND+%22Pure+Appl.+Chem%22%5BJournal%5D)">Semiochemicals for insect pest management.</a> Pure Appl. Chem. 79, 2129-2136 (2007).</li>
<li>Beck, J. J., Merrill, G. B., Higbee, B. S., Light, D. M., Gee, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+seasonal+study+of+the+volatile+production+of+almonds+%28Prunus+dulcis%29+var.+%27nonpareil%27+and+relationship+to+navel+orangeworm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">In situ seasonal study of the volatile production of almonds (Prunus dulcis) var. 'nonpareil' and relationship to navel orangeworm.</a> J. Agric. Food Chem. 57, 3749-3753 (2009).</li>
<li>Beck, J. J., Higbee, B. S., Gee, W. S., Dragull, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ambient+orchard+volatiles+from+California+almonds%5BTitle%5D)+AND+%22Phytochem.+Lett%22%5BJournal%5D)">Ambient orchard volatiles from California almonds.</a> Phytochem. Lett. 4, 199-202 (2011).</li>
<li>Coffelt, J. A., Vick, K. W., Sonnet, P. E., Doolittle, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+identification%2C+and+synthesis+of+a+female+sex+pheromone+of+the+navel+orangeworm%2C+Amyelois+transitella+%28Lepidoptera%3A+Pyralidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Isolation identification, and synthesis of a female sex pheromone of the navel orangeworm, Amyelois transitella (Lepidoptera: Pyralidae).</a> J. Chem. Ecol. 5, 955-933 (1979).</li>
<li>Leal, W. S., Parra-Pedrazzoli, A. L., Kaissling, K. -E., Morgan, T. I., Zalom, F. G., Pesak, D. J., Dundulis, E. A., Burks, C. S., Higbee, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unusual+pheromone+chemistry+in+the+navel+orangeworm%3A+novel+sex+attractants+and+a+behavioral+antagonist%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissenschaften%22%5BJournal%5D)">Unusual pheromone chemistry in the navel orangeworm: novel sex attractants and a behavioral antagonist.</a> Naturwissenschaften. 92, 139-146 (2005).</li>
<li>Kanno, H., Kuenen, L. P. S., Klingler, K. A., Millar, J. G., Carde, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attractiveness+of+a+four-component+pheromone+blend+to+male+navel+orangeworm+moths%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Attractiveness of a four-component pheromone blend to male navel orangeworm moths.</a> J. Chem. Ecol. 36, 584-591 (2010).</li>
<li>Takacs, S., Gries, G., Gries, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semiochemical-mediated+location+of+host+habitat+by+Apanteles+carpatus+%28Say%29+%28Hymenoptera%3A+Braconidae%29%2C+a+parasitoid+of+cloths+moth+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Semiochemical-mediated location of host habitat by Apanteles carpatus (Say) (Hymenoptera: Braconidae), a parasitoid of cloths moth larvae.</a> J. Chem. Ecol. 23, 459-472 (1997).</li>
<li>Karimifar, N., Gries, R., Khaskin, G., Gries, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+food+semiochemicals+attract+omnivorous+German+cockroaches%2C+Blattella+germanica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">General food semiochemicals attract omnivorous German cockroaches, Blattella germanica.</a> J. Agric. Food Chem. 59, 1330-1337 (2011).</li>
<li>Molyneux, R. J., Schieberle, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+identification%3A+a+Journal+of+Agricultural+and+Food+Chemistry+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Agric.+Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Compound identification: a Journal of Agricultural and Food Chemistry perspective.</a> J. Agric. Food Chem. 55, 4625-4629 (2007).</li>
<li>Marion-Poll, F., Thiery, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+EAG+responses+to+host-plant+volatiles+delivered+by+a+gas+chromatograph%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol.+Exp.+Appl%22%5BJournal%5D)">Dynamics of EAG responses to host-plant volatiles delivered by a gas chromatograph.</a> Entomol. Exp. Appl. 80, 120-123 (1996).</li>
<li>Beck, J. J., Higbee, B. S., Merrill, G. B., Roitman, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+volatile+emissions+from+undamaged+and+mechanically+damaged+almonds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Sci.+Food+Agric%22%5BJournal%5D)">Comparison of volatile emissions from undamaged and mechanically damaged almonds.</a> J. Sci. Food Agric. 88, 1363-1368 (2008).</li>
<li>Lucas, P., Renou, M., Tellier, F., Hammoud, A., Audemard, H., Descoins, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+field+activity+of+halogenated+analogs+of+%28E%2CE%29-8-10-dodecadien-1-ol%2C+the+main+pheromone+component+in+codling+moth+%28Cydia+pomonella+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and field activity of halogenated analogs of (E,E)-8-10-dodecadien-1-ol, the main pheromone component in codling moth (Cydia pomonella L.).</a> J. Chem. Ecol. 20, 489-503 (1994).</li>
<li>Rodriguez-Saona, C., Poland, T. M., Miller, J. R., Stelinski, L. L., Grant, G. G., de Groot, P., Buchan, L., MacDonald, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+electrophysiological+responses+of+the+emerald+ash+borer%2C+Agrilus+planipennis%2C+to+induced+volatiles+of+Manchurian+ash%2C+Fraxinus+mandshurica%5BTitle%5D)+AND+%22Chemoecology%22%5BJournal%5D)">Behavioral and electrophysiological responses of the emerald ash borer, Agrilus planipennis, to induced volatiles of Manchurian ash, Fraxinus mandshurica.</a> Chemoecology. 16, 75-86 (2006).</li>
<li>Burks, C. S., Brandl, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+abundance+of+navel+orangeworm+%28Leipidoptera%3A+Pyralidae%29+in+figs+and+effect+of+peripheral+aerosol+dispensers+on+sexual+communication%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Seasonal abundance of navel orangeworm (Leipidoptera: Pyralidae) in figs and effect of peripheral aerosol dispensers on sexual communication.</a> J. Insect Sci. 4, 1-8 (2004).</li>
</ol>

