Name: Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-09T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Poznaj metodę augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem biomateriałów i analizy cystometrycznej u myszy i szczurów. Technika ta umożliwia ocenę pojemności, zgodności i ciśnienia mikcyjnego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Badania te były finansowane częściowo z funduszy Children's Hospital Boston Urology Endowment Revenue Fund oraz z grantów National Institutes of Health: NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Dziękujemy dr. Peterowi Zvarze z University of Vermont za pomoc w opracowaniu techniki wprowadzania cewnika cystostomijnego oraz cystometrii.

<ol><li>Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+for+bladder+substitution%5BTitle%5D)+AND+%22World.+J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering for bladder substitution.</a> World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).</li>
<li>Roehrborn, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+lower+urinary+tract+symptoms+%28LUTS%29+and+benign+prostatic+hyperplasia+%28BPH%29%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Clin.+North+Am%22%5BJournal%5D)">Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH).</a> Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).</li>
<li>Niknejad, K. G., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+augmentation+techniques+in+women%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Bladder augmentation techniques in women.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).</li>
<li>Hensle, T. W., Gilbert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+metabolic+consequences+and+long-term+complications+of+enterocystoplasty+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Urol.+Rep%22%5BJournal%5D)">A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children.</a> Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).</li>
<li>Somani, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bowel+dysfunction+after+transposition+of+intestinal+segments+into+the+urinary+tract%3A+8-year+prospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study.</a> J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).</li>
<li>Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+autologous+bladders+for+patients+needing+cystoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty.</a> Lancet. 367, 1241-1246 (2006).</li>
<li>Sharma, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nonhuman+primate+model+for+urinary+bladder+regeneration+using+autologous+sources+of+bone+marrow-derived+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells.</a> Stem Cells. 29, 241-250 (2011).</li>
<li>Chung, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+reconstitution+with+bone+marrow+derived+stem+cells+seeded+on+small+intestinal+submucosa+improves+morphological+and+molecular+composition%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition.</a> J. Urol. 174, 353-359 (2005).</li>
<li>Ashley, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+variations+in+small+intestinal+submucosa+evoke+differences+in+inflammation+with+subsequent+impact+on+tissue+regeneration+in+the+rat+bladder+augmentation+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model.</a> BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).</li>
<li>Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+in+a+larger+bladder+replacement+with+cell-seeded+and+unseeded+small+intestinal+submucosa+grafts+in+a+subtotal+cystectomy+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model.</a> BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).</li>
<li>Gomez, P. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+manipulation+of+silk+scaffold+fabrication+parameters+on+matrix+performance+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).</li>
<li>Mauney, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+gel+spun+silk-based+biomaterials+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 808-818 (2011).</li>
<li>Persson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+and+peripheral+mechanisms+contributing+to+hyperactive+voiding+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats.</a> Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).</li>
