Name: Badania nad zmianami funkcji obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 59 s
Description: Poznaj zmiany funkcji obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu u myszy. Wykorzystaj techniki elektrofizjologiczne i testy behawioralne, aby zbadać zaburzenia synaptyczne i potencjalne strategie terapeutyczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Elliot Bourgeois za pomoc techniczną. Niniejsza praca została sfinansowana z grantów Narodowych Instytutów Zdrowia (National Institutes of Health) o numerach R01HD059288 oraz R01NS069629.

1. Boczny uraz uderzeniowy cieczą
<ol>
 <li>Zanurzyć mysz w narkozie, podając domięśniowo mieszankę ketaminy i ksylazyny. Następnie przygotować głowę myszy do nacięcia, stosując odkażanie jodyną.</li>
 <li>Wykonać kraniektomię w obszarze prawego ciemienia, używając trepanu o średnicy zewnętrznej 3 mm.</li>
 <li>Zamocować gniazdo igły Luer-loc (średnica wewnętrzna 3 mm) nad miejscem kraniektomii za pomocą cyjanoakrylanu i akrylu stomatologicznego.</li>
 <li>Po 24 h ponownie z narkozować mysz, stosując izofluran drogą wziewną.</li>
 <li>Gdy powróci normalny oddech, ale zanim mysz stanie się wrażliwa na bodźce, podać 20 msec impuls soli fizjologicznej do czaszki za pomocą urządzenia do urazów płynowych (fluid percussion injury device).</li>
 <li>Niezwłocznie po urazie usunąć gniazdo igły, ponownie z narkozować mysz izofluranem i zaszyć skórę głowy. 
 Grupy kontrolne poddane operacji pozorowanej (sham) zostaną poddane identycznej procedurze z pominięciem kroku 1.5.</li>
</ol>
2. Analiza behawioralna - warunkowa reakcja lękowa
<ol>
 <li>Oswajać myszy przez dwa kolejne dni przed treningiem uwarunkowanej reakcji strachu (CFR).</li>
 <li>Umieścić mysz w komorze warunkowania na 3 min, a następnie podać wstrząs podłogowy o natężeniu 1,5 mA przez 2 s. Pozostawić mysz w komorze przez kolejne 30 s.</li>
 <li>Po okresie odroczenia (zazwyczaj 24 h) ponownie umieścić mysz w komorze warunkowania na 5 min. Oceniać zamarcie w odstępach 5 s. 
 Analiza polega na porównaniu względnego czasu zamarcia w dwóch populacjach, w naszym przypadku w grupie myszy z uszkodzeniem mózgu i w grupie kontrolnej poddanej operacji pozorowanej. Niższy wskaźnik zamarcia (w porównaniu z grupą kontrolną) wskazuje na niezdolność do utrzymania skojarzenia między kontekstem a wstrząsem podłogowym, co świadczy o zaburzeniach pamięci i dysfunkcji poznawczej.</li>
</ol>
3. Przygotowanie ostrych skrawków hipokampa
*Uwaga: Znieczulenie z użyciem klosza może być stosowane wyłącznie w procedurach terminalnych (takich jak opisana tutaj dysekcja mózgu).
<ol>
 <li>7 dni po urazie przygotować 1 L sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF) oraz 250 ml roztworu do wycinania z sacharozą.</li>
 <li>Obficie stosować lód, aby upewnić się, że wszystkie instrumenty i roztwory używane podczas przygotowywania skrawków mózgu są lodowate.</li>
 <li>Zznieczylić mysz przy użyciu izofluranu. Szybko i delikatnie wyciąć mózg z myszy i umieścić go w sacharozie.</li>
 <li>Przyciąć mózg i umieścić go na powierzchni do cięcia na kropli superkleju przed blokiem agaru.</li>
 <li>Wyciąć koronalne skrawki o grubości 350 μm; powinno być możliwe uzyskanie 4 lub 5 skrawków z nienaruszonym obwodem hipokampa.</li>
 <li>Inkubować skrawki przez co najmniej 1 hr w temperaturze 37 °C.</li>
</ol>
4. Rejestracja potencjałów pola zewnątrzkomórkowego
<ol>
 <li>Wyciągnij elektrody szklane borokrzemianowe do oporności 2-5 MΩ za pomocą pionowego wyciągacza.</li>
 <li>Umieść skibkę w komorze i włóż elektrodę do uchwytu elektrod.</li>
 <li>Opuść elektrodę stymulującą do skibki w obrębie traktu aksonalnego, takiego jak droga perforantna lub kolaterale Schaffera. Opuść elektrodę rejestrującą na odpowiednią pozycję, monitorując ślady wyjściowe, aby upewnić się, że elektrody znajdują się na tym samym poziomie z (głębokości). Gdy przy stałym poziomie prądu stymulującego osiągnięta zostanie maksymalna odpowiedź, oznacza to, że elektrody znajdują się na tym samym poziomie z.</li>
 <li>Powstały ślad składa się z trzech komponentów: presynaptycznej salwy włókien, polowego pozakomórkowego potencjału postsynaptycznego (fEPSP) oraz postsynaptycznego piku populacyjnego. W niektórych preparatach komponenty te mogą nakładać się czasowo, co utrudnia analizę. W przypadku wątpliwości, czy odpowiedzi są presynaptyczne czy postsynaptyczne, do kąpieli można dodać APV i CNQX w celu zablokowania przekaźnictwa pobudzającego; wtedy wszystkie pozostałe sygnały będą pochodzenia presynaptycznego.</li>
 <li>Protokoły stymulacji różnią się w zależności od trzech odrębnych typów eksperymentów: krzywych wejście/wyjście (input/output), rejestracji podwójnych impulsów oraz eksperymentów nad plastycznością długoterminową. 
 Analiza zazwyczaj polega na pomiarach porównujących nachylenie fEPSP zarówno u myszy z urazami mózgu, jak i w kontrolnej grupie poddanej operacji pozorowanej (sham), z kontrolą siły wejścia poprzez pomiar salwy włókien.</li>
</ol>
5. Wizualizowana rejestracja metodą patch-clamp
<ol>
 <li>Przygotować skrawki, elektrody oraz zestaw do rejestracji zgodnie z opisem powyżej, aż do kroku 4.2.</li>
 <li>Pod uwagę należy brać wyłącznie komórki znajdujące się głębiej niż 80 μm w tkance, ponieważ komórki bliższe powierzchni będą martwe i/lub będą miały ograniczoną łączność synaptyczną. Należy zbliżać elektrodę do komórki, przykładając nadciśnienie, aby zapobiec jej zapchaniu podczas przesuwania się w głąb tkanki. Gdy elektroda delikatnie dotknie komórki, należy przyłożyć podciśnienie w celu utworzenia tzw. „gigaseal” (uszczelnienia gigomohmowego) pomiędzy elektrodą a błoną plazmatyczną.</li>
 <li>Należy przyłożyć krótkie serie podciśnienia, aby przerwać ciągłość błony plazmatycznej pod elektrodą i uzyskać konfigurację whole-cell.</li>
 <li>Należy wyeliminować przejściowe zmiany pojemności za pomocą wzmacniacza oraz skompensować oporność seryjną. Kompensacja oporności seryjnej komórki jest niezbędna dla zapewnienia dokładności pomiarów.</li>
 <li>Można przeprowadzić dwa tryby rejestracji z pojedynczej komórki: clamp prądowy (pomiar napięcia błonowego) oraz clamp napięciowy (pomiar prądu przepływającego przez kanały jonowe w błonie). 
 Możliwe typy analiz są liczne, lecz w naszym przypadku polegają głównie na analizie biofizycznej ilościowo określającej częstotliwość i amplitudę spontanicznych prądów synaptycznych zarówno u myszy z uszkodzeniem mózgu, jak i u kontrolek poddanych operacji pozorowanej.</li>
</ol>
6. Obrazowanie z użyciem barwników wrażliwych na napięcie (VSD)
<ol>
 <li>Przygotować skrawki i aparat do rejestracji zgodnie z opisem powyżej, do kroku 4.2 włącznie.</li>
 <li>Przygotować roztwór zapasu barwnika, mieszając 1 mg di-3-ANEPPDHQ w 50 μl etanolu; rozdzielić w alikwoty po 2 μl do probówek owiniętych folią i przechowywać w temperaturze -20 °C. Pracze roztwór barwnika przygotowywać codziennie poprzez rozcieńczenie 1:200 w aCSF.</li>
 <li>Inkubować skrawki na zwilżonym aCSF papierze filtracyjnym i barwić 90 μl barwnika przez 16 min; wypłukać aCSF i umieścić w komorze rejestracyjnej typu interface.</li>
 <li>Dostosować intensywność stymulacji światłem, aż odpowiedź znajdzie się w środku zakresu kamery. Obrazy są zazwyczaj pozyskiwane z częstotliwością 500-1 000 klatek na sekundę.</li>
 <li>Uruchomić migawkę dla stymulacji światłem na 200 msec przed stymulacją elektryczną, aby umożliwić stabilizację początkowego szybkiego fotowybielania. Przeplatać próby akwizycji między stymulowane elektrycznie a niestymulowane elektrycznie, aby umożliwić późniejszą subtrakcję tła niestymulowanego. Zarejestrować spoczynkową intensywność światła (odczyt fluorescencji przy zamkniętej migawce) przed otwarciem migawki. Każda próba VSD będzie stanowić „film” odczytów fluorescencji o wymiarach x pikseli na y pikseli w czasie. Zarejestrować 10 - 12 prób VSD dla każdego warunku testowego.</li>
 <li>Wszystkie pomiary wykonuje się na wewnątrzpikselowej, znormalizowanej zmianie fluorescencji przed stymulacją elektryczną, dF/F, obliczanej w następujący sposób: 
 Odjąć spoczynkową intensywność światła od surowej próbą akwizycyjnej VSD. Dla każdego piksela w każdej próbie znormalizować wynik według średniej wartości przed stymulacją elektryczną dla danej próby, odejmując jedność. Wykonać to zarówno dla prób stymulowanych elektrycznie, jak i niestymulowanych elektrycznie. Stworzyć średnią próbę „fluorescencji tła” z prób niestymulowanych elektrycznie i odjąć tę próbę tła od prób stymulowanych elektrycznie. Dalszą analizę przeprowadza się zazwyczaj na średniej z 10 - 12 takich prób, które zazwyczaj są również filtrowane przestrzennie i czasowo w celu poprawy stosunku sygnału do szumu.</li>
</ol>
7. Disekcje regionalne do analiz biochemicznych
<ol>
 <li>Wyjąć mózg myszy zgodnie z wcześniej opisaną procedurą.</li>
 <li>Przygotować skrawki przy użyciu urządzenia do cięcia tkanek (tissue chopper).</li>
 <li>Położyć przekrój na płasko, a następnie przeprowadzić mikrodysekcję obszarów CA1 i DG.</li>
 <li>Natychmiast zanurzyć w buforze lizującym zawierającym inhibitor proteaz. Zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C.</li>
</ol>
8. Reprezentatywne wyniki
Nasze eksperymenty zazwyczaj rozpoczynają się od analizy danych behawioralnych w celu potwierdzenia oczekiwanych deficytów poznawczych występujących u myszy z urazami mózgu. Stosujemy test kontekstowej odruchu warunkowego strachu, ponieważ jest to zachowanie zależne od hipokampa, które jest wiarygodne i wymaga jedynie jednej sesji treningowej oraz jednej sesji testowej. Dane przedstawione na Rysunku 2 reprezentują testy behawioralne służące do pomiaru pamięci anterogradej; jednak test ten można również wykorzystać do pomiaru pamięci retrogradej, jeżeli sesja treningowa zostanie przeprowadzona przed urazem.
Potencjały polowe pobudzeniowe postsynaptyczne (fEPSPs) są mierzone w celu określenia wypadkowej skuteczności synaptycznej dużej populacji komórek (Ryc. 3A). Zazwyczaj stosujemy trzy różne typy wzorców stymulacji, z których każdy dostarcza odrębnych wyników i wniosków. Po pierwsze, poprzez stopniowe zwiększanie intensywności stymulacji w serii kroków, tworzymy krzywą wejście/wyjście (Ryc. 3B/C).
Następnie, poprzez dostarczenie dwóch stymulacji o tej samej intensywności oddzielonych krótką przerwą (zazwyczaj 50 msec), badamy potencjalne zmiany w prawdopodobieństwie uwalniania pęcherzyków synaptycznych.; Ponadto często przeprowadzamy eksperymenty dotyczące długotrwałego wzmocnienia synaptycznego (LTP). Po ustaleniu odpowiedzi bazowej dostarcza się krótką stymulację o wysokiej częstotliwości (zazwyczaj 100Hz) przy tej samej intensywności, co wywołuje wewnątrzkomórkową kaskadę prowadzącą do wzmocnionej odpowiedzi synaptycznej po powrocie do normalnej stymulacji.
Aktywność elektryczną komórek w konfiguracji whole-cell patch-clamp można rejestrować w dwóch trybach. W trybie clamp napięciowy (voltage clamp) eksperymentator kontroluje napięcie błony komórki poddanej patch-clampowi względem kąpieli, za pomocą oprogramowania komputerowego powiązanego z wzmacniaczem. W tym przypadku rejestrowane są prądy pośredniczące w zdarzeniach postsynaptycznych, co dostarcza informacji o częstotliwości uwalniania presynaptycznego, liczbie aktywowanych receptorów postsynaptycznych oraz stężeniu neurotransmitera pęcherzykowego (Ryc. 4A). W trybie clamp prądowy (current clamp) eksperymentator manipuluje wstrzykiwanym prądem i mierzy odpowiedź napięciową. Może to być przydatne do określenia charakterystyki potencjału czynnościowego, takiej jak próg potencjału czynnościowego i jego półszerokość. Charakterystyki te pozwalają na funkcjonalną kategoryzację neuronów jako pobudzających lub hamujących na podstawie wzorców generowania potencjałów czynnościowych (Ryc. 4B). W celu weryfikacji tożsamości komórkowej zalecamy wypełnienie komórek barwnikiem Lucifer Yellow po zakończeniu rejestracji i wizualne potwierdzenie tożsamości poprzez obecność lub brak kolców dendrytycznych (Ryc. 4C, D).
Przykład wyników eksperymentu z wykorzystaniem barwnika wrażliwego na napięcie do pomiaru zmian napięcia błony przedstawiono na Rysunku 5. W tym przypadku elektrodę stymulującą umieszczono w drodze kolaterali Schaffera, a następnie przeanalizowano wynikową aktywność neuronalną w obszarze CA1. Barwnik wrażliwy na napięcie nie informuje o bezwzględnych wartościach napięcia błony, lecz o zmianie napięcia względem stanu bazowego bez stymulacji. Jednakże analizy porównujące dwa stany (np. po urazie mózgu w stosunku do grupy operowanej pozornie) mogą być wykorzystane do określenia parametrów czasoprzestrzennych zmian fizjologicznych, których nie można zmierzyć za pomocą fEPSP lub rejestracji metodą patch-clamp whole-cell.
<img alt="Schemat obwodu hipokampa ilustrujący szlaki i regiony neuronalne: CA1, CA2, CA3, DG, kora entorynalna." src="/files/ftp_upload/4411/4411fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Schemat obwodu hipokampa. Przekrój poziomy przez hipokamp. Główne szlaki w obrębie hipokampa zaznaczono kolorem żółtym. Aksony neuronów z kory entorynalnej rzutują poprzez szlak perforujący do zakrętu zębatego, tworząc synapsy z dendrytami komórek ziarnistych zakrętu zębatego. Aksony komórek ziarnistych rzutują poprzez szlak włókien mszystych do obszaru CA3, gdzie tworzą synapsy z dendrytami neuronów CA3. Aksony neuronów CA3 rzutują poprzez szlak kolaterali Schaffera na dendryty komórek piramidowych CA1. Aksony komórek piramidowych CA1 rzutują poza hipokamp poprzez subikulum. Uwaga: Przedstawiono również kolaterale aksonów komórek piramidowych CA3, rzutujące do przeciwległego hipokampa poprzez prążki. (CA1: Cornu Ammonis 1, CA2: Cornu Ammonis 2, CA3: Cornu Ammonis 3, DG: zakręt zębaty, linia przerywana oznacza warstwę ciał komórek, linia ciągła oznacza granice strukturalne.)
<img alt="Wykres słupkowy porównujący procent zamrożenia; grupa sham vs. FPI, wskazujący na istotną różnicę (**)." src="/files/ftp_upload/4411/4411fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Reprezentatywne dane behawioralne. A: Dane behawioralne przedstawiające różnicę w stopniu zamrożenia między myszami z urazem mózgu (FPI) a kontrolną grupą poddaną operacji pozorowanej (sham) w paradygmacie warunkowania lękowego. Trening odbył się w 6tym dniu po urazie, a okres testowy 24 h później. (** oznacza p&lt;.01.)
<img alt="Schematy elektrofizjologiczne z nachyleniem fEPSP, analiza intensywności stymulacji w obszarach CA1 i DG." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/4411/4411fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4411/4411fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Reprezentatywne dane z rejestracji pozakomórkowej. A: Przykład rejestracji polowego pobudzającego potencjału postsynaptycznego (fEPSP) w obszarze CA1. Pierwsze odchylenie w dół to artefakt stymulacji, po którym następuje wolta włókien presynaptycznych, a na końcu fEPSP. B: Krzywe wejście/wyjście przedstawiające spadek wypadkowej skuteczności synaptycznej w CA1 po urazie przez uderzenie cieczą (FPI). C: Krzywe wejście/wyjście przedstawiające wzrost wypadkowej skuteczności synaptycznej w zakręcie zębatym (DG) po FPI. (* oznacza p&lt;.05.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4411/4411fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą rycinę</a>.
<img alt="Wykres aktywności neuronalnej, ślady elektrofizjologiczne, wyniki mikroskopii fluorescencyjnej dendrytów." src="/files/ftp_upload/4411/4411fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Reprezentatywne dane z rejestracji whole-cell patch-clamp. A: Przykład spontanicznego pobudzającego prądu postsynaptycznego (sEPSC) z komórki piramidowej obszaru CA1. B: Przykłady serii potencjałów czynnościowych z komórki piramidowej obszaru CA1 (górny ślad) oraz szybko wyładowującego się neuronu interneuronalnego obszaru CA1 (dolny ślad). C: Przykład wypełnionego Lucifer Yellow hamującego interneuronu obszaru CA1. Zwróć uwagę na brak kolców dendrytycznych (górny panel). D: Przykład wypełnionego Lucifer Yellow neuronu piramidowego obszaru CA1. Zwróć uwagę na obecność kolców dendrytycznych (górny panel). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4411/4411fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną rycinę</a>.
<img alt="Mapowanie aktywności mózgu; elektromagnetyczna mapa ciepła; regiony szare, pomarańczowe i niebieskie; analiza naukowa." src="/files/ftp_upload/4411/4411fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Reprezentatywne dane z obrazowania za pomocą barwników wrażliwych na napięcie.A: Przedstawiony przekrój koronalny hipokampa myszy w celu ukazania anatomii. (DG: zakręt zębaty, CA1: Cornu Ammonis 1) B: Piksele od żółtego do czerwonego reprezentujące aktywność pobudzającą w obszarze CA1 14 msec po stymulacji aferentnych włókien kolaterali Schaffera. Kolor czerwony wskazuje na silniejszą depolaryzację, natomiast żółty na słabszą, lecz wciąż znaczącą depolaryzację. C: Niebieskie piksele reprezentujące miejsca aktywności hamującej w obszarze CA1 56 msec po tej samej stymulacji aferentnych włókien kolaterali Schaffera, która została pokazana na obrazie B. Ciemniejszy odcień niebieskiego wskazuje na silniejszą hiperpolaryzację.

<ol><li>Faul, M., Xu, L., Wald, M. M., Coronado, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+Brain+Injury+in+the+United+States%3A+Emergency+Department+Visits+Hospitalizations+and+Deaths+2002-2006%5BTitle%5D)+AND+%22Centers+for+Disease+Control+and+Prevention%2C+National+Center+for+Injury+Prevention+and+Control%22%5BJournal%5D)">Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits Hospitalizations and Deaths 2002-2006.</a> Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Injury Prevention and Control. , (2010).</li>
<li>McAllister, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropsychiatric+sequelae+of+head+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Psychiatr.+Clin.+North+Am%22%5BJournal%5D)">Neuropsychiatric sequelae of head injuries.</a> Psychiatr. Clin. North Am. 15, 395-413 (1992).</li>
<li>Pierce, J. E., Smith, D. H., Trojanowski, J. Q., McIntosh, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enduring+cognitive%2C+neurobehavioral+and+histopathological+changes+persist+for+up+to+one+year+following+severe+experimental+brain+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22NSC%22%5BJournal%5D)">Enduring cognitive, neurobehavioral and histopathological changes persist for up to one year following severe experimental brain injury in rats.</a> NSC. 87, 359-369 (1998).</li>
<li>Dixon, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fluid+percussion+model+of+experimental+brain+injury+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">A fluid percussion model of experimental brain injury in the rat.</a> J. Neurosurg. 67, 110-119 (1987).</li>
<li>McIntosh, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury+in+the+rat%3A+characterization+of+a+lateral+fluid-percussion+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model.</a> Neuroscience. 28, 233-244 (1989).</li>
<li>Carbonell, W. S., Grady, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+and+temporal+characterization+of+neuronal%2C+glial%2C+and+axonal+response+after+traumatic+brain+injury+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">Regional and temporal characterization of neuronal, glial, and axonal response after traumatic brain injury in the mouse.</a> Acta Neuropathol. 98, 396-406 (1999).</li>
<li>Toth, Z., Hollrigel, G. S., Gorcs, T., Soltesz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instantaneous+perturbation+of+dentate+interneuronal+networks+by+a+pressure+wave-transient+delivered+to+the+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Instantaneous perturbation of dentate interneuronal networks by a pressure wave-transient delivered to the neocortex.</a> J. Neurosci. 17, 8106-8117 (1997).</li>
<li>D'Ambrosio, R., Maris, D. O., Grady, M. S., Winn, H. R., Janigro, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+loss+of+hippocampal+long-term+potentiation%2C+but+not+depression%2C+following+fluid+percussion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Selective loss of hippocampal long-term potentiation, but not depression, following fluid percussion injury.</a> Brain Res. 786, 64-79 (1998).</li>
<li>Witgen, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+hippocampal+alteration+associated+with+cognitive+deficit+following+experimental+brain+injury%3A+A+systems%2C+network+and+cellular+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Regional hippocampal alteration associated with cognitive deficit following experimental brain injury: A systems, network and cellular evaluation.</a> Neuroscience. 133, 1-15 (2005).</li>
<li>Schwarzbach, E., Bonislawski, D. P., Xiong, G., Cohen, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+underlying+the+inability+to+induce+area+CA1+LTP+in+the+mouse+after+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Mechanisms underlying the inability to induce area CA1 LTP in the mouse after traumatic brain injury.</a> Hippocampus. 16, 541-550 (2006).</li>
<li>Cole, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+branched+chain+amino+acids+ameliorate+injury-induced+cognitive+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Dietary branched chain amino acids ameliorate injury-induced cognitive impairment.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 366-371 (2010).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Każda z opisanych powyżej technik przyczynia się do lepszego zrozumienia mechanizmu leżącego u podstaw obserwowanego deficytu behawioralnego. Dzięki połączeniu unikalnych informacji uzyskanych z każdej z metod jesteśmy w stanie zbadać mechanizmy biologiczne z większą precyzją.
	Pomiar fEPSP jest przydatny do ilościowego określenia netto skuteczności synaptycznej dużych, przestrzennie zdefiniowanych obszarów neuronów. Może on również dostarczyć informacji o potencjale grupy komórek do przechodz...

<table><tbody><tr><td>Wzmacniacz Axopatch 200B</td><td>Molecular Devices</td><td>AXOPATCH 200B</td><td>Zestaw do patch-clamp</td></tr><tr><td>Digitalizator Digidata 1322A</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Zestaw do patch-clamp</td></tr><tr><td>Mikromanipulator MP-225</td><td>Sutter</td><td>MP-225</td><td>Zestaw do patch-clamp</td></tr><tr><td>Mikroskop DMLFSA</td><td>Leica</td><td></td><td>Zestaw do patch-clamp</td></tr><tr><td>Wzmacniacz Multiclamp 700B</td><td>Molecular Devices</td><td>MULTICLAMP 700B</td><td>Zestaw wielozadaniowy (polowy)</td></tr><tr><td>Digitalizator Digidata 1440</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Zestaw wielozadaniowy (polowy)</td></tr><tr><td>Mikromanipulator MPC-200</td><td>Sutter</td><td>MPC-200</td><td>Zestaw wielozadaniowy (polowy)</td></tr><tr><td>Mikroskop BX51WI</td><td>Olympus</td><td>BX51WI</td><td>Zestaw wielozadaniowy (polowy)</td></tr><tr><td>Wzmacniacz Axoclamp 900A</td><td>Molecular Devices</td><td>AXOCLAMP 900A</td><td>Zestaw VSD</td></tr><tr><td>Digitalizator Digidata 1322</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Zestaw VSD</td></tr><tr><td>Kamera CCD-SMQ Redshirt</td><td>Redshirt</td><td>NCS01</td><td>Zestaw VSD</td></tr><tr><td>Wibratom VT 1200S</td><td>Leica</td><td>14048142066</td><td></td></tr><tr><td>Wytciągacz elektrod P-30</td><td>Sutter</td><td>P-30/P</td><td></td></tr><tr><td>Koks inhibitor proteaz cOmplete</td><td>Roche</td><td>11697498001</td><td></td></tr></tbody></table>

badania nad zmianami w funkcjonowaniu obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu

Investigations on Alterations of Hippocampal Circuit Function Following Mild Traumatic Brain Injury

Urazy czaszkowo-mózgowe (TBI) dotykają ponad 1,7 miliona osób w Stanach Zjednoczonych każdego roku, a nawet łagodny TBI może prowadzić do trwałych zaburzeń neurologicznych 1. Uważa się, że dwa powszechne i upośledzające objawy występujące u osób, które przeżyły TBI — deficyty pamięci oraz obniżenie progu drgawkowego — są pośrednio wywoływane przez indukowaną przez TBI dysfunkcję hipokampa 2,3. Aby wykazać, w jaki sposób zmieniona funkcja obwodów hipokampa niekorzystnie wpływa na zachowanie myszy po TBI, stosujemy boczne urazowe uderzenie płynowe (lateral fluid percussion injury), powszechnie używany model zwierzęcy TBI, który odtwarza wiele cech ludzkich urazów czaszkowo-mózgowych, w tym utratę komórek neuronalnych, gliozę oraz zaburzenia jonowe 4-6.
	W niniejszej pracy prezentujemy kombinatoryczną metodę badania dysfunkcji hipokampa wywołanej przez TBI. Nasze podejście łączy wiele technik fizjologicznych ex vivo z analizą behawioralną zwierząt oraz analizą biochemiczną, aby zbadać zmiany w hipokampie po TBI. Rozpoczynamy od eksperymentalnego modelu urazu wraz z analizą behawioralną w celu oceny dysfunkcji poznawczych następujących po TBI. Następnie przedstawiamy trzy odrębne techniki rejestracji ex vivo: rejestrację potencjałów polowych zewnątrzkomórkowych, wizualizowany patch-clamp całokomórkowy oraz rejestrację z użyciem barwników wrażliwych na napięcie. Na koniec prezentujemy metodę regionalnej dyssekcji podregionów hipokampa, która może być przydatna do szczegółowej analizy zmian neurochemicznych i metabolicznych po TBI.
	Metody te zostały wykorzystane do zbadania zmian w obwodach hipokampa po TBI oraz do analizy przeciwstawnych zmian w funkcji obwodów sieciowych, które występują w zakręcie zębatym i podregionach CA1 hipokampa (patrz Rycina 1). Zdolność do analizy zmian po TBI w każdym z tych podregionów jest kluczowa dla zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw deficytów behawioralnych i poznawczych wywołanych przez TBI.
	Wieloaspektowy system opisany w niniejszej pracy pozwala badaczom wyjść poza charakterystykę fenomenologii indukowanej stanem chorobowym (w tym przypadku TBI) i określić mechanizmy odpowiedzialne za obserwowaną patologię związaną z TBI.

Omówiono wieloaspektowe podejście do badania zmian funkcjonalnych w obwodach hipokampa. Opisano techniki elektrofizjologiczne wraz z protokołem wywoływania urazu, testami behawioralnymi oraz metodą sekcji regionalnej. Kombinację tych technik można zastosować w podobny sposób w odniesieniu do innych obszarów mózgu i innych problemów naukowych.

Badania nad zmianami w funkcjonowaniu obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu

Urazy czaszkowo-mózgowe (TBI) dotykają każdego roku ponad 1,7 miliona osób w Stanach Zjednoczonych, a nawet łagodne TBI mogą prowadzić do trwałych zaburzeń neurologicznych...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest zbadanie zmian w funkcjonowaniu sieci obszarów mózgu dotkniętych eksperymentalnym modelem łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu. Eksperymenty rozpoczynają się od zastosowania bocznego urazu metodą fluid percussion injury u myszy, co naśladuje zarówno patologię, jak i symptomatologię łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u ludzi. W drugim kroku, w celu oceny upośledzenia funkcji poznawczych wywołanego urazem mózgu, wykorzystuje się zależne od hipokampa zachowanie – warunkową reakcję lękową kontekstową. Następnie, za pomocą rejestracji pozakomórkowych i wewnątrzkomórkowych wraz z barwnikami wrażliwymi na napięcie, określa się regionalnie specyficzne zmiany w równowadze synaptycznej między pobudzającą a hamującą transmisją synaptyczną. W badanym obszarze, którym jest hipokamp, wyniki wykazują specyficzne dla podregionów zmiany w całkowitej skuteczności synaptycznej w hipokampie, opierając się na różnicach między myszami kontrolnymi a myszami z urazem mózgu w trzech opisanych technikach rejestracji.Główną zaletą tego podejścia jest możliwość rozróżnienia wpływu zarówno stanu patologicznego, jak i potencjalnych środków terapeutycznych na wielu skalach fizjologicznych, co pozwala na uzyskanie spójniejszego obrazu deficytów w obrębie tego obwodu. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące urazowego uszkodzenia mózgu, takie jak określenie, które konkretnie neurony są najbardziej podatne na uszkodzenia, a co za tym idzie, w największym stopniu przyczyniają się do dysfunkcji hipokampa po urazie. Implikacje naszego podejścia wykraczają w stronę leczenia urazowego uszkodzenia mózgu, ponieważ pozwala ono najpierw nakreślić mechanizmy podstawowe, a następnie opracować potencjalne terapie w celu przywrócenia prawidłowej fizjologii w obszarach uszkodzonych w wyniku urazu mózgu.W tej procedurze znieczul mysz, podając dootrzewnowo mieszankę ketaminy i ksylazyny. Następnie wykonaj kraniotomię w kształcie litery C nad prawym obszarem ciemieniowym, używając trepanu o średnicy zewnętrznej 3 mm. Następnie przymocuj adapter igły Luer-Lock nad otworem kraniotomii, używając cyjanoakrylanu i akrylu stomatologicznego.Po 24 godzinach poddaj mysz znieczuleniu przy użyciu izofluranu drogą wziewną. Gdy oddech wróci do normy, lecz zanim mysz stanie się wrażliwa na bodźce, podaj 20 milisekundowy impuls soli fizjologicznej na czaszkę za pomocą urządzenia do urazów płynnych (fluid percussion injury device). Natychmiast po urazie zdejmij adapter. Następnie ponownie znieczul mysz izofluranem i zaszyj skórę głowy.Przez dwa kolejne dni przed treningiem warunkowej reakcji lękowej należy oswajać mysz poprzez manipulację. W dniu treningu umieść mysz w komorze warunkującej na trzy minuty, a następnie podaj wstrząs podłogowy o natężeniu 1,5 amp przez dwie sekundy. Po tym pozostaw mysz w komorze na dodatkowe 30 sekund przed jej wyjęciem.Po 24-godzinnym okresie oczekiwania należy ponownie umieścić mysz w komorze warunkującej na pięć minut, a następnie ocenić stopień zamrożenia w pięciosekundowych odstępach czasu siedem dni po urazie. Należy przygotować jeden litr sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego oraz 250 mililitrów roztworu cukrowego do cięcia. Należy upewnić się, że wszystkie instrumenty i roztwory wykorzystywane podczas przygotowywania skrawków mózgu są schłodzone w lodzie.Szybko i delikatnie znieczul mysz przy użyciu izofluranu. Wyjmij mózg z organizmu myszy i umieść go w sacharozie. Następnie przytnij mózg.Umieść świeżo odciętą powierzchnię brzuszną mózgu na kropli superglue na stole Vibram przed blokiem agaru. Wykonaj przekroje koronalne o grubości 350 micron. Powinno być możliwe uzyskanie czterech lub pięciu plastrów z nienaruszonym obwodem hipokampa.Następnie inkubować skrawki przez co najmniej jedną godzinę w temperaturze 37 °C. Teraz przygotować elektrody borokrzemianowe o oporności od dwóch do pięciu megaomów. Za pomocą wyciągacza pionowego przenieść skrawek do komory, a następnie umieścić elektrodę w uchwycie elektrod do rejestracji pozakomórkowych potencjałów polowych.Umieść elektrodę stymulującą nad traktem aksonalnym w skrawku, np. nad drogą perienteryczną lub kolateralami Shafera. Następnie kontynuuj wprowadzanie elektrody rejestrującej w głąb skrawka. W kolejnym kroku podaj pojedynczy impuls elektryczny, aby wywołać polowy zewnątrzkomórkowy potencjał postsynaptyczny.Kontynuuj stymulację, zmieniając głębokość elektrody rejestrującej pomiędzy bodźcami, aż do uzyskania maksymalnej odpowiedzi. Jest to wskazanie, że elektrody znajdują się na tym samym poziomie. Analiza zazwyczaj składa się z pomiarów obejmujących porównanie amplitudy wolty włókien u myszy z uszkodzeniem mózgu oraz w grupie operowanej pozornie w celu oceny aktywacji presynaptycznej, a także porównanie nachylenia fEPSP w celu oceny aktywacji postsynaptycznej. W przypadku rejestracji metodą patch clamp ponownie przenieś skrawek do komory i obniż elektrodę rejestrującą.Zbliż elektrodę do komórki, przykładając ciśnienie dodatnie, aby zapobiec zapchaniu się elektrody rejestrującej podczas przesuwania jej przez tkankę. Gdy elektroda delikatnie dotknie komórki, przyłóż ciśnienie ujemne, aby utworzyć giga-uszczelnienie (giga seal) między elektrodą a błoną plazmatyczną. Następnie zastosuj krótkie impulsy ciśnienia ujemnego, aby przerwać ciągłość błony plazmatycznej i uzyskać konfigurację whole-cell.Wyeliminuj przejściowe zjawiska pojemnościowe za pomocą wzmacniacza i skompensuj rezystancję szeregową, aby zapewnić dokładność pomiarów. Następnie określ i porównaj częstotliwość oraz amplitudę spontanicznych prądów synaptycznych u myszy z urazami mózgu oraz w grupie kontrolnej poddanej operacji pozorowanej. Na tym etapie przygotuj roztwór zapasowy barwnika, mieszając 1 mg barwnika three onap DHQ w 50 µL etanolu.Rozdziel dwa mikrolitry w alikwotach do probówek owiniętych folią i przechowuj w temperaturze -20 °C. Roboczy roztwór barwnika przygotowuj codziennie w rozcieńczeniu 1:200 w A CSF. Następnie inkubuj skrawek na zwilżonym A CSF papierze filtracyjnym i barw 90 mikrolitrami barwnika przez 16 minut.Następnie wypłucz go i umieść w komorze rejestrującej interfejs. Umieść elektrody stymulujące i rejestrujące zgodnie z opisem w sekcji rejestracji potencjału pola zewnątrzkomórkowego.Dostosuj natężenie stymulacji światłem tak, aby odpowiedź znajdowała się w centrum pola widzenia kamery. Obrazy zakresu są zazwyczaj pozyskiwane z częstotliwością od 500 do 1000 klatek na sekundę. Uruchom migawkę dla stymulacji światłem na 200 milisekund przed stymulacją elektryczną, aby umożliwić stabilizację początkowego szybkiego fotowybielania.Przerwa między próbami trwa 10 sekund. Należy przeplatać próby akwizycji ze stymulacją elektryczną i bez stymulacji elektrycznej, aby umożliwić późniejsze odjęcie tła z prób bez stymulacji. Następnie należy zarejestrować natężenie światła spoczynkowego przed otwarciem migawki.Każdy pomiar VSD można analizować jako film z odczytami fluorescencji. Oznacza to, że każdy pomiar stanowi trójwymiarową macierz danych z wartościami w przestrzennych wymiarach X i Y w czasie. Należy zarejestrować od 10 do 12 pomiarów VSD dla każdego warunku testowego i obliczyć wewnątrzpikselową znormalizowaną zmianę fluorescencji przed naświetleniem zgodnie z załączonym manuskryptem.Na tym rysunku przedstawiono przykład rejestracji fEPSP w obszarze CA1. Pierwsze wychylenie w dół to artefakt stymulacji, po którym następuje wolta włókien presynaptycznych, a następnie fEPSP. Poniżej znajdują się krzywe wejście-wyjście obrazujące spadek całkowitej skuteczności synaptycznej w CA1 po urazie spowodowanym uderzeniem cieczy (fluid percussion injury).A tutaj znajdują się krzywe wejścia i wyjścia przedstawiające wzrost netto skuteczności synaptycznej w zakręcie zębatym po FPI. Przedstawiono tutaj przykład spontanicznego pobudzającego prądu postsynaptycznego z komórki piramidalnej obszaru CA1. Tutaj widoczny jest przykład serii potencjałów czynnościowych z komórki piramidalnej obszaru CA1 oraz szybko strzelającego neuronu interneurona obszaru CA1.Jest to wypełniony barwnikiem Lucifer yellow neuron hamujący typu CA1 bez kolców dendrytycznych, a tutaj znajduje się wypełniony barwnikiem Lucifer yellow neuron piramidowy CA1 z kolcami dendrytycznymi. Rysunki przedstawiają koronalny przekrój hipokampa myszy. Piksele od żółtych do czerwonych reprezentują aktywność pobudzającą w obszarze CA1 14 ms po stymulacji aferentnych włókien kolaterali Schaffera.Kolor czerwony oznacza silniejszą depolaryzację, natomiast żółty wskazuje na mniejszą, lecz wciąż znaczącą depolaryzację. Niebieskie piksele reprezentują miejsca aktywności hamującej w obszarze ca 1 56 milisekund po tej samej stymulacji aferentnych kolaterali Schaffera, przy czym ciemniejszy niebieski oznacza silniejszą hiperpolaryzację. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak łączyć wiele technik rejestracji ex vivo w celu zbadania istotnego klinicznie stanu patologicznego związanego z dysfunkcją obwodów.

investigations-on-alterations-hippocampal-circuit-function-following

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Badania nad zmianami funkcji obwodu hipokampa po lekkim urazie mózgu

Źródło: Macheda, T., et. al. Elektromagnetycznie sterowany model zamkniętej głowy łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u myszy. J. Vis. Exp. (2022)Ten film demonstruje procedurę wywoływania urazu głowy w modelu myszy przy użyciu klatki stereotaktycznej. Kontrolowane uderzenie replikuje łagodne urazowe uszkodzenie mózgu, umożliwiając naukowcom badanie skutków neurologicznych i powrotu do zdrowia poprzez pomiar odruchów i zachowań po urazie.

Indukcja łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu w modelu mysim

Źródło: Braeckman, K., et. al. Zaawansowane obrazowanie dyfuzyjne w hipokampie szczurów z łagodnym urazowym uszkodzeniem mózgu. J. Vis. exp. (2019)Ten film demonstruje zastosowanie obrazowania dyfuzyjnego do oceny zmiany mikrostrukturalne w hipokampie szczura po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu (mTBI), podkreślające uszkodzenie aksonów poprzez precyzyjne skanowanie MRI i analizę dyfuzji.

Obrazowanie dyfuzyjne hipokampa szczura z łagodnym urazowym uszkodzeniem mózgu

Opisujemy dwie metody wizualizacji i kwantyfikacji arboryzacji dendrytycznej w hipokampie modeli mysich: obrazowanie w czasie rzeczywistym i rozszerzoną głębię ostrości. Podczas gdy pierwsza metoda pozwala na zaawansowane śledzenie topograficzne i ilościowe określenie zakresu rozgałęzień, druga pozwala na szybką wizualizację drzewa dendrytycznego.

Ocena arboryzacji dendrytycznej w zakręcie zębatym okolicy hipokampa u myszy

Opisujemy użycie mikrodysekcji laserowej do uzyskania próbek różnych populacji komórek z różnych regionów mózgu do analizy genów i mikroRNA. Technika ta pozwala na badanie zróżnicowanych skutków urazowego uszkodzenia mózgu w określonych obszarach mózgu szczura.

Stereotaktyczne przechwytywanie laserowe pod kontrolą atlasu Mikrodysekcja obszarów mózgu dotkniętych urazem urazowym

Przedstawiono tutaj protokół indukcji rozlanego urazowego uszkodzenia mózgu za pomocą urządzenia do bocznego wkłuwania płynu, a następnie pobierania zawartości kątnicy do analizy mikrobiomu jelitowego.

Badanie zmian w mikrobiocie kątnicy po urazowym uszkodzeniu mózgu u myszy

Ogólnym celem tej procedury jest uzyskanie ilościowych informacji mikrostrukturalnych o hipokampie u szczura z łagodnym urazowym uszkodzeniem mózgu. Odbywa się to za pomocą zaawansowanego protokołu obrazowania rezonansu magnetycznego ważonego dyfuzją oraz analizy parametrycznych map dyfuzji opartej na obszarze zainteresowania.

Zaawansowane obrazowanie dyfuzyjne w hipokampie szczurów z łagodnym urazowym uszkodzeniem mózgu

Prezentujemy tutaj protokół modelu fali uderzeniowej dla gryzoni w celu zbadania neurobiologicznych i patofizjologicznych skutków łagodnego do umiarkowanego urazowego uszkodzenia mózgu. Stworzyliśmy zasilany gazem, laboratoryjny zestaw wyposażony w czujniki ciśnienia, co pozwala na niezawodne i powtarzalne generowanie łagodnych lub umiarkowanych urazowych uszkodzeń mózgu wywołanych wybuchem.

Model fali uderzeniowej o niskiej intensywności do przedklinicznej oceny łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u gryzoni

Protokół opisuje łagodne urazowe uszkodzenie mózgu w modelu mysim. W szczególności w pełni wyjaśniony jest protokół krok po kroku mający na celu wywołanie łagodnego urazu głowy w linii środkowej oraz charakterystyka modelu zwierzęcego.

Elektromagnetycznie sterowany model zamkniętej głowy łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u myszy

Tutaj pokazano, jak model urazu głowy w stanie czuwania może być wykorzystany do zbadania wpływu powtarzających się łagodnych urazów mózgu (r-mTBI) na plastyczność synaptyczną w hipokampie. Model replikuje ważne cechy r-mTBI u pacjentów i jest stosowany w połączeniu z elektrofizjologią in vitro.

Ocena zmian plastyczności synaptycznej przy użyciu modelu łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu w stanie czuwania

Ten protokół przedstawia zmodyfikowany mysi model powtarzalnego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu (rmTBI) wywołanego metodą zamkniętego urazu głowy (CHI). Podejście to obejmuje cieńsze okienko czaszki i płynną stymulację w celu zmniejszenia stanu zapalnego często spowodowanego ekspozycją opon mózgowych, a także lepszą odtwarzalność i dokładność w modelowaniu rmTBI u gryzoni.

Zmodyfikowany mysi model powtarzającego się łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu z przerzedzonym okienkiem czaszki i płynną stymulacją

W tym miejscu przedstawiamy protokół mający na celu ustanowienie modelu zwierzęcego z zamkniętym urazem głowy, replikującego wynik neuroobrazu niepowikłanego, łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu z zachowaną strukturą mózgu w ostrej fazie i długotrwałym zanikiem mózgu. Podłużne obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego jest podstawową metodą stosowaną do celów dowodowych.

Opracowanie nieskomplikowanego modelu łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu zmodyfikowanego metodą Weight-Drop i potwierdzonego rezonansem magnetycznym

Poznaj zmiany funkcji obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu u myszy. Wykorzystaj techniki elektrofizjologiczne i testy behawioralne, aby zbadać zaburzenia synaptyczne i potencjalne strategie terapeutyczne.

Badania nad zmianami w funkcjonowaniu obwodów hipokampa po łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu

Przeglądaj więcej filmów