Name: Optogenetyczna stymulacja zachowań ucieczkowych u Drosophila melanogaster (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Poznaj metodę optogenetycznej stymulacji neuronów u Drosophila melanogaster w celu badania zachowań ucieczkowych. Technika ta umożliwia precyzyjną kontrolę aktywności neuronalnej przy użyciu Channelrhodopsin2.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez Stanford Dean's Fellowship (SEJdV), National Institutes of Health Director's Pioneer Award (TRC DP0035350), McKnight Foundation Scholar's Award (TRC) oraz R01 EY022638 (TRC).

1. Generuj muchy Channelrhodopsin
<ol>
 <li>Cross UAS-ChR2 leci z wybranym przez Ciebie sterownikiem Gal4, używamy G105-Gal4, który ulega ekspresji w neuronach Foma-1 w płacie wzrokowym.</li>
 <li>Aby wyeliminować możliwość wizualnej reakcji na stymulację światłem niebieskim, obie linie muchowe znajdują się na tle w+norpA.</li>
 <li>Efekt końcowy: w+norpA; G105-Gal4/UAS-ChR2 +</li>
 <li>Po zbliżeniu się dorosłych muszek należy umieścić wybrane samice na świeżym pokarmie, uzupełnionym 10 μM all-trans-retinalem (kofaktor wymagany dla ChR2) i chronionym przed światłem, przez 3 dni przed wykonaniem testu behawioralnego.</li>
</ol>
2. Przygotuj 10 μM Całkowicie Trans-Retinal Enhanced Food
<ol>
 <li>Rozpuść 100 mg all-trans-retinalu w 17,6 ml 95% etanolu, aby uzyskać 20 mM siatkówki. Utrzymuj all-trans-retinal chroniony przed światłem przez cały czas.</li>
 <li>Rozpuść standardowy pokarm na muchy z mąki kukurydzianej w kuchence mikrofalowej i ostudź do ciepła</li>.
 <li>Wymieszać 50 μl 20 mM all-trans-retinal z fiolkami zawierającymi 10 ml pokarmu dla much.</li>
 <li>Pozostawić fiolki do ostygnięcia i chronić przed światłem.</li>
</ol>
3. Wyposażenie
<ol>
 <li>Końcówki do pipet: Standardowe końcówki do pipet o pojemności 1 000 μl są nacinane w pobliżu końcówki, tworząc pory o średnicy ~2,25 mm.</li>
 <li>Platforma (zob. rysunek 1).
 <ol>
 <li>Podstawa Delrin o wymiarach 17 cm x 25 cm została skonstruowana z gwintowanymi otworami w każdym rogu, aby dopasować złącza węży płynu chłodzącego 1/4" NPT.</li>
 <li>Pionowy uchwyt, wykonany z Delrin, jest przymocowany do środka podstawy. Wymiary całkowite to 25 mm X 40 mm X 65 mm (szerokość X głębokość X wysokość). Rowek o szerokości 10 mm biegnie przez całą długość uchwytu, ze śrubą skrzydełkową na dole. Do górnej części uchwytu przymocowana jest platforma o wymiarach 25 mm X 40 mm X 10 mm z otworem o średnicy 3,5 mm wyrównanym z rowkiem w uchwycie.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Tablice LED (patrz rysunek 1).
 <ol>
 <li>Cztery ramiona węża płynu chłodzącego o długości ~18 cm są przymocowane do podstawy platformy za pomocą złącza węża płynu chłodzącego. Wąż płynu chłodzącego służy tylko jako podpora konstrukcyjna i nie służy do chłodzenia.</li>
 <li>Odpowiednio rozmieszczone rowki są wycinane w ostatnim kawałku węża chłodziwa każdego ramienia, aby przymocować radiator do końca każdego ramienia.</li>
 <li>Niebieska dioda LED Rebel Tri-Stars jest montowana do każdego radiatora za pomocą wstępnie przyciętej termicznej taśmy klejącej. Do każdej Tri-Star przymocowana jest soczewka Carclo 18 ° Tri-Spot.</li>
 <li>Diody LED Tri-Stars są podłączone do sterowników prądu stałego BuckPuck i zasilacza zgodnie ze specyfikacją. Ustaliliśmy naszą konfigurację tak, aby każdy BuckPuck zasilał szeregowo dwie Tri-Stary.</li>
 <li>Oświetlenie wszystkich czterech diod LED Tri-Stars o natężeniu 700 mA dało natężenie promieniowania na poziomie 713 W/m2 na naszej platformie.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Kamera: Kamera jest zamontowana na małym statywie i skupia się na górnej części platformy.</li>
</ol>
4. Test behawioralny
<ol>
 <li>Krótko znieczulić muchy na lodzie.</li>
 <li>Umieść pojedyncze muchy w końcówkach pipet, używając taśmy do zamknięcia obu końcówek końcówki.</li>
 <li>Po tym, jak muchy się obudzą i będą aktywnie badać końcówkę pipety, usuń taśmę i umieść pipetę w rowku w pionowym uchwycie. Śruba skrzydełkowa służy do zamocowania końcówki pipety na miejscu i zamknięcia dolnej części końcówki.</li>
 <li>Gdy mucha bada końcówkę pipety (zwykle 30 - 60 sekund), rozpocznij nagrywanie z kamery tuż przed tym, jak mucha wynurzy się z końcówki na platformę.</li>
 <li>Po tym, jak mucha pojawi się na platformie, odczekaj 1-2 seco i włącz niebieskie diody LED. Użyj timera, aby ręcznie zmierzyć czas, aż mucha rozpocznie lot.</li>
</ol>

