Name: Jednoczesny wewnątrzkomórkowy zapis motoneuronu lędźwiowego i siły wytwarzanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 7 s
Description: Poznaj metodę jednoczesnego wewnątrzkomórkowego zapisu motoneuronu i pomiaru siły jednostki motorycznej u dorosłej myszy in vivo. Technika umożliwia badanie właściwości elektrofizjologicznych i kurczliwych w układzie neuromięśniowym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsza praca została zrealizowana dzięki wsparciu finansowemu z Fondation pour la Recherche Médicale (FRM), stypendium podoktorskiego Milton Safenowitz PostDoctoral Fellowship for ALS Research (ALS Association), grantów NIH NINDS NS05462 i NS034382 oraz grantu ANR HyperMND.

1. Krok pierwszy
Medykacja przedznieczkowa: na 10-15 min przed indukcją znieczulenia wstrzyknąć podskórnie atropinę (0.20 mg/kg) oraz metylprednizolon (0.05 mg), aby odpowiednio zapobiec ślinotoku i obrzękom.
2. Krok drugi
Indukcja znieczulenia: wstrzyknąć wewnątrzbrzusznie pentobarbital sodowy (70 mg/kg) lub mieszaninę ketaminy z ksylazyną (odpowiednio 100 mg/kg i 10 mg/kg). Odczekać do momentu utraty odruchu z palca u nogi. Jeśli znieczulenie wydaje się zbyt płytkie, podać dodatkowo 1/4 dawki.
3. Krok trzeci
*Uwaga: ten zabieg chirurgiczny jest procedurą terminalną.
Po osiągnięciu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia, przenieś mysz w pozycji brzusznej na podwyższony, ciepły koc.
<ol>
	<li>Przykryj pysk myszy maską podającą czysty O2 z przepływem około 100 ml/min.</li>
	<li>Za pomocą strzyżarki wygol region grzbietowy od karku do nasady ogona.</li>
	<li>Wygol również prawą kończynę tylną.</li>
	<li>Przyłóż mysz na plecy, uważając, aby maska tlenowa pozostała na swoim miejscu.</li>
</ol>
4. Krok czwarty
Unieruchom mysz, zaplatając szwy wokół kończyn i mocując je w czterech narożnikach powierzchni roboczej.
5. Krok piąty
Wprowadź sondę temperatury w celu monitorowania temperatury głębokiej myszy. Dostosuj moc mata grzewczego/lampy, aby utrzymać temperaturę głęboką w zakresie od 36 °C do 38 °C.
6. Tracheotomia i wentylacja mechaniczna
<ol>
	<li>Za pomocą tępych nożyczek wykonać nacięcie nad tchawicą i odsunąć skórę na obie strony.</li>
	<li>Za pomocą tępych pęset rozdzielić gruczoł ślinowy, aby odsłonić dwa cienkie mięśnie (mięśnie mostkowo-grysieniowe) pokrywające tchawicę.</li>
	<li>Za pomocą tępych pęset rozdzielić oba mięśnie wzdłuż ich przyśrodkowego rozstępu, aby odsłonić tchawicę.</li>
	<li>Za pomocą pęsety Dumont 7 wsunąć dwa odcinki jedwabnej nici chirurgicznej 4.0 pod tchawicę.</li>
	<li>Wykonać poprzeczne nacięcie w tchawicy pomiędzy dwoma pierścieniami chrzęstnymi, dbając o to, aby nie przeciąć tchawicy całkowicie.</li>
	<li>Wprowadzić rurkę intubacyjną do tchawicy, a następnie zabezpieczyć ją po obu stronach otworu wprowadzenia, zawiązując nad nią nici. Rurka intubacyjna jest podłączona do respiratora dla myszy (SAR-830/AP, CWE Inc.) oraz kapnografu (μcapstar, CWE Inc.). Respirator jest połączony za pomocą worka podatności ze źródłem czystego O2. Dostosować parametry respiratora (częstość oddechów 100-150 bpm, objętość końcowowydechowa 170-310 μl) w taki sposób, aby mysz nie walczyła z wentylacją mechaniczną, a końcowowydechowe pCO2 było stabilne w zakresie od 4 do 5%.</li>
</ol>
7. Zakładanie linii dożylnych
<ol>
	<li>Stosując techniki tępego rozczepiania, odsłoń żyłę szyjną po jednej stronie szyi. Na tym poziomie żyła szyjna dzieli się na dwa główne pnie: przednią i tylną żyłę twarzową.</li>
	<li>Wykonaj następujące kroki dwukrotnie, raz dla każdego z tych pni:
	<ol>
		<li>Używając pincety Dumont 4 lub 5, ostrożnie oddziel żyłę od otaczającej ją tkanki łącznej.</li>
		<li>Używając pincety Dumont 7, wsuń dwa odcinki szwów jedwabnych 6.0 pod żyłę. Rozsuń je tak daleko, jak to możliwe wzdłuż żyły.</li>
		<li>Umieść mały klips naczyniowy po stronie proksymalnej żyły (bliżej serca) i podwiąż stronę dystalną żyły.</li>
		<li>Używając bardzo cienkich nożyczek irydowych, wykonaj niewielkie nacięcie poprzeczne w żyle, uważając, aby nie przeciąć jej całkowicie.</li>
