Name: Owariektomia i wymiana 17β-estradiolu u szczurów i myszy: demonstracja wizualna (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-07T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Naucz się owariektomii i wymiany 17β-estradiolu u szczurów i myszy. Poznaj metody z użyciem kapsułek silastikowych oraz mieszanki Nutella do kontroli stężenia estrogenów w surowicy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie zostało sfinansowane przez Uniwersytet w Linköping oraz Radę Powiatu Östergötland.

1. Owariektomia drogą grzbietową
<ol>
	<li>Zanurz zwierzę w narkozie, na przykład stosując 1,5% isofluranu (4% do indukcji) w mieszaninie tlenu i tlenku azotu 30%/70%. Umieść zwierzę w pozycji brzusznej na płycie grzewczej połączonej z termometrem rektalnym. Ważne jest, aby pomiędzy zwierzęciem a płytą znajdowała się cienka warstwa izolacyjna, a system sprzężenia zwrotnego termometru utrzymywał temperaturę ciała w granicach 37 ± 0.5 °C. Nałóż żel do ochrony oczu i podaj podskórnie, w boczną część szyi zwierzęcia, 5 mg Rimadyl/kg masy ciała rozpuszczonego w soli fizjologicznej w celu uśmierzenia bólu pooperacyjnego.</li>
	<li>Wygol obszar o wymiarach 4*4 cm (3*3 cm dla myszy) w kierunku głowowym od grzebienia biodrowego. Dokładnie przemyj wygolony obszar, na przykład preparatem Jodopax, a następnie przykryj zwierzę polem operacyjnym z otworem 4*4 cm.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości 2-3 cm i rozdziel tępym sposobem skórę od leżącej pod nią powięzi. W odległości 1 cm bocznie od linii środkowej wykonaj kolejne nacięcie przez powięź. Rozdziel tkanki tępym sposobem w kierunku bocznym pod powięzią, tak powierzchownie, jak to możliwe, aż do osiągnięcia jamy brzusznej.</li>
	<li>Za pomocą pęsety chwyć tkankę tłuszczową otaczającą jajnik w jamie brzusznej i ostrożnie ją wyciągnij. Zidentyfikuj jajnik i podwiąż rogi macicy oraz naczynia 0,5-1 cm proksymalnie od tej struktury. Odetnij jajnik wraz z podwiązaną tkanką tłuszczową i umieść pozostałą tkankę z powrotem w jamie brzusznej. Wykonaj kolejne nacięcie w powięzi po przeciwnej stronie i powtórz procedurę.</li>
	<li>Zamknij rany, najlepiej używając nici monofilamentowej, i poczekaj, aż zwierzę wybudzi się z narkozy. Umieść zwierzę w ogrzewanej klatce (25-27 °C) przez co najmniej 2 godziny po operacji. W pierwszych dniach po zabiegu zwierzęta powinny być utrzymywane osobno. Kluczowe jest częste czyszczenie lub wymiana ściółki w klatce w fazie rekonwalescencji. Dwadzieścia cztery godziny po operacji wstrzyknij zwierzętom podskórnie kolejne 5 mg Rimadyl/kg masy ciała rozpuszczonego w soli fizjologicznej.</li>
</ol>
2. Podskórne podawanie 17β-estradiolu za pomocą kapsułek Silastic
<ol>
	<li>Dokładnie wymieszać pożądaną ilość 17β-estradiolu w oleju sezamowym. W przypadku stężeń fizjologicznych u szczurów i myszy zaleca się odpowiednio 180 μg/mL oraz 18-36 μg/mL. Kapsułki z placebo wypełnia się czystym olejem sezamowym.</li>