<ol><li>Venken, K., Simpson, J., Bellen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+manipulations+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic manipulations of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li>
<li>Gordon, M., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+control+in+a+Drosophila+taste+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Motor control in a Drosophila taste circuit.</a> Neuron. 61, 373-384 (2009).</li>
<li>Suh, G. S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+activation+of+an+innate+olfactory+avoidance+response+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Light activation of an innate olfactory avoidance response in Drosophila.</a> Current Biology. 17, 905-908 (2007).</li>
<li>Zhang, W., Ge, W., Wang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+toolbox+for+light+control+of+Drosophila+behaviors+through+Channelrhodopsin+2-mediated+photoactivation+of+targeted+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A toolbox for light control of Drosophila behaviors through Channelrhodopsin 2-mediated photoactivation of targeted neurons.</a> European Journal of Neuroscience. 26, 2405-2416 (2007).</li>
<li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Channelrhodopsin-2%2C+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science%22%5BJournal%5D)">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proceedings of the National Academy of Science. 100, 13940-13945 (2003).</li>
<li>de Vries, S., Clandinin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loom-sensitive+neurons+link+computation+to+action+in+the+Drosophila+visual+system%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Loom-sensitive neurons link computation to action in the Drosophila visual system.</a> Current Biology. 22, 353-362 (2012).</li>
<li>Card, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escape+behaviors+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Escape behaviors in insects.</a> Current Opinion in Neurobiology. 22, 1-7 (2012).</li>
<li>Card, G., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visually+mediated+motor+planning+in+the+escape+response+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Visually mediated motor planning in the escape response of Drosophila.</a> Current Biology. 18, 1300-1307 (2008).</li>
<li>Fotowat, H., Fayyazuddin, A., Bellen, H. J., Gabbiani, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+neuronal+pathway+for+visually+guided+escape+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A novel neuronal pathway for visually guided escape in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Neurophysiology. 102, 875-885 (2009).</li>
<li>Card, G., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+trade-offs+in+the+flight+initiation+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Performance trade-offs in the flight initiation of Drosophila melanogaster.</a> The Journal of Experimental Biology. 211, 341-353 (2008).</li>
<li>Hammond, S., O'Shea, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escape+flight+initiation+in+the+fly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Phsyiology+A%22%5BJournal%5D)">Escape flight initiation in the fly.</a> Journal of Comparative Phsyiology A. 193, 471-476 (2007).</li>
<li>Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+mutants+of+Drosophila+isolated+by+countercurrent+distribution%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Behavioral mutants of Drosophila isolated by countercurrent distribution.</a> PNAS. 58, 1112-1119 (1967).</li>
<li>Bloomquist, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+a+putative+phospholipase+C+gene+of+Drosophila%2C+norpA%2C+and+its+role+in+phototransduction%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Isolation of a putative phospholipase C gene of Drosophila, norpA, and its role in phototransduction.</a> Cell. 54, 723-733 (1988).</li>
<li>Gohl, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+in+vivo+system+for+directed+dissection+of+gene+expression+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A versatile in vivo system for directed dissection of gene expression patterns.</a> Nature Methods. 8, 231-237 (2011).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Red-shifted+optogenetic+excitation%3A+a+tool+for+fast+neural+control+derived+from+Volvox+cateri%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Red-shifted optogenetic excitation: a tool for fast neural control derived from Volvox cateri.</a> Nature Neuroscience. 11, 631-633 (2008).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Wykazaliśmy optogenetyczną stymulację zachowań ucieczkowych poprzez kąpiel swobodnie chodzących much w jasnym niebieskim świetle. To podejście można łatwo dostosować do badania innych zachowań u swobodnie chodzących much i można je skalować do większych platform, po prostu układając tablice LED, których używaliśmy, na większym obszarze. Korzystając z niedrogiej kamery, którą opisujemy, lub innych dostępnych systemów kamer, użytkownik może dostosować liczbę klatek na sekundę i rozdzielczość przestrzenną pozyskiwanych obra...