<li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micturition+in+rats%3A+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).</li>
<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+dysfunction+in+a+new+mutant+mouse+model+with+increased+superoxide--lack+of+nitric+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide.</a> J. Urol. 183, 780-785 (2010).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+bladder+dysfunction+in+a+rat+model+of+dopaminergic+brain+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion.</a> Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).</li>
<li>Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+rhabdosphincter+in+female+rat+voiding%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">The role of the rhabdosphincter in female rat voiding.</a> BJU Int. 94, 138-142 (2004).</li>
<li>Malmgren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).</li>
<li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).</li>
<li>Cannon, T. W., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthesia+on+cystometry+and+leak+point+pressure+of+the+female+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat.</a> Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).</li>
<li>Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+cystometric+methods+in+female+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Comparison of cystometric methods in female rats.</a> Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Oceny cystometryczne konfiguracji biomateriałów po implantacji i powiększeniu pęcherza w modelach małych zwierząt stanowią ważny etap walidacji w celu zidentyfikowania optymalnych charakterystyk strukturalnych i mechanicznych projektów macierzy do zastosowania w sytuacjach klinicznych. W niniejszym badaniu opisujemy metody chirurgiczne przeprowadzania powiększenia pęcherza u myszy i szczurów, a także techniki cystometryczne służące do wyznaczania właściwości urodynamicznych zaprojektowanych organów w celu oceny funkcjonalnej. Wykorzystaliśmy te techniki w wielu eksperymentach z udziałem zarówno myszy, jak i szczurów, z czego każdy eksperyment obejmował ponad 30 gryzoni i nie napotkaliśmy istotnych problemów. Nasze laboratorium badawcze jest zróżnicowaną grupą naukowców podstawowych i lekarzy chirurgów, a aspekty proceduralne tych eksperymentów były wykonywane przez chirurgów z co najmniej 5-6 letnim stażem szkolenia chirurgicznego po studiach.
	Niezależnie od rodzaju użytego biomateriału, główną różnicą między augmentacją pęcherza u szczurów a myszy jest wielkość pęcherza. Ze względu na mniejszy rozmiar pęcherza, dyssekcja i inkorporacja biomateriału u myszy są trudniejsze pod względem technicznym. W celu ułatwienia wizualizacji można zastosować mikroskop chirurgiczny. Ponieważ pęcherz szczura jest większy, jest on bardziej odpowiedni w sytuacjach, gdy w obrębie pęcherza należy przeprowadzić więcej niż jedną procedurę (np. augmentację i wprowadzenie cewnika cystostomijnego). Dodatkowo powyższy protokół opisuje zastosowanie rurek PE-50 u szczura 13, jednak stosowano również cewniki o większej średnicy, aż do PE-100, szczególnie w badaniach długoterminowych 14. U myszy można wykorzystać rurki o mniejszym kalibrze, takie jak PE-10 15,16, należy jednak pamiętać, że mniejsze, bardziej giętkie rurki mogą nie przenosić zmian ciśnienia do przetwornika w sposób dokładny. Ponadto alternatywna metoda mocowania cewnika na grzbiecie (krok 8* powyżej) jest stosowana u myszy ze względu na ich niewielkie rozmiary ciała, przez co igła z tępym końcem i kapturek do wkłuć dożylnych są zbyt nieporęczne. Wadą tego rozwiązania jest konieczność zastosowania znieczulenia w celu wyciągnięcia końca cewnika z kieszonki podskórnej przed cystometrią.
	Badania wykazały, że w pierwszych dniach (0-4 dni) po wprowadzeniu cewników cystometria wykazywała wysokie ciśnienie w pęcherzu oraz nadreaktywność przy niskich objętościach mikcji. Wyniki te zdawały się stabilizować około szóstego do siódmego dnia14,17, co prawdopodobnie stanowi idealny czas na przeprowadzenie oceny cystometrycznej. Jednak większość doniesień w literaturze opisuje wykonywanie cystometrii w ciągu pierwszych 3 dni od cewnikowania 18, co wyjaśnia szerokie zróżnicowanie powyższych parametrów w zależności od czasu. Pozostawienie cewnika nadłonowego na okres dłuższy niż 3 dni wiąże się z powikłaniami, takimi jak ryzyko powstania kamieni, przemieszczenia cewnika, infekcji, krwiomoczu oraz niedrożności cewnika z powodu obecności złogów.
	W literaturze opisano różne prędkości infuzji podczas cystometrii, od 1-3 mL/hr dla myszy15,16 do 10-11 mL/hr dla szczurów 13,19,20. Nadfizjologiczne prędkości infuzji mogą powodować fałszywie podwyższone ciśnienie 14. W naszej konfiguracji stosujemy prędkość infuzji 12,5 μL/min (0,75 mL/hr) dla myszy i 100 μL/min (6 mL/hr) dla szczurów, jednak można wykorzystać również niższe prędkości. Temperatura soli fizjologicznej powinna wynosić co najmniej temperaturę pokojową, choć optymalniejsza jest sól fizjologiczna w temperaturze 37°, aby uniknąć nadreaktywności pęcherza wywołanej podawaniem zimnego roztworu. W cystometrii u zwierząt w stanie czuwania kluczowe jest zapewnienie stabilizacji wzorca mikcji w miarę adaptacji zwierzęcia do klatki, co w naszym doświadczeniu wymaga okresu ~10-20 minut. Następnie regularne cykle mikcji mogą być rejestrowane przez 45-120 minut lub przez co najmniej 3-4 cykle voidingu. Zwierzę powinno być obserwowane w czasie rzeczywistym, ponieważ porusza się swobodnie, a komplikacje takie jak skręcenie lub zagięcie cewnika mogą zaburzyć analizę cystometryczną. W celu zmniejszenia ruchliwości zwierzęcia i wynikających z niej artefaktów zaleca się ograniczenie hałasu w otoczeniu podczas badania. Cystometria u zwierząt w narkozie nie wiąże się z problemami występującymi w badaniach w stanie czuwania, jednak wykazano, że wiele środków anestetycznych hamuje spontaniczne skurcze pęcherza. Hamowanie to odpowiada bezpośrednio oczekiwanemu czasowi działania leków anestetycznych, tzn. gdy efekt znieczulenia ustępuje, wznawiają się spontaniczne skurcze 14. Co więcej, ciśnienia mierzone podczas przepełnienia pęcherza były statystycznie wyższe u znieczulonych szczurów, zarówno żywych, jak i post-mortem, co wskazuje na wpływ na pasywne właściwości podatności ściany pęcherza. Efekt ten obserwuje się przy stosowaniu pentobarbitalu21, ketaminy i chloralozonu IM/IP, a także wziewnego halotanu i dokanałowego nesakainy 14. Bardziej szczegółowe badanie różnych środków anestetycznych potwierdza ten wynik poprzez supresję odruchu mikcyjnego zarówno w przypadku anestetyków inhalacyjnych (izofluran i metoksyfluran), jak i barbituranów (pentobarbital i tiobutabarbital) przy umiarkowanych poziomach znieczulenia17. Efekt ten zaobserwowano nawet przy lekkim poziomie znieczulenia lub sedacji przy użyciu takich leków jak fentanyl-droperidol i ketamina-diazepam; podobnie jak w poprzednim badaniu, wraz z ustępowaniem efektu znieczulenia znikało również hamowanie17. W tej procedurze można stosować dostrytonalne iniekcje uretanu, ponieważ wykazano, że odruchowa mikcja zostaje zachowana, przy jednoczesnym zapewnieniu odpowiedniego znieczulenia17,22. Co więcej, nie stwierdzono wpływu na ciśnienie mikcji23. W niniejszym opisie przedstawiono umieszczenie cewnika nadłonowego do cystometrii, ponieważ wykazano, że cewnikowanie przezcewkowe skutkuje wyższymi krzywymi ciśnienia w pęcherzu i niższymi prędkościami przepływu, co jest zgodne z względną obstrukcją ujścia pęcherza 24. Ponadto cewnikowanie przezcewkowe jest wykonalne tylko u zwierząt znieczulonych, a nawet wtedy może być trudne, szczególnie u samców gryzoni i myszy.
	Podsumowując, wybór modelu do augmentacji pęcherza i/lub analizy cystometrycznej zależy od celów konkretnego badania. Z punktu widzenia technicznego model szczura wykazuje wyraźną przewagę z przyczyn omówionych powyżej. Jednakże model mysi może być stosowany w badaniach oceniających rolę specyficznych produktów końcowych kodowanych genetycznie w chorobach dróg moczowych, ze względu na podatność tych zwierząt na manipulacje genetyczne. W przypadku szczura nie jest to zazwyczaj możliwe do zrealizowania.
	Cystometria u zwierząt budzących się najdokładniej odwzorowuje normalny stan fizjologiczny, w którym zwierzęta te przechodzą cykle mikcji, a zatem pozwala prawdopodobnie na bardziej wiarygodne fizjologiczne określenie funkcji pęcherza. Ponadto pozwala to uniknąć zmiennej zakłócającej w postaci bezpośredniego wpływu środków znieczulających na funkcję pęcherza.