	<li>Odciąć odcinki rurki silastykowej o długości 3 cm (2 cm dla myszy) oraz odcinki drewnianych patyczków aplikatorowych o długości 5 mm (3 mm dla myszy), które będą służyć jako korki. Za pomocą pęsety wcisnąć jeden drewniany korek do kapsułki silastykowej, a następnie wstrzyknąć roztwór 17β-estradiolu w oleju sezamowym, aby wypełnić całą jej długość. Delikatnie zamknąć otwarty koniec kapsułki silastykowej drugim drewnianym korkiem (korki powinny pozostać w kapsułce na stałe). Kapsułki inkubować w pozostałym roztworze 17β-estradiolu przez noc przed implantacją.</li>
	<li>Implantację kapsułki można przeprowadzić podczas znieczulenia stosowanego przy ovariektomii u szczurów. W przypadku myszy zdecydowanie zaleca się jednak 14-dniowy okres rekonwalescencji po ovariektomii, aby zminimalizować ryzyko wypadnięcia kapsułki przez delikatną skórę.</li>
	<li>Po przygotowaniach chirurgicznych zgodnie z punktem 1.1 lub po zamknięciu nacięcia po ovariektomii, ogolić i umyć obszar o wymiarach 2*2 cm na grzbietowej stronie szyi zwierzęcia. Wykonać nacięcie o długości 1 cm i tępą dyssekcją utworzyć podskórną kieszonkę w kierunku kaudalno-bocznym, zapewniając wystarczającą przestrzeń dla kapsułki. Przetrzeć kapsułkę silastykową (która do tego momentu była inkubowana w roztworze 17β-estradiolu) i delikatnie wprowadzić ją przez nacięcie, które następnie zamyka się szwem. Kluczowe jest upewnienie się, że kapsułka w jak najmniejszym stopniu napina skórę, szczególnie w obszarze bliskim rany. Od momentu przygotowania kapsułek do ich implantacji należy bezwzględnie unikać zanieczyszczeń.</li>
</ol>
3. Podawanie doustne 17β-estradiolu za pomocą kremu orzechowego Nutella
<ol>
	<li>Całkowicie rozpuść 17β-estradiol w oleju sezamowym, a następnie zmieszaj olej sezamowy z Nutellą. Zalecamy, aby każda dzienna porcja zawierała 28 μg 17β-estradiol, 5 μL oleju sezamowego i 1 g Nutelli na kilogram masy ciała szczura oraz 1,12 μg 17β-estradiol, 0,312 μL oleju sezamowego i 60 mg Nutelli dla każdej myszy o masie 30 g. Krem orzechowy będący placebo przygotowuje się w identyczny sposób, z pominięciem 17β-estradiol.</li>
	<li>Przez pięć dni przed eksperymentem trenuj zwierzęta w spożywaniu kremu orzechowego bez hormonów. Przez pierwsze trzy dni treningu szczury powinny być optymalnie trenowane w grupach (około 0,5 g Nutelli na 2-5 zwierząt), w ich klatkach domowych. Czwartego i piątego dnia treningu zwierzęta są umieszczane w oddzielnych klatkach przed podaniem dziennej porcji, aby odzwierciedlić warunki eksperymentalne.</li>
	<li>W trakcie eksperymentu zwierzęta są umieszczane w oddzielnych klatkach przy każdej okazji karmienia, po czym porcja Nutelli jest podawana na małych płytkach ceramicznych. Jeśli trening został przeprowadzony zgodnie z powyższym opisem, nasze doświadczenie wskazuje, że ponad 95% szczurów i myszy akceptuje krem orzechowy, a po pełnej habituacji większość zwierząt spożywa go w ciągu kilku sekund.</li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki
Fizjologiczne stężenia 17β-estradiolu w surowicy, które obecne metody mają na celu odtworzyć, wynoszą około 5-140 pg/mL dla szczurów i 5-35 pg/mL dla myszy4,6. Podskórne kapsułki silastykowe przygotowane zgodnie z powyższymi instrukcjami, po podaniu samicom szczurów Sprague-Dawley o masie 300 g, powodują powolny spadek stężeń 17β-estradiolu w surowicy z około 40 pg/mL w 2. dniu do 10 pg/mL w 35. dniu. Jednak bezpośrednio po podaniu można spodziewać się szczytu stężenia w surowicy na poziomie około 1000 pg/mL, który spada do zakresu fizjologicznego w ciągu 8 godzin (Rysunek 1A)4,5. Opisane powyżej kapsułki silastykowe dla myszy zawierające 36 μg 17β-estradiolu/mL, po podaniu samicom myszy C57BL/6 o masie 25 g, zapewniają stężenia w surowicy, które powoli spadają z około 90 pg/mL w 2. dniu do 25 pg/mL w 35. dniu. Prawdopodobnie poprzedza to podobny szczyt, jaki zaobserwowano u szczurów, choć nie zostało to zbadane (Rysunek 1B)6.
Metoda podawania Nutelli drogą peroralną w opisanych powyżej dawkach, zastosowana u samic szczurów Sprague-Dawley o masie 300 g, zapewnia fizjologiczne poziomy 17β-estradiolu z dobowymi wahaniami w zakresie 10-70 pg/mL (Rycina 2A)4. W przypadku myszy przy zastosowaniu powyższej dawki, poziomy dobowe wahają się w granicach od około 20 do 120 pg/mL (Rycina 2B)6.
<img alt="Wykres porównujący poziomy 17β-estradiolu w czasie u szczurów i myszy z kapsułkami E2/mL." src="/files/ftp_upload/4013/4013fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Uproszczone wykresy przedstawiające stężenia 17β-estradiolu u szczurów (A; n=10 w punktach czasowych do 24 h, n=15 w późniejszych punktach czasowych)4,5 oraz myszy (B; n=10)6 po implantacji kapsułek. Kapsułki silastykowe powodują krótki początkowy szczyt stężeń w surowicy do 1000 pg/mL, który jednak w ciągu kilku godzin spada do poziomów poniżej 100 pg/mL. Przez kolejne 4-5 tygodni kapsułki zapewniają stabilne, choć stopniowo malejące stężenia w surowicy. Zacieniowane obszary odpowiadają fizjologicznym stężeniom 17β-estradiolu w surowicy odpowiednio u zdrowych samic szczurów i myszy. Mimo że nie zostało to pokazane graficznie na wykresach, występuje zmienność osobnicza w stężeniach 17β-estradiolu, co przekłada się na współczynniki zmienności od 27 do 183 % u szczurów i od 28 do 115 % u myszy przy zastosowaniu metody z kapsułką silastykową (bardzo niskie średnie stężenia często generują wysokie współczynniki zmienności).
<img alt="Wykres zależności stężenia od czasu, poziomy 17β-estradiolu u szczurów i myszy po doustnej dawce E2 w ciągu 96 godzin." src="/files/ftp_upload/4013/4013fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Schematyczne wykresy przedstawiające stężenia 17β-estradiolu u szczurów (A; n=15)4 i myszy (B; n=10)6 w wyniku codziennego podawania hormonu w Nutelli. Metoda doustna z użyciem Nutelli powoduje występowanie codziennych szczytów stężeń, które jednak nie są tak wysokie, jak w przypadku metod podskórnych lub dożylnych. Odzwierciedla to farmakokinetykę ludzkiej hormonalnej terapii zastępczej, a leczenie doustne może być prowadzone tak długo, jak jest to konieczne, mimo że powyższy przykład przedstawia jedynie pierwsze 96 godzin. Zacieniowane obszary odpowiadają fizjologicznym stężeniom 17β-estradiolu w surowicy odpowiednio u zdrowych samic szczurów i myszy. Choć nie zostało to przedstawione wizualnie na wykresach, występuje zmienność osobnicza stężeń 17β-estradiolu, co przekłada się na współczynniki zmienności od 40 do 132% u szczurów oraz od 13 do 219% u myszy przy zastosowaniu metody z Nutellą (bardzo niskie stężenia średnie często generują wysokie współczynniki zmienności).