Rozwija się rosnący arsenał genetycznie kodowanych narzędzi do manipulowania aktywnością neuronalną w określonych komórkach Drosophila melanogaster1. Narzędzia te umożliwiają nieinwazyjną aktywację lub wyciszenie określonych neuronów w nienaruszonym i swobodnie poruszającym się zwierzęciu. Wśród nich rodopsyna kanałowa2 (ChR2), kanał kationowy aktywowany światłem, oferuje kluczowe zalety, ponieważ może być kontrolowany czasowo i szybko indukowany. Kiedy neurony wyrażające ChR2 są wystawione na działanie jasnoniebieskiego (470 nm) światła, szybko depolaryzują się i wykazują podwyższoną szybkość wypalania3-5. Taka ukierunkowana aktywacja określonych neuronów u swobodnie poruszających się zwierząt ujawniła wystarczalność określonych neuronów do zachowań, takich jak unikanie CO2 3, wydłużenie trąbki2,4 i reakcje przerażenia za pośrednictwem gigantycznych włókien4. Ponieważ jednak intensywne źródła światła niezbędne do stymulacji ChR2 stymulują również fotoreceptory, zastosowanie technik optogenetycznych do układu wzrokowego było ograniczone. Łącząc podejście optogenetyczne z mutacją, która upośledza fototransdukcję, wykazaliśmy, że aktywacja określonego klastra neuronów w płacie wzrokowym muchy może napędzać zachowanie ucieczki używane do unikania kolizji6.
	Większość, jeśli nie wszystkie, zwierzęta wizualne zachowują się jak zwierzęta uciekające, aby uniknąć kolizji z nadjeżdżającymi obiektami. Muchy kroczące lub nieruchome, gdy znajdują się w obliczu zbliżającej się kolizji, wzbijają się w lot, oddalając się od nadjeżdżającej kolizji7-9. Starty te charakteryzują się podniesionymi skrzydłami przed startem i niestabilną trajektorią lotu10,11. Ta reakcja różni się od reakcji na przestraszenie za pośrednictwem gigantycznego włókna, skoków, które nie są poprzedzone uniesionymi skrzydłami i zwykle kończą się swobodnym spadaniem4,9 . Po zidentyfikowaniu specyficznego skupiska neuronów wrażliwych na krosno w płacie wzrokowym, neuronów Foma-1, które są unikalnie dostrojone do kodowania zbliżających się obiektów, staraliśmy się zbadać ich udział w zachowaniu ucieczki muchy. Tutaj pokazujemy zastosowanie optogenetyki do selektywnej aktywacji tych neuronów i wywołania zachowania ucieczki muchy.