<table><tbody><tr><td>Nożyce do strzyżenia</td><td>Przygotowanie szczura/myszy do zabiegu chirurgicznego</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylne obłożenia, betadyna, 70% etanol, sterylna gaza</td><td>Przygotowanie sterylnego pola operacyjnego</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Instrumenty:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Ostrze skalpela</td><td>Nacięcie skóry</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pinceta z ząbkami</td><td>Manipulacja skórą</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinceta precyzyjna</td><td>Atraumatyczny (bez zębów), bez ząbkowania lub z drobnym ząbkowaniem do manipulacji</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mały igłotrzymacz</td><td>Ostre preparowanie tkanek</td><td></td><td></td></tr><tr><td>nożyczki Metzenbauma</td><td>Nacięcie pęcherza moczowego</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do tenotomii</td><td>Do szwów odciągających oraz do utworzenia tunelu podskórnego (cewnik cystostomijny)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Małe kleszczyki zakrzywione</td><td>Tunel podskórny (cewnik cystostomijny)</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Szwy:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>szwy polipropylenowe 6-0</td><td>Szwy stabilizujące pęcherz moczowy i szew marszerski</td><td></td><td></td></tr><tr><td>szew z poliglaktyny 7-0</td><td>Anastomoza rusztowania z pęcherzem moczowym</td><td></td><td></td></tr><tr><td>szew z polyglaktyny 4-0</td><td>Zamknięcie mięśni/skóry</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szew jedwabny 3-0 lub 4-0</td><td>Mocowanie końcówki cewnika do skóry</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Igły i strzykawki:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>igła 18 G</td><td>Punkcja pęcherza w celu wprowadzenia cewnika cystostomijnego</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igły o rozmiarze 25 G i 30 G</td><td>Testowanie szczelności pęcherza moczowego</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawka wypełniona 1 ml soli fizjologicznej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>igła tępokątna 22 G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Cewnik cystostomijny:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>przewód PE-50</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zapalniczka</td><td>Rozwieranie rurek PE-50</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mały zacisk zakrzywiony</td><td>Tworzenie tunelu podskórnego</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Cystometria:&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>System akwizycji danych ADInstruments MLT844 i oprogramowanie LabChart</td><td>Akwizycja danych o ciśnieniu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pompa strzykawkowa Harvard 22 (Harvard Apparatus, Holliston, MA)</td><td>Pompa infuzyjna do płynów</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;silny&gt;Środki znieczulające (cystometria w stanie nieprzytomności):&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Indukcja/podtrzymywanie znieczulenia ogólnego</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uretan</td><td>Cystometria nieświadoma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bupiwakaina lub zamiennik</td><td>Znieczulenie miejscowe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Meloksykam</td><td>Analgezja pooperacyjna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Analgezja pooperacyjna</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Funkcja nerek oraz zdolność do kontrolowania oddawania moczu są krytycznie zależne od prawidłowego funkcjonowania pęcherza moczowego, który gromadzi mocz pod niskim ciśnieniem i wydala go poprzez precyzyjnie zorganizowany skurcz. Liczne wrodzone i nabyte anomalie urologiczne, w tym zastawki cewki moczowej, łagodny przerost prostaty oraz pęcherz neurogenny wtórny do rozszczepu kręgosłupa lub urazu rdzenia kręgowego, mogą prowadzić do patologicznej przebudowy tkanek, skutkującą upośledzeniem podatności i zmniejszeniem pojemności pęcherza1. Funkcjonalna lub anatomiczna niedrożność dróg moczowych często towarzyszy tym schorzeniom i może prowadzić do nietrzymania moczu oraz uszkodzenia nerek w wyniku zwiększonego ciśnienia podczas gromadzenia i wydalania moczu2. Chirurgiczna implantacja segmentów przewodu pokarmowego w celu zwiększenia pojemności narządu i obniżenia ciśnienia wewnątrz pęcherza stanowi główną opcję leczenia chirurgicznego tych zaburzeń w przypadku niepowodzenia leczenia zachowawczego3. Podejście to jest jednak ograniczane przez niewielką dostępność tkanek donora i wiąże się z poważnymi powikłaniami, takimi jak chroniczne infekcje dróg moczowych, zaburzenia metaboliczne, kamica moczowa oraz wtórne zmiany nowotworowe4,5.
Obecne badania w dziedzinie inżynierii tkankowej pęcherza moczowego koncentrują się głównie na identyfikacji konfiguracji biomateriałów, które mogą wspierać regenerację tkanek w miejscach uszkodzeń. Konwencjonalne rusztowania 3-D pochodzące z polimerów naturalnych i syntetycznych, takich jak błona podśluzowa jelita cienkiego oraz kwas poliglikolowy, wykazały pewne krótkoterminowe sukcesy w wspieraniu regeneracji urothelium i mięśni gładkich, a także w zwiększaniu pojemności magazynowej narządu zarówno w modelach zwierzęcych, jak i w praktyce klinicznej6,7. Jednakże niedostatki w zakresie integralności mechanicznej i biokompatybilności rusztowań często prowadzą do szkodliwej włóknicy8, kurczenia się przeszczepu9 oraz zwapnień10, co zwiększa ryzyko niepowodzenia implantu i konieczność przeprowadzenia wtórnych procedur chirurgicznych. Ponadto, przy użyciu standardowych konstruktów biomateriałowych do augmentacyjnej cystoplastyki nie udało się jeszcze przywrócić prawidłowych cech mikcji, dlatego niezbędne są badania i rozwój nowych macierzy, które mogłyby spełnić tę rolę.
Aby skutecznie opracować i ocenić optymalne biomateriały do klinicznej augmentacji pęcherza moczowego, w pierwszej kolejności należy przeprowadzić badania skuteczności w standaryzowanych modelach zwierzęcych, stosując szczegółowe metody chirurgiczne oraz oceny wyników funkcjonalnych. Wcześniej zgłaszaliśmy zastosowanie modelu augmentacji pęcherza u myszy w celu określenia potencjału rusztowań opartych na fibroinie jedwabiu w pośredniczeniu w regeneracji tkanek oraz funkcjonalnych charakterystyk oddawania moczu.11,12 Analizy cystometryczne tego modelu wykazały, że różnice w strukturalnych i mechanicznych właściwościach implantów mogą wpływać na wynikowe cechy urodynamiczne pęcherzy wytworzonych metodami inżynierii tkankowej11,12. W modelu tym wykazano dodatnią korelację między stopniem regeneracji tkanek indukowanej przez macierz, określonym histologicznie, a funkcjonalną podatnością i pojemnością ocenianą za pomocą cystometrii11,12. Wyniki te sugerują zatem, że oceny funkcjonalne konfiguracji biomateriałów w systemach augmentacji pęcherza u gryzoni mogą być użytecznym formatem oceny właściwości rusztowań i ustalenia wykonalności in vivo przed badaniami na dużych zwierzętach i wdrożeniem klinicznym. W niniejszym badaniu przedstawimy poszczególne etapy chirurgiczne augmentacji pęcherza u myszy i szczurów z wykorzystaniem rusztowań jedwabnych oraz zaprezentujemy techniki cystometrii u zwierząt w stanie czuwania i znieczulonych.

Etapy chirurgiczne powiększenia pęcherza moczowego opisano z wykorzystaniem rusztowań 3-D w modelach mysich i szczurzych. W celu przetestowania skuteczności konfiguracji biomateriałów do zastosowania w powiększeniu pęcherza przedstawiono techniki cystometrii przeprowadzanej zarówno u zwierząt w stanie czuwania, jak i znieczulonych.

Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

Funkcja nerek i kontynencja moczu są krytycznie zależne od prawidłowego funkcjonowania pęcherza moczowego, który gromadzi mocz pod niskim ciśnieniem i ...

Celem niniejszej procedury jest ocena zastosowania biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego poprzez pozyskanie danych funkcjonalnych za pomocą cytometrii. Jest to realizowane najpierw poprzez przymocowanie rusztowania do defektu utworzonego w pęcherzu moczowym. Drugim krokiem procedury jest przeprowadzenie rurki cystostomijnej do jamy brzusznej.Trzecim krokiem jest wprowadzenie rurki cystostomijnej do powiększonego pęcherza i przymocowanie jej na grzbiecie zwierzęcia. Ostatnim etapem jest przeprowadzenie cytometrii w celu oceny powiększonego pęcherza pod kątem funkcjonalnym. W rezultacie, za pomocą cytometrii u zwierząt świadomych, można wykazać zmiany w pojemności i podatności pęcherza, ciśnieniu oddawania moczu, czasie cyklu nutrycyjnego oraz objętości moczu resztkowego po mikcji.Zastosowania tej techniki obejmują terapię wrodzonych i nabytych anomalii pęcherza moczowego lub cewki moczowej, które prowadzą do upośledzenia pojemności, podatności i ogólnej funkcji pęcherza. Wynika to z konieczności funkcjonalnej oceny nowych biomateriałów stosowanych w augmentacji pęcherza. Po przygotowaniu zwierzęcia do operacji brzusznej, należy za pomocą skalpela wykonać cięcie wzdłuż linii środkowej w dolnej części skóry.Za pomocą pęsety z ząbkami unieś mięsień prosty i uwolnij tylną powierzchnię mięśnia, korzystając z drobnych nożyczek typu Metzenbaum i tępych nożyczek. Przeciąć pozostałą część mięśnia w linii środkowej na całej długości nacięcia skóry, aby wydobyć pęcherz moczowy przez ranę operacyjną. Następnie załóż szew przez tylną ścianę pęcherza moczowego, a następnie przez jego ścianę przednią. Załóż dodatkowe szwy bocznie na pęcherzu, ale nie zawiązuj ich.Po naciągnięciu szwów pęcherz przyjmie kwadratowy kształt o boku około jednego centymetra; pęcherz wzdłużnie przez przednią ścianę pęcherza, tuż poniżej kopuły pęcherza wzdłuż linii środkowej. Należy uważać, aby nie napinać zbyt mocno tych szwów, ponieważ mogą one łatwo wyrwać się z tkanki pęcherza. Na tym etapie do anastomozy rusztowania zaleca się stosowanie powiększenia przez lupę. Za pomocą cienkich nożyczek przytnąć jedwabne rusztowanie do przybliżonego obszaru defektu pęcherza.Zacznij od jednego rogu rusztowania i przyszyj go do pęcherza za pomocą szwu ciągłego. Aby stworzyć wodoszczelną szczelinę wokół całego ubytku, bardzo ważne jest, aby chirurg wykonał beznapięciową, wodoszczelną anastomozę rusztowania z pęcherzem. Zapewni to zatrzymanie całego moczu wewnątrz pęcherza, ponieważ jakikolwiek wyciek do jamy otrzewnowej prawdopodobnie doprowadzi do śmierci zwierzęcia.W ramach testu należy użyć igły hipodermicznej o rozmiarze 30 G, aby wypełnić pęcherz wodą. W przypadku stwierdzenia wycieku należy go zamknąć dodatkowym szwem przerywanym. Następnie, przed zamknięciem ściany brzusznej, zrekonstruowany pęcherz należy wprowadzić z powrotem do jamy brzusznej.Wstrzyknij bupiwakainę w mięsień prosty oraz tkankę podskórną w celu znieczulenia miejscowego, a następnie zamknij nacięcie. Następnie użyj szwu ciągłego, aby przybliżyć brzegi mięśnia prostego, i zamknij skórę szwem ciągłym. Po oczyszczeniu i osuszeniu rany przeniesienie zwierzę do ciepiej, czystej klatki w celu wybudzenia z narkozy.Przed rozpoczęciem należy utworzyć kotwicę na końcu 10 centymetrów rurki PE 50, aby nie wysunęła się ona z pęcherza. W tym celu należy rozszerzyć koniec rurki, delikatnie wystawiając go na działanie płomienia. Następnie należy sprawdzić, czy rurka nie jest niedrożna.Wstrzyknij sól fizjologiczną do końca bez rozszerzenia i upewnij się, że ciecz przepływa. Po przygotowaniu zwierzęcia do zabiegu, przed odsłonięciem pęcherza, wykonaj jedno centymetrowe nacięcie na grzbiecie pomiędzy łopatkami. Używając nożyczek Metsona, wytwórz przestrzeń między skórą a leżącym pod nią mięśniem.Następnie wprowadź końcówki nożyczek w płaszczyznę tkanek i rozszerz je, aby utworzyć tunel podskórny prowadzący do brzusznej strony brzucha. Następnie obróć zwierzę na grzbiet. Odsłoń pęcherz moczowy i wprowadź go z powrotem do jamy brzusznej.Wracając do nacięcia grzbietowego, wprowadź mały zacisk do tunelu podskórnego. Palcami chroń zawartość jamy brzusznej, a następnie za pomocą końcówek zacisku przebij ścianę brzucha. Teraz chwyć zaciskiem gładki koniec rozszerzanej rurki i wyciągnij ją z powrotem przez nacięcie grzbietowe.Nie należy przeciągać rozszerzonego końca kotwicy przez ścianę brzucha wraz z rurką przechodzącą przez nacięcie. Na kopule pęcherza mocuje się szew typu „workowy”. Luźny koniec nici należy zabezpieczyć małym zaciskiem, aby zapobiec jego przypadkowemu przeciągnięciu przez szew.Ponadto nie należy mocno naciągać szwu. Następnie używamy igły 18G, aby przebić ścianę pęcherza w centrum szwu w formie woreczka, tylko w takim stopniu, aby igła znalazła się wewnątrz światła narządu. Następnie w otwór wprowadza się precyzyjną pęsetę i delikatnie ją rozchyla, aby poszerzyć otwór.Wprowadź rozszerzony koniec cewnika do ubytku w pęcherzu, aż znajdzie się on wewnątrz światła. Zaciśnij szew tobalkowy wokół cewnika i zawiąż go. Następnie owiń wolny koniec nici wokół cewnika jeden raz i zawiąż.Następnie należy sprawdzić szczelność pęcherza, powoli wstrzykując do niego sól fizjologiczną przez rurkę. Jeśli z cewki moczowej wydostaje się płyn, należy odessać sól fizjologiczną, aby odbarczyć pęcherz. W przypadku stwierdzenia nieszczelności należy ją usunąć za pomocą szwu, ponieważ wyciek moczu może doprowadzić do śmierci zwierzęcia.Zamknij nacięcie brzuszne w sposób przedstawiony wcześniej. Następnie przystąp do zamknięcia nacięcia grzbietowego. Procedura zamykania nacięcia grzbietowego różni się w przypadku szczurów i myszy.W przypadku szczurów należy użyć nożyczek, aby odciąć cewnik na poziomie skóry. Następnie do cewnika należy wprowadzić igłę tępą o rozmiarze 22 G. Skórę nad cewnikiem należy zamknąć szwem ciągłym, pozostawiając wystający piastę igły.Następnie załóż nakładkę do kaniuli dożylnej na tępą igłę i przymocuj końcówkę cewnika do skóry. Po tym zabiegu oczyść miejsce nacięcia i pozwól zwierzęciu dojść do siebie w ciepłym otoczeniu. U myszy cewnik należy zabezpieczyć w następujący sposób: pozostawić go w dłuższej postaci, a koniec cewnika zamknąć poprzez stopienie go nad płomieniem.Zwiń koniec rurki i pozostaw go w podskórnej kieszeni na grzbiecie zwierzęcia. Zamknij skórę nad rurką, stosując szew ciągły. Przed analizą cytrynową zapewnij szczurom lub myszom co najmniej od pięciu do siedmiu dni rekonwalescencji pooperacyjnej.Po regeneracji w dniu wykonywania cytometrii. W przypadku myszy należy najpierw pod narkozą otworzyć nacięcie grzbietowe i usunąć zwiniętą cewkę z kieszonki podskórnej. Po usunięciu cewki należy zamknąć nacięcie i odczekać, aż mysz całkowicie wybudzi się z narkozy, a następnie rozpocząć cytometrię od umieszczenia zwierząt w klatkach metabolicznych zawieszonych nad wagami.Następnie należy uzyskać dostęp do cewników nadłonowych za pomocą igły o rozmiarze 27 G, połączonej za pomocą zestawu do pomiaru ciśnienia z przetwornikiem ciśnienia i pompą infuzyjną. Rozpocząć infuzję soli fizjologicznej. Odczekać do czasu ustabilizowania się zapisu wzorca mikcji.W ciągu następnych 10 do 20 minut ciśnienie w pęcherzu najpierw wzrośnie, a następnie nastąpi mikcja. Następnie należy rejestrować cykle mikcji przez okres od 15 do 120 minut lub przez co najmniej trzy lub cztery cykle mikcji w trakcie procedury. Należy monitorować, czy nie doszło do zagięcia cewnika lub innych powikłań.Następnie można przeanalizować zapisy urodynamiczne w celu wyznaczenia takich parametrów, jak objętość oddanego moczu, podatność, maksymalne ciśnienia oddawania moczu w fazie skurczu, odstęp, czas cyklu mikcji oraz objętość moczu szczątkowego. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać solidną wiedzę na temat sposobu augmentacji pęcherza za pomocą dowolnego biomateriału. Dowiedzą się Państwo również, jak ocenić funkcję pęcherza u gryzoni, wykorzystując cystometrię u zwierząt świadomych i nieunieruchomionych.

evaluation-biomaterials-for-bladder-augmentation-using-cystometric

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Ocena biomateriałów do powiększania pęcherza z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach na gryzoniach

Wstrzykiwanie do ściany pęcherza moczowego myszy jest przydatnym podejściem do ortotopowych badań nad biologią komórek macierzystych pęcherza oraz biologią nowotworów. Tę precyzyjną metodę mikrochirurgiczną można opanować dzięki starannej technice i praktyce.

Iniekcja w ścianę pęcherza myszy

Cystometria jest wydajną techniką pomiaru funkcji pęcherza moczowego u małych zwierząt in vivo. Do pęcherza prowadzona jest ciągła infuzja z szybkością kontrolowaną poprzez cewnik wewnątrz pęcherza, podczas gdy cewka moczowa pozostaje wolna, aby umożliwić mikcję. Pozwala to na wielokrotne napełnianie i opróżnianie pęcherza, przy jednoczesnym rejestrowaniu ciśnienia wewnątrz pęcherza oraz objętości wydalonego moczu.

Zastosowanie cystometrii u małych gryzoni: badanie chemosensytywności pęcherza moczowego

Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.

Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego

To badanie opisuje procedury chirurgiczne i techniki eksperymentalne do wykonywania cystometrii na jawie u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto dostarcza dowodów eksperymentalnych wspierających jego optymalizację i standaryzację.

Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Ten protokół po pierwsze opisuje procedurę chirurgiczną polegającą na stałym wszczepieniu cewnika do pęcherza moczowego w połączeniu z zewnętrznymi elektrodami zwieracza cewki moczowej, a po drugie, pomiar funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u wszczepionych obudzonych zwierząt.

Pomiary cystometryczne i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych szczurów z wszczepionym cewnikiem i elektrodami umożliwiającymi wielokrotne pomiary

Model pęcherza bez detrusorów umożliwia bezpośredni dostęp do błony podmoczowej w celu zbadania lokalnych mechanizmów regulacji dostępności biologicznie aktywnego mediatora w suburotelium/blaszce właściwej podczas przechowywania i oddawania moczu. Preparat bardzo przypomina napełnianie nienaruszonego pęcherza moczowego i pozwala na wykonanie badań ciśnienia i objętości bez wpływów ogólnoustrojowych.

Zdecentralizowany (ex vivo) mysi model pęcherza moczowego z usuniętym mięśniem wypierającym w celu uzyskania bezpośredniego dostępu do błony dróg moczowych podczas napełniania pęcherza

Ten protokół opisuje procedurę pomiaru stężenia ATP w świetle pęcherza moczowego u znieczulonego gryzonia.

In vivo (in vivo) Pomiar luminalny wywołanego rozdęciem urotelialnego uwalniania ATP u gryzoni

Implanty inżynierii tkankowej do chirurgii rekonstrukcyjnej rzadko wychodzą poza próby przedkliniczne ze względu na pracochłonne hodowle ex vivo, które zawierają skomplikowane i kosztowne elementy rusztowania. W tym miejscu przedstawiamy jednoetapową procedurę przeznaczoną do odprowadzania moczu za pomocą dostępnego rusztowania rurkowego na bazie kolagenu zawierającego autologiczne mikroprzeszczepy.

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Ten protokół zawiera przewodnik do impregnacji skóry cyjanoakrylem, aby zapobiec wchłanianiu moczu przez sierść i skórę. Zawiera instrukcję nakładania kleju na skórę, wszczepiania cewnika do pęcherza moczowego oraz elektrody do cystometrii i zapisy elektromiografii zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych myszy.

Optymalizacja technik urodynamicznych myszy w celu zwiększenia dokładności

Ten artykuł wyjaśnia nowy model zwierzęcy przeznaczony do testowania materiałów do przeszczepów podcewkowych. W tym modelu taśma siatkowa jest wszczepiana przez nacięcie pochwy u owiec, a zwierzęta są obserwowane przez okres trzech miesięcy. Model ten jest niezbędny, ponieważ stanowi podstawę do eksperymentalnych badań nad przeszczepami.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

Poznaj metodę augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem biomateriałów i analizy cystometrycznej u myszy i szczurów. Technika ta umożliwia ocenę pojemności, zgodności i ciśnienia mikcyjnego.

Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

Przeglądaj więcej filmów