<ol><li>Strom, J. O., Theodorsson, A., Theodorsson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-related+neuroprotective+versus+neurodamaging+effects+of+estrogens+in+rat+cerebral+ischemia%3A+a+systematic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Dose-related neuroprotective versus neurodamaging effects of estrogens in rat cerebral ischemia: a systematic analysis.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 29, 1359-1372 (2009).</li>
<li>Strom, J. O., Theodorsson, E., Holm, L., Theodorsson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+methods+for+administering+17beta-estradiol+to+ovariectomized+rats+result+in+opposite+effects+on+ischemic+brain+damage%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Different methods for administering 17beta-estradiol to ovariectomized rats result in opposite effects on ischemic brain damage.</a> BMC Neurosci. 11, 1471-2202 (2010).</li>
<li>Strom, J. O., Theodorsson, A., Theodorsson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormesis+and+Female+Sex+Hormones%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceuticals%22%5BJournal%5D)">Hormesis and Female Sex Hormones.</a> Pharmaceuticals. 4, 15(2011).</li>
<li>Isaksson, I. M., Theodorsson, A., Theodorsson, E., Strom, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+17beta-estradiol+administration+to+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+journal+of+clinical+and+laboratory+investigation%22%5BJournal%5D)">Methods for 17beta-estradiol administration to rats.</a> Scandinavian journal of clinical and laboratory investigation. , (2011).</li>
<li>Strom, J. O., Theodorsson, E., Theodorsson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Order+of+magnitude+differences+between+methods+for+maintaining+physiological+17beta-oestradiol+concentrations+in+ovariectomized+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Scand.+J.+Clin.+Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">Order of magnitude differences between methods for maintaining physiological 17beta-oestradiol concentrations in ovariectomized rats.</a> Scand. J. Clin. Lab Invest. 68, 814-822 (2008).</li>
<li>Ingberg, E., Theodorsson, A., Theodorsson, E., Strom, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+long-term+17beta-estradiol+administration+to+mice%5BTitle%5D)+AND+%22General+and+comparative+endocrinology%22%5BJournal%5D)">Methods for long-term 17beta-estradiol administration to mice.</a> General and comparative endocrinology. , (2011).</li>
<li>Kalliokoski, O., Jacobsen, K. R., Hau, J., Abelson, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serum+concentrations+of+buprenorphine+after+oral+and+parenteral+administration+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+J%22%5BJournal%5D)">Serum concentrations of buprenorphine after oral and parenteral administration in male mice.</a> Vet. J. 187, 251-254 (2011).</li>
<li>Simpkins, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrogens+may+reduce+mortality+and+ischemic+damage+caused+by+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+female+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Estrogens may reduce mortality and ischemic damage caused by middle cerebral artery occlusion in the female rat.</a> J. Neurosurg. 87, 724-730 (1997).</li>
<li>Wise, P. M., Dubal, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estradiol+protects+against+ischemic+brain+injury+in+middle-aged+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Estradiol protects against ischemic brain injury in middle-aged rats.</a> Biol. Reprod. 63, 982-985 (2000).</li>
<li>Saleh, T. M., Cribb, A. E., Connell, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrogen-induced+recovery+of+autonomic+function+after+middle+cerebral+artery+occlusion+in+male+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Estrogen-induced recovery of autonomic function after middle cerebral artery occlusion in male rats.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 281, 1531-1539 (2001).</li>
<li>Bingham, D., Macrae, I. M., Carswell, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detrimental+effects+of+17beta-oestradiol+after+permanent+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Detrimental effects of 17beta-oestradiol after permanent middle cerebral artery occlusion.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 25, 414-420 (2005).</li>
<li>Carswell, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+17beta-estradiol+upon+stroke+damage+in+stroke+prone+and+normotensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Differential effects of 17beta-estradiol upon stroke damage in stroke prone and normotensive rats.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 24, 298-304 (2004).</li>
<li>Yong, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((17beta-estradiol+potentiates+ischemia-reperfusion+injury+in+diabetic+ovariectomized+female+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">17beta-estradiol potentiates ischemia-reperfusion injury in diabetic ovariectomized female rats.</a> Brain Res. 1054, 192-199 (2005).</li>
<li>Theodorsson, A., Theodorsson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estradiol+increases+brain+lesions+in+the+cortex+and+lateral+striatum+after+transient+occlusion+of+the+middle+cerebral+artery+in+rats%3A+no+effect+of+ischemia+on+galanin+in+the+stroke+area+but+decreased+levels+in+the+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Peptides%22%5BJournal%5D)">Estradiol increases brain lesions in the cortex and lateral striatum after transient occlusion of the middle cerebral artery in rats: no effect of ischemia on galanin in the stroke area but decreased levels in the hippocampus.</a> Peptides. 26, 2257-2264 (2005).</li>
<li>Levin-Allerhand, J. A., Sokol, K., Smith, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safe+and+effective+method+for+chronic+17beta-estradiol+administration+to+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top+Lab+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Safe and effective method for chronic 17beta-estradiol administration to mice.</a> Contemp. Top Lab Anim. Sci. 42, 33-35 (2003).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Przedstawione powyżej tryby podawania okazały się w poprzednich badaniach lepsze od komercyjnych pelletów o powolnym uwalnianiu oraz iniekcji pod kątem uzyskiwania fizjologicznych stężeń 17β-estradiolu w surowicy. Podczas gdy pellety o powolnym uwalnianiu powodują bardzo wysokie i przedłużone piki stężenia w surowicy, iniekcje wywołują ekstremalne, dobowe wahania poziomu hormonów i wymagają powtarzalnego, stresującego obchodzenia się ze zwierzętami 4-6. Znaczenie wyboru odpowiedniego trybu podawania podkreślaj...