		<li>Wprowadź wypełniony wcześniej cewnik 1Fr (premicath, Vygon) do otworu, aż do klipsa naczyniowego.</li>
		<li>Trzymając żyłę i cewnik razem pincetą Dumont 4, ostrożnie usuń klips naczyniowy, a następnie wsuń cewnik o kilka milimetrów głębiej do żyły.</li>
		<li>Zabezpiecz cewnik, wiążąc go oboma szwami po obu stronach miejsca wprowadzenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeden z cewników jest podłączony do strzykawki lub pompy strzykawkowej w celu wstrzykiwania uzupełniających dawek środków znieczulających w razie potrzeby (zazwyczaj co 10-30 min). Dawka IV to 6 mg/kg pentobarbitalu sodowego lub 1250+40 μg/kg/min ketaminy/ksylazyny12. Drugi cewnik jest podłączony do pompy strzykawkowej do powolnej infuzji dożylnej (50 μl/hr) 4% roztworu glukozy zawierającego NaHCO3 (1%) i plasmion (14%).</li>
</ol>
8. Zamknięcie skóry szyi za pomocą igły i nici oraz powrót myszy do pozycji brzusznej
9. Disekcja mięśni i nerwów kończyny tylnej
<ol>
	<li>Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie od górnej części uda do ścięgna Achillesa. Oddziel skórę od leżących poniżej mięśni, dbając o to, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych. W razie potrzeby zastosuj kauteryzację.</li>
	<li>Zidentyfikuj przednią krawędź mięśnia dwugłowego uda (Biceps Femoris), która przejawia się jako biała linia biegnąca wzdłuż uda. Za pomocą nożyczek ostrożnie rozetnij wzdłuż tej linii od kolana aż do kości biodrowej. Rozdziel mięśnie. Nerw kulszowy jest teraz widoczny pod mięśniem dwugłowym uda.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj mięsień dwugłowy uda. W razie potrzeby zastosuj kauteryzację lub podwiąż naczynia, aby zapobiec krwawieniu. Mięsień dwugłowy uda można całkowicie usunąć lub po prostu odsunąć, aby odsłonić nerw kulszowy i mięśnie trójgłowe łydki (Triceps Surae).</li>
	<li>Wypreparuj nerw łydkowy (Sural nerve).</li>
	<li>Używając jedwabnej nici 8/0, podwiąż dystalną część wspólnego nerwu strzałkowego i przetnij go dystalnie od węzła. Wypreparuj nerw ku górze, jak najbliżej biodra.</li>
	<li>Zidentyfikuj nerw piszczelowy, znajdujący się pomiędzy wspólnym nerwem strzałkowym a nerwem łydkowym. Spośród różnych gałęzi nerwu piszczelowego wyodrębnij gałęzie unerwiające mięśnie trójgłowe łydki od gałęzi biegnących głębiej (dalej określanych jako nerw piszczelowy).</li>
	<li>Używając jedwabnej nici 8/0, zwiąż wszystkie gałęzie nerwu piszczelowego, pozostawiając nienaruszone gałęzie unerwiające mięśnie trójgłowe łydki. Przetnij nerw piszczelowy dystalnie od węzła i wypreparuj nerw tak wysoko, jak to możliwe.</li>
	<li>Przykryj całą kończynę tylną gazą nasączoną solą fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu podczas wykonywania następnego kroku.</li>
</ol>
10. Laminektomia
<ol>
	<li>Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie wzdłuż kręgosłupa. Oddziel skórę od leżących pod nią mięśni.</li>
	<li>Wykonaj dwa nacięcia po każdej stronie kręgów, aby oddzielić mięśnie podskórne. Następnie przetnij każde ścięgno mięśni przyczepionych do bocznych części kręgów po obu stronach.</li>
	<li>Za pomocą tępych pęset i cienkiej kiretażki usuń pozostałe fragmenty mięśni z grzbietowej strony kręgów w obrębie wyrostków kolczystych, aby wyraźnie zidentyfikować każdy pojedynczy kręg.</li>
	<li>Zidentyfikuj kręgi T13 i L1. T13 jest ostatnim kręgiem, do którego przytwierdzone są żebra. Kolumna kręgowa zostanie unieruchomiona za pomocą zacisków do kręgów Cunningham Spinal Cord (Stoelting Co.). Umieść zaciski kręgowe po obu stronach T13 i L1. Należy uważać, aby nie ucisnąć rdzenia kręgowego, ale nadać lekkie napięcie w osi podłużnej. Sprawdź, czy kolumna kręgowa jest dobrze zabezpieczona, delikatnie naciskając pęsetą.</li>
	<li>Za pomocą cienkich kleszczyków kostnych (rongeurs) usuń wyrostki kolczyste, a następnie łuki kręgów nad T13 i L1, odsłaniając tym samym rdzeń kręgowy.</li>
	<li>Przykryj odsłonięty rdzeń kręgowy małymi kawałkami waty lub gąbką nasączoną solą fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu.</li>
	<li>Umieść specjalnie wykonaną plastikową wannę na grzbiecie, otaczając rdzeń kręgowy. Przymocuj wannę za pomocą nici jedwabnej 4/0. Upewnij się, że wanna jest wodoszczelna, uszczelniając ją uszczelniaczem Kwik-Cast (WPI).</li>
	<li>Po wyschnięciu preparatu Kwik-Cast usuń watę przykrywającą rdzeń kręgowy i napełnij wannę olejem mineralnym.</li>
	<li>Za pomocą pęsety Dumont 5 i bardzo cienkich nożyczek irydowych delikatnie pociągnij oponę twardą otaczającą rdzeń kręgowy i otwórz ją tak szeroko, jak to możliwe, w obu kierunkach. Odchyl oponę twardą na każdą stronę rdzenia kręgowego.</li>
	<li>Obniż podniesioną platformę, na której leży mysz, tak aby pozostała zawieszona na zaciskach kręgowych.</li>
	<li>Użyj kolejnego zacisku kręgowego, aby zapiąć wyrostek kolczysty w okolicy krzyżowej w celu podparcia tylnej części ciała zwierzęcia.</li>
	<li>Trzeci zacisk służy do unieruchomienia prawej kończyny tylnej i kostki, zgiętych pod kątem 90° w stawie kolanowym.</li>
</ol>
11. Disekcja ścięgna Achillesa
<ol>
	<li>Przy kończynie zgiętej pod kątem 90° w stawie kolanowym i skokowym, należy usunąć gazę zakrywającą obszar kończyny tylnej i wypreparować ścięgno Achillesa z otaczających tkanek. Należy również w możliwie największym stopniu wypreparować mięsień trójgłowy łydki (Triceps Surae) z okolicznych tkanek.</li>
	<li>Przeciąć ścięgno mięśnia płaszczkowatego (Plantaris) blisko kości piętowej, a następnie przeciąć je ponownie, aby całkowicie usunąć ścięgno.</li>
	<li>Za pomocą igły przeprowadzić jedwabną nić 6/0 przez ścięgno Achillesa i zawiązać potrójny węzeł wokół ścięgna.</li>
	<li>Umieścić przetwornik siły blisko węzła, odciąć dystalną część ścięgna i przymocować ją do przetwornika siły za pomocą jedwabnej nici.</li>
	<li>Wprowadzić dwa odcinki drutu ze stali nierdzewnej pod powięź mięśni trójgłowych łydki. Druty te są podłączone do pozakomórkowego wzmacniacza AC do rejestracji EMG.</li>
	<li>Umieścić nerw strzałkowy wspólny oraz nerw piszczelowy na dwóch bipolarnych elektrodach hakowych.</li>
	<li>Umieścić nerw mięśnia trójgłowego łydki na katodzie elektrody hakowej, tak aby anoda dotykała pobliskiego mięśnia.</li>
	<li>Podłączyć wszystkie elektrody stymulujące do jednostki izolacyjnej.</li>
	<li>Umieścić elektrodę kulistą na grzbietowej powierzchni rdzenia kręgowego, podłączoną do pozakomórkowego wzmacniacza AC w celu rejestracji potencjałów z grzbietu rdzenia. Elektrodę referencyjną Ag/AgCl umieścić w kontakcie z mięśniem grzbietu.</li>
</ol>
12. Krok dwunasty
Stymuluj nerw mięśnia trójgłowego łydki za pomocą prostokątnego impulsu o czasie trwania 50 μsec i rosnącej intensywności przy niskiej częstotliwości (&lt;1 Hz), aż do zaobserwowania maksymalnej amplitudy skurczu pojedynczego. Powoli przemieszczaj przetwornik siły, aby rozciągnąć mięsień, monitorując jednocześnie amplitudę odpowiedzi skurczowej, dopóki amplituda skurczu nie osiągnie wartości maksymalnej.
13. Wewnątrzkomórkowe rejestracje z motoneuronów
Od tego momentu stosuje się standardowe techniki elektrofizjologiczne w celu przygotowania elektrody wewnątrzkomórkowej, penetracji neuronu w rdzeniu kręgowym oraz zidentyfikowania go jako motoneuron.
<ol>
	<li>Wytnij szklaną mikropipetę do końcówki o średnicy ~1 μm za pomocą wyciągarki do pipet (P-97 Micropipette Puller, Sutter Instruments). Napełnij elektrodę roztworem KCl 3M (oporność elektrody 10-20 MΩ).</li>
	<li>Za pomocą mikropozycjonera wprowadź mikropipetę, podłączoną do wzmacniacza wewnątrzkomórkowego (Axoclamp 2B, Axon Instruments), do rdzenia kręgowego. Monitoruj lokalne potencjały polowe wywołane stymulacją każdego nerwu, aby zlokalizować pulę motoneuronów mięśnia Triceps Surae.</li>
	<li>Ostrożnie zbliż się do prawdopodobnych motoneuronów, monitorując oporność mikroelektrody. Podczas nacisku na błonę oporność wzrasta. Penetrację można czasem ułatwić, korzystając z funkcji „buzz” wzmacniacza wewnątrzkomórkowego.</li>
</ol>
14. Procedura eutanazji
Po zakończeniu eksperymentu zwierzę zostaje uśmiercone poprzez podanie przedawkowanej dawki pentobarbitalu (210 mg/kg IV), a następnie poddane dekapitacji.

<ol><li>Liddel, E. G. T., Sherrington, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recruitment+and+some+other+factors+of+reflex+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+London%22%5BJournal%5D)">Recruitment and some other factors of reflex inhibition.</a> Proc. R. Soc. London. B, 488-518 (1925).</li>
<li>Huizar, P., Kuno, M., Miyata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+properties+of+spinal+motoneurones+of+normal+and+dystrophic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+physiology%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological properties of spinal motoneurones of normal and dystrophic mice.</a> The Journal of physiology. 248, 231-246 (1975).</li>
<li>Alstermark, B., Ogawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+recordings+of+bulbospinal+excitation+in+adult+mouse+forelimb+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">In vivo recordings of bulbospinal excitation in adult mouse forelimb motoneurons.</a> Journal of neurophysiology. 92, 1958-1962 (2004).</li>
<li>Meehan, C. F., Sukiasyan, N., Zhang, M., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+properties+of+mouse+lumbar+motoneurons+revealed+by+intracellular+recording+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Intrinsic properties of mouse lumbar motoneurons revealed by intracellular recording in vivo.</a> Journal of neurophysiology. 103, 2599-2610 (2010).</li>
<li>Manuel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+kinetics%2C+high-frequency+oscillations%2C+and+subprimary+firing+range+in+adult+mouse+spinal+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons.</a> J. Neurosci. 29, 11246-11256 (2009).</li>
<li>Iglesias, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mixed+mode+oscillations+in+mouse+spinal+motoneurons+arise+from+a+low+excitability+state%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+neuroscience%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mixed mode oscillations in mouse spinal motoneurons arise from a low excitability state.</a> The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 5829-5840 (2011).</li>
<li>Crone, S. A., Zhong, G., Harris-Warrick, R., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+mice+lacking+V2a+interneurons%2C+gait+depends+on+speed+of+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">In mice lacking V2a interneurons, gait depends on speed of locomotion.</a> J. Neurosci. 29, 7098-7109 (2009).</li>
<li>Talpalar, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+minimal+neuronal+networks+involved+in+flexor-extensor+alternation+in+the+mammalian+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Identification of minimal neuronal networks involved in flexor-extensor alternation in the mammalian spinal cord.</a> Neuron. 71, 1071-1084 (2011).</li>
<li>Rabe, N., Gezelius, H., Vallstedt, A., Memic, F., Kullander, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Netrin-1-dependent+spinal+interneuron+subtypes+are+required+for+the+formation+of+left-right+alternating+locomotor+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Netrin-1-dependent spinal interneuron subtypes are required for the formation of left-right alternating locomotor circuitry.</a> J. Neurosci. 29, 15642-15649 (2009).</li>
<li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu%2CZn+superoxide+dismutase+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264, 1772-1775 (1994).</li>
<li>Cifuentes-Diaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurofilament+accumulation+at+the+motor+endplate+and+lack+of+axonal+sprouting+in+a+spinal+muscular+atrophy+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse.</a> Hum. Mol. Genet. 11, 1439-1447 (2002).</li>
<li>Simpson, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+%2812+hours%29+intravenous+anesthesia+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animal+science%22%5BJournal%5D)">Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat.</a> Laboratory animal science. 47, 519-523 (1997).</li>
<li>Burke, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+Unit+Types+-+Functional+Specializations+in+Motor+Control%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Motor Unit Types - Functional Specializations in Motor Control.</a> Trends Neurosci. 3, 255-258 (1980).</li>
<li>Kerkut, G. A., Bagust, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+mammalian+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The isolated mammalian spinal cord.</a> Prog. Neurobiol. 46, 1-48 (1995).</li>
<li>Carp, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+protocol+for+recording+from+spinal+motoneurons+of+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">An in vitro protocol for recording from spinal motoneurons of adult rats.</a> Journal of Neurophysiology. 100, 474-481 (2008).</li>
<li>Mitra, P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+In+Vitro+Spinal+Cord+Slice+Preparation+for+Recording+from+Lumbar+Motoneurons+of+the+Adult+Mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">An In Vitro Spinal Cord Slice Preparation for Recording from Lumbar Motoneurons of the Adult Mouse.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li>
<li>Husch, A., Cramer, N., Harris-Warrick, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+duration+perforated+patch+recordings+from+spinal+interneurons+of+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Long duration perforated patch recordings from spinal interneurons of adult mice.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li>
<li>Manuel, M., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha%2C+beta+and+gamma+motoneurons%3A+functional+diversity+in+the+motor+system%27s+final+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Integr.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway.</a> J. Integr. Neurosci. 10, 243-276 (2011).</li>
<li>Nakanishi, S. T., Whelan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+decerebrate+adult+mouse+model+for+examining+the+sensorimotor+control+of+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A decerebrate adult mouse model for examining the sensorimotor control of locomotion.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 500-515 (2012).</li>
<li>Meehan, C. F., Grondahl, L., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fictive+locomotion+in+the+adult+decerebrate+and+spinal+mouse+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Fictive locomotion in the adult decerebrate and spinal mouse in vivo.</a> The Journal of Physiology. 590, 289-300 (2012).</li>
</ol>

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.

Opisane tutaj przygotowanie jest pierwszą metodą, która pozwala u dorosłej myszy na jednoczesne wewnątrzkomórkowe rejestrowanie aktywności lędźwiowego motoneuronu oraz pomiar siły generowanej przez włókna mięśniowe unerwione przez jego akson.
Ze względu na niewielkie rozmiary zwierzęcia, nabycie umiejętności chirurgicznych wymaganych do tego przygotowania może być trudne. Jednak po opanowaniu tych umiejętności cały zabieg można przeprowadzić w ciągu trzech godzin, a zwierzęta mogą przeżyć do ...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>. There was an error in the name of one author, Marin Manuel. The author's name has been corrected to:
Marin Manuel 
 
instead of: 
 
Manuel Marin

A correction to author list has been made for article <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>.

Erratum: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In Vivo

<table><tbody><tr><td>Siarczan atropiny</td><td>Aguettant</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metylprednizolon</td><td>Pfizer</td><td>Solu-Medrol</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodowy</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>Pentobarbital</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glukoza</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ekspander osocza</td><td>Roger Bellon</td><td>Plasmagel</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki tępe</td><td>FST</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki precyzyjne tępe</td><td>FST</td><td>15025-10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannasa</td><td>FST</td><td>15002-08</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta precyzyjna ząbkowana</td><td>FST</td><td>11370-32</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta precyzyjna ząbkowana</td><td>FST</td><td>11370-31</td><td></td></tr><tr><td>Adapter rdzeniowy Cunninghama</td><td>Stoelting Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uszczelniacz Kwik-Cast</td><td>WPI</td><td>&lt;strong&gt;#&lt;/strong&gt;KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Respirator</td><td>CWE Inc</td><td>SAR-830/AP</td><td></td></tr><tr><td>Kapnograf</td><td>CWE Inc</td><td>&amp;#956;capstar</td><td></td></tr><tr><td>Koc grzewczy</td><td>Harvard Apparatus</td><td>507221F</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz wewnątrzkomórkowy</td><td>Axon Instruments</td><td>Axoclamp 2B</td><td></td></tr><tr><td>Wytwornica pipet</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td></td></tr></tbody></table>

symultaniczne rejestrowanie wewnątrzkomórkowe lędźwiowego motoneuronu oraz siły generowanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

Rdzeniowy motoneuron od dawna stanowi doskonały model do badania funkcji neuronalnych, ponieważ jest to neuron ośrodkowego układu nerwowego o unikalnych właściwościach: (1) posiada łatwo identyfikowalne cele (włókna mięśniowe), a co za tym idzie, ma bardzo dobrze znaną funkcję (kontrola skurczu mięśni); (2) jest zbieżnym celem wielu rdzeniowych i zstępujących sieci, stąd nazwa „final common pathway” (ostateczna wspólna droga); oraz (3) posiada duże soma, co umożliwia penetrację elektrodami wewnątrzkomórkowymi. Ponadto, podczas badań in vivo, możliwe jest jednoczesne rejestrowanie aktywności elektrycznej motoneuronów oraz siły generowanej przez ich mięśniowe cele. Wykonywanie rejestracji wewnątrzkomórkowej motoneuronów in vivo stawia zatem eksperymentatora w unikalnej pozycji, umożliwiając jednoczesne badanie wszystkich komponentów „jednostki motorycznej” (nazwa obejmująca motoneuron, jego akson oraz unerwiane przez niego włókna mięśniowe1): sygnałów wejściowych docierających do motoneuronu, właściwości elektrofizjologicznych motoneuronu oraz wpływu tych właściwości na funkcję fizjologiczną motoneuronów, i.e. siłę generowaną przez jego jednostkę motoryczną. Podejście to jest jednak bardzo wymagające, ponieważ preparatu nie można sparaliżować, co zmniejsza stabilność mechaniczną niezbędną do rejestracji wewnątrzkomórkowej. W związku z tym tego typu eksperymenty przeprowadzano dotychczas jedynie u kotów i szczurów. Jednakże badanie rdzeniowych systemów motorycznych mogłoby poczynić ogromny postęp, gdyby możliwe było przeprowadzenie podobnych eksperymentów u myszy normalnych i modyfikowanych genetycznie.
Ze względów technicznych badanie sieci rdzeniowych u myszy ograniczało się głównie do preparatów neonatalnych in vitro, w których motoneurony i sieci rdzeniowe są niedojrzałe, motoneurony są oddzielone od swoich celów, a w przypadku badań na skrawkach, motoneurony są oddzielone od większości swoich wejść sygnałowych. Do niedawna tylko kilka grup zdołało przeprowadzić wewnątrzkomórkowe rejestracje motoneuronów in vivo2-4 , w tym nasz zespół, który opublikował nową metodę przygotowania preparatu, pozwalającą na uzyskanie bardzo stabilnych rejestracji motoneuronów in vivo u dorosłych myszy5,6. Rejestracje te były jednak przeprowadzane u zwierząt sparaliżowanych, i.e. bez możliwości pomiaru siły generowanej przez te motoneurony. W niniejszej pracy przedstawiamy rozszerzenie tej oryginalnej metody, dzięki której udało nam się uzyskać jednoczesne rejestracje właściwości elektrofizjologicznych motoneuronów oraz siły wytwarzanej przez ich jednostki motoryczne. Jest to istotne osiągnięcie, ponieważ pozwala nam identyfikować różne typy motoneuronów na podstawie ich profilu siły, co ujawnia ich funkcję. W połączeniu z modelami genetycznymi zaburzającymi segmentowe obwody rdzeniowe7-9 lub odtwarzającymi ludzkie choroby10,11, oczekujemy, że technika ta stanie się niezbędnym narzędziem do badania rdzeniowego układu ruchowego.

Rycina 1 przedstawia sposób identyfikacji motoneuronu z grupy mięśnia trójgłowego łydki po penetracji. Przy niskiej intensywności stymulacji można zaobserwować jedynie monosynaptyczny EPSP (Rycina 1A). Przy wyższej intensywności EPSP może być wystarczająco duży, aby wywołać potencjał czynnościowy „ortodromowy” (Rycina 1B). Przy jeszcze wyższej intensywności stymulacji pojawia się antidromowy potencjał czynnościowy typu wszystko albo nic, charakteryzujący się krótszą late...

Ta nowa metoda umożliwia jednoczesną rejestrację wewnątrzkomórkową pojedynczego motoneuronu dorosłej myszy oraz pomiar siły generowanej przez jego włókna mięśniowe. Połączone badanie właściwości elektrycznych i mechanicznych jednostek motorycznych u zwierząt zdrowych i modyfikowanych genetycznie stanowi przełom w badaniach nad układem nerwowo-mięśniowym.

Symultaniczne rejestrowanie wewnątrzkomórkowe lędźwiowego motoneuronu oraz siły generowanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo

Motoneuron rdzeniowy od dawna stanowi doskonały model systemowy do badania funkcji neuronalnych, ponieważ jest to neuron ośrodkowego układu nerwowego o...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zbadanie właściwości elektrofizjologicznych i kurczliwych pojedynczej jednostki motorycznej myszy poprzez wykonanie wewnątrzkomórkowych pomiarów neuronów ruchowych in vivo. Osiąga się to najpierw poprzez odsłonięcie rdzenia kręgowego i wybranego mięśnia. Następnie do ścięgna mięśnia mocuje się przetwornik siły.Następnie stymulowany jest motoneuron za pomocą elektrody wewnątrzkomórkowej, co powoduje skurcz rejestrowanej jednostki motorycznej. Ostatecznie właściwości elektrofizjologiczne motoneuronu mogą zostać scharakteryzowane jednocześnie z właściwościami skurczowymi jego jednostki motorycznej. Demonstracja wizualna tej techniki jest kluczowa, ponieważ etapy mikrochirurgiczne są bardzo trudne do opanowania ze względu na niewielki rozmiar zwierzęcia.Aby rozpocząć procedurę, należy znieczulić mysz, wstrzykując dootrzewnowo pentobarbital sodu lub mieszaninę ketaminy i ksylazyny. Należy upewnić się, że u myszy nie występuje odruch ucisku palca. Następnie, za pomocą tępych nożyczek, należy wykonać nacięcie nad tchawicą i odsunąć skórę na obie strony.Następnie rozdziel śliniankę za pomocą pęsety tępej. Aby odsłonić dwa cienkie mięśnie pokrywające tchawicę, rozdziel oba mięśnie, by ukazać tchawicę. Użyj do tego pęsety Dumont nr 7.Przesuń dwie nici szwu jedwabnego 4-0 pod tchawicę. Następnie wykonaj poprzeczne cięcie w tchawicy pomiędzy dwiema pierscieniami chrzęstnymi. Należy jednak uważać, aby nie przeciąć tchawicy całkowicie.Następnie wprowadź rurkę intubacyjną do tchawicy. Zabezpiecz obie strony otworu wprowadzenia, zawiązując nad nim szwy. Po tym czasie podłącz rurkę intubacyjną do respiratora dla myszy oraz kapnografu.Następnie podłącz respirator do czystego tlenu za pomocą worka amortyzującego. Dostosuj parametry respiratora w taki sposób, aby mysz nie walczyła z wentylacją mechaniczną, a ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla w powietrzu wydychanym było stabilne na poziomie od 4% do 5%. W tym kroku odsłoń żyłę szyjną po jednej stronie szyi, stosując technikę tępej dyssekcji.Żyła szyjna dzieli się na dwa główne pnie: żyłę twarzową przednią i tylną. Ostrożnie oddziel żyłę od otaczającej ją tkanki łącznej. Następnie przesuń pod żyłą dwie nici jedwabne do szwów o rozmiarze 6 i rozsuń je tak daleko, jak to możliwe, wzdłuż długości żyły.Następnie załóż mały klips naczyniowy na bliższym odcinku żyły i podwiąż jej odcinek dalszy. Używając bardzo cienkich nożyczek irydowych, wykonaj małe nacięcie poprzeczne w żyle. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie przeciąć żyły całkowicie.Następnie wprowadź wypełniony cewnik French do otworu, aż do klipsa naczyniowego utrzymującego żyłę i cewnik razem. Ostrożnie usuń klips naczyniowy. Następnie wsuń cewnik o kilka milimetrów głębiej do żyły. Zabezpiecz cewnik, wiążąc go szwami po obu stronach miejsca wprowadzenia.Następnie należy połączyć jeden z cewników ze strzykawką lub pompą strzykawkową w celu podawania uzupełniających dawek środków znieczulających, takich jak pentobarbital sodu lub ketamina z ksylazyną. Powtórz procedurę dla kolejnej żyły i podłącz drugi cewnik do pompy strzykawkowej w celu powolnej infuzji dożylnej 4% roztworu glukozy zawierającego 1% wodorowęglanu sodu i 14% plasmonu. Na koniec zamknij skórę w okolicy karku za pomocą igły i szwy.Następnie ułóż mysz z powrotem w pozycji brzusznej. Wykonaj nacięcie od górnej części uda do ścięgna Achillesa. Oddziel skórę od leżących pod nią mięśni, uważając, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych.Następnie zidentyfikuj przednią krawędź mięśnia dwugłowego uda, która widoczna jest jako biała linia biegnąca w dół uda. Następnie ostrożnie rozetnij wzdłuż tej linii od kolana aż do kości biodrowej. Rozdziel mięśnie, aby odsłonić nerw kulszowy znajdujący się pod mięśniem dwugłowym uda.Ostrożnie wypreparuj mięsień dwugłowy uda i usuń go. Aby odsłonić nerw kutyczowy i mięśnie trójgłowe łydki, zidentyfikuj nerw piszczelowy pomiędzy nerwem strzałkowym wspólnym a nerwem skórnym piszczelowym. spośród różnych gałęzi nerwu piszczelowego, odróżnij gałęzie unerwiające mięsień trójgłowy łydki od gałęzi biegnących głębiej.Używając nici jedwabnej OTT o grubości ośmiu, zwiąż wszystkie gałęzie nerwu piszczelowego, pozostawiając nienaruszone gałęzie unerwiające mięsień trójgłowy łydki. Przetnij nerw piszczelowy w jak największej odległości od węzła. Zidentyfikuj kręgi T13 i L1, przy czym T13 jest ostatnim kręgiem, do którego przytwierdzone są żebra.Następnie unieruchom kręgosłup za pomocą zacisków kręgowych do rdzenia kręgowego Cunninghama po obu stronach T 13 i L 1. Należy uważać, aby nie uciskać rdzenia kręgowego, lecz przyłożyć niewielkie napięcie wzdłuż osi podłużnej. Upewnij się, że kolumna kręgosłupowa jest dobrze zabezpieczona, delikatnie dociskając ją pęsetą.Używając precyzyjnych kleszczy R, usuń wyrostki kolczyste, a następnie blaszki łukowate na poziomie T13 i L1, aby odsłonić rdzeń kręgowy. Następnie umieść wykonaną na zamówienie plastikową wannę, aby otoczyć rdzeń kręgowy. Po tym zabezpiecz wannę w miejscu za pomocą nici jedwabnej o grubości 4-0.Na koniec należy upewnić się, że kąpiel jest wodoszczelna, uszczelniając ją szybkoschnącym uszczelniaczem odlewniczym. Po wyschnięciu uszczelniania należy usunąć watę pokrywającą rdzeń kręgowy i napełnić kąpiel olejem mineralnym. Użyj kolejnego zacisku kręgowego, aby zacisnąć wyrostek kolczysty w odcinku krzyżowym.Aby ustabilizować tylną część ciała zwierzęcia, należy użyć trzeciego zacisku do unieruchomienia prawej kończyny tylnej i stawu skokowego, zginając kolano oraz staw skokowy pod kątem 90 stopni. Usunąć gazę pokrywającą obszar kończyny tylnej. Wydzielić ścięgno Achillesa z otaczających go tkanek.Od kesin triceps od otaczających tkanek w możliwie największym stopniu, używając igły z nicią. Przewlecz nić jedwabną o rozmiarze 6-0 przez ścięgno Achillesa i zawiąż potrójny węzeł wokół ścięgna. Następnie umieść przetwornik siły blisko węzła.Następnie przymocuj ścięgno do przetwornika siły za pomocą jedwabnej nici i odetnij dystalną część ścięgna. W dalszej kolejności wprowadź dwa druty ze stali nierdzewnej pod powięź mięśni triceps surae. Druty te są podłączone do pozakomórkowego wzmacniacza prądu zmiennego (AC).W celu rejestracji EMG umieść nerw trójgłowy łydki na katodzie elektrody hakowej, tak aby anoda dotykała pobliskiego mięśnia. Następnie stymuluj nerw trójgłowy łydki za pomocą prostokątnego impulsu o czasie trwania 50 µs i rosnącym natężeniu przy niskiej częstotliwości, aż do zaobserwowania maksymalnej amplitudy skurczu. Następnie stymuluj nerw trójgłowy łydki za pomocą prostokątnego impulsu o czasie trwania 50 µs i rosnącym natężeniu przy niskiej częstotliwości, aż do zaobserwowania maksymalnej amplitudy skurczu.Rysunki te pokazują, jak zidentyfikować motoneuron z grupy mięśnia trójgłowowego ramienia. Po penetracji, przy niskiej intensywności stymulacji można zaobserwować jedynie monosynaptyczny EPSP przy wyższej intensywności. EPSP może być wystarczająco duży, aby wywołać ortotropowy potencjał czynnościowy przy jeszcze wyższej intensywności stymulacji, zgodnie z prawem „wszystko albo nic”.Kolcem antydromicznym charakteryzuje się krótsza latencja niż w przypadku monosynaptycznego EPSP. Jeśli przez mikroelektrodę zostanie wprowadzony prąd o natężeniu wystarczającym do wywołania kolca, w mięśniu można zarejestrować aktywność EMG po krótkim opóźnieniu, po której następuje skurcz mięśnia.Po zidentyfikowaniu neuronu ruchowego można scharakteryzować jego właściwości elektrofizjologiczne. Na przykład niniejszy rysunek ilustruje, w jaki sposób można zmierzyć oporność wejściową, stosując hiperpolaryzujące i depolarzyzujące impulsy prądu oraz wykreślając zmiany potencjału błonowego w funkcji ilości wstrzykniętego prądu. Właściwości skurczowe jednostki motorycznej można również badać, stosując różne protokoły stymulacji.Na przykład zależność siły od częstotliwości można uzyskać poprzez wstrzykiwanie krótkich impulsów prądu z różną częstotliwością do neuronu ruchowego. Następnie można wykreślić siłę w stanie stacjonarnym w funkcji częstotliwości impulsów prądowych, co pozwoli uzyskać sygmoidalną krzywą zależność siły od częstotliwości. Po opanowaniu techniki chirurgicznej, część tej procedury może zostać wykonana w ciągu trzech godzin, pod warunkiem prawidłowego przeprowadzenia wszystkich czynności.

simultaneous-intracellular-recording-lumbar-motoneuron-force-produced

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Jednoczesne wewnątrzkomórkowe rejestrowanie motoneuronu lędźwiowego i siły wytwarzanej przez jego jednostkę ruchową u dorosłego mysza in vivo

Ten film opisuje wewnątrzkomórkowy zapis in vivo motoneuronów szczura pod wpływem przezrdzeniowej stymulacji prądem stałym. Protokół opisuje, w jaki sposób mierzyć właściwości błony i rejestrować rytmiczne odpalanie neuronów ruchowych przed, w trakcie i po anodowej lub katodowej polaryzacji rdzenia kręgowego.

Transrdzeniowa stymulacja prądem stałym motoneuronu rdzeniowego szczura

Ten film demonstruje technikę in vivo pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u myszy. Przedstawiono w nim kroki ustawiania elektrod, stymulacji neuronów kończyn przednich, które unerwiają włókna mięśniowe, oraz rejestrowania reakcji mięśni. Technika ta ocenia demielinizację neuronów i funkcjonalną utratę neuronów.

Pomiar złożonych potencjałów czynnościowych mięśni w mięśniach kończyn przednich myszy in vivo

Źródło: Jensen, V. N.,  i inni. Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej. J. Vis. Exp. (2017). Ten film przedstawia metodę jednoczesnego rejestrowania sygnałów pletyzmografii i elektromiografii w swobodnie poruszającym się modelu myszy ALS. Procedura polega na użyciu wszczepionych elektrod i nadajnika do rejestrowania aktywności mięśni, a także komory pletyzmograficznej do monitorowania wzorców oddychania, w celu zbadania roli...

Jednoczesny zapis pletyzmografii i elektromiografii w mysim modelu ALS

Prezentujemy udoskonalone protokoły, które pozwalają na monitorowanie in vivo funkcji jednostki motorycznej u myszy. Opisano techniki pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) i szacowania liczby jednostek motorycznych (MUNE) w mięśniach kończyn tylnych myszy unerwionych przez nerw kulszowy.

Elektrofizjologiczne oszacowanie liczby jednostek motorycznych (MUNE) mierzące złożony potencjał czynnościowy mięśni (CMAP) w mięśniach kończyn tylnych myszy

Pokazujemy, jak przygotować ukośne wycinki rdzenia kręgowego u młodych myszy. Preparat ten pozwala na stymulację korzeni brzusznych.

Przygotowanie skośnych wycinków rdzenia kręgowego do stymulacji korzeni brzusznych

Ten artykuł przedstawia metodę wielokrotnych pomiarów wentylacji i aktywności mięśni oddechowych w swobodnie zachowującym się modelu myszy ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS) podczas postępu choroby za pomocą pletyzmografii całego ciała i elektromiografii za pomocą wszczepionego urządzenia telemetrycznego.

Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Ten protokół opisuje in vivo wewnątrzkomórkowy zapis neuronów lędźwiowych szczura z jednoczesną przezrdzeniową stymulacją prądem stałym. Metoda ta pozwala na pomiar właściwości błony i rejestrację rytmicznego odpalania neuronów ruchowych przed, w trakcie i po anodowej lub katodowej polaryzacji rdzenia kręgowego.

Wewnątrzkomórkowy zapis in vivo zidentyfikowanych typów neuronów rdzeniowych szczura podczas transrdzeniowej stymulacji prądem stałym

Ta metoda pozwala na rejestrację siły skurczów skurczowych i tężcowych oraz potencjałów czynnościowych w trzech typach jednostek motorycznych w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowego szczura. Izolacja funkcjonalna pojedynczej jednostki silnikowej jest indukowana przez stymulację elektryczną aksonu.

Funkcjonalna izolacja pojedynczych jednostek motorycznych mięśnia brzuchatego łydki przyśrodkowego szczura

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Poznaj metodę jednoczesnego wewnątrzkomórkowego zapisu motoneuronu i pomiaru siły jednostki motorycznej u dorosłej myszy in vivo. Technika umożliwia badanie właściwości elektrofizjologicznych i kurczliwych w układzie neuromięśniowym.

Jednoczesny wewnątrzkomórkowy zapis motoneuronu lędźwiowego i siły wytwarzanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo (Wideo) | JoVE Journal

Symultaniczne rejestrowanie wewnątrzkomórkowe lędźwiowego motoneuronu oraz siły generowanej przez jego jednostkę motoryczną u dorosłej myszy in vivo

Przeglądaj więcej filmów