	Używamy systemu aktywatora transkrypcji Gal4-UAS do sterowania ekspresją ChR2 w neuronach Foma-1. ChR2 wymaga kofaktora all-trans-retinal, a ponieważ występuje on w niskich ilościach w ośrodkowym układzie nerwowym Drosophila, musi być uzupełniany w diecie muszek. 3,4 Ponieważ jasne światło jest używane do aktywacji ChR2, a muchy wykazują silne zachowania fototaktyczne12, staraliśmy się wyeliminować możliwość wizualnej odpowiedzi na bodziec. W tym celu wykorzystaliśmy zwierzęta, które były homozygotycznymi mutantami pod względem allelu zerowego genu norpA, który koduje krytyczny składnik kaskady fototransdukcji, fosfolipazę C-β. Fotoreceptory u takich zmutowanych much nie są w stanie reagować na światło13. Aby przetestować optogenetyczną stymulację reakcji ucieczki, musimy wyizolować pojedynczą muchę i wykąpać ją w jasnoniebieskim świetle. W tym celu umieszczamy pojedyncze muchy w końcówkach pipet. Jedna końcówka pipety jest umieszczona w niestandardowym uchwycie, dzięki czemu mucha geotaktycznie przejdzie w górę końcówki i wyjdzie na prostokątną platformę. Mucha jest w stanie swobodnie chodzić po szczycie tej platformy. Platforma jest otoczona czterema niebieskimi diodami LED, z których każda zawiera 3 diody LED, skupione na górnej części platformy. Po tym, jak mucha znajdzie się na platformie, diody LED są podświetlane, a reakcja muchy jest rejestrowana za pomocą szybkiej kamery6.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reagent</td></tr><tr><td>All-trans Retinal</td><td>Advance Scientific Chemical Inc</td><td>R3041</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Radiator 9.2 C/W</td><td>Luxeonstar</td><td>LPD30-30B</td><td>30 mm kwadrat X 30 mm wysoki</td></tr><tr><td>Carclo 18 &deg; Tri-Lens</td><td>Luxeonstar</td><td>10507</td><td></td></tr><tr><td>Niebieska dioda Rebel LED na trzonku Tri-Star</td><td>Luxeonstar</td><td>MR-B0030-20T</td><td>470 nm, 174 lm @ 700 mA.</td></tr><tr><td>700 mA BuckPuck DC Driver</td><td>Luxeonstar</td><td>3021-D-E-700</td><td></td></tr><tr><td>Wiązka przewodów do sterownika BuckPuck</td><td>Luxeonstar</td><td>3021-HE</td><td></td></tr><tr><td>Wstępnie przycięta termiczna taśma klejąca</td><td>Luxeonstar</td><td>LXT-S-12</td><td>20 mm</td></tr><tr><td>Wąż chłodzący Snap-Loc z podstawą sześciokątną, &#188; " ID</td><td>McMaster-Carr</td><td>5307K49</td><td></td></tr><tr><td>Złącze węża płynu chłodzącego Snap-Loc</td><td>McMaster-Carr</td><td>5307K39</td><td>&#188; " NPT męski</td></tr><tr><td>tryb przełączania klasy laboratoryjnej Programowalny zasilacz prądu stałego</td><td>BK Precision</td><td>1698</td><td></td></tr><tr><td>Exilim kamera</td><td>Casio</td><td>EX-FH20</td><td></td></tr></tbody></table>

