Name: Powiązanie ryzyka drapieżnictwa, stresu fizjologicznego roślinożerców i mikrobiologicznego rozkładu ściółki roślinnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 20 s
Description: Odkryj wpływ ryzyka drapieżnictwa na skład chemiczny roślinożerców i rozkład ich szczątków w glebie. Metoda ta pozwala badać cykl nutrientów w ekosystemach trawiastych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Te badania były wspierane przez fundusze z Instytutu Klimatu i Energii Yale oraz Narodowej Fundacji Nauki USA.

1. Hodowla koników polnych w warunkach stresowych i bezstresowych
<ol>
 <li>Użyć okrągłych, zamkniętych mezokosmosów o powierzchni 0,5 m2, aby zapobiec emigracji lub imigracji gatunków zwierząt (Rycina 1). Mezokosmosy należy zbudować, wykorzystując odcinki ogrodzenia aluminiowego z siatki o oczkach ¼", o długości 2,4 m i wysokości 1,5 m, jako stelaż. Ogrodzenie należy pokryć fragmentami aluminiowej siatki okiennej o długości 2,5 m i wysokości 1,75 m, zagiętej nad górną i dolną krawędzią ogrodzenia i zszytej zszywkami wzdłuż zagięcia. Końce ogrodzenia należy połączyć, tworząc zamknięty okrąg, a następnie zszyć nakładające się fragmenty siatki okiennej, aby zapewnić szczelność. Mezokosmos należy osadzić w glebie w terenie, wykopując wokół jego podstawy rów o głębokości 10 cm i szerokości 4 cm, umieścić w nim mezokosmos, a następnie ubić darń wokół zatopionej części. Do góry mezokosmu należy przymocować zszywkami okrągły kawałek siatki okiennej.</li>
 <li>Mezokosmosy należy rozmieścić w terenie zgodnie z powtórzonym, sparowanym schematem eksperymentalnym. Lokalizacje poletek powinny być dobrane tak, aby odpowiadały tożsamości gatunkowej roślin oraz ich względnemu pokryciu. Klatki należy wbić na głębokość 10 cm w grunt w miejscu poletki.</li>
 <li>Za pomocą siatki entomologicznej należy zebrać nimfy koników polnych we wczesnym (2.nd) stadium rozwojowym i wprowadzić je do mezokosmosów w naturalnych zagęszczeniach terenowych.</li>
 <li>Za pomocą siatki entomologicznej należy odłowić osobniki dominującego gatunku pająka drapieżnego polującego metodą „czekaj i atakuj” (nie tkającego sieci). Chelicery pająka (części gębowe służące do obezwładniania ofiar) należy zakleić szybko schnącym cementem, aby oddzielić efekty stresu od faktycznej selekcji przeżywalności faworyzującej osobniki koników polnych o lepszych zdolnościach unikania drapieżnictwa pająków. Pająki należy wprowadzić w zagęszczeniach terenowych do jednego mezokosmosu z każdej pary. Będzie to grupa traktowana stresem. Mezokosmosy bez pająków stanowić będą grupę kontrolną (bezstresową).</li>
 <li>Należy pozwolić nimfom koników polnych na rozwój do późnych (4.th i 5.th) stadiów rozwojowych. Wszystkie osobniki należy zebrać z klatek i losowo przydzielić osobniki z każdej klatki do jednej z trzech następujących grup badawczych: (1) walidacja fizjologicznego stanu stresu; (2) walidacja zmiany w stechiometrii pierwiastkowej organizmu; (3) rozkład mikrobiologiczny.</li>
</ol>
2. Walidacja stanu stresu konika polnego
<ol>
 <li>Zmierz standardową przemianę materii (SMR) konika polnego jako szybkość emisji dwutlenku węgla (<img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq1.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq1highres.jpg" alt='Symbol objętości dwutlenku węgla; "V̇co₂", stosowany w badaniach oddechowych i analizie wymiany gazowej.' data-altupdatedat="1787630408000">) w przepływowym systemie respirometrycznym z natężeniem przepływu powietrza 200 ml/min. Usuń parę wodną, przepuszczając przepływające powietrze przez środek osuszający.</li>
 <li>Po 16 h głodówki (woda powinna być dostępna), zważ poszczególne osobniki koników polnych (±0.1 mg) i umieść je w przezroczystych komorach respirometrycznych o pojemności 50 ml (9.2 cm L x 2.0 cm D), pozwalając im na regenerację po manipulacjach przez co najmniej 10 min przed rozpoczęciem pomiarów.</li>
 <li>Przy stałej średniej temperaturze otoczenia (wariancja temperatury ± 1% błędu standardowego) wewnątrz komory respirometrycznej, przeanalizuj powietrze wydechowe za pomocą analizatora CO2 na podczerwień (np. Qubit S151- 1 ppm rozdzielczości). Zmierz średnią minimalną wartość <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq1.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq1highres.jpg" alt='Symbol objętości dwutlenku węgla; "V̇co₂", stosowany w badaniach oddechowych i analizie wymiany gazowej.' data-altupdatedat="1787630408000"> w stanie stacjonarnym przez 10 min.</li>
 <li>Analizator podaje ułamkowe stężenie CO2 (części na milion), jednak SMR należy raportować jako szybkość, zatem należy przekształcić zapisy zgodnie ze wzorem <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq2n.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq2nhighres.jpg" alt="Równowaga statyczna, wzór: V̇co2 = FR(F'eCO2 - FiCO2)/{1 - F'eCO2[1 - (1/RQ)]}; równanie symboliczne." data-altupdatedat="1787630408000">, gdzie <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq3n.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq3nhighres.jpg" alt="Równanie ułamkowego stężenia wlotowego, FICO2, zapis naukowy, analiza CO2." data-altupdatedat="1787630408000"> <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq4n.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq4nhighres.jpg" alt="Wzór FeCO2; pomiar stężenia CO2; równanie; analiza oddechowa." data-altupdatedat="1787630408000"> <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq5n.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq5nhighres.jpg" alt="Równanie natężenia przepływu FR=natężenie przepływu (mL min⁻¹); pomoc w analizie procesów chemicznych." data-altupdatedat="1787630408000"> <img src="/files/ftp_upload/50061/50061eq6n.jpg" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061eq6nhighres.jpg" alt="Wzór na iloraz oddechowy, RQ=iloraz oddechowy, słowa kluczowe edukacyjne, zapis naukowy." data-altupdatedat="1787630408000"> przyjęto jako równe 0.85 w przypadku zwierząt roślinożernych.</li>