<table><tbody><tr><td>Rimadyl, 50 mg/mL</td><td>Pfizer Pharma GmbH</td><td>462986</td><td>Analgezja pooperacyjna po owariektomii.</td></tr><tr><td>Lubrithal żel do oczu</td><td>Leo Laboratories</td><td></td><td>Ochrona oczu podczas operacji.</td></tr><tr><td>Jodopax vet</td><td>Pharmaxim</td><td></td><td>Dezynfekcja chirurgiczna.</td></tr><tr><td>Nici Vicryl 4-0</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td></td><td>Szycie rany i podwiązanie jajnika.</td></tr><tr><td>17&amp;#946;-estradiol, &amp;gt;98%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E8875-1G</td><td>W oleju sezamowym do kapsułek silastycznych i Nutelli.</td></tr><tr><td>Olej sezamowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3547-1L</td><td>Rozpuszczanie 17&amp;#946;-estradiolu.</td></tr><tr><td>Rurki silastyczne, ID/OD: 1,575/3,175 mm</td><td>Dow Corning</td><td>508-008</td><td>Wytwarzanie kapsułek silastycznych.</td></tr><tr><td>Drewniany aplikator</td><td>Selefatrade</td><td>12-0783</td><td>Zamykanie kapsułek silastycznych.</td></tr><tr><td>Nutella</td><td>Ferrero</td><td></td><td>Nośnik do doustnego podawania 17&amp;#946;-estradiolu.</td></tr></tbody></table>

owarektomia i suplementacja 17&beta;-estradiolu u szczurów i myszy: demonstracja wizualna

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogeny stanowią rodzinę żeńskich hormonów płciowych o wyjątkowo szerokim spektrum działania. W badaniach nad estrogenami z wykorzystaniem szczurów i myszy powszechnie stosuje się owariektomię w celu zniesienia gwałtownie cyklicznej produkcji hormonów, zastępując 17β-estradiol egzogennie. Brakuje jednak konsensusu co do sposobu podawania hormonu w celu uzyskania fizjologicznych stężeń w surowicy. Jest to kwestia kluczowa, ponieważ poziom 17β-estradiolu oraz metoda jego podawania mają głęboki wpływ na wyniki doświadczalne1-3. W serii badań scharakteryzowaliśmy różne tryby podawania 17β-estradiolu, stwierdzając, że podskórne kapsułki silastikowe oraz doustne podawanie w kremie orzechowym Nutella są skuteczniejsze niż dostępne komercyjnie pellety o spowolnionym uwalnianiu (produkowane przez firmę Innovative Research of America) i codzienne iniekcje w kontekście uzyskiwania fizjologicznych stężeń 17β-estradiolu w surowicy4-6. Do zalet metody z kremem orzechowym, która była wcześniej stosowana do podawania buprenorfiny7, należy to, że w przypadku podawania estrogenów przypomina ona doustną hormonalną terapię zastępczą i jest nieinwazyjna. Podskórne kapsułki silastikowe są wygodne i zapewniają najstabilniejsze stężenia w surowicy. Niniejszy artykuł wideo zawiera instrukcje krok po kroku dotyczące owariektomii oraz hormonalnej terapii zastępczej 17β-estradiolami za pomocą kapsułek silastikowych i doustnej Nutelli u szczurów i myszy, a następnie omówienie ważnych aspektów procedur podawania.