Autor posiada istniejącą umowę o współpracy w zakresie badań i rozwoju z Paramount Farming Company, firmą powiązaną z Suterra LLC.

Wykorzystanie zapisów elektroantenogramów jako bioanalizy do określania odpowiedzi chemorecepcyjnych docelowego owada jest dość powszechne, a w literaturze można znaleźć liczne badania wykorzystujące EAG jako detektor dla effluentu z chromatografu gazowego (GC-EAD).9,10 Przedstawiona metoda zapewni szybki screening równoważnych ilości komponentów lotnych z dużą liczbą powtórzeń, co pozwoli na wiarygodne przypisanie względnej responsywności. Program AutoSpike w oprogramowaniu Syntech jest odpowiednim narzędziem...

bioassay elektroantenograficzny jako narzędzie przesiewowe dla lotnych substancji rośliny żywicielskiej

Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Lotne związki roślinne odgrywają istotną rolę w interakcjach między roślinami a owadami. Owady roślinożerne wykorzystują lotne związki roślinne, znane jako kairomony, do lokalizacji rośliny żywicielskiej.1,2 Gdy roślina żywicielska jest ważnym produktem rolnym, uszkodzenia spowodowane żerowaniem szkodników mogą przynieść producentom poważne straty ekonomiczne. W związku z tym kairomony mogą być stosowane jako atraktanty do wabiących lub dezorientujących tych owadów, oferując tym samym przyjazną dla środowiska alternatywę dla pestycydów w zwalczaniu owadów.3 Niestety rośliny mogą emitować ogromną liczbę substancji lotnych o zmiennym składzie i proporcjach emisji, zależnych od fenologii uprawy lub pory dnia. Sprawia to, że identyfikacja biologicznie aktywnych komponentów lub mieszanin składników lotnych jest procesem żmudnym. Aby pomóc w identyfikacji bioaktywnych komponentów lotnych emisji rośliny żywicielskiej, stosujemy laboratoryjny bioassay przesiewowy – elektroantenografię (EAG). EAG jest skutecznym narzędziem do oceny i zapisu elektrofizjologicznego odpowiedzi węchowych owada za pośrednictwem jego receptorów antenalnych. Proces przesiewowy EAG może pomóc w ograniczeniu liczby testowanych substancji lotnych w celu zidentyfikowania obiecujących komponentów bioaktywnych. Jednakże bioassay EAG dostarcza informacji jedynie o aktywacji receptorów. Nie dostarcza on informacji o rodzaju zachowania owada, jakie wywołuje dany związek; może to być działanie atraktanta, repelenta lub inny rodzaj reakcji behawioralnej. Substancje lotne wywołujące istotną odpowiedź w EAG, w odniesieniu do odpowiedniej kontroli pozytywnej, są zazwyczaj przekazywane do dalszych testów odpowiedzi behawioralnych szkodnika. Przedstawiony projekt eksperymentalny szczegółowo opisze metodologię zastosowaną do przesiewania lotnych związków rośliny żywicielskiej migdałowca4,5 poprzez pomiar elektrofizjologicznych odpowiedzi antenalnych dorosłego owada szkodnika, mącznika migdałowca (Amyelois transitella), na pojedyncze komponenty i proste mieszaniny składników za pomocą bioassay EAG. Metoda ta wykorzystuje dwie wycięte anteny umieszczone w uchwycie elektrody w kształcie „widełek”. Protokół zaprezentowany tutaj przedstawia szybką, wysokoprzepustową, zestandaryzowaną metodę przesiewania substancji lotnych. Każda substancja lotna występuje w określonej, stałej ilości, aby zestandaryzować poziom bodźca, a tym samym pozwolić, by odpowiedzi antenalne były wskaźnikiem względnej chemireceptywności. Kontrola negatywna pomaga wyeliminować odpowiedź elektrofizjologiczną zarówno na pozostałości rozpuszczalnika, jak i na mechaniczną siłę podmuchu. Kontrola pozytywna (w tym przypadku acetofenon) to pojedynczy związek, który wywołuje spójną odpowiedź u samców i samic ćmy mącznika migdałowca (NOW). Dodatkowym standardem semiochemicznym, który zapewnia spójną odpowiedź i jest stosowany w badaniach bioassay z samcami ćmy NOW, jest (Z,Z)-11,13-heksadekadienal, komponent aldehydowy feromonu płciowego produkowanego przez samice.6-8

Przedstawiono metodę szybkiego przesiewania substancji lotnych roślin żywicielskich poprzez pomiar odpowiedzi elektrofizjologicznej czułków dorosłych osobników omacnicy brzoskwiniowej (Amyelois transitella) na pojedyncze składniki oraz mieszaniny za pomocą analizy elektroantenograficznej.

Bioassay elektroantenograficzny jako narzędzie przesiewowe dla lotnych substancji rośliny żywicielskiej