</ol>
3. Walidacja przesunięcia w stechiometrii pierwiastkowej organizmu
<ol>
 <li>Oznaczyć zawartość węgla i azotu (C:N) w próbce koników polnych zebranych z mezokosmosów polowych.</li>
 <li>Zredukować zmienność stosunku C:N wynikającą z niedawnego spożycia pokarmu poprzez usunięcie zawartości jelit koników polnych pod mikroskopem stereoskopowym.</li>
 <li>Liofilizować opróżnione jelita oraz ciało przez 48 h, a następnie rozetrzeć poszczególne tułowia i jelita na jednorodny proszek.</li>
 <li>Zmierzyć zawartość C:N w proszku przy użyciu autoanalizatora CNH.</li>
</ol>
4. Rozkład mikrobiologiczny
<ol>
 <li>Umieść powtórzone pary obręczy z PVC (średnica 15,4 cm, wbitą na głębokość ok. 4 cm w glebę) na obszarze badawczym (Rysunek 3C). Usuń całą roślinność w ich wnętrzu poprzez przycięcie przy powierzchni gleby. Obręcze te są wykorzystywane do pomiarów rozkładu. Dodatkowo, rozmieść na obszarze badawczym zestaw obręczy z PVC, które będą służyć jako kontrole naturalnej zawartości 13C (patrz poniżej), do których nie dodaje się ani koników polnych, ani ściółki trawiastej.</li>
 <li>Do jednej obręczy z każdej pary dodaj 2 nienaruszone, liofilizowane zwłoki koników polnych (odnotuj dodaną biomasę) hodowanych z ryzykiem drapieżnictwa, zgodnie z powyższym opisem, przy użyciu klatek polowych. Do drugiej obręczy z każdej pary dodaj 2 nienaruszone liofilizowane zwłoki osobników hodowanych bez ryzyka drapieżnictwa.</li>
 <li>Przykryj obręcze z PVC siatką, aby zapobiec usuwaniu zwłok koników polnych z poletek przez padlinożerców, i pozostaw zwłoki koników polnych do rozkładu na 40 dni.</li>
 <li>Podczas rozkładu zwłok, oznakuj ściółkę trawiastą izotopem 13C.
 <ol>
 <li>Zbuduj przezroczystą komorę z pleksiglasu (60 cm x 60 cm x 1,5 m) z zaworem wlotowym i wylotowym (Rysunek 3B).</li>
 <li>Wbij w ziemię na głębokość 5 cm kwadratową drewnianą ramę o wymiarach 60 cm x 60 cm z uszczelką gumową pokrytą smarem silikonowym (Rysunek 3B).</li>
 <li>Nasuń komorę na drewnianą ramę tak, aby komora została uszczelniona gumą (Rysunek 3B).</li>
 <li>Podłącz wloty komory do butli z gazem sprężonym zawierającym 99 atom% 13CO2. Rośliny wewnątrz komory zostaną oznakowane 13C, przy czym stężenia CO2 są utrzymywane na poziomach otoczenia (ponieważ podwyższenie stężeń zmienia podział węgla w roślinie). Poziomy otoczenia są utrzymywane poprzez podawanie oznakowanego CO2 jedynie w krótkich impulsach. Ponadto monitorowana jest temperatura wewnątrz komory, a komory są usuwane, jeśli temperatura wzrośnie o 5 °C powyżej temperatury otoczenia.</li>
 <li>Tydzień po oznakowaniu porównaj δ13C ściółki trawiastej z wartościami naturalnej zawartości pobranymi z losowej próbki tych samych gatunków traw za pomocą izotopowego spektrometru mas Thermo DeltaPlus (Thermo, San Jose, CA, USA).</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Po 40 dniach dodaj 10 g wysuszonej powietrzem, oznakowanej 13C ściółki trawiastej do każdej obręczy, do której wcześniej dodano zwłoki koników polnych.</li>
 <li>Monitoruj tempo mineralizacji ściółki trawiastej in situ przez 75 dni, zamykając każdą obręczy i śledząc zarówno całkowitą respirację gleby, jak i respirację 13CO2. Jest to realizowane przy użyciu techniki komory przepływowej, w której próbki gazu z każdej obręczy są monitorowane w czasie rzeczywistym przez 8 min każda, wykorzystując spektroskopię ring-down wnękowej (CRDS; Picarro Inc., Santa Clara, CA, USA; Model: G1101-i). CRDS umożliwia jednoczesne śledzenie całkowitej respiracji gleby oraz wartości δ13C.</li>
 <li>Oszacuj wkład oznakowanej 13C ściółki trawiastej do całkowitej respiracji gleby za pomocą równań mieszania izotopów. Ilość CO2 pochodzącego ze ściółki trawiastej oblicza się następująco: Cgrass-litter derived = Ctotal × (δ13Crespiration- δ13Cnat.abn.)/ (δ13Cgrass-litter- δ13Cnat.abn), gdzie Ctotal to całkowita ilość C wydzielonego podczas danego pomiaru, δ13Crespiration to δ13C wydzielonego węgla dla obręczy z dodatkiem oznakowanej ściółki trawiastej, δ13Cnat.abn. to średnie δ13C wydzielonego węgla w trzech obręczach o naturalnej zawartości (tzn. tych, do których nie dodano ściółki), a δ13Cgrass-litter to δ13C ściółki trawiastej dodanej do obręczy.</li>
 <li>Monitoruj temperaturę i wilgotność gleby w trakcie trwania eksperymentu za pomocą sond ręcznych, aby skorygować różnice w respiracji gleby wynikające z różnic w temperaturze i wilgotności.</li>
 <li>Mimo że instrument do spektroskopii ring-down wnękowej (Picarro Inc., Santa Clara, CA, USA; Model: G1101-i) jest przeznaczony do użytku polowego, jego odczyty są wrażliwe na ruchy. Dlatego należy ustawić główną stację pomiarową w centrum wszystkich poletek z obręczami z PVC i połączyć instrument z obręczami za pomocą rurek z PVC.</li>
</ol>

<ol><li>Wardle, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+linkages+between+aboveground+and+belowground+biota%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Ecological linkages between aboveground and belowground biota.</a> Science. 304, 1629-1633 (2004).</li>
<li>Hattenschwiler, S., Tiunov, A. V., Scheu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodiversity+and+litter+decomposition+in+terrestrial+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Ecol.+Syst%22%5BJournal%5D)">Biodiversity and litter decomposition in terrestrial ecosystems.</a> Annu. Rev. Ecol. Syst. 36, 191-218 (2005).</li>
<li>Cebrian, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+first-order+consumers+in+ecosystem+carbon+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Role of first-order consumers in ecosystem carbon flow.</a> Ecol. Lett. 7, 232-240 (2004).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Aboveground-Belowground+Linkages%22">Aboveground-Belowground Linkages</a>. Bardgett, R. D., Wardle, D. A. , Oxford University Press. Oxford. (2010).</li>
<li>Schmitz, O. J., Hawlena, D., Trussell, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predator+control+of+ecosystem+nutrient+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Predator control of ecosystem nutrient dynamics.</a> Ecol. Lett. 13, 1199-1209 (2010).</li>
<li>Hawlena, D., Strickland, M. S., Bradford, M. A., Schmitz, O. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fear+of+predation+slows+plant+litter+decomposition%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Fear of predation slows plant litter decomposition.</a> Science. 336, 1434-1438 (2012).</li>
<li>Hawlena, D., Schmitz, O. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+stress+as+a+fundamental+mechanism+linking+predation+to+ecosystem+functioning%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+Nat%22%5BJournal%5D)">Physiological stress as a fundamental mechanism linking predation to ecosystem functioning.</a> Am. Nat. 176, 537-556 (2010).</li>
<li>Stoks, R. D. eB. lock, M,, McPeek, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alternative+growth+and+energy+storage+responses+to+mortality+threats+in+damselflies%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Alternative growth and energy storage responses to mortality threats in damselflies.</a> Ecol. Lett. 8, 1307-1316 (2005).</li>
<li>Hawlena, D., Schmitz, O. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herbivore+physiological+response+to+predation+risk+and+implications+for+ecosystem+nutrient+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Herbivore physiological response to predation risk and implications for ecosystem nutrient dynamics.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 15503-15507 (2010).</li>
<li>Schimel, J. P., Weintraub, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+implications+of+exoenzyme+activity+on+microbial+carbon+and+nitrogen+limitation+in+soil%3A+a+theoretical+model%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Biol.+Biochem%22%5BJournal%5D)">The implications of exoenzyme activity on microbial carbon and nitrogen limitation in soil: a theoretical model.</a> Soil Biol. Biochem. 35, 1-15 (2003).</li>
<li>Allison, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+levels+of+nitrogen+addition+stimulate+decomposition+by+boreal+forest+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Biol.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Low levels of nitrogen addition stimulate decomposition by boreal forest fungi.</a> Soil Biol. Biochem. 41, 293-302 (2009).</li>
<li>Bump, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ungulate+carcasses+perforate+ecological+filters+and+create+biogeochemical+hotspots+in+forest+herbaceous+layers+allowing+trees+a+competitive+advantage%5BTitle%5D)+AND+%22Ecosystems%22%5BJournal%5D)">Ungulate carcasses perforate ecological filters and create biogeochemical hotspots in forest herbaceous layers allowing trees a competitive advantage.</a> Ecosystems. 12, 996-1007 (2009).</li>
<li>Yang, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Periodical+cicadas+and+resource+pulses+in+North+American+forests%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Periodical cicadas and resource pulses in North American forests.</a> Science. 306, 1565(2004).</li>
<li>Belovsky, G. E., Slade, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+herbivory+accelerates+nutrient+cycling+and+increases+plant+production%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Nat.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Insect herbivory accelerates nutrient cycling and increases plant production.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 97, 14412(2000).</li>
<li>Frost, C. J., Hunter, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recycling+of+nitrogen+in+herbivore+feces%3A+plant+recovery%2C+herbivore+assimilation%2C+soil+retention%2C+and+leaching+losses%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Recycling of nitrogen in herbivore feces: plant recovery, herbivore assimilation, soil retention, and leaching losses.</a> Oecologia. 151, 42(2007).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Przedstawiona tu sekwencja metod powinna pozwolić na systematyczny pomiar sposobu, w jaki stres u gatunków tworzących nadziemne sieci pokarmowe może pobudzać zbiorowiska mikroorganizmów glebowych w sposób, który prowadzi do zmiany późniejszego rozkładu ściółki roślinnej. Metody te są idealne do badania ekosystemów składających się z konsumentów stawonogów i roślin zielnych, ponieważ nienaruszone sieci pokarmowe mogą być ograniczone przestrzennie i zawarte w mezokosmosach.
Zmienność przestrzenna może występować ze względu na gradienty wilgotności tła gleby, temperatury gleby, zawartości składników odżywczych roślin itp. Projekt badania pozwala na ustawienie mescosmów i kołnierzy PVC w celu zablokowania wzdłuż przestrzennych gradientów środowiskowych, a tym samym uwzględnienia takiej zmienności środowiskowej podczas analizy efektów.
Chociaż przeznaczony do użytku w terenie, instrument do spektroskopii pierścieniowej (Picarro Inc., Santa Clara, CA, USA; Model: G1101-i) odczyty są wrażliwe na ruch. W związku z tym należy postawić centralną stację pomiarową na wszystkich działkach, na których znajdują się kołnierze z PCV i połączyć przyrząd z kołnierzami za pomocą odcinków rurek PVC.
Rozkład ściółki glebowej tradycyjnie mierzy się poprzez zamknięcie znanych ilości ściółki w workach z siatki z włókna szklanego, osadzenie worków na powierzchni gleby na polu i okresowe ponowne mierzenie worków w celu ilościowego określenia szybkości zanikania (rozkładu) ściółki. Ograniczeniem tej metody jest to, że nie można prześledzić losów rozłożonej materii ani określić udziału w mineralizacji CO2 dodatku do gleby (dodanej ściółki) z tła mineralizacji gleby CO2 . Przedstawiona tutaj metoda śledzenia wykorzystująca znakowany CO2 pomaga złagodzić to ograniczenie logistyczne.
Ekologia ekosystemów i biogeochemia funkcjonują w oparciu o paradygmat roboczy, zgodnie z którym ponieważ niezjedzona ściółka roślinna składa się z większości detrytusu, na podziemne procesy ekosystemowe tylko marginalny wpływ mają dopływy biomasy z wyższych poziomów troficznych w nadziemnych sieciach pokarmowych, takich jak same roślinożercy6. Istnieje jednak coraz więcej dowodów na to, że gatunki żyjące na wyższych poziomach troficznych ekosystemów mogą mieć głęboki wpływ na procesy zachodzące pod ziemią1,4,5. Przedstawiona tutaj metoda ma na celu poprawę kwantyfikacji wpływu wyższych poziomów troficznych, albo bezpośrednio poprzez biomasę z depozycji tuszy (np. 12, 13) lub wydalania i degestacji (np. 14, 15), albo pośrednio poprzez zmianę składu zbiorowisk roślinnych (np. 9) na obieg składników odżywczych w ekosystemie. Taka kwantyfikacja może pomóc w ujawnieniu mechanizmów, za pomocą których zwierzęta kontrolują dynamikę ekosystemu w ramach wspólnych wysiłków na rzecz ulepszenia i rewizji obecnego paradygmatu roboczego kontroli biotycznej nad funkcjonowaniem ekosystemu.