optogenetyczna stymulacja zachowań ucieczkowych u drosophila melanogaster

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Coraz więcej genetycznie kodowanych narzędzi staje się dostępnych, które pozwalają na nieinwazyjną manipulację aktywnością neuronalną określonych neuronów u Drosophila melanogaster1. Najważniejsze z nich to narzędzia optogenetyczne, które umożliwiają aktywację lub wyciszenie określonych neuronów w nienaruszonym i swobodnie poruszającym się zwierzęciu za pomocą jasnego światła. Rodopsyna kanałowa (ChR2) jest kanałem kationowym aktywowanym światłem, który po aktywacji przez niebieskie światło powoduje depolaryzację neuronów, które go wyrażają. ChR2 okazał się skuteczny w identyfikacji neuronów krytycznych dla określonych zachowań, takich jak unikanie CO2 , rozciąganie trąbki i reakcja na przerażenie za pośrednictwem gigantycznych włókien2-4. Ponieważ jednak intensywne źródła światła stosowane do stymulacji ChR2 stymulują również fotoreceptory, te techniki optogenetyczne nie były wcześniej stosowane w układzie wzrokowym. Tutaj łączymy podejście optogenetyczne z mutacją, która upośledza fototransdukcję, aby wykazać, że aktywacja klastra wrażliwych na krosno neuronów w płacie wzrokowym muchy, neuronów Foma-1, może napędzać zachowanie ucieczki stosowane w celu uniknięcia kolizji. Użyliśmy allelu zerowego krytycznego składnika kaskady fototransdukcji, fosfolipazy C-β, kodowanej przez gen norpA, aby oślepić muchy, a także użyć systemu aktywatora transkrypcji Gal4-UAS do napędzania ekspresji ChR2 w neuronach Foma-1. Pojedyncze muchy są umieszczone na małej platformie otoczonej niebieskimi diodami LED. Gdy diody LED są podświetlone, muchy szybko wzbijają się w powietrze, w sposób podobny do wizualnie sterowanego zachowania ucieczki z krosna. Uważamy, że technikę tę można łatwo zaadaptować do badania innych zachowań u swobodnie poruszających się much.

ślepe muchy wykazujące ekspresję jedynie ChR2 lub samego drivera G105 wykazują niski wskaźnik startu po naświetleniu jasnym niebieskim światłem. ślepe muchy wykazywały ten sam wskaźnik startu niezależnie od naświetlania (Rysunek 2), co sugeruje, że starty te były spontaniczne, a nie wynikały z naświetlania niebieskim światłem. Jednak gdy ChR2 jest wyrażany w neuronach Foma1, naświetlanie niebieskim światłem wywołuje reakcję ucieczki. Ponad 50% badanych much wystartowało w ciągu 1 sec od naświetlenia, a 7...

Genetycznie kodowane narzędzia optogenetyczne umożliwiają nieinwazyjną manipulację specyficznymi neuronami w mózgu Drosophila. Takie narzędzia mogą identyfikować neurony, których aktywacja jest wystarczająca do wywołania lub stłumienia określonych zachowań. W tym miejscu przedstawiamy metodę aktywacji rodopsyny kanałowej2, która ulega ekspresji w docelowych neuronach u swobodnie chodzących muszek.