Lotne związki roślinne odgrywają istotną rolę w interakcjach między roślinami a owadami. Owady roślinożerne wykorzystują lotne związki roślinne, znane jako kairomony, do lokalizowania swojego żywiciela...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest szybkie przesiewowe badanie dużej liczby substancji lotnych roślin żywicielskich pod kątem potencjalnej aktywności biologicznej. Jest to realizowane poprzez wstępne zebranie i analizę za pomocą GC-MS interesujących substancji lotnych roślin żywicielskich, a następnie identyfikację i weryfikację ich składników chemicznych.Trzecim krokiem jest przesiewowe badanie poszczególnych składników w dostatecznej liczbie powtórzeń pod kątem bioaktywności za pomocą analizy elektrograficznej. Ostatnim etapem jest opracowanie i ocena mieszanin aktywnych składników. W efekcie wyniki mogą dostarczyć skróconej serii składników lub mieszanin gotowych do dalszych badań behawioralnych z wybranym gatunkiem owada.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak czasochłonne badania behawioralne, jest to, że szybki screening za pomocą analizy elektrograficznej znacząco zmniejsza liczbę związków, które muszą zostać poddane innym badaniom w celu zademonstrowania procedury. Czy MR Wage jest technikiem w moim laboratorium? Po zidentyfikowaniu odpowiednich substancji lotnych za pomocą chromatografii gazowej i spektrometrii mas, możliwe jest przeprowadzenie w pierwszej kolejności analizy elektroikongraficznej lub EAG dla każdej dostępnej substancji lotnej.Należy jednak przygotować dostępne substancje lotne. W szczelnym pojemniku, przechowywanym w temperaturze 4 °C, należy przygotować roztwór każdej substancji lotnej w pentanie o stężeniu 5 mg/mL. Następnie należy przygotować pipety do stymulacji.Oznacz 10 pipet Pasteura dla każdego związku lotnego i owiń ich końcówki małym kawałkiem parafiny. 10 pipet wystarczy do podania związku lotnego każdej płci w wstępnym przesiewie z niską liczbą powtórzeń. Następnie ustaw pozostały zestaw pięciu pipet w statywie i umieść dysk do bioassayu w otwartym końcu każdej pipety.Za pomocą pęsety delikatnie zgnij krążek i umieść go częściowo w szerokim wylocie pipety w taki sposób, aby dwa do trzech milimetrów krążka pozostały wystawione. Używając pipetora lub strzykawki, nanieś 10 µl lotnego roztworu na każdy krążek. Niezwykle ważne jest prawidłowe obliczenie, sporządzenie i przygotowanie roztworów, aby zapewnić powtarzalność wyników.Odczekać dwie minuty, a następnie w pełni wsunąć dyski do pipet. Po załadowaniu niezwłocznie uszczelnić każdą pipetę za pomocą param. Powtórzyć przygotowanie pipet dla pożądanej liczby powtórzeń.Stosując ten sam protokół, przygotuj kontrolę negatywną składającą się z samych pentanów oraz kontrole pozytywne, którymi w tym przypadku są acetofenon i hormon płciowy. Następnie przystąp do przygotowania czułków owadów.W tym doświadczeniu przedwzmacniacz przesyła sygnał z elektrody widełkowej do instrumentu akwizycyjnego EAG. Oprogramowanie dostarczone z instrumentem EAG musi zostać odpowiednio skonfigurowane. Skonfiguruj ustawienia, ustawiając w pierwszej kolejności częstotliwość próbkowania na 106.7.W zakładce filtra ustaw