<table><tbody><tr><td>Spektroskop pierścieniowy z wnęką</td><td>Picarro Inc., Santa Clara, CA, USA</td><td>Model # G1101-i</td><td> </td></tr><tr><td>Respirometr CO2</td><td>Qubit Systems, Kingston, ON, Kanada</td><td>Model # S151</td><td></td></tr><tr><td>13C</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>372382</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr</td><td>Thermo, San Jose, CA, USA</td><td>Model: Spektrofotometr masowy Delta V Plus Isotope Ratio</td><td></td></tr></tbody></table>

powiązanie ryzyka drapieżnictwa, stresu fizjologicznego roślinożerców i mikrobiologicznego rozkładu ściółki roślinnej

Linking Predation Risk, Herbivore Physiological Stress and Microbial Decomposition of Plant Litter

Ilość i jakość detrytusu dostającego się do gleby określa tempo rozkładu przez społeczności mikrobiologiczne, jak również wskaźniki recyklingu sekwestracji azotu (N) i węgla (C)1,2. Ściółka roślinna składa się z większości detrytusu3, w związku z czym zakłada się, że na rozkład tylko w niewielkim stopniu wpływa biomasa pochodząca od zwierząt takich jak roślinożercy i mięsożercy4,5. Drapieżniki mogą jednak wpływać na rozkład mikrobiologiczny ściółki roślinnej poprzez łańcuch interakcji, w którym ryzyko drapieżnictwa zmienia fizjologię ich ofiar roślinożerców, co z kolei zmienia funkcjonowanie mikroorganizmów glebowych, gdy zwłoki roślinożerców ulegają rozkładowi6. Fizjologiczna reakcja roślinożerców na stres związany z ryzykiem drapieżnictwa może zmienić skład pierwiastkowy C:N biomasy roślinożerców7,8,9, ponieważ stres spowodowany ryzykiem drapieżnictwa zwiększa podstawowe zapotrzebowanie energetyczne roślinożerców, które w systemach o ograniczonej zawartości składników odżywczych zmusza roślinożerców do przeniesienia spożycia z zasobów bogatych w N, aby wspierać wzrost i reprodukcję, do zasobów węglowodanowych bogatych w C, aby wspierać zwiększony metabolizm6. Roślinożercy mają ograniczoną zdolność do magazynowania nadmiaru składników odżywczych, więc zestresowani roślinożercy wydalają N,zwiększając spożycie węglowodanów C. Ostatecznie ofiary zestresowane ryzykiem drapieżnictwa zwiększają stosunek C:N w organizmiedo 7,10, co czyni je gorszymi zasobami jakości dla puli mikrobiologicznej gleby, prawdopodobnie z powodu mniejszej dostępności labilnego azotu do produkcji enzymów mikrobiologicznych6. Tak więc rozkład zwłok zestresowanych roślinożerców ma wpływ pobudzający funkcjonowanie zbiorowisk drobnoustrojów, co zmniejsza późniejszą zdolność drobnoustrojów do rozkładu ściółki roślinnej6,10,11.
Przedstawiamy metodologię oceny powiązań między ryzykiem drapieżnictwa a rozkładem ściółki przez mikroorganizmy glebowe. Opisujemy, jak: wywołać stres u roślinożerców spowodowany ryzykiem drapieżnictwa; Zmierz te reakcje na stres i zmierz ich wpływ na rozkład mikrobiologiczny. Korzystamy z informacji pochodzących z modelowego ekosystemu trawiastego obejmującego polującego drapieżnika pająka (Pisuarina mira), dominującego roślinożercę konika polnego (Melanoplus femurrubrum) oraz różnych roślin trawiastych i trawiastych9.

Przykładowy wykres standardowych wskaźników metabolicznych koników polnych w warunkach stresowych i bezstresowych przedstawiono na Rysunku 2. Ze względu na różnice w masie ciała poszczególnych koników polnych oraz fakt, że tempo metabolizmu zmienia się wraz z masą ciała, wykresy powinny przedstawiać wskaźniki metaboliczne w relacji do masy ciała konika polnego. Równoległe trendy dla różnych zabiegów wskazują, że tempo metabolizmu rośnie jako stała wielokrotność standardowego wskaźnika metabolicznego (t.j. brak interakcji między masą ciała a tempem metabolizmu) dla wszystkich osobników poddanych stresowi.
Zawartość pierwiastków C i N w organizmach koników polnych w warunkach ryzyka oraz braku ryzyka przedstawiono w Tabeli 1. Warto zauważyć, że różnica w stosunku C:N w organizmach między grupami badawczymi jest bardzo niewielka (4%). Niemniej jednak te małe różnice mogą przekładać się na duże różnice w rozkładzie ściółki trawiastej przez glebową pulę mikroorganizmów (Rysunek 3).
Dodanie ściółki trawowej do kołnierzy z PVC, które wcześniej zostały wzbogacone o koniki polne poddane stresowi lub pozbawione stresu, prowadzi do różnego stopnia rozkładu ściółki, co odzwierciedlają krzywe opisujące skumulowaną emisję CO2 z gleby w wyniku oddychania mikrobiologicznego (Rycina 3). Eksperymenty należy monitorować do momentu, aż krzywe skumulowane zaczną osiągać stan nasycenia.
<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td>Stres</td>
 <td>Bezstresowy</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Węgiel (%)</td>
 <td>48.44±0.32</td>
 <td>44.73±0.46</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Azot (%)</td>
 <td>12.11±0.08</td>
 <td>11.62±0.12</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Węgiel: Azot</td>
 <td>4.00±0.03</td>
 <td>3.85±0.04</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>
Tabela 1. Porównanie zawartości chemicznej trucheł koników polnych (roślinożerców) z warunków, w których występowało ryzyko drapieżnictwa (stres), oraz z warunków, w których ryzyko drapieżnictwa było nieobecne (brak stresu). Wartości przedstawiono jako średnia ± 1 błąd standardowy.
<img src="/files/ftp_upload/50061/50061fig1.jpg" alt="Badanie tempa metabolizmu i rozkładu szarańczy; schemat konfiguracji warunków ryzyka i testów terenowych." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
 Rycina 1. Ilustracja projektu mezokosmosów terenowych użytych w eksperymencie oraz ogólny schemat eksperymentalnej oceny wpływu czynników ryzyka na rozkład ściółki.
<img src="/files/ftp_upload/50061/50061fig2.jpg" alt="Wykres tempa metabolizmu w zależności od masy ciała; porównanie grupy kontrolnej i predacji; analiza badania ekologicznego." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
 Rycina 2. Wykres standardowego tempa metabolizmu roślinożerców w zależności od ich masy ciała. Dane zostały podzielone na dwie klasy zgodnie z zabiegiem eksperymentalnym: koniki polne z mezokosmosów zawierających drapieżniki (predacja) w celu wywołania stresu oraz mezokosmosów bez drapieżników (kontrola), a zatem bez wywołanego stresu. Dane pochodzą z nieopublikowanych prac D. Halweny i O.J. Schmitza z 2010 r.
<img src="/files/ftp_upload/50061/50061fig3.jpg" alt="Wykres skumulowanej produkcji CO2, komory respiracji glebowej, układ pomiaru strumienia CO2 w badaniu polowym." fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50061/50061fig3highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
 Rysunek 3. Krzywe opisujące skumulowaną emisję CO2 przez pulę mikrobiologiczną podczas rozkładu eksperymentalnych wkładów z ściółki trawowej w kołnierzach z PVC. Wykres przedstawia wartości średnie ± 1 błąd standardowy. Wykres pokazuje, że gleby wzbogacone zwłokami zestresowanych koników polnych (drapieżnik) wykazują o 19% niższe (ANOVA F1,6 = 9,06, P &lt; 0,05) tempo rozkładu ściółki roślinnej niż gleby wzbogacone zwłokami koników polnych bezstresowych (kontrola). Wstawka przedstawia aparat z kołnierzem z PVC w terenie. Rysunek powielono z Hawlena et al.6 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50061/50061fig3large.jpg" target="_blank"> Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy rysunek</a>.

Prezentujemy metody oceny, jak ryzyko drapieżnictwa może zmienić jakość chemiczną ofiar roślinożerców, wywołując zmiany w diecie, aby sprostać wymaganiom zwiększonego stresu, oraz jak rozkład zwłok tych zestresowanych roślinożerców spowalnia późniejszy rozkład ściółki roślinnej przez mikroby glebowe.

Powiązanie ryzyka drapieżnictwa, stresu fizjologicznego roślinożerców i mikrobiologicznego rozkładu ściółki roślinnej

The quantity and quality of detritus entering the soil  determines the rate of decomposition by microbial communities as well as  recycle rates of ...

Ogólnym celem tej procedury jest określenie, w jaki sposób na szybkość rozkładu materii organicznej wpływa skład chemiczny tusz zwierzęcych w następstwie stresu spowodowanego drapieżnictwem. Osiąga się to poprzez stworzenie najpierw eksperymentalnych warunków chowu, które narażają ofiarę na stres związany z drapieżnictwem w warunkach polowych i warunkach kontroli wolnych od ryzyka. Drugim krokiem jest zebranie koników polnych z eksperymentalnych zabiegów i po weryfikacji ich stanu metabolicznego za pomocą poświęcenia z oddychania, poddanie ich analizie izotopowej zawartości chemicznej ciała w laboratorium oraz do przygotowania procesów rozkładu w terenie.Następnie tusze konika polnego umieszcza się na ogrodzonych działkach i pozostawia do rozkładu na 40 dni. W tym samym czasie rośliny w mezokosmosach są oznaczone dwutlenkiem węgla 13. Materiał trawiasty jest następnie zbierany z tych mezokosmosów na około 10 dni przed zakończeniem 40-dniowego rozkładu zwłok konika polnego w celu wysuszenia na powietrzu.Wysuszoną trawę umieszcza się następnie w pomieszczeniu po upływie 40 dni. Ostatnim krokiem jest monitorowanie tempa rozkładu ściółki z trawy in situ przez 75 dni poprzez śledzenie zarówno oddychania gleby, jak i oddychania dwutlenku węgla 13 za pomocą techniki przepływu przez komorę z wykorzystaniem spektroskopu z pierścieniem w jamie piro. Ostatecznie metody te określają ilościowo, w jaki sposób zmiany chemiczne w organizmie roślinożerców zestresowanych drapieżnictwem mogą regulować tempo rozkładu przez drobnoustroje w basenie glebowym.Pokazuje to, że nawet zwierzęta o niskiej liczebności mogą jednak mieć ważne efekty mnożnikowe. Jednak w ekosystemach metoda, o której mówimy dzisiaj, ma zastosowanie w tym starym ekosystemie dziedzinowym. Ma to szersze zastosowanie do innych systemów trawiastych, takich jak afrykańskie sawanny lub łąki preriowe w Parku Narodowym Yellowstone, gdzie często do gleby dostaje się dużo zwłok roślinożerców, a rozkład tej tuszy może mieć istotny wpływ.Obieg składników odżywczych w ekosystemie, który można zobaczyć w tych miejscach, 0,5-metrowe okrągłe zamknięte mezokosmosy są używane do zapobiegania imigracji lub imigracji gatunków zwierząt. Każda klatka mes Cosm jest zbudowana z 2,4-metrowego odcinka aluminiowego ogrodzenia o wysokości 1,5 metra i ćwierć cala, które jest pokryte 2,5-metrowym aluminiowym ekranem o wysokości 1,75 metra. Umieść klatkę w glebie na polu, kopiąc rów o głębokości 10 centymetrów i szerokości czterech centymetrów wokół podstawy klatki.Następnie zanurz klatkę w wykopie na głębokość 10 centymetrów i ubij rów wokół słońca. Częściowo zszyj okrągły kawałek osłony okiennej do górnej części klatki meso cosm. Mezokosmosy powinny być ułożone w odtworzony sparowany projekt doświadczalny na powierzchni polowej, lokalizacja powinna być wybrana tak, aby odpowiadała tożsamości gatunku rośliny i względnemu pokryciu roślin.Użyj siatki do zamiatania, aby zebrać drugie w gwiazdach nimfy konika polnego i umieścić je w mezokosmosach w zagęszczeniach pól. Następnie użyj siatki do zamiatania, aby złapać osobniki dominującego gatunku drapieżnika siedzącego i polującego na wagę, a nie pająków tkających sieć. Po użyciu szybkoschnącego cementu do sklejenia kopalni pająków, należy zaopatrzyć pająki w zagęszczeniach pól do jednego mezo kosmosu każdej pary.To będzie leczenie stresu, mezokosmosy bez pająków będą bezstresowym leczeniem po koniku polnym. Nimfy zostały rozwinięte do czwartego i piątego stadium rozwojowego. Zbierz wszystkie osobniki z klatek i losowo przypisz osobniki z każdej klatki do jednej z trzech kolejnych grup testowych.Walidacja stresu fizjologicznego w grupie pierwszej. Grupa stanów druga, walidacja przesunięcia stechiometrii pierwiastków ciała i grupa trzecia rozkładu mikrobiologicznego w celu pomiaru rozkładu mikrobiologicznego. Umieść zduplikowane pary kołnierzy PVC na terenie pola.Usuń całą roślinność z każdego kołnierza poprzez przycinanie na powierzchni gleby. Dodatkowo ustaw zestaw kołnierzy z PVC na całym terenie, aby działały jako naturalna kontrola liczebności węgla 13, do której nie dodaje się koników polnych ani ściółki z trawy. Następnie do jednego koloru w każdej parze dodaj jedną nienaruszoną liofilizowaną tuszę konika polnego hodowanego z ryzykiem drapieżnika, jak opisano wcześniej, używając klatek polowych, pamiętaj o zapisaniu biomasy dodanej do drugiej obroży.W każdej parze dodaj dwie nienaruszone liofilizowane tusze hodowane bez ryzyka drapieżników. Ponownie, rejestrowanie dodanej biomasy. Przykryj kołnierze PCV ekranem, aby zapobiec usunięciu konika polnego przez padlinożerców z działek i pozwól tuszom konika polnego rozłożyć się przez 40 dni.W tym czasie oznacz ściółkę z trawy węglem 13, najpierw zatapiając kwadratową drewnianą ramę o wymiarach 60 na 60 centymetrów z gumową uszczelką pokrytą smarem silikonowym na pięć centymetrów w ziemię. Następnie nasuń przezroczystą komorę z pleksi z zaworem wlotowym i wylotowym na drewnianą ramę, tak aby guma uszczelniała stacje pomiarowe podstawy komory centralnej dla wszystkich działek zawierających kolory PVC. Przyłączanie kompostarne instrumentu do spektroskopii pierścienia wnękowego tydzień po znakowaniu węglem 13 zgodnie z opisem w protokole tekstowym, użyć spektrometru masowego thermo delta plus izotopów lub podobnego spektrometru do porównania węgla delta 13 w zawirówkach z naturalnej liczebności pobranej z losowej próbki identycznych gatunków traw około 10 dni przed końcem 40-dniowego rozkładu tuszy trawy zebrać oznakowaną ściółkę z trawy, która ma być Suszyć na powietrzu po 40 dniach.10 gramów suszonego na powietrzu węgla, 13 oznaczonych ściółki z trawy w każdym kolorze, która została wcześniej zmodyfikowana tuszami koników polnych. Monitoruj tempo mineralizacji ściółki z trawy in situ przez 75 dni, najpierw zakrywając każdy kolor i śledząc zarówno całkowite oddychanie gleby, jak i oddychanie dwutlenku węgla 13 za pomocą techniki komorowej. Próbki gazów z każdego koloru są monitorowane w czasie rzeczywistym w ciągu ośmiu minut każda za pomocą spektroskopii pierścienia w dół wnęki piro, spektroskopia pierścienia w dół umożliwia jednoczesne śledzenie zarówno węgla całkowitego, jak i delta 13 oddychania gleby.Oszacuj udział ściółki z trawy znakowanej węglem 13 w całkowitym oddychaniu gleby za pomocą równań mieszania izotopów. Zgodnie z instrukcjami zawartymi w protokole tekstowym, wykres ten przedstawia standardowe tempo przemiany materii roślinożerców w stosunku do masy ciała roślinożerców. Dane są podzielone na dwie klasy w zależności od traktowania eksperymentalnego, koniki polne z mezokosmosów zawierających drapieżniki w celu wywołania stresu i kontroli mezokosmosów bez drapieżników, a zatem brak stresu indukowanego z powodu różnic w masie ciała między poszczególnymi konikami polnymi oraz fakt, że tempo metabolizmu zmienia się wraz z wykresami masy ciała, powinno przedstawiać tempo metabolizmu w stosunku do masy ciała konika polnego.Równoległe trendy dla różnych metod leczenia wskazują, że tempo przemiany materii wzrasta jako stała wielokrotność standardowej szybkości przemiany materii IE. W tej tabeli nie ma interakcji masy ciała przez tempo metabolizmu dla wszystkich zestresowanych osób, w tej tabeli przedstawiono zawartość pierwiastków w ciele konika polnego, węgiel i azot w warunkach ryzyka i wolnych od ryzyka. Warto zauważyć, że różnica w stosunku węgla do azotu w organizmie między zabiegami jest bardzo mała, 4%. Niemniej jednak te niewielkie różnice mogą przekładać się na duże różnice w rozkładzie ściółki z trawy przez glebową pulę mikrobiologiczną.Krzywe te pokazują skumulowane uwalnianie CO2 przez pulę mikrobiologiczną podczas rozkładu eksperymentalnych danych wejściowych ściółki z trawy w wartościach wykreślonych w kolorach PVC, średnia plus minus jeden błąd standardowy. Przeszczep pokazuje, że gleby są zagruntowane stresem. Tusze koników polnych TJ. sytuacja drapieżników skutkuje o 19% niższymi wskaźnikami rozkładu ściółki roślinnej niż gleby kontrolne zagruntowane bezstresowymi tuszami koników polnych.Metoda ta może pomóc nam odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące ekosystemów, ekologii i biogeochemii, umożliwiając nam śledzenie węgla znajdującego się w liściach roślin w różnych basenach glebowych, a także pozwala nam śledzić los składników odżywczych z tych basenów z powrotem do nadziemnych części roślin.

linking-predation-risk-herbivore-physiological-stress-microbial

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Powiązanie ryzyka drapieżnictwa, stresu fizjologicznego roślinożerców i rozkładu mikrobiального ściółki roślinnej

Ta metoda wyjaśnia, jak zbudować i obsługiwać ciągłą komorę do znakowania izotopów 13C i 15N do jednolitego lub zróżnicowanego etykietowania tkanek roślinnych. Omówiono reprezentatywne wyniki znakowania metabolicznego i strukturalnego Andropogon gerardii.

Konstrukcja i działanie komory do ciągłego znakowania izotopami 13C i 15N do jednorodnego lub różnicowego, metabolicznego i strukturalnego znakowania izotopów roślinnych

Zrozumienie roli heterogeniczności środowiska we współistnieniu gatunków zazwyczaj skupiało się na typach heterogeniczności, które są zewnętrzne w stosunku do składu gatunkowego społeczności. Przedstawiamy nowatorskie szczegółowe metody tworzenia zabiegów na rzecz niejednorodności gleby przy użyciu gleb poddanych warunkowaniu zwrotnemu roślina-gleba lub heterogeniczności nieodłącznie związanej ze składem zbiorowiska.

Eksperymentalny protokół manipulowania heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny

Opisujemy półilościowe podejście do pomiaru cech korowych (żyjących w korze) społeczności stawonogówów. Umieściliśmy komercyjnie produkowane lepowe pułapki na pniach drzew, aby oszacować liczebność, całkowitą długość (substytut biomasy), bogactwo i różnorodność Shannona w celu porównania między gatunkami drzew.

Kwantyfikacja stawonogów korowych za pomocą lepkich pułapek

Aby uzyskać aksenicznego owada, jego powierzchnia jaja jest sterylizowana, a wykluta larwa jest następnie hodowana za pomocą aksonicznych liści. Metoda ta zapewnia skuteczny sposób przygotowania owadów aksenowych bez podawania antybiotyków lub opracowywania sztucznej diety, którą można również zastosować do innych owadów żywiących się liśćmi.

Przygotowanie i hodowla owadów aksonowych z siewkami z hodowli tkankowej do badań interakcji mikrobioty gospodarz-jelito chrząszcza liściowego

Ten artykuł przedstawia szczegółowy protokół hodowli białego motyla kapuścianego w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych z zastosowaniem sztucznej diety, co pozwala na precyzyjne manipulacje odżywiania we wczesnym okresie życia i ekspozycji na toksyny. Reprezentatywne wyniki pokazują, w jaki sposób można oznaczyć toksyczność metali ciężkich za pomocą tego protokołu.

Hodowla białego motyla kapuścianego (Pieris rapae) w kontrolowanych warunkach: studium przypadku z tolerancją na metale ciężkie

Tutaj prezentujemy badanie przeprowadzone w iDiv Ecotron, naziemnych komorach mezokosmicznych z kontrolowanymi warunkami środowiskowymi nad i pod ziemią, w celu zbadania niezależnego i interaktywnego wpływu historii roślin i historii gleby na funkcjonowanie ekosystemu zbiorowisk trawiastych wzdłuż gradientu różnorodności roślin.

JenaTron - eksperymentalne podejście do badania wpływu historii roślin i historii gleby na funkcjonowanie ekosystemów użytków zielonych

Mszyce są skutecznymi wektorami wirusów roślinnych. Mikroiniekcja wirusa do mszycy, procedura którą zaprezentujemy dzisiaj, jest techniką pozwalającą badaczom na wstrzykiwanie wirusa bezpośrednio do hemocelu mszycy, z pominięciem jelita, które stanowi jedną z dwóch głównych barier w cyrkulacyjnym przekazywaniu wirusa. Ta sama technika jest również stosowana do wstrzykiwania dsRNA w celu wywołania RNAi.

Badanie fizjologicznych barier transmisji wirusów u mszyc z wykorzystaniem mikroiniekcji

Przedstawiono prostą metodę umożliwiającą szybką ekstrakcję i analizę wielu hormonów roślinnych z niewielkich próbek tkanek. Procedura wykorzystuje ekstrakcję w fazie gazowej jako jedyny etap oczyszczania. Próbki analizuje się za pomocą GC/MS z jonizacją chemiczną, która generuje głównie jony (M+1)+.

Monitorowanie hormonów roślinnych podczas odpowiedzi na stres

Opisano szybką metodę pozwalającą na poznanie struktury polisacharydów w macierzy zewnątrzkomórkowej. Metoda ta wykorzystuje specyficzność glikozylohydrolaz oraz czułość spektrometrii mas, co umożliwia analizę niewielkich ilości materiału. Technikę tę można dostosować do bezpośredniego zastosowania w tkance.

Profilowanie masy oligosacharydów (OLIMP) wielocukrów zewnątrzkomórkowych

W niniejszym filmie zaprezentowano podejście z wykorzystaniem kontrolowanego środowiska do badania degradacji lignocelulozowych tkanek roślinnych przez grzyby tlenowe. Możliwość kontrolowania źródeł składników odżywczych oraz wilgotności jest kluczową zaletą mikrokosmosów w blokach agarowych, jednak podejście to często przynosi niejednoznaczne rezultaty. Omówiliśmy krytyczne pułapki, aby umożliwić uzyskanie powtarzalnych wyników o niskiej zmienności.

Mikrokosmy z bloków agarowych do kontrolowanego rozkładu tkanek roślinnych przez grzyby tlenowe

Odkryj wpływ ryzyka drapieżnictwa na skład chemiczny roślinożerców i rozkład ich szczątków w glebie. Metoda ta pozwala badać cykl nutrientów w ekosystemach trawiastych.

Powiązanie ryzyka drapieżnictwa, stresu fizjologicznego roślinożerców i mikrobiologicznego rozkładu ściółki roślinnej

Przeglądaj więcej filmów