Optogenetyczna stymulacja zachowań ucieczkowych u Drosophila melanogaster

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykorzystanie stymulacji optogenetycznej do aktywacji określonych neuronów u swobodnie chodzących muszek, aby przetestować ich udział w reakcji ucieczki much. Osiąga się to poprzez rozpoczęcie od much o odpowiednim genotypie, które zostały wyhodowane na pożywieniu uzupełnionym wszystkimi trans retinalami. Drugim krokiem jest umieszczenie pojedynczej muchy w końcówce pipety.Następnie końcówka pipety jest umieszczana w specjalnie zbudowanym uchwycie otoczonym diodami LED. Na koniec, gdy mucha pojawi się na platformie, zapal niebieskie diody LED, które ostatecznie nagrywają. Czas startu pokazuje, że wrażliwe neurony w płacie wzrokowym muchy są wystarczające do zachowania ucieczki muchy.Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi metodami optogenetycznymi jest to, że pozwala ona na zastosowanie optogenetyki w układzie wzrokowym muchy poprzez wyeliminowanie reakcji wzrokowych na światło niebieskie. Chociaż ta metoda może zapewnić wgląd w zachowania związane z ucieczką i inicjacją lotu, może być również zastosowana do innych zachowań u swobodnie chodzącej muchy. Zacznij od stopienia standardowej mąki kukurydzianej, włóż jedzenie do kuchenki mikrofalowej

optogenetic-stimulation-of-escape-behavior-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Optogenetyczna stymulacja zachowania ucieczki u Drosophila melanogaster

Optogenetyka umożliwia użycie światła do manipulowania neuronami, które są genetycznie modyfikowane do wyrażania specyficznych opsyn, wrażliwych na światło białek, których aktywacja światłem powoduje zmianę stanu neuronu. Tutaj opisujemy podejście optogenetyczne u Drosophila przy użyciu opsyny Channelrhodopsin2. Przykładowy protokół zawiera test optogenetyczny ustawiony do badania obwodów neuronalnych stojących za zachowaniem ucieczki muchy.

Drosophila Optogenetyka: metoda manipulowania obwodami neuronalnymi

Ten film pokazuje badanie zachowania nawigacyjnego larw Drosophila w odpowiedzi na optogenetyczną stymulację węchowych neuronów czuciowych (ORN). Transgeniczne larwy Drosophila wykazujące ekspresję światłoczułych kanałów jonowych w ORN są umieszczane na agarozie w obrębie areny behawioralnej. Stymulacja optogenetyczna światłem otwiera kanały, powodując napływ kationów, który wyzwala przekazywanie sygnału do mózgu, a zachowanie nawigacyjne jest rejestrowane.

Zachowania nawigacyjne larw Drosophila w odpowiedzi na optogenetyczną stymulację węchowych neuronów czuciowych

Tutaj opisujemy protokół optogenetycznej manipulacji aktywnością motoneuronalną podczas monitorowania zmian w wydatkach motorycznych (skurczu mięśni) u częściowo nienaruszonych larw Drosophila za pomocą laserów w konwencjonalnym mikroskopie konfokalnym. Technika ta umożliwia naukowcom osiągnięcie lokalnych zaburzeń aktywności neuronalnej w kilku neuromerach, aby wyjaśnić dynamikę obwodów motorycznych.

Optogenetyczne zaburzenia aktywności neuronalnej za pomocą oświetlenia laserowego u częściowo nienaruszonych larw Drosophila w ruchu

W tym artykule wideo opisujemy zautomatyzowany test do pomiaru wpływu głodu lub sytości na zależne od węchu zachowanie związane z poszukiwaniem pokarmu u dorosłej muszki owocowej Drosophila melanogaster.

Test pojedynczej muchy na zachowania żerowe u Drosophila

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia unikania osób zestresowanych. Ten paradygmat jest potężny, ale przyjazny dla użytkownika i może być wykorzystany do oceny wpływu genów i środowiska na jeden rodzaj interakcji społecznych u Drosophila melanogaster.

Prosty test do ilościowego oznaczania unikania społecznego u Drosophila melanogaster

Automatyczny system śledzenia Flywalk jest używany do wysokorozdzielczego oznaczania ilościowego zachowania kierowanego zapachem u Drosophila melanogaster.

Kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u Drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu Flywalk

Ten protokół analizuje zachowanie nawigacyjne larwy Drosophila w odpowiedzi na jednoczesną optogenetyczną stymulację jej neuronów węchowych. Światło o długości fali 630 nm służy do aktywacji pojedynczych neuronów węchowych wyrażających rodopsynę z przesuniętym ku czerwieni kanałem. Ruch larