Name: Badanie funkcji kanału potasowego Kv7 mięśni gładkich tętnic za pomocą elektrofizjologii zacisku krosowego i miografii ciśnieniowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 2 s
Description: Poznaj metodę badania aktywności kanałów potasowych Kv7 w komórkach mięśni gładkich tętnic krezkowych szczura przy użyciu elektrofizjologii zacisku krosowego i miografii ciśnieniowej. Technika ta pozwala korelować aktywność jonową ze zmianami średnicy naczyń.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była finansowana z grantu National Heart, Lung, and Blood Institute (NIH R01-HL089564) przyznanego KLB oraz stypendiów przeddoktoranckich z American Heart Association (09PRE2260209) i Arthur J. Schmitt Foundation przyznanych BKM.

<ol><li>Passmore, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KCNQ%2FM+Currents+in+Sensory+Neurons%3A+Significance+for+Pain+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">KCNQ/M Currents in Sensory Neurons: Significance for Pain Therapy.</a> J. Neurosci. 23, 7227-7236 (2003).</li>
<li>Falloon, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+small+artery+sensitivity+and+morphology+in+pressurized+and+wire-mounted+preparations%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of small artery sensitivity and morphology in pressurized and wire-mounted preparations.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 268, H670-H678 (1995).</li>
<li>Dunn, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+resistance+artery+sensitivity+to+agonists+under+isobaric+compared+with+isometric+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Enhanced resistance artery sensitivity to agonists under isobaric compared with isometric conditions.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 266, H147-H155 (1994).</li>
<li>Buus, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+sensitivity+of+rat+mesenteric+small+arteries+to+agonists+when+studied+as+ring+preparations+or+as+cannulated+preparations%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Differences in sensitivity of rat mesenteric small arteries to agonists when studied as ring preparations or as cannulated preparations.</a> Br. J. Pharmacol. 112, 579-587 (1994).</li>
<li>Abdelhalim, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+big+endothelin-1+in+comparison+with+endothelin-1+on+the+microvascular+blood+flow+velocity+and+diameter+of+rat+mesentery+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of big endothelin-1 in comparison with endothelin-1 on the microvascular blood flow velocity and diameter of rat mesentery in vivo.</a> Microvasc. Res. 72, 108-112 (2006).</li>
<li>Altura, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-response+relationships+for+arginine+vasopressin+and+synthetic+analogs+on+three+types+of+rat+blood+vessels%3A+possible+evidence+for+regional+differences+in+vasopressin+receptor+sites+within+a+mammal%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Dose-response relationships for arginine vasopressin and synthetic analogs on three types of rat blood vessels: possible evidence for regional differences in vasopressin receptor sites within a mammal.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 193, 413-423 (1975).</li>
<li>Henderson, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasopressin-induced+vasoconstriction%3A+two+concentration-dependent+signaling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Vasopressin-induced vasoconstriction: two concentration-dependent signaling pathways.</a> J. Appl. Physiol. 102, 1402-1409 (2007).</li>
<li>Mackie, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+KCNQ+potassium+channels+as+novel+targets+for+the+control+of+mesenteric+artery+constriction+by+vasopressin%2C+based+on+studies+in+single+cells%2C+pressurized+arteries%2C+and+in+vivo+measurements+of+mesenteric+vascular+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Vascular KCNQ potassium channels as novel targets for the control of mesenteric artery constriction by vasopressin, based on studies in single cells, pressurized arteries, and in vivo measurements of mesenteric vascular resistance.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 325, 475-483 (2008).</li>
<li>Brueggemann, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+selective+cyclooxygenase-2+inhibitors+on+vascular+smooth+muscle+ion+channels+may+account+for+differences+in+cardiovascular+risk+profiles%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Differential effects of selective cyclooxygenase-2 inhibitors on vascular smooth muscle ion channels may account for differences in cardiovascular risk profiles.</a> Mol. Pharmacol. 76, 1053-1061 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Patch+Clamp+Technique%22">Patch Clamp Technique</a>. Kaneez, F. S. , Intech. (2012).</li>
<li>Berra-Romani, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TTX-sensitive+voltage-gated+Na%2B+channels+are+expressed+in+mesenteric+artery+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">TTX-sensitive voltage-gated Na+ channels are expressed in mesenteric artery smooth muscle cells.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, H137-H145 (2005).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Opisane tutaj metody i podejścia eksperymentalne są dość stabilne i mogą przynieść przejrzyste oraz powtarzalne wyniki, jeśli zostaną zastosowane z pieczołowitą dbałością o szczegóły. Jakość zapisów elektrofizjologicznych oraz skurczu/rozkurczu segmentów tętnic zależy odpowiednio od stanu zdrowotnego komórek i fragmentów tętnic. Preparaty komórkowe mogą różnić się z dnia na dzień, nawet przy zastosowaniu tego samego protokołu. Roztwory do izolacji można stosować przez maksymalnie 2 tygodnie, jednak jeśli przez dwa kolejn...

badanie funkcji kanałów potasowych kv7 w mięśniach gładkich tętnic z wykorzystaniem elektrofizjologii patch-clamp i myografii ciśnieniowej

Exploring Arterial Smooth Muscle Kv7 Potassium Channel Function using Patch Clamp Electrophysiology and Pressure Myography

Skurcz lub rozkurcz komórek mięśni gładkich w ścianach tętnic oporowych determinuje średnicę tętnicy, a tym samym kontroluje przepływ krwi przez naczynie i wpływa na systemowe ciśnienie tętnicze. Proces skurczu jest regulowany przede wszystkim przez stężenie wapnia w cytozolu ([Ca2+]cyt), które z kolei jest kontrolowane przez szereg transporterów i kanałów jonowych. Kanały jonowe są powszechnymi pośrednikami w szlakach transdukcji sygnałów aktywowanych przez hormony wazoaktywne w celu wywołania skurczu naczyń lub rozszerzenia naczyniowego. Kanały jonowe są często celem środków terapeutycznych, albo celowo (np. blokery kanałów wapniowych stosowane w celu wywołania rozszerzenia naczyń i obniżenia ciśnienia krwi), albo nieumyślnie (np. prowadząc do niepożądanych działań niepożądanych ze strony układu sercowo-naczyniowego).
Kanały potasowe Kv7 (KCNQ) aktywowane napięciem zostały niedawno uznane za istotne cele fizjologiczne i terapeutyczne w regulacji skurczu mięśni gładkich. Aby wyjaśnić konkretną rolę kanałów Kv7 zarówno w fizjologicznej transdukcji sygnału, jak i w działaniu czynników terapeutycznych, konieczne jest zbadanie, w jaki sposób ich aktywność jest modulowana na poziomie komórkowym, a także ocena ich wkładu w kontekście nienaruszonej tętnicy.
Tętnice krezkowe szczura stanowią użyteczny system modelowy. Tętnice te można łatwo wypreparować, oczyścić z tkanki łącznej i wykorzystać do przygotowania izolowanych miocytów tętniczych do elektrofizjologii metodą patch-clamp lub kaniulować i poddać ciśnieniu w celu pomiaru odpowiedzi naczynioskurczowych/naczyniorozkurczowych w stosunkowo fizjologicznych warunkach. W niniejszym opracowaniu opisujemy metody stosowane dla obu rodzajów pomiarów i przedstawiamy przykłady tego, jak projekt eksperymentalny może zostać zintegrowany, aby zapewnić lepsze zrozumienie roli tych kanałów jonowych w regulacji napięcia naczyniowego.

Pomiary aktywności kanałów potasowych Kv7 (KCNQ) w izolowanych miocytach tętniczych (przy użyciu technik elektrofizjologicznych patch clamp) równolegle z pomiarami odpowiedzi skurczowych/rozkurczowych (przy użyciu myografii ciśnieniowej) mogą dostarczyć istotnych informacji na temat roli kanałów Kv7 w fizjologii i farmakologii mięśni gładkich naczyń krwionośnych.

Badanie funkcji kanałów potasowych Kv7 w mięśniach gładkich tętnic z wykorzystaniem elektrofizjologii patch-clamp i myografii ciśnieniowej

Skurcz lub rozkurcz komórek mięśni gładkich w ścianach tętnic oporowych determinuje średnicę tętnicy, a tym samym kontroluje przepływ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pomiar aktywności kanałów potasowych KV7 w świeżo dysocjowanych komórkach mięśni gładkich tętnicy krezkowej oraz powiązanie go z pomiarami średnicy tętnicy zarejestrowanymi w warunkach fizjologicznych. Osiąga się to najpierw poprzez chirurgiczne usunięcie łuku naczyniowego krezki u szczura. Drugim krokiem jest wypreparowanie i oczyszczenie segmentów tętnic krezkowych.Następnie niektóre fragmenty są wykorzystywane do izolowania pojedynczych komórek mięśni gładkich w celu przeprowadzenia pomiarów elektrofizjologicznych metodą patch-clamp dla prądów potasowych KV7. Ostatnim krokiem jest kanulacja nienaruszonych fragmentów tętnic w celu wykonania pomiarów miograficznych ciśnieniowych w celu oceny skurczu lub rozszerzenia tętnic w odpowiedzi na farmakologiczne modulatory kanałów potasowych KV7. Ostatecznie połączenie elektrofizjologii patch-clamp i miografii ciśnieniowej służy do wykazania, w jaki sposób wzrost lub spadek aktywności kanałów potasowych KV7 wpływa na skurcz tętnic krezkowych.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak wykorzystanie kanałów klonalnych ekspresywnych w liniach komórkowych, jest fakt, że prądy są rejestrowane z niehodowanych komórek, które natywnie ekspresują te kanały, a prądy KV mogą być izolowane od innych klas kanałów potasowych, które mogą być aktywowane w tych samych komórkach. Myografia ciśnieniowa pozwala na rejestrację odpowiedzi funkcjonalnych z tej samej tkanki, z której pochodzą izolowane komórki, a metoda ta jest bardziej czuła i bardziej fizjologiczna niż inne preparaty, takie jak pierścienie tętnicze lub paski tętnicze. Dr Bareth Mani, stażysta postdoktorski z mojego laboratorium, zaprezentuje techniki kaniulacji tętniczej i myografii ciśnieniowej, a dr Luba Brueggeman, profesor asystent ds. badań w moim laboratorium, zaprezentuje procedury izolacji komórek i techniki patch-clamp.Aby rozpocząć tę procedurę, należy użyć nożyczek chirurgicznych do odcięcia odcinków o długości od 10 do 12 centymetrów z obu końców jelita cienkiego szczura. Następnie należy wyizolować jelito wraz z przytwierdzonym unaczynieniem. W kolejnym kroku należy przypiąć odcinek jelita cienkiego.Rozłóż krezkę na bliższej stronie komory w taki sposób, aby główna gałąź górnej tętnicy krezkowej znajdowała się w centrum, a kolejne rzędy odgałęzień promieniowały od środka. Następnie umieść piny wyłącznie na segmentach jelit, obserwując je przez oświetlony mikroskop sekcyjny. Ostrożnie usuń tkankę tłuszczową oraz tkankę łączną otaczającą tętnice od drugiego do czwartego rzędu w pobliżu jelit, używając mikropincety i nożyczek.Przytrzymaj sąsiednie żyły, aby ułatwić usunięcie tkanki tłuszczowej i tkanki łącznej oraz uniknąć niepotrzebnego rozciągania tętnic. Następnie przenieś dwa do trzech segmentów tętnicy krezkowej do 35 milimetrowej szalki do hodowli tkanek zawierającej dwa mililitry lodowatego roztworu izolacyjnego. Po ustawieniu szalki na lodzie, potnij segmenty tętnicy krezkowej na kawałki o długości od trzech do czterech milimetrów, używając pipety Pasteura z wypalonym końcem.Przenieś segmenty tętnic do szklanej fiolki zawierającej dwa mililitry podgrzanego do 37 °C roztworu izolującego. Następnie inkubuj próbkę przez 30 minut w temperaturze 37 °C. Po 30 minutach ostrożnie odessij roztwór izolujący o temperaturze 37 °C za pomocą pipety Pasteura.Dodaj do niego dwa mililitry ciepłego roztworu enzymu, a następnie inkubuj przez 35 minut w temperaturze 37 °C. Bezpośrednio po 35-minutowej inkubacji w roztworze enzymu umieść fiolkę na lodzie, odessaj roztwór enzymu i dodaj dwa mililitry lodowatego roztworu izolacyjnego. Powtórz tę procedurę cztery razy.Następnie w jednym mililitrze lodowatego roztworu izolacyjnego delikatnie pipetuj segmenty tętnic za pomocą wypolerowanej pipety z tylnym końcem, powtarzając tę czynność od 10 do 20 razy, aby uwolnić pojedyncze komórki mięśni gładkich tętnic krezkowych. Okresowo weryfikuj wygląd miocytów, nakładając kroplę zawiesiny komórkowej na szalkę o średnicy 35 milimetrów i obserwując je pod mikroskopem.Zdrowe komórki mięśni gładkich tętnicyy (MA SMCs) powinny mieć gładki, wydłużony wygląd. Następnie, za pomocą wypolerowanej pipety Pasteura, przenieś około 100 do 200 µL zawiesiny komórkowej do komory rejestracyjnej i pozwól komórkom przytwierdzić się przez 15 minut. W tym kroku napełnij końcówkę pipety do patch-clampowania wewnętrznym roztworem wolnym od amfoterycyny B, zanurzając końcówkę pipety w roztworze.Następnie zastosuj ssanie z drugiej strony za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml podłączonej za pomocą odcinka rurki, dodając roztwór pipetujący z góry. Użyj końcówki mikro-loadera, aż pipeta zostanie wypełniona roztworem w połowie. Usuń pęcherzyki powietrza, delikatnie stukując pipetą.Następnie włóż pipetę do uchwytu elektrody. Używając mikromanipulatora, opuść pipetę na powierzchnię wydłużonego miocytu. Gdy oporność pipety wzrośnie do poziomu od 6 do 10 MΩ, zastosuj ssanie, aby uzyskać tzw. giga seal.Jednocześnie ustaw napięcie podtrzymujące na zero milivoltów, oczekując na perforację błony. Następnie zastosuj 100 milisekundowe skoki napięcia do plus 10 milivoltów, a następnie do minus 10 milivoltów. Użyj wzmacniacza, aby skompensować szybki przejściowy prąd pojemności pipety pojawiający się równocześnie z pojawieniem się pojemności całej komórki.Przejściowe, niewielkie, utrzymujące się prądy dodatnie od 2 do 10 pA, ich polaryzacja i amplituda wskazują na obecność funkcjonalnych kanałów KV7. Pomyślna perforacja za pomocą amfoterycyny B zredukuje oporność dostępu do 35 MΩ lub mniej. Aby zarejestrować zależność prądu od napięcia dla kanałów KV7, należy zastosować pięciosekundowe skoki napięcia w zakresie od -84 mV, przy którym prawdopodobieństwo otwarcia kanałów KV7 jest minimalne, do +16 mV, przy którym prawdopodobieństwo otwarcia kanałów KV7 osiąga plateau. Po pięciu sekundach przy każdym napięciu testowym należy powrócić do napięcia podtrzymującego wynoszącego -4 mV na 10 sekund.W tej procedurze luźno zawieś po dwie przygotowane wcześniej cienkie szwy nylonowe po każdej stronie. Obok szklanej kaniuli ostrożnie przenieś wypreparowany fragment tętnicy krezkowej z komory do sekcji do komory z graftem mięśniowym pod ciśnieniem, trzymając jeden koniec segmentu za pomocą mikropincety. Następnie, obserwując preparat przez oświetlony mikroskop sekcyjny, przytrzymaj jeden koniec segmentu tętnicy i delikatnie nasuń go na lewą szklaną kaniulę.Zabezieczyć koniec za pomocą szwów nylonowych. Następnie delikatnie przepłukać światło naczynia cieczą, aby usunąć krew i zanieczyszczenia. Zawór przy lewej strzykawce należy zamknąć, tak aby po tej stronie powstała statyczna kolumna cieczy, względem której regulowane będzie ciśnienie z prawej strony; używając mikromanipulatora, ustawić ruchomą prawą kaniulę szklaną bliżej segmentu tętnicy i naciągnąć prawy koniec segmentu na nią.Na koniec zabezpiecz odcinek tętnicy szwami nylonowymi i odetnij nadmiar nici chirurgicznych. Następnie zamontuj jednostkę rejestrującą ciśnienie na stole nad mikroskopem do mikrografii ciśnieniowej. Połącz kolumnę ciśnieniową z prawą stroną komory rejestrującej, a następnie nałóż pokrywę na komorę.Stopniowo podnoś strzykawka 10 ml w ciągu 15 minut i sprawdzaj szczelność naczynia, aż przetwornik ciśnienia P1 wskaże wartość 80 mmHg. W razie potrzeby skoryguj odległość między kaniulami; odległość ta powinna być dostosowana tak, aby podciśnieniowy segment tętnicy był w przybliżeniu prosty i tworzył kształt przypominający ramię w miejscach zawiązania węzłów. Sprawdź żywotność zamontowanego naczynia, stosując krótkotrwałą superfuzję 60 mM chlorku potasu przez 30 sekund. Żywotne naczynie gwałtownie obkurcza się po dodaniu chlorku potasu i natychmiast rozszerza po jego wypłukaniu.Następnie należy dodać skoncentrowaną substancję testową do roztworu w kąpieli, delikatnie pipetując ją w przód i w tył w pobliżu końca komory, aby wymieszać substancję testową z roztworem, uzyskując odpowiednie stężenie końcowe w 10-mililitrowej komorze. Zmiany objętości w średnicy naczynia po dodaniu substancji testowej można monitorować na obrazie wideo na żywo, a także śledzić w oknie analizy obrazu podczas trwania eksperymentu. Rysunek ten przedstawia rodzinę sekwencyjnych zapisów prądowych zarejestrowanych w odpowiedzi na skoki napięcia przed traktowaniem (zaznaczone na czarno) oraz po stabilizacji w obecności 100 nanomolarnego jonu cynku w pojedynczym miocycie tętnicy krezkowej (zaznaczone na czerwono); przedstawione są tutaj reprezentatywne prądy dla kontroli oraz dla 100 nanomolarnego jonu cynku.Szare paski wskazują przedział czasowy, w którym mierzono średnie amplitudy prądu. Dla wykresów zależności prądu od napięcia kroki napięcia są zaznaczone po prawej stronie grotami strzałek. Przedstawiono przebieg czasowy wzmocnienia prądu KV7 przez 100 nM jonów cynku, mierzony za pomocą ciągłej metody clampy napięciowej przy -20 mV. Tutaj przedstawiono średnie krzywe zależności prądu od napięcia wyprowadzone z gęstości prądów KV7 zarejestrowanych przed, w trakcie traktowania 100 nM jonów cynku oraz w trakcie traktowania 10 µM blokerem kanałów KV7 XC 9 9 1; pokazano rozkurcz tętnicy krezkowej wstępnie skurczonej 100 pM argyniny wazopresyny indukowany jonami cynku.Rysunek ten przedstawia przebieg czasowy zmian średnicy zewnętrznej naczynia w odpowiedzi na podanie 100 pM argawazopresyny, a następnie podanie 100 nM jonów cynku. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat przygotowania tętnic do izolacji pojedynczych komórek lub do myograficznego pomiaru ciśnieniowego skurczu i rozkurczu tętnic. Ponadto powinni Państwo wiedzieć, jak rejestrować prądy KV7 w izolacji od innych prądów w świeżo wyizolowanych miocytach tętniczych.

exploring-arterial-smooth-muscle-kv7-potassium-channel-function-using

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Badanie funkcji kanału potasowego Kv7 w mięśniach gładkich tętnic za pomocą elektrofizjologii zaciskowej i miografii ciśnieniowej

Prąd jonowy kanałów BK rejestruje się przy użyciu technik patch clamp. Kanały BK są eksprymowane w oocytach Xenopus poprzez wstrzykiwanie mRNA. Roztwór wewnątrzkomórkowy podczas pomiarów patch clamp jest kontrolowany przez system perfuzyjny.

Techniki patch clamp i perfuzji do badania kanałów jonowych ekspresowanych w oocytach Xenopus

Dysfunkcja kanału Kv jest związana z zaburzeniami rytmu serca. W celu zbadania mechanizmów molekularnych, które prowadzą do takich arytmii, stosujemy systematyczny protokół izolacji kardiomiocytów przedsionkowych i komorowych od myszy z nokautem podjednostki pomocniczej kanału Kv. Wyizolowane kardiomiocyty można następnie natychmiast wykorzystać do komórkowych badań elektrofizjologicznych, testów biochemicznych lub immunofluorescencyjnych (IF).

Izolacja i zapisy kanału Kv w kardiomiocytach przedsionkowych i komorowych myszy

Tutaj opisujemy izolację dorosłych kardiomioktyesów myszy za pomocą systemu perfuzyjnego Langendorffa.  Powstałe komórki tolerują Ca2+, są elektrycznie uśpione i mogą być hodowane i transfekowane adeno- lub lentiwirusami w celu manipulowania ekspresją genów.  Ich funkcjonalność może być również analizowana za pomocą systemu MMSYS i technik zacisków krosowych.

Izolacja, hodowla i charakterystyka funkcjonalna kardiomioktaków dorosłych myszy

Miografia ciśnieniowa służy do oceny wazoaktywności małych tętnic, które rozwijają trwałe zwężenie pod wpływem ciśnienia. Manuskrypt ten zawiera szczegółowy protokół oceny w izolowanych odcinkach małych tętnic krezkowych u szczurów, wazoaktywności i wpływu ciśnienia śródświetlnego na średnicę naczyń krwionośnych.

Ocena odpowiedzi miogennej i wazoaktywności w opornych tętnicach krezkowych za pomocą miografii ciśnieniowej

Rekonstytucja białka transbłonowego, KvAP, w gigantyczne pęcherzyki jednowarstwowe (GUVs) jest demonstrowana dla dwóch metod odwodnienia i ponownego nawodnienia — elektroformacji i pęcznienia wspomaganego żelem. W obu metodach małe jednowarstwowe pęcherzyki zawierające białko są łączone ze sobą, tworząc GUV, które można następnie badać za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej i elektrofizjologii patch-clamp.

Rekonstytucja białka transbłonowego, kanału jonowego bramkowanego napięciem, KvAP, w gigantycznych pęcherzykach jednowarstwowych do badań mikroskopowych i patch clamp

Ten manuskrypt opisuje prosty protokół izolacji tętniczek od siatkówki szczura, który może być wykorzystany w badaniach elektrofizjologicznych, obrazowania wapnia i miografii ciśnieniowej.

Izolacja tętniczek siatkówki do badań fizjologii komórek ex vivo

Głównym celem tego artykułu jest dostarczenie szczegółowych informacji na temat sposobu rejestrowania potencjału błonowego (Vm) z tętnicy środkowej mózgu za pomocą metody nabijania mikroelektrod. Kaniulowana tętnica środkowa mózgu jest równoważona w celu uzyskania tonu miogennego, a ściana naczynia jest przebijana za pomocą mikroelektrod o wysokiej rezystancji.

Metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu

Niniejszy protokół opisuje koncepcje i techniczne zastosowanie techniki miografu tensometrycznego z wykorzystaniem wielokomorowego systemu miograficznego w eksperymentalnej ocenie ex vivo funkcji śródbłonka aorty myszy.

Pomiar zależnej od śródbłonka wazorelaksacji w aorcie piersiowej myszy za pomocą tensometrycznej miografii komory o małej objętości

Obecny protokół opisuje efektywną metodę dynamicznego pozyskiwania prądów kanału potasowego (Kv) w czasie rzeczywistym w kardiomiocytach H9c2 za pomocą techniki patch-clamp dla całych komórek.

Zależny od napięcia zapis prądu potasu na kardiomiocytach H9C2 za pomocą techniki Whole-Cell Patch-Clamp

Ten protokół opisuje szybką i skuteczną metodę izolowania komórek mięśni gładkich od tętnicy podstawnej szczura i rejestrowania do wewnątrz korygujących prądów kanału potasowego w tych komórkach za pomocą techniki zacisku krosowego dla całych komórek. Stanowi on nowatorskie podejście dla naukowców badających tętnicę podstawną i kanały jonowe.

Rejestracja wewnętrznych prądów prostowniczych K+ w świeżo wyizolowanych komórkach mięśni gładkich tętnicy podstawnej techniką patch clamp

Poznaj metodę badania aktywności kanałów potasowych Kv7 w komórkach mięśni gładkich tętnic krezkowych szczura przy użyciu elektrofizjologii zacisku krosowego i miografii ciśnieniowej. Technika ta pozwala korelować aktywność jonową ze zmianami średnicy naczyń.

Badanie funkcji kanału potasowego Kv7 mięśni gładkich tętnic za pomocą elektrofizjologii zacisku krosowego i miografii ciśnieniowej (Wideo) | JoVE Journal

Badanie funkcji kanałów potasowych Kv7 w mięśniach gładkich tętnic z wykorzystaniem elektrofizjologii patch-clamp i myografii ciśnieniowej

Przeglądaj więcej filmów