Name: Zabiegi chirurgiczne częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby na szczurze modelach z rekonstrukcją tętnic wątrobowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 18 min 47 s
Description: Poznaj technikę częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów z rekonstrukcją tętnic wątrobowych. Metoda mikrochirurgiczna umożliwia badania transplantacyjne z oceną uszkodzenia hepatocytów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Pascalowi Paschendzie i Mareike Schulz za pomoc techniczną.

<ol><li>Puhl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+viscosity+histidine-tryptophan-ketoglutarate+graft+flush+improves+subsequent+extended+cold+storage+in+University+of+Wisconsin+solution+in+an+extracorporeal+rat+liver+perfusion+and+rat+liver+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Low viscosity histidine-tryptophan-ketoglutarate graft flush improves subsequent extended cold storage in University of Wisconsin solution in an extracorporeal rat liver perfusion and rat liver transplantation model.</a> Liver Transpl. 12, 1841-1849 (2006).</li>
<li>Yagi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Preservation+and+Microcirculation+with+POLYSOL+After+Partial+Liver+Transplantation+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Improved Preservation and Microcirculation with POLYSOL After Partial Liver Transplantation in Rats.</a> J Surg Res. 167, e375-e383 (2011).</li>
<li>Engemann, R., Ulrichs, K., Thiede, A., Muller-Ruchholtz, W., Hamelmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Value+of+a+physiological+liver+transplant+model+in+rats.+Induction+of+specific+graft+tolerance+in+a+fully+allogeneic+strain+combination%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Value of a physiological liver transplant model in rats. Induction of specific graft tolerance in a fully allogeneic strain combination.</a> Transplantation. 33, 566-568 (1982).</li>
<li>Sumimoto, R., Shinomiya, T., Yamaguchi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+hepatic+arterial+blood+flow+in+rats+with+liver+transplants.+Examination+of+donor+liver-derived+serum+class+I+MHC+antigen+in+rats+with+liver+transplants+with+or+without+hepatic+arterial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Influence of hepatic arterial blood flow in rats with liver transplants. Examination of donor liver-derived serum class I MHC antigen in rats with liver transplants with or without hepatic arterial reconstruction.</a> Transplantation. 51, 1138-1139 (1991).</li>
<li>Chaland, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+artery+anastomoses.+Hemodynamics+and+response+to+hemorrhage+in+conscious+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats.</a> Transplantation. 49, 675-678 (1990).</li>
<li>Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+consequence+of+rat+orthotopic+liver+transplantation+with+and+without+hepatic+arterial+reconstruction%3A+a+clinical%2C+pathological%2C+and+hemodynamic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study.</a> Hepatology. 26, 198-205 (1997).</li>
<li>Zhong, Z., Theruvath, T. P., Currin, R. T., Waldmeier, P. C., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIM811%2C+a+mitochondrial+permeability+transition+inhibitor%2C+prevents+mitochondrial+depolarization+in+small-for-size+rat+liver+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">NIM811, a mitochondrial permeability transition inhibitor, prevents mitochondrial depolarization in small-for-size rat liver grafts.</a> Am. J. Transplant. 7, 1103-1111 (2007).</li>
<li>Spiegel, H. U., Palmes, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+techniques+of+orthotopic+rat+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Invest.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical techniques of orthotopic rat liver transplantation.</a> J. Invest. Surg. 11, 83-96 (1998).</li>
<li>Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 16, 664-669 (1973).</li>
<li>Lee, S., Charters, A. C. 3rd, Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+technic+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Simplified technic for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Am. J. Surg. 130, 38-40 (1975).</li>
<li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li>
<li>Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+the+hepatic+artery+in+rat+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation.</a> Transplantation. 47, 428-431 (1989).</li>
<li>Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+new+method+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation.+Reduction+of+liver+injury+and+improvement+of+surgical+outcome+by+arterialization%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization.</a> Transplantation. 56, 19-24 (1993).</li>
<li>Zhao, D., Zimmermann, A., Wheatley, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphometry+of+the+liver+after+liver+transplantation+in+the+rat%3A+significance+of+an+intact+arterial+supply%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Morphometry of the liver after liver transplantation in the rat: significance of an intact arterial supply.</a> Hepatology. 17, 310-317 (1993).</li>
<li>Omura, T., Ascher, N. L., Emond, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty-percent+partial+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Fifty-percent partial liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 62, 292-293 (1996).</li>
<li>Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+reconstruction+in+rat+liver+transplantation--development+of+a+new+tubing+technique+of+the+common+hepatic+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Int%22%5BJournal%5D)">Arterial reconstruction in rat liver transplantation--development of a new tubing technique of the common hepatic artery.</a> Transpl. Int. 18, 56-64 (2005).</li>
<li>Reck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+arterialization+on+hepatic+oxygen+supply%2C+tissue+energy+phosphates%2C+and+outcome+after+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 62, 582-587 (1996).</li>
<li>Hasuike, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+orthotopic+liver+transplantation+with+arterial+reconstruction+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A simple method for orthotopic liver transplantation with arterial reconstruction in rats.</a> Transplantation. 45, 830-832 (1988).</li>
<li>Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+orthotopic+rat+liver+transplantation+with+arterial+cuff+anastomosis+to+the+recipient+common+hepatic+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery.</a> Transplantation. 48, 166-168 (1989).</li>
<li>Knoop, M., Bachmann, S., Keck, H., Steffen, R., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experience+with+cuff+rearterialization+in+600+orthotopic+liver+grafts+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Experience with cuff rearterialization in 600 orthotopic liver grafts in the rat.</a> Am. J. Surg. 167, 360-363 (1994).</li>
<li>Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique for liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 48, 1080(1989).</li>
<li>Liu, T., Freise, C. E., Ferrell, L., Ascher, N. L., Roberts, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+vascular+%22sleeve%22+anastomosis+for+rearterialization+in+orthotopic+liver+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A modified vascular "sleeve" anastomosis for rearterialization in orthotopic liver transplantation in rats.</a> Transplantation. 54, 179-180 (1992).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+sleeve+anastomosis+for+reconstruction+of+the+hepatic+artery+in+rat+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Modified sleeve anastomosis for reconstruction of the hepatic artery in rat liver transplantation.</a> Microsurgery. 22, 62-68 (2002).</li>
<li>Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+partial+hepatectomies%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Rodent models of partial hepatectomies.</a> Liver Int. 28, 3-11 (2008).</li>
<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , Methuen & Co. Ltd. London. reprinted by UFAW (1992).</li>
</ol>

Nie mamy do ujawnienia żadnych konfliktów interesów. Szczury są utrzymywane w warunkach wolnych od określonych patogenów (SPF) zgodnie z wytycznymi Federacji Stowarzyszeń Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych (FELASA). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z federalnym prawem Niemiec dotyczącym ochrony zwierząt oraz „Przewodnikiem po pielęgnacji i wykorzystaniu zwierząt laboratoryjnych” (publikacja Narodowych Instytutów Zdrowia nr 86-23, wersja z 1985 r.).

Pierwszy model przeszczepienia wątroby (OLT) u szczurów został opisany przez Lee et al. w 1973 roku 9, w którym wszystkie naczynia, w tym tętnica wątrobowa, zostały zrekonstruowane metodą szycia ręcznego z zastosowaniem pozacieleśnego przeciągu portosystemicznego. Model ten był skomplikowany technicznie i trudny do wykonania. Kolejny model, opracowany przez tych samych autorów w 1975 roku 10, nie obejmował rekonstrukcji tętnicy wątrobowej ani przeciągu pozacieleśnego. Następnie, w 1979 roku, Kamada et al. wprowadzili technikę anastomozy z użyciem mankietu dla modelu bez rearterializacji wątroby 11. Dzięki tym modyfikacjom procedura OLT u szczurów została uproszczona, co skróciło czas anhepatyczny w operacjach biorców, i stała się powszechnie stosowanym, uznanym modelem eksperymentalnym.
Od tego czasu narosło jednak wiele kontrowersji dotyczących znaczenia arteryzacji wątroby w modelu OLT u szczurów 8, ponieważ arteryzacja była zadaniem wymagającym, a nie wpływała na przeżywalność po transplantacji. Opisano liczne badania nad arteryzacją wątroby z wykorzystaniem różnych technik rekonstrukcji 8, takich jak anastomoza segmentu aorty do aorty 3,9,17, technika anastomozy z mankietem 18,19,20, technika teleskopowa 5, technika ze stentem 13,16 oraz technika anastomozy typu sleeve 12,21-23. Choć technika OLT u szczurów nie jest obecnie ustandaryzowana, model z arteryzacją jest coraz częściej preferowany ze względu na jego przewagę fizjologiczną 8,12,13,14. spośród wyżej wymienionych technik, Lehmann et al. 16 opisali w 2005 roku technikę ze stentem, która była prosta i szybka w wykonaniu. Badanie wykazało doskonałe wyniki: nie zaobserwowano wskaźnika niedrożności w zrekonstruowanej tętnicy wątrobowej w 8. godzinie, 24. godzinie oraz po 6 miesiącach od reperfuzji. Dlatego przyjęliśmy tę technikę do przeprowadzenia arteryzacji wątroby.
Wykonujemy ręcznie szytą anastomozę w celu rekonstrukcji SHVC i IHVC. Metoda ta zapewnia optymalne warunki fizjologiczne w miejscu zespolenia, co prowadzi do zmniejszenia częstości występowania zakrzepicy 8, oraz stanowi najlepszą symulację i trening mikrochirurgiczny dla chirurgów. Ponadto anastomoza jest możliwa do przeprowadzenia nawet w przypadku krótkich kikutów naczyń. W odniesieniu do anastomozy IHVC, metoda ta nie wymaga długiej IHVC po stronie przeszczepu w porównaniu z techniką anastomozy mankietowej. Zatem w sytuacjach, gdy żyła nerkowa dawcy jest preparowana w celu wydłużenia IHVC przeszczepu, metoda ta znajduje zastosowanie przy transplantacji małych fragmentów wymagających długiej IHVC, takich jak przeszczep 30% składający się z prawego płata bocznego i płata ogonowego z krótką wewnątrzwątrobową żyłą główną bez SHVC 2.
W odniesieniu do technik resekcji wątroby u szczurów, do tej pory opisano kilka metod; dwiema głównymi technikami są klasyczna metoda podwiązania masy tkankowej oraz technika zorientowana na naczynia 24. W celu wykonania resekcji 50% wątroby stosujemy klasyczną technikę podwiązania15, jednak z wykorzystaniem mikroskopu chirurgicznego, aby zwiększyć precyzję zabiegu oraz uniknąć uszkodzenia pozostałych płatów i struktur.
Opisano reprezentatywne wyniki uzyskane u szczurów biorców w naszym modelu; zwierzęta przeżyły 7-dniowy okres obserwacji bez widocznych powikłań. Model można modyfikować w zależności od celu eksperymentu, dobierając różne parametry, takie jak przedłużone przechowywanie w niskiej temperaturze, przedłużone niedokrwienie na ciepło (w tym donację po zgonie krążeniowym) oraz zastosowanie mniejszych przeszczepów wątroby lub przeszczepów z eksperymentalnych modeli uszkodzeń lub chorób wątroby.
W naszym doświadczeniu istnieją trzy kluczowe czynniki w trakcie procedur, które mogą wpłynąć na przeżywalność po transplantacji, będącej najwiarygodniejszym parametrem wyników OLT u szczura: ilość utraconej krwi; czas operacji, zwłaszcza czas zaciskania żyły wrotnej oraz dolnej żyły głównej (IHVC); oraz poprawność rekonstrukcji każdego naczynia, co może skutkować stenozą, zakrzepicą lub krwawieniem. W okresie szkolenia w tym modelu większość niepowodzeń prawdopodobnie wynikała z tych czynników. W niniejszym artykule wideo przedstawiamy instrukcje krok po kroku dotyczące procedur chirurgicznych dla naszego szczurego modelu częściowej OLT z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej. Choć szczury model OLT jest skomplikowany i wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych, artykuł ten dostarcza wielu praktycznych informacji, które powinny służyć jako dobry przewodnik w treningu i nauce tego modelu. Efektywna nauka tego modelu jest szczególnie istotna dla skrócenia okresu szkolenia, zmniejszenia liczby zwierząt i kosztów potrzebnych do ćwiczeń, a w późniejszym etapie dla powtarzalności wiarygodnych wyników w eksperymentach. Jest to zgodne z koncepcją 3R (replacement, reduction, and refinement) w eksperymentach na zwierzętach, postulowaną przez Russella i Burcha w 1959 roku 25.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Źródło światła</td><td>Schott</td><td>KL1500LCD</td><td></td></tr><tr><td>Patyczki bawełniane</td><td>NOBA Verbandmittel</td><td>974202</td><td></td></tr><tr><td>Gaziki (5x5 cm)</td><td>Fuhrmann</td><td>10002</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór powidonu z jodem</td><td>Mundipharma</td><td>6108022.00.01</td><td></td></tr><tr><td>Plastyczna masa modelarska na bazie oleju</td><td>Debika corporation</td><td>090148</td><td></td></tr><tr><td>TachoSil</td><td>Takeda Pharmaceuticals International GmbH</td><td>EU/1/04/277/001-004</td><td>Nakładany na powierzchnię resekcji wątroby</td></tr><tr><td>Ostrze skalpela nr 11</td><td>Pfm medical</td><td>200130011</td><td>Przygotowanie mankietu i stentów</td></tr><tr><td>Kaniula 14G</td><td>B. Braun</td><td>4268210S</td><td>Mankiet dla PV</td></tr><tr><td>Kaniula 18G</td><td>B. Braun</td><td>4268130S</td><td>Perfuzja przez PV</td></tr><tr><td>Kaniula 24G</td><td>B. Braun</td><td>4269071S</td><td>Stent dla BD i HA</td></tr><tr><td>Sznur jedwabny 4-0</td><td>Resorba</td><td>H3F</td><td>Resekcja wątroby</td></tr><tr><td>Sznur jedwabny 6-0</td><td>Resorba</td><td>H1F</td><td></td></tr><tr><td>Sznur Prolene (polipropylenowy) 7-0</td><td>Ethicon</td><td>8701H</td><td>SHVC i IHVC</td></tr><tr><td>Sznur Vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td>V304H</td><td>Zamknięcie jamy brzusznej</td></tr><tr><td>Strzykawka 5 ml</td><td>Terumo</td><td>SS+T05ES1</td><td>Poduszka pod plecy</td></tr><tr><td>Mata grzewcza</td><td>Thermo</td><td>190 x 260 mm</td><td></td></tr><tr><td>Magnetyczny systemy retrakcji fixator</td><td>Fine Science Tools Inc.</td><td>18200-01&lt;br/&gt; 18200-02&lt;br/&gt; 18200-03&lt;br/&gt; 18200-12</td><td></td></tr><tr><td>Łaźnia wodna z chłodzeniem</td><td>Huber</td><td>740.000X</td><td>Przechowywanie przeszczepu</td></tr><tr><td>Kleszczyki bipolarne</td><td>S&amp;#246;ring</td><td>MBC-200</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki typu Mosquito</td><td>BONIMED</td><td>451-476-03</td><td>Użyte dwie pary</td></tr><tr><td>Mikrokleszczyki Adsona</td><td>Dimeda</td><td>10.176.12</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione mikrokleszczyki</td><td>AESCULAP</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Proste mikrokleszczyki</td><td>Bonimed</td><td>451-476-03</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione mikronożyczki</td><td>Medicon</td><td>05.15.83</td><td></td></tr><tr><td>Proste mikronożyczki</td><td>AESCULAP</td><td>FD12</td><td>Precyzyjne nacięcie</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>AESCULAP</td><td>BC211W</td><td></td></tr><tr><td>Mikroigłotrzymacz</td><td>AESCULAP</td><td>FD241R</td><td>Rekonstrukcja</td></tr><tr><td>Igłotrzymacz Mayo-Hegara</td><td>Mizuho Ikakogyo</td><td>06-798-00</td><td>Zamknięcie jamy brzusznej</td></tr><tr><td>Klem Bulldog DeBakeya (prosty)</td><td>ULRICH</td><td>CV3054</td><td></td></tr><tr><td>Klem Bulldog DeBakeya (zakrzywiony)</td><td>CODMAN</td><td>37-1062</td><td></td></tr><tr><td>Klem Satinsky'ego</td><td>Mizuhoika</td><td>09-230-24</td><td></td></tr><tr><td>Klem naczyniowy obwodowy</td><td>Teleflex Medical</td><td>353494</td><td>Biorca SHVC</td></tr><tr><td>Mikroklem naczyniowy (jednorazowy)</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TKM-1-60 g</td><td>PV, przeszczep IHVC i biorca HA</td></tr><tr><td>Mikroklem naczyniowy (metalowy)</td><td>Fine Science Tools Inc.</td><td>18052-01</td><td>Biorca IHVC</td></tr><tr><td>Roztwór Ringera z mleczanami</td><td>Fresenius Kabi</td><td>6150917.00.00</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna</td><td>DeltaSelect</td><td>1299.99.99</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór HTK</td><td>Dr. Franz K&amp;#246;hler Chemie GmbH</td><td>31268.00.00</td><td>Roztwór do konserwacji</td></tr><tr><td>Heparyna sodowa</td><td>Ratiopharm</td><td>5394.02.00</td><td>500 IU przed perfuzją przeszczepu</td></tr><tr><td>8,4% wodorowęglan sodu</td><td>Fresenius Kabi</td><td>4399.97.99</td><td>0,5 ml po reperfuzji</td></tr><tr><td>5% roztwór glukozy</td><td>B. Braun</td><td>6714567.06.00</td><td>1,0 ml po reperfuzji</td></tr><tr><td>Cefuroksym sodowy</td><td>Fresenius Kabi</td><td>38985.01.00</td><td>Antybiotyk, 16 mg/kg</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Essex Pharma</td><td>997.00.00</td><td>Lek przeciwbólowy, 0,1 mg/kg</td></tr><tr><td>Klatka do oddziału intensywnej terapii</td><td>Brinsea Products Ltd.</td><td>Vetario S10</td><td>Opieka pooperacyjna</td></tr></tbody></table>

procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Ortotopowe przeszczepienie wątroby (OLT) u szczurów z wykorzystaniem graftu całkowitego lub częściowego jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach nad transplantologią, takich jak studia nad konserwacją graftu i urazem niedokrwienno-reperfuzyjnym 1,2, odpowiedziami immunologicznymi 3,4, hemodynamiką 5,6 oraz zespołem małej wątroby (small-for-size syndrome) 7. Szczurzy model OLT należy do najtrudniejszych modeli zwierzęcych w chirurgii eksperymentalnej i wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych, których opanowanie zajmuje dużo czasu. W konsekwencji stosowanie tego modelu było ograniczone. Ponieważ wiarygodność i powtarzalność wyników są kluczowymi elementami eksperymentów, w których wykorzystuje się tak złożone modele zwierzęce, niezbędne jest, aby chirurdzy zaangażowani w procedury OLT u szczurów zostali przeszkoleni w dobrze wystandaryzowanych i zaawansowanych metodach dla tego modelu.
Choć od czasu opisania pierwszego modelu przez Lee et al. 9 w 1973 roku zgłaszano różne techniki i modyfikacje OLT u szczurów 8, wyeliminowanie rekonstrukcji tętnicy wątrobowej 10 oraz wprowadzenie techniki anastomozy z mankietem przez Kamadę et al. 11 stanowiły istotny postęp w tym modelu, ponieważ w znacznym stopniu uprościły procedury rekonstrukcji. W modelu opracowanym przez Kamadę et al. wyeliminowano również rearterializację wątroby. Ponieważ szczury mogły przeżyć bez przepływu w tętnicy wątrobowej po przeszczepieniu wątroby, istniały znaczne kontrowersje dotyczące wartości arterializacji wątrobowej. Niemniej jednak coraz częściej uznaje się przewagę fizjologiczną modelu z arterializacją, zwłaszcza w zakresie zachowania układu przewodów żółciowych 8,12 oraz integralności wątroby 8,13,14.
W niniejszym artykule przedstawiamy szczegółowe procedury chirurgiczne dla szczurzego modelu OLT z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej przy użyciu 50% przeszczepu częściowego po resekcji wątroby ex vivo. Procedury rekonstrukcji każdego naczynia oraz przewodu żółciowego są wykonywane zgodnie z następującymi metodami: szwem ciągłym z polipropylenu 7-0 w przypadku żyły głównej powyżej i poniżej wątroby; techniką mankietową dla żyły wrotnej oraz techniką stentową dla tętnicy wątrobowej i przewodu żółciowego.

Wszystkie szczury biorcy (n = 20) przeżyły bez widocznych powikłań do czasu planowanej eutanazji w celu pobrania krwi w 1., 3., 24. i 168. godzinie (7 dni) po reperfuzji wrotnej (n = 5 w każdym punkcie czasowym). Próbki krwi pobrano z IHVC poprzez bezpośrednie nakłucie igłą 27G. Po wirowaniu przy 5,340 x g przez 10 min uzyskano próbki surowicy, w których oznaczono poziomy aminotransferazy alaninowej (ALT), odzwierciedlające stopień uszkodzenia hepatocytów po transplantacji. Przebieg zmian poziomów ALT w surowicy przedstawiono na Ryc. 16. Poziomy ALT osiągnęły szczyt w 24. godzinie (średnia ± odchylenie standardowe: 212,6 ± 67,9 IU/L), a następnie spadły do poziomu normy w 168. godzinie (33,6 ± 6,8 IU/L).
<img alt="Wykres porównawczy stentów; modele PV, HA, BD ze skalą; analiza naczyniowych wyrobów medycznych." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
 Rysunek 1. Mankiet do żyły wrotnej (PV) wykonany z cewnika 14G oraz stenty do tętnicy wątrobowej (HA) i przewodu żółciowego (BD) wykonane z cewników 24G.
<img alt="Schemat anatomiczny naczyń krwionośnych wątroby: drogi SHVC, IHVC, HA, BD, PV; badanie krążenia." fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
 Rysunek 2. Schemat pobrania wątroby od szczura dawcy. BD, przewód żółciowy; HA, tętnica wątrobowa; IHVC, żyła główna dolna (podwątrobowa); PV, żyła wrotna; SHVC, żyła główna dolna (nadwątrobowa).
<img alt="Chirurgiczny model myszy ze strzykawką, zaznaczonym przewodami żółciowym (BD) i żyłą wrotną (PV); ustawienie badania wątroby." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
 Rycina 3. Operacja dawcy. a. Szczur zostaje umieszczony na podgrzewanej podkładce z systemem retrakcji z ustalaczem magnetycznym. Brzuch zostaje otwarty poprzez nacięcie w linii środkowej z dwustronnymi rozszerzeniami. b. Wprowadzenie stentu do przewodu żółciowego. c. Perfuzja wątroby przez żyłę wrotną. Skróty wyjaśniono na Rycynie 2.
<img alt="Układ do sekcji organów z narzędziami chirurgicznymi; zbliżenia pokazujące szczegóły tkanek do badań anatomicznych." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
 Rysunek 4. Mocowanie mankietu do żyły wrotnej. a,b. Zacisk DeBakey Bulldog, służący do chwytania pnia żyły wrotnej, jest umieszczony nad metalowym pucharkiem. Pucharek zamontowano w plastikowym pudełku wypełnionym kruszonym lodem. c. Żyła wrotna jest prowadzona przez mankiet. d. Ściana żyły wrotnej zostaje wywinięta na mankiet, przy czym kikut żyły śledzionowej znajduje się poza mankietem na pozycji godziny 7, a przedłużenie mankietu na pozycji godziny 12. e. Żyła wrotna zostaje zabezpieczona na mankiecie obwodowym szwem z nici jedwabnej 6-0. Czarne strzałki wskazują kikut żyły śledzionowej.
<img alt="Proces mikrochirurgii zarodka, schemat krok po kroku przedstawiający precyzyjne techniki manipulacji tkankami." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5"> 
 Rysunek 5. Ex vivo wprowadzenie stentu do tętnicy wątrobowej. a. Wątróbę unieruchomiono poprzez zacisknięcie obu krawędzi przepony, a tętnicę wątrobową naciągnięto, trzymając nić służącą do jej podwiązania. b. Przednią ściankę niewielkiego nacięcia w tętnicy wątrobowej przytrzymano prostą mikropincetą. c, d. Stent wprowadzono do tętnicy wątrobowej i zabezpieczono nicią jedwabną 6-0.
<img alt="Schemat segmentacji płuc z oznakowanymi płatami: RML, LML, LLL, SRL, ACL, PCL, IRL." fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 6"> 
 Rycina 6. Schemat 50% resekcji wątroby ex vivo. Płaty w kolorze szarym zostają usunięte. ACL, przedni płat ogonowy; PCL, tylny płat ogonowy; LLL, lewy płat boczny; LML, lewa część płata środkowego; RML, prawa część płata środkowego; SRL, górny prawy płat boczny; IRL, dolny prawy płat boczny.
<img alt="Proces resekcji wątroby: schemat kroków chirurgicznych; przed i po resekcji pokazane na czterech panelach." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 7"> 
 Rycina 7. 50% resekcja wątroby ex vivo. a. Podwiązanie szypuły tylnego płata ogonowego. b. Podwiązanie szypuły lewej części płata środkowego. c. Wątroba przed 50% resekcją. d. Wątroba po 50% resekcji.
<img alt="Eksperyment z sekcji ukazujący strukturę wątroby; schemat z narzędziami chirurgicznymi ilustrujący konfigurację." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig8.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 8"> 
 Rycina 8. Plastyka ex vivo żyły głównej dolnej w odcinku nadwątrobowym. a. Wątroba zostaje unieruchomiona poprzez zaklemowanie obu krawędzi przepony kleszczykami typu mosquito. b. W obu narożnikach założone zostają szwy stabilizujące z polipropylenu 7-0.
<img alt="Schemat anatomii naczyniowej wątroby przedstawiający SHVC, IHVC, PV, HA i BD na potrzeby edukacji chirurgicznej." fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig9highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig9.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 9"> 
 Rysunek 9. Schemat implantacji przeszczepu u szczura biorcy. Procedury rekonstrukcyjne są wykonywane dla żyły głównej górnej i dolnej w odniesieniu do wątroby (SHVC i IHVC) za pomocą szwu ciągłego 7-0, dla żyły wrotnej (PV) techniką mankietową, a dla tętnicy wątrobowej (HA) i przewodu żółciowego (BD) techniką stentową.
<img alt="Układ do sekcji szczura ze strzykawką; szczegółowe oznakowanie żył w kontekście chirurgicznym, IHVC, SHVC, PV." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig10.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 10"> 
 Rycina 10. Operacja biorcy aż do momentu usunięcia rodzimej wątroby. a. Jamę brzuszną otwiera się poprzez nacięcie w linii pośrodkowej. b. Żyła nadnerczowa prawa zostaje podwiązana. c. Rodzima wątroba zostaje wycięta. Skróty wyjaśniono na Rycini 2.
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej dla techniki operacji oka, przedstawiający kolejne kroki i używane narzędzia." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig11.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 11"> 
 Rycina 11. Anastomoza żyły głównej górnej w odcinku nadwątrobowym. a, b. Obwodowy zacisk naczyniowy dla żyły głównej górnej w odcinku nadwątrobowym jest unieruchomiony w bryle glinki na bazie oleju. Szwy stabilizujące w obu narożnikach są utrzymywane przy łagodnej trakcji w kierunku górno-bocznym, aby rozszerzyć anastomozę. c. W toku ciągłe szycie wewnątrzświatłowe rzędu tylnego. d. W toku ciągłe szycie rzędu przedniego.
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej przedstawiający interwencję sercowo-naczyniową na modelu zwierzęcym oraz szycie naczyniowe." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig12.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 12"> 
 Rycina 12. Rekonstrukcja żyły wrotnej. a, b. Kleszczyki anatomiczne zaciskające żyłę wrotną są unieruchomione w glinie na bazie oleju i odciągnięte w stronę wnęki wątroby. c-f. Wprowadzenie mankietu do żyły wrotnej.
<img alt="Schemat chirurgiczny pokazujący umieszczenie stentu w tętnicach wątrobowych: PHA, CHA, GDA z opisaną anatomią." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig13.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 13"> 
 Rysunek 13. Rekonstrukcja tętnicy wątrobowej. a, b. Wprowadzenie stentu do wspólnej tętnicy wątrobowej (CHA) biorcy na poziomie rozgałęzienia tętnicy właściwej wątrobowej (PHA) i tętnicy żołądkowo-dwunastniczej (GDA).
<img alt="Kroki operacji przeszczepu wątroby, połączenia HA, PV, IHVC, schemat instrukcji chirurgicznych." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig14.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 14"> 
 Rysunek 14. Anastomoza podwątrobowej żyły głównej. a. Szwy stabilizujące w obu narożnikach. b. Ciągły szew rzędu tylnego. c. Ciągły szew rzędu przedniego. d. Reperfuzja podwątrobowej żyły głównej. Skróty wyjaśniono na Rysunku 2.
<img alt="Anatomia chirurgiczna wątroby z opisanymi strukturami: BD, HA, PV, IHVC; schemat do badań medycznych." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig15.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 15"> 
 Rycina 15. Wszystkie procedury rekonstrukcyjne zostały zakończone. Skróty wyjaśniono na Rycini 2.
<img alt="Wykres poziomu aminotransferazy alaninowej (ALT) po reperfuzji wrotnej, czas w stosunku do aktywności enzymu." src="/files/ftp_upload/4376/4376fig16.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 16"> 
 Rycina 16. Pooperacyjny przebieg zmian poziomu aminotransferazy alaninowej (ALT) w surowicy (n = 20; n = 5 w każdym punkcie czasowym). Dane przedstawiono jako średnie, a słupki błędów wskazują odchylenia standardowe. Poziom ALT osiągnął szczyt w 24 hr (212,6 ± 67,9 IU/L), a następnie spadł do granic normy w 168 hr (33,6 ± 6,8 IU/L).

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Ortotopowy przeszczep wątroby (OLT) u szczurów z wykorzystaniem graftu całkowitego lub częściowego jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach nad transplantologią, takich jak ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest przeprowadzenie częściowego ortotopowego przeszczepienia wątroby u szczurów jako powtarzalnego modelu eksperymentalnego do badań nad transplantologią. Jest to realizowane poprzez wstępny pobór wątroby od szczura dawcy. Drugim krokiem jest przygotowanie graftu wątroby ex vivo, obejmujące resekcję 50% wątroby.Następnie wycina się rodzimą wątrobę szczura biorcy. Ostatnim krokiem jest implantacja częściowego przeszczepu wątroby do organizmu szczura biorcy. Na koniec mierzy się poziom aminotransferazy alaninowej w surowicy, aby ocenić uszkodzenia hepatocytów w przeszczepionej wątrobie po transplantacji.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą procedurą napotykają trudności ze względu na jej złożoność, która wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych. Aby rozpocząć procedurę, umieść znieczulonego szczura dawcę na podgrzewaczu; po potwierdzeniu pełnego znieczulenia zwierzęcia za pomocą uciśnięcia palca u łapy, unieruchom przedramiona, korzystając z magnetycznego systemu retrakcji. Wygol futro z całego obszaru brzucha szczura i wysterylizuj odpowiedni fragment skóry roztworem powidonu jodowego.Otwórz jamę brzuszną, wykonując nacięcie w linii pośrodkowej z obustronnymi przedłużeniami. Umieść strzykawkę o pojemności 5 ml pod grzbietem szczura w taki sposób, aby żyła główna dolna w odcinku nadwątrobowym była uniesiona brzusznie przy użyciu kleszczyków typu mosquito, a następnie pociągnij ją w stronę głowy i zastosuj rozwieracze podżebrowe, aby otworzyć pole operacyjne. Ze względu na konieczność częstej manipulacji rozwieraczami i strzykawką 5 ml podczas procedury, wokół nacięcia nie stosuje się obłożeń chirurgicznych. Pracując pod mikroskopem chirurgicznym przy powiększeniu 16x, wypreparuj więzadło okrągłe wątroby oraz lewe więzadło trójkątne, a następnie przetnij lewą żyłę przeponową i odsuń górą środkowy oraz lewy boczny płat wątroby za pomocą wilgotnego tamponu z gazy.Używając pęsety bipolarnej, koaguluj i przecinaj naczynia okołooesophagealne pomiędzy lewym płatem bocznym a przednim płatem współrzędnym. Przesuń jelita poza jamę brzuszną na lewą stronę szczura i przykryj je wilgotnym gazikiem. Odsuń prawy płat boczny ku górze za pomocą wilgotnego gazika.Wyizoluj żyłę główną dolną w odcinku podwątrobowym z tkanki zaotrzewnowej i podwiąż prawą żyłę nadnerczową, którą zostanie przecięta później, tuż przed usunięciem przeszczepu, aby wprowadzić stent do przewodu żółciowego; najpierw podwiąż przewód żółciowy na poziomie rozgałęzienia tętnicy żołądkowo-dwunastniczej. Wykonaj małe nacięcie w przedniej ścianie przewodu żółciowego proksymalnie względem miejsca podwiązania, a następnie, trzymając przednią ścianę nacięcia prostą mikropincetą w lewej ręce, użyj zakrzywionej mikropincety w prawej ręce, aby wprowadzić stent do przewodu. Zabezpiecz go nicią jedwabną 6-0.Pozostaw jeden z przeciętych końców nici na przewodzie żółciowym o długości 4 mm, aby można było go utrzymać podczas późniejszej anastomozy. Uwolnij żyłę wrotną od żyły wrotnej i śledzionowej poprzez ich podwiązanie i przecięcie; podwiąż i przetnij tętnicę gastroduodenalną. Następnie wyizoluj wspólną tętnicę wątrobową od głowy trzustki aż do jej nasady.Obrócić wątrobę w prawo za pomocą patyczków watnych i rozciąć więzadła wokół tylnej części wątroby oraz przełyku po zakończeniu przygotowań. W celu wycięcia wątroby usunąć haki, kleszczyki typu mosquito z wyrostka mieczykowatego oraz strzykawkę 5 ml znajdującą się pod plecami szczura.Wprowadź jelita z powrotem do jamy brzusznej. Wstrzyknij 500 IU heparyny sodowej w dwóch mililitrach roztworu soli fizjologicznej przez żyłę prącia. Po około trzech minutach odstaw strzykawkę pięciomililitrową, kleszczyki chirurgiczne oraz retraktor i podwiąż tętnicę wątrobową wspólną proksymalnie względem jej odejścia.Jeden z przeciętych końców nici pozostaw jako podwiązany dla wspólnej tętnicy wątrobowej. Po dłuższym czasie od zaklemowania żyły głównej dolnej poniżej wątroby, blisko prawej żyły nerkowej, zastosuj kleszczyki typu mosquito.Zaklemuj żyłę wrotną jednorazowym klemem do mikro naczyń poniżej kikuta żyły śledzionowej. Nacinaj ścianę przednią żyły wrotnej i wprowadź cewnik 18 G do żyły wrotnej. Przeperfunduj wątrobę in situ 60 ml zimnego roztworu histydyno-tryptofano-ketoglutaranu.Przy ciśnieniu hydrostatycznym 20 centymetrów, wodą natychmiastowo przecięto przeponę, żyłę główną przednią w klatce piersiowej oraz przednią ścianę żyły głównej podwątrobowej, aby umożliwić wypłukanie roztworu perfuzyjnego z wątroby. Żyłę główną podwątrobową zaklampowano kleszczykami do mikro naczyń tuż poniżej wątroby. Wątrobę wycięto poprzez preparację żyły głównej podwątrobowej.Żyła wrotna, przepona, pozostałe więzadła, prawa żyła nadnerczowa i wspólna tętnica wątrobowa. Wycięcioną wątrobę należy umieścić w zimnym roztworze HTK w metalowym kubku osadzonym w plastikowym pojemniku wypełnionym kruszonym lodem. Procedury dotyczące przeszczepu wątroby wykonuje się w metalowym kubku wypełnionym lodowatym roztworem HTK; w celu przymocowania mankietu do żyły wrotnej należy zakleszczyć pień żyły wrotnej kleszczykami typu DeBakey bulldog i umieścić kleszczyki w pozycji pomostowej nad kubkiem.Przeciągnij żyłę wrotną przez mankiet i ponownie zaklemuj żyłę wrotną wraz z przedłużeniem mankietu w pozycji godziny 12:00, wywiń ścianę żyły wrotnej nad mankiet, aby umieścić kikut żyły śledzionowej na zewnątrz mankietu w pozycji godziny 7:00 i zabezpiecz żyłę wrotną nicią jedwabną 6-0, aby wprowadzić stent do tętnicy wątrobowej. Unieruchom wątrobę, zaklemowując oba brzegi przepony kleszczykami i naciągnij wspólną tętnicę wątrobową, trzymając podwiązaną nić za pomocą zacisku typu bulldog DeBakey i prostych mikronozyczek. Lewą ręką wykonaj małe nacięcie w przedniej ścianie wspólnej tętnicy wątrobowej.Przytrzymać przednią ścianę nacięcia prostą mikropincetą i prawą ręką wprowadzić stent do tętnicy wątrobowej wspólnej. Za pomocą zakrzywionej mikropincety przymocować stent nicią jedwabną 6-0, pozostawiając jeden z przeciętych końców nici o długości 4 mm. Przepłukać wątrobę przez cewnik tętniczy 5 ml zimnego roztworu HTK w przypadku resekcji 50% wątroby.Najpierw zacisnąć tylny płat współrzędności kleszczykami typu mosquito, aby go unieruchomić. Następnie podwiązać jego szypułkę nicią jedwabną 4-0 i wyciąć płat.Przedni płat koronowy usuwa się w ten sam sposób. Następnie obróć plastikowe pudełko o 90 stopni. Zaciśnij prawą krawędź przepony oraz lewą część płata środkowego.Wykonaj niewielkie nacięcie na górnej krawędzi granicy obu części płata przyśrodkowego, a następnie usuń część lewą po podwiązaniu. Po podwiązaniu szypuły nicią jedwabną 4-0 usuń lewy płat boczny i ostrożnie wypal powierzchnię resekcji wątroby kleszczykami bipolarnymi. Masa wątroby została teraz zredukowana o około 50% w celu plastyki żyły głównej dolnej w odcinku nadwątrobowym.Najpierw unieruchom wątrobę, zaciskając oba brzegi przepony kleszczykami typu mosquito. Następnie przytnij ścianę przednią żyły głównej górnej (odcinek nadwątrobowy), usuwając odpowiadający jej fragment przepony. Przymocuj szwy polipropylenowe 2 7 0 od zewnątrz do wewnątrz w obu narożnikach jako szwy stabilizujące do późniejszej anastomozy.Następnie przytnij tylną ścianę żyły głównej dolnej w odcinku nadwątrobowym. Przechowuj graft wątroby w temperaturze 4 °C w roztworze HTK w kąpieli wodnej z lodem. Przygotuj biorcę do operacji w sposób analogiczny do operacji dawcy i otwórz jamę brzuszną, wykonując cięcie w linii pośrodkowej.Umieść wilgotny tampon z gazy nad prawą stroną dwunastnicy i całych jelit, aby uzyskać pole operacyjne wokół żyły wrotnej podwątrobowej. Przesuń lewy płat boczny i środkowy do lewej jamie podprzeponowej, a prawy płat boczny odsunie ku górze za pomocą wilgotnego tamponu z gazy.Wyizoluj żyłę główną dolną poniżej wątroby z tkanki okołotrzewnej, a następnie za pomocą mokiej gazy i tamponów bawełnianych podwiąż i przetnij prawą żyłę nadnerczową. Obróć wątrobę w lewo i rozetnij więzadła znajdujące się z tyłu wątroby. Przetnij przewód żółciowy tuż poniżej odgałęzienia od płata ogonowego.Pozostaw jeden z przeciętych końców nici podwiązany dla przewodu żółciowego o długości czterech milimetrów; podwiąż i przetnij tętnicę gastroduodenalną oraz tętnicę wątrobową właściwą w odległości trzech milimetrów od odgałęzienia z tętnicy wątrobowej wspólnej, aby stworzyć szeroką strukturę tętnicy na końcu tętnicy wątrobowej wspólnej. Zaciśnij dolną część żyły głównej za pomocą metalowego zacisku do mikronaczyni mikro naczyniowego tuż powyżej prawej żyły nerkowej oraz żyłę wrotną na poziomie jej rozwidlenia w wnęce wątroby za pomocą kleszczyków typu mosquito. Zaciśnij górną część żyły głównej wraz z przeponą za pomocą zacisku naczyniowego obwodowego i unieruchom zacisk w bryłce gliny na bazie oleju. Zredukuj znieczulenie izofluranem do 0,4% objętościowo. Wyciśnij natywną wątrobę biorcy, preparując górną część żyły głównej na granicy między górną częścią żyły głównej a wątrobą.Żyła wrotna tuż powyżej szczęki kleszczyków komarowych oraz podwątrobny odcinek żyły głównej dolnej nieco poniżej punktu środkowego między wątrobą a prawą żyłą nerkową. Umieść przeszczep wątroby ortotopowo. Rekonstrukcja naczyń jest najtrudniejszą i najważniejszą częścią tej procedury.Procedurę tę należy przeprowadzić bardzo starannie, lecz szybko. W celu wykonania anastomozy żyły głównej górnej nadwątrobowej szwem ciągłym, należy założyć szew stabilizujący w żyle głównej górnej nadwątrobowej biorcy, prowadząc igłę od wewnątrz na zewnątrz przy użyciu dołączonej nici polipropylenowej 7-0 w prawym rogu przeszczepu, a następnie zawiązać węzeł w ten sam sposób. Drugi szew stabilizujący należy umieścić w lewym rogu.Będzie to pierwszy szew szwu ciągłego. Aby poszerzyć anastomozę, chwyć i utrzymaj szwy za pomocą kleszczyków bulldog DeBakey w obu rogach, wywierając delikatny ciąg w kierunku górno-bocznym. Następnie, w lewym rogu, przebij ścianę po stronie przeszczepu igłą z zewnątrz do wewnątrz, blisko węzła na zewnątrz, i wykonaj od siedmiu do ośmiu szwów wewnątrzświatowo w tylnym rzędzie vena cava w kierunku prawego rogu.Wykonaj pierwsze kilka szwów ostrożnie, tak aby wewnętrzne światła naczyń były skierowane ku sobie w odpowiednim narożniku. Przebij naczynie od strony przeszczepu na zewnątrz nicią polipropylenową 7-0. Przyszyj przedni rząd szwów od zewnątrz, od prawej do lewej strony, wykonując około 10 szwów.Wypłucz wnętrze roztworem Ringera z mleczanami. Aby usunąć pęcherzyki powietrza, wykonaj ostatni szew blisko szwu stabilizującego, a następnie zwiąż je ze sobą. W celu rekonstrukcji żyły wrotnej zaklemuj ją za pomocą klemka do mikronaczyń i przymocuj kleszczyki typu mosquito w glinie. Następnie nacinaj ścianę przednią żyły wrotnej tuż poniżej szczęk kleszczyków mosquito.Przemyj wnętrze odbiorczej żyły wrotnej oraz mankiet roztworem Ringer-laktolem. Wprowadź mankiet do żyły wrotnej i zabezpiecz go okrężnym szwem z nici jedwabnej 6-0. Na koniec przeprowadź reperfuzję wątroby.Usuń strzykawkę o pojemności pięciu mililitrów z grzbietu szczura i zwiększ stężenie izofluranu do 0,8% objętościowo w celu przeprowadzenia rekonstrukcji wątroby techniką stentową. Najpierw chwyć nitkę właściwej tętnicy wątrobowej kleszczykami typu mosquito i unieruchom ją w glinie. Następnie zaklemuj wspólną tętnicę wątrobową biorcy.Wykonaj niewielkie nacięcie w miejscu rozgałęzienia struktury w kształcie litery Y na końcu wspólnej tętnicy wątrobowej, aby utworzyć otwór w kształcie lejka. Przytrzymaj stent umieszczony we wspólnej tętnicy wątrobowej przeszczepu za pomocą zakrzywionej mikropincety. Wsuń stent do wspólnej tętnicy wątrobowej biorcy i zabezpiecz go szwem z nici jedwabnej 6-0. Zwiąż jeden koniec tej nici z nicią 4 mm znajdującą się na wspólnej tętnicy wątrobowej przeszczepu, tak aby obie wspólne tętnice wątrobowe znajdowały się bliżej siebie, co zmniejszy napięcie w miejscu anastomozy.Następnie zwolnij zacisk podczas anastomozy podwątrobowej żyły głównej za pomocą szwu ciągłego, w ten sam sposób co w przypadku nadwątrobowej żyły głównej, lecz stosując więcej szwów z mniejszymi wkłuciami. Po zdjęciu zacisków zwiększ stężenie znieczulenia do 1,0% objętościowo na czas rekonstrukcji przewodu żółciowego. Przymocuj nić przewodu żółciowego biorcy kleszczykami typu mosquito i utrwal ją w glinie.Wykonaj niewielkie nacięcie w przewodzie żółciowym na odpowiednim poziomie, tak aby zrekonstruowany przewód żółciowy nie był zbyt długi. Wprowadź stent i zabezpiecz go nicią jedwabną 6-0. Zawiąż tę nić oraz nić na przewodzie przeszczepionym.W tym momencie wszystkie procedury rekonstrukcyjne zostały zakończone. Zamknij nacięcie brzuszne, stosując ciągłe szwy Vicryl 4-0 nakładane warstwowo. Bezpośrednio po operacji podaj szczurowi biorcy podskórnie iniekcję z sphero sodium i buprenorfiną w łącznej objętości 1.5 milliliters soli fizjologicznej.Pozostaw szczura na 60 minut w specjalnej klatce oddziału intensywnej terapii z ciepłym powietrzem i dopływem tlenu przed przeniesieniem go do zwykłej klatki. Wszystkie szczury biorcy przeżyły do planowanej eutanazji w celu pobrania krwi po 1, 3, 24 i 168 godzinach od reperfuzji wrotnej. Próbki surowicy przeanalizowano pod kątem poziomu aminotransferazy alaninowej, która odzwierciedla stopień uszkodzenia hepatocytów w przeszczepionych graftach wątrobowych po transplantacji.Jak pokazano na tym wykresie, poziomy LT osiągnęły szczyt w 24. godzinie, a następnie spadły do granic normy w ciągu 168 godzin. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat przeprowadzania częściowego topicznego przeszczepu wątroby u szczurów jako powtarzalnego modelu eksperymentalnego do badań nad transplantologią.

surgical-procedures-for-rat-model-partial-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Zabiegi chirurgiczne na modelu szczura z częściowym ortotopowym przeszczepem wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Pomocniczy przeszczep wątroby zapewnia tymczasowe wsparcie w ostrej niewydolności wątroby, aż do regeneracji niewydolnej wątroby. Heterotopowy pomocniczy przeszczep wątroby (HALT) z tętnicą żyły wrotnej (PVA) zapewnia wystarczającą czynność wątroby. Opracowaliśmy analogiczną technikę na szczurach, aby zbadać wpływ tętnicy żyły wrotnej na morfologię i funkcję przeszczepu.

Heterotopowe pomocnicze przeszczepienie wątroby szczura z tętnicą żyły wrotnej o regulowanym przepływie w ostrej niewydolności wątroby

Tutaj przedstawiono protokół polegający na ponownym przeszczepieniu wątroby szczurowi. W szczególności 70% wątroby wycięto in vivo przy użyciu zaktualizowanej techniki hepatektomii zorientowanej na naczynia. Tętnicę wątrobową zrekonstruowano w sposób end-to-side. Technika mankietu została zmodyfikowana w celu skrócenia czasu zespolenia żyły podwątrobowej głównej.

Ponownie zarteryalizowany częściowy przeszczep wątroby szczura z 70% hepatektomią in vivo zorientowaną na naczynia

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Celem tego badania jest modyfikacja modelu ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów, aby lepiej reprezentowała przeszczep wątroby u człowieka i poprawiła przeżywalność biorców. Przedstawiona metoda przywraca dopływ tętniczy wątrobowej poprzez połączenie wspólnej tętnicy wątrobowej wątroby dawcy z właściwą tętnicą wątrobową biorcy.

Zmniejszone powikłania po ponownym połączeniu tętnic w szczurzym modelu ortotopowego przeszczepu wątroby

Opisany tutaj protokół heterotopowego pomocniczego przeszczepu wątroby u szczurów stanowi praktyczne narzędzie badawcze do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu wątrobowego. Model ten pomaga złagodzić przeszkody chirurgiczne i stres zwierząt związany z ortotopowym przeszczepem wątroby u szczurów.

Heterotopowy pomocniczy model przeszczepu szczura całej wątroby z wykorzystaniem hepaticoureterostomii do badań odrzucenia przeszczepu allogenicznego

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów. <br...

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

Tutaj prezentujemy nowy humanizowany model wątroby myszy wygenerowany u myszy z nokautem komórkowym za pośrednictwem receptora alb-toksyny (TRECK)/SCID po przeszczepie niedojrzałych i zdolnych do rozbudowy ludzkich komórek macierzystych wątroby.

Generowanie humanizowanej wątroby myszy przy użyciu ludzkich komórek macierzystych wątroby

Unikalny model zacisku wnękowego wątroby szczura został opracowany do badania wpływu cząsteczek farmakologicznych na łagodzenie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego. Model ten obejmuje bezpośrednią kaniulację dopływu wrotnego do niedokrwionego segmentu wątroby przez odgałęzienie żyły wrotnej, co pozwala na bezpośrednie dostarczenie wątrobowe.

Metoda bezpośredniego segmentalnego dostarczania dowątrobowego przy użyciu modelu klamry Hilar wątroby szczura

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Poznaj technikę częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby u szczurów z rekonstrukcją tętnic wątrobowych. Metoda mikrochirurgiczna umożliwia badania transplantacyjne z oceną uszkodzenia hepatocytów.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Przeglądaj więcej filmów