przełącznik prostowania (rectify) na „know”, a filtr w zakresie od 0 do 42 Hz. Włącz filtr EAG i ustaw dolną granicę odcięcia na 0,1 Hz. Następnie zapisz ustawienia w pliku konfiguracyjnym do późniejszego wykorzystania.Obsługa programu jest następnie tak prosta, jak otwarcie nowego pliku projektu, zapisanie go pod określoną nazwą i przystąpienie do rejestracji. Ikona czerwonego trójkąta rozpoczyna proces rejestracji i pozostaje aktywna przez określony czas dla każdego pojedynczego podmuchu. Po wykonaniu wszystkich podmuchów dla czułków, ikona czarnego X zatrzymuje rejestrację, aby ułatwić dokładny odczyt odpowiedzi EAG.Małą linijkę można przykleić taśmą do ekranu komputera na poziomie linii bazowej sygnału. Odpowiedź zapisuje się w milimetrach, a następnie przelicza na amplitudę w mikrowoltach. W razie potrzeby nagrania można odtworzyć w celu dalszej oceny.W tym przykładzie wykorzystano trzydniowe lub czterodniowe samce oraz zapłodnione samice pomarańczówki nawalnej. Protokół ten można jednak dostosować do innych owadów. Przenieś każdy owad do małego plastikowego pojemnika z pokrywką.W dniu analizy, bezpośrednio przed bioanalizą, umieść owada w szerokim otworze końcówki pipety, która posiada mniejszy otwór, na tyle wąski, by mieściła się w nim jedynie głowa owada. Następnie, używając mniejszej końcówki pipety, ostrożnie przesuń owada w stronę mniejszego otworu, aż jego głowa stanie się widoczna pod stereomikroskopem. Upewnij się, że czułki są stabilnie osadzone w rurce mocującej, a ich nasady są odsłonięte w celu ich wycięcia.Następnie umieść uchwyt widelca z cienką warstwą żelu elektrodowego w bezpośrednim sąsiedztwie anteny; za pomocą mikro-nożyczek odseparuj, a następnie wytnij obie anteny i uruchom stoper, aby zarejestrować czas między tym zdarzeniem a następującymi po nim bodźcami. Używając narzędzia z drutowym zakończeniem z odrobiną żelu na końcówce, chwyć jedną antenę i umieść ją na widelcu. Upewnij się, że podstawa anteny spoczywa na nieczerwonej, obojętnej elektrodzie uziemiającej widelca.Powtórz tę czynność dla drugiej anteny. Umieść podstawę anteny po tej samej stronie widelca, w odstępie dwóch do trzech milimetrów od pierwszej, ustawiając antenę w odpowiedniej pozycji. W razie potrzeby przytnij końcówki anteny.Nanieś żel elektrodowy za pomocą pędzla, upewniając się, że podstawa i końcówka elektrod są zanurzone w żelu i nie ma w nim pęcherzyków powietrza. Unikaj pokrywania żelem środkowej części anteny, aby zmaksymalizować powierzchnię anteny wystawioną na działanie impulsu substancji lotnych. Po prawidłowym żelowaniu preparatu podłącz widelec do przedwzmacniacza sondy.Następnie skieruj strumień nawilżonego powietrza nad preparat, aby utrzymać żywotność preparatu czułka. Po 10 minutach od momentu wycięcia przystąp do podania pierwszych bodźców. Kolejność operacji stymulacji preparatu rozpoczyna się i kończy kontrolą pozytywną, a pomiędzy nimi stosuje się zrandomizowaną sekwencję związków, w której nie występują dwa identyczne związki pod rząd, oraz przynajmniej jedną kontrolę negatywną; liczba związków podawanych na czułek różni się w zależności od gatunku.Preparat ćmienia pomarańczowego może pozostawać aktywny przez ponad 30 minut, co pozwala na szybką analizę do 10 substancji lotnych przy niskiej liczbie powtórzeń. Ta sama zasada dostarczania próbek ma zastosowanie do kolejnych przesiewów mieszanin związków, które wywołały reakcje w badaniu wstępnym. Pierwszą pipetę ze stymulantem należy przygotować 30 sekund przed podaniem podmuchu; należy odblokować pipetę i umieścić ją w uchwycie w taki sposób, aby strumień powietrza był skierowany 2–3 mm od anten, 10 minut po ich wycięciu.Podaj pierwszą dawkę bodźca w czasie od jednej do dwóch sekund z przepływem 300 milliliters per minute. Następnie szybko wymień pipetę, aby drugą dawkę podać dokładnie jedną minutę po pierwszej. Zachowanie spójności między próbkami zminimalizuje zmienność ilości podawanych substancji lotnych.Po podaniu ostatniego podmuchu kontroli pozytywnej należy zdjąć antenę i wyczyścić widełki. Za pomocą chusteczki nasączonej etanolem należy doprowadzić do ich całkowitego wyschnięcia przed kolejnym użyciem. Aby zwiększyć przepustowość analiz, asystent powinien przygotować następną antenę z czystymi widełkami na 10 minut przed zakończeniem poprzednich przygotowań.Sekwencja testowa; do tej metody niezbędne jest więcej niż jedno rozwidlenie. Po każdym eksperymencie uśmierć testowane ćmy w środowisku suchego lodu i przeprowadź sekcję samic w celu sprawdzenia statusu kopulacji. Przyjmij, że współbytujące samce musiały kopulować. Preparaty anten ćmy pomarańczowej (naval orange worm) stymulowano dwusekundowymi podmuchami, a zapisy przeprowadzono przez dziesięć sekund w dziesięciosekundowym oknie w skali 5 mV.Typową odpowiedzią było ujemne wychylenie. Niemniej jednak zarejestrowano wartości bezwzględne. Wszystkie preparaty żeńskie z słabą odpowiedzią na kontrolę pozytywną zostały odrzucone.Średnia odpowiedź pozostałych preparatów wynosiła 2 600 microvolts. Podobnie średnia odpowiedź samców na kontrolne pH płci wynosiła zazwyczaj 3000 microvolts. Z tego powodu odrzucono osobniki o odpowiedzi poniżej standardu; odrzucono również dane z czułków, które wykazały osłabienie odpowiedzi w trakcie próby.Degradację stwierdzano, jeśli odpowiedź układu Anton na wdmuchnięcie ostatniej kontroli pozytywnej była mniejsza niż 75% odpowiedzi na pierwsze wdmuchnięcie kontroli przedtestowej (pre-con) lub mniejsza niż odpowiedź na drugie wdmuchnięcie kontroli przedtestowej w pozostałych seriach eksperymentalnych. Wartości odpowiedzi analizowano poprzez pobranie surowych pomiarów z każdej serii i odjęcie od każdej wartości w danej serii odpowiedzi kontroli negatywnej z tej samej serii. Następnie wyznaczono średnią dla wszystkich kontroli pozytywnych w każdej serii i skorygowano ją do wartości 1000 Microvolts, odnotowując współczynnik korekcji do 1000 microvolts dla każdej serii.Wartości dla badanych związków pomnożono następnie przez współczynnik korekcji kontroli pozytywnej. Na koniec porównano średnią skorygowaną odpowiedź każdego badanego związku ze wszystkich serii pomiarowych, aby ocenić przydatność każdego związku do dalszych badań. Należy pamiętać, że praca z odczynnikami chemicznymi może być niezwykle niebezpieczna i zawsze należy zachować odpowiednie środki ostrożności.

electroantennographic-bioassay-as-screening-tool-for-host-plant

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Badanie bioelektroantenograficzne jako narzędzie przesiewowe do badania lotnych substancji roślin żywicielskich

Układy węchowe owadów zapewniają wyjątkowe możliwości rejestrowania odpowiedzi indukowanych substancjami zapachowymi w formie elektroantenogramów (EAG) oraz rejestracji z pojedynczych sensyli (SSR), które stanowią odpowiednio sumaryczne odpowiedzi wszystkich neuronów receptorowych zapachowych (ORNs) zlokalizowanych na antenie oraz tych znajdujących się w poszczególnych sensylach.

Pomiary elektrofizjologiczne z systemu węchowego ćmy

Bodźce węchowe pośredniczą w wielu różnych zachowaniach owadów i często stanowią złożone mieszaniny składające się z dziesiątek lub setek lotnych związków. Wykorzystując chromatografię gazową z wielokanałowym zapisem w płacie antenalnym owada, opisujemy metodę identyfikacji związków biologicznie czynnych.

Identyfikacja lotnych substancji zapachowych przy użyciu chromatografii gazowej z wielokanałowym zapisem (GCMR) w płacie antenalnym owada

W tym filmie demonstrujemy test przesiewowy w celu określenia skuteczności małocząsteczkowych nematocydów przeciwko nicieniom. Nematocydy uważa się za skuteczne, jeśli powodują zmniejszenie liczby ruchomych nicieni w próbce po ekspozycji.

Test przesiewowy nematocydów drobnocząsteczkowych: metoda o średniej przepustowości do badania przesiewowego potencjalnych nematocydów przeciwko Ditylenchus dipsaci

Pionowy olfaktometr labiryntu w kształcie litery T jest opisany do badania reakcji behawioralnej stawonogów. Olfaktometr pozwala eksperymentatorowi zmierzyć wybory dokonywane przez osoby badane pod wpływem dwóch potencjalnych pól zapachowych. Za pomocą tego urządzenia można zmierzyć zarówno przyciąganie, jak i odpychanie od substancji zapachowych.

Pionowy test wyboru labiryntu w kształcie litery T dla reakcji stawonogów na substancje zapachowe

Opisujemy protokół używania anten owadów w postaci elektroantennogramów (EAG) na autonomicznych robotach. Nasza eksperymentalna konstrukcja pozwala na stabilne nagrania w ciągu jednego dnia i rozwiązuje indywidualne plamy zapachowe do 10 Hz. Skuteczność czujników EAG w poszukiwaniu węchu jest wykazywana poprzez kierowanie robota w kierunku źródła zapachu.

Wykorzystanie czujników elektroantennogramu owadów w autonomicznych robotach do wyszukiwania węchowego

Pluskwy polegają na neuronach receptorów węchowych umieszczonych w ich czułkach węchowych do wykrywania substancji semiochemicznych w środowisku. Wykorzystując rejestrację pojedynczego czujnika, demonstrujemy metodę oceny reakcji pluskiew na substancje semiochemiczne i badamy związany z tym proces kodowania.

Wykorzystanie pojedynczego zapisu sensillum do wykrywania reakcji neuronów węchowych pluskiew na substancje semiochemiczne

Areny do testowania biologicznego przyciągania zdjęć są używane do określenia optymalnego koloru (kolorów) światła, aby zmaksymalizować atrakcyjność owadów; jednak testy biologiczne i metody są specyficzne dla docelowych zachowań i siedlisk owadów. Konfigurowalny sprzęt i modyfikacje są wyjaśnione dla owadów prowadzących nocny lub dzienny tryb życia oraz lądowych lub powietrznych.

Kluczowe elementy testu biologicznego przyciągania zdjęć do badań owadów lub programów monitorowania

Tutaj opisujemy budowę i wykorzystanie tunelu aerodynamicznego do testów behawioralnych z owadami za pośrednictwem zapachu. Konstrukcja tunelu aerodynamicznego ułatwia uwalnianie źródeł zapachów na kilka sposobów, z bodźcami wizualnymi lub bez. Eksperymenty w tunelu aerodynamicznym są ważnymi metodami identyfikacji behawioralnie aktywnych lotnych substancji chemicznych.

Tunel aerodynamiczny do testów behawioralnych owadów na podstawie zapachu

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje krok po kroku protokół udanych i nisko stosowanych elektroantennogramów u kilku rodzajów komarów, w tym zarówno u samic, jak i u samców.

Przewodnik krok po kroku po elektroantennografii komarów

To badanie wprowadza eksperymentalne protokoły dla bio-hybrydowego drona wykrywającego zapachy, opartego na antenach jedwabnika. Przedstawiono działanie eksperymentalnego urządzenia elektroantennogramowego z czułkami jedwabnika, a także konstrukcję biohybrydowego drona przeznaczonego do lokalizacji źródła zapachów za pomocą algorytmu spiralnego przypływu.

Biohybrydowy dron wykrywający zapachy oparty na elektroantennografii wykorzystujący anteny Silkmoth do lokalizacji źródła zapachów

Ten protokół ustanawia metody ekstrakcji i ilościowego określania reakcji na lotny feromon płciowy w C. elegans, zapewniając narzędzia do badania komunikacji chemicznej i trajektorii nawigacji.

Lotna ekstrakcja feromonów płciowych i test chemoatrakcji w Caenorhabditis elegans

Poznaj metodę elektroantennograficzną do szybkiego przesiewania lotnych związków roślin żywicielskich u Amyelois transitella. Technika ta umożliwia identyfikację biologicznie aktywnych komponentów dla badań ekologicznych.

Bioassay elektroantenograficzny jako narzędzie przesiewowe dla lotnych substancji rośliny żywicielskiej

Przeglądaj więcej filmów