Przedstawiono metodę owariektomii oraz następującego po niej uzupełniania 17β-estradiolu za pomocą kapsułek silastycznych i podawania Nutelli drogą doustną u szczurów i myszy.

Owarektomia i suplementacja 17&beta;-estradiolu u szczurów i myszy: demonstracja wizualna

Estrogeny to rodzina żeńskich hormonów płciowych o wyjątkowo szerokim spektrum działania. W badaniach nad estrogenami, w których wykorzystuje się szczury i myszy, są one ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest uzyskanie ścisłej kontroli nad wahającymi się w przeciwnym razie stężeniami estrogenów w surowicy u samic szczurów i myszy. Osiąga się to poprzez uprzednie usunięcie jajników drogą przez grzbiet. Następnie przygotowuje się elastyczne kapsułki oraz mieszaninę Nutella.Na koniec kapsułkę wprowadza się podskórnie lub mieszankę z Nutellą podaje się doustnie. Ostatecznie wyniki można uzyskać za pomocą radiimmunoprocesu, który wykazuje stabilne lub fluktuujące stężenia 17 beta estradiol w surowicy odpowiednio dla metody z kapsułką i Nutellą. Główną zaletą tych technik w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak granulaty o powolnym uwalnianiu, jest fakt, że udowodniono, iż pozwalają one na utrzymanie fizjologicznych stężeń estradiol przez przedłużony czas.Metoda ta może pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie estrogenów, takie jak różnice w efektach w zależności od sposobu podania, dróg podania i dawek. Po znieczuleniu zwierzęcia należy umieścić je w pozycji brzusznej na płycie grzewczej połączonej z termometrem rektalnym. IGEL oraz lek przeciwbólowy pooperacyjny należy podać podskórnie w boczną część szyi zwierzęcia.Podaj IL w dawce five mg/kg w soli fizjologicznej przednio od grzebienia biodrowego w obszarze o wymiarach four by four cm. Następnie zdezynfekuj ten obszar środkiem antyseptycznym przed przykryciem zwierzęcia polem operacyjnym z otworem o wymiarach four by four cm. Wykonaj cięcie w linii pośrodkowej o długości two to three cm i rozpreceq tępo skórę od leżącej pod nią powięzi, one cm bocznie od linii pośrodkowej.Wykonaj kolejne nacięcie przez powięź. Następnie, tak powierzchownie jak to możliwe, wykonaj tępe rozczepianie bocznie pod powięzią, aż do osiągnięcia jamy brzusznej. Za pomocą pęsety chwyć tkankę tłuszczową otaczającą jajnik w jamie brzusznej i delikatnie ją wyciągnij.Zidentyfikuj jajnik, a następnie podwiąż rogi macicy i naczynia krwionośne w odległości od 0,5 do 1 cm proksymalnie od tej struktury. Wycięty jajnik wraz z podwiązaną tkanką tłuszczową usuń, a pozostałą tkankę umieść z powrotem w jamie brzusznej.Wykonaj kolejne nacięcie w powięzi po przeciwnej stronie i usuń drugi jajnik. Zamknij rany, o ile nie podajesz natychmiast 17 beta estradiolu. Pozostaw zwierzę do wybudzenia z narkozy.Umieść zwierzę w ogrzewanej klatce na co najmniej dwie godziny po operacji. Przez pierwsze kilka dni po zabiegu trzymaj szczura osobno. 24 godziny po operacji podać podskórnie.Wstrzyknij zwierzętom kolejne pięć mg/kg IL, aby podać 17 beta estradiol za pomocą kapsułek scholastic. Dokładnie wymieszaj wymaganą ilość w oleju sezamowym. Za pomocą pęsety odetnij fragmenty rurek scholastic o długości 3 cm oraz drewniane patyczki aplikacyjne o długości 5 mm do uszczelnienia.Wciśnij jeden drewniany korek do kapsułki szkolnej przed wstrzyknięciem roztworu 17 beta estradiol w oleju sezamowym. Aby wypełnić całą długość, delikatnie zamknij otwarty koniec kapsułki szkolnej drugim drewnianym korkiem. Inkubuj kapsułki w pozostałym roztworze 17 beta estradiol przez noc przed implantacją.Po zamknięciu nacięć po ektomii, ogolić i zdezynfekować obszar o wymiarach dwa na dwa centymetry na grzbietowej stronie szyi szczura. Wykonać nacięcie o długości jednego centymetra, a następnie rozszerzyć je bocznie metodą tępą. Wypreparować kieszeń podskórną, tworząc wystarczającą przestrzeń dla kapsuły.Przetrzyj kapsułkę szkoleniową i delikatnie wprowadź ją przez nacięcie. Następnie zamknij nacięcie szwem. Upewnij się, że kapsułka w jak najmniejszym stopniu napina skórę, szczególnie w okolicy rany.Aby wykorzystać krem orzechowy Nutella jako nośnik do podawania estrogenu, należy całkowicie rozpuścić 17 beta estradiol w oleju sezamowym, a następnie wymieszać olej sezamowy z kremem orzechowym. Na pięć dni przed eksperymentem przygotować krem orzechowy będący placebo, bez dodatku 17 beta estradiol. W dniach od pierwszego do trzeciego należy przyuczyć szczury do spożywania kremu orzechowego wolnego od hormonów.W czwartym i piątym dniu trenuj zwierzęta w grupach. Przez cały czas trwania eksperymentów podawaj im krem orzechowy w oddzielnych klatkach. Umieść zwierzęta w osobnych klatkach w czasie podawania im surowicy fizjologicznej z kremem orzechowym.Stężenia 17 beta estradiolu, które obecne metody mają na celu odtworzyć, wynoszą w przybliżeniu od 5 do 140 picogramów na mililitr dla szczurów oraz od 5 do 35 picogramów na mililitr dla myszy. Jak pokazano tutaj. W przypadku podania samicom szczurów linii Sprague-Dawley o masie 300 gramów.Podskórne elastyczne kapsułki zapewniają powoli spadające stężenia 17 beta estradiolu w surowicy, od około 40 picograms per milliliter w drugim dniu do 10 picograms per milliliter do 35. dnia. Jednakże, bezpośrednio po podaniu, można spodziewać się szczytowego stężenia w surowicy wynoszącego około 1000 picogram per milliliter, które spada do poziomu fizjologicznego w ciągu ośmiu godzin, w przypadku podania kapsułek samicom myszy C 57 black six o masie 25 gram.Stężenie w surowicy powoli spadało od około 90 picograms per milliliter w drugim dniu do 25 picograms per milliliter w 35. dniu przy podawaniu za pomocą kremu do nosa szczurom o masie 300 grams. Fizjologiczne poziomy 17 beta estradiol wahały się codziennie od 10 do 70 picograms per milliliter u myszy.Poziomy 17 beta estradiolu wahały się od 20 do 120 pg/ml. Po opanowaniu techniki, ektomia i implantacja kapsułki mogą zostać wykonane w 10 minut, pod warunkiem przeprowadzenia procedury w sposób prawidłowy. Podczas wykonywania tego zabiegu ważne jest ścisłe przestrzeganie zasad higieny.

ovariectomy-17-estradiol-replacement-rats-mice-visual

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Owariektomia i zastępowanie 17β-estradiolem u szczurów i myszy: Wizualna demonstracja

Dwa paradygmaty ćwiczeń zostały przetestowane na nowo opracowanym chemicznie indukowanym modelu myszy menopauzalnej, aby zbadać wpływ menopauzy na zdolność do ćwiczeń i adaptację serca do ćwiczeń.

Metoda badania wpływu chemicznie wywołanej niewydolności jajników na wydolność wysiłkową i adaptację serca u myszy

Tutaj prezentujemy protokół obrazowania na żywo fluorescencyjnie znakowanych fragmentów ludzkiego endometrium przeszczepionych myszom. Metoda pozwala na badanie wpływu wybranych leków na wielkość zmiany endometriotycznej poprzez monitorowanie i kwantyfikację fluorescencji emitowanej przez reporter fluorescencyjny w czasie...

Nieinwazyjne monitorowanie wielkości zmiany w heterologicznym mysim modelu endometriozy

Klinicznie, niedobór estrogenu u kobiet w okresie menopauzy może nasilać występowanie zaburzeń lipidowych i miażdżycy. Ustaliliśmy model niedoboru estrogenu in vivo za pomocą obustronnej owariektomii poprzez podwójne nacięcie grzbietowo-boczne u myszy apoE-/-. Model mysi ma zastosowanie do badań przesiewowych egzogennych metod leczenia estrogenów w dysfunkcji układu krążenia po menopauzie.

Mysi model niedoboru estrogenów in vivo do badań przesiewowych egzogennych metod leczenia estrogenów dysfunkcji układu krążenia po menopauzie

Ten artykuł opisuje, jak przeprowadzać testy zachowań seksualnych u samców myszy.

Ocena zachowań seksualnych samców myszy

Ten protokół opisuje budowę taniego systemu mikroiniekcji, jego stereotaktyczne wszczepianie w głębokie struktury mózgu oraz procedurę czasowych mikroiniekcji tetrodotoksyny u szczurów przytomnych i nieskrępowanych. Celem jest ujawnienie udziału struktur podwzgórza w regulacji owulacji poprzez hamowanie ich aktywności neuronalnej.

Odkrywanie roli dyskretnych obszarów mózgu szczura w regulacji owulacji poprzez odwracalną inaktywację za pomocą mikroiniekcji tetrodotoksyny

Ten manuskrypt opisuje konsekwentny sposób szybkiego przeprowadzania przetrwania orchiektomii i jajników.

Mysia orchidektomia i owariektomia w celu zmniejszenia produkcji hormonów płciowych

Ustanowienie ciąży to dynamiczny proces obejmujący skomplikowane przenikanie się zarodków i macicy. Dokładny wkład środowiska macicy matki w te procesy pozostaje aktywnym obszarem badań. W tym miejscu przedstawiono szczegółowe protokoły, które mają pomóc w projektowaniu modeli zwierzęcych in vivo, aby odpowiedzieć na te pytania badawcze.

Metody badania wkładu macicy w powstanie ciąży w mysim modelu owariektomii

Prezentowany tutaj jest protokół pokazujący, że kapsułka Bazi Bushen (BZBS) może regulować szlak sygnałowy RANKL/OPG w modelu gryzoni po owariektomii poprzez efekt podobny do estrogenu.

Estrogenopodobny efekt kapsułki Bazi Bushen u szczurów po owariektomii

Hormon folikulotropowy (FSH) w różnych tkankach i organach pozagonadalnych jest związany z patogenezą wielu chorób. Mysi model owariektomii i leczony FSH (OVF) może być wykorzystany do zbadania pozagonowego działania FSH.

Badanie niezależnych efektów hormonu folikulotropowego in vivo w modelu mysim

Ten protokół wprowadza technikę indukowania modeli zespołu policystycznych jajników (PCOS) u myszy poprzez kontrolowane uwalnianie letrozolu za pomocą mini-pomp. W odpowiednim znieczuleniu minipompa została wszczepiona podskórnie, a PCOS został pomyślnie wywołany u myszy po pewnym czasie od uwolnienia minipompy.

Zmodyfikowana technika wywoływania zespołu policystycznych jajników u myszy

Naucz się owariektomii i wymiany 17β-estradiolu u szczurów i myszy. Poznaj metody z użyciem kapsułek silastikowych oraz mieszanki Nutella do kontroli stężenia estrogenów w surowicy.

Owarektomia i suplementacja 17β-estradiolu u szczurów i myszy: demonstracja wizualna

Przeglądaj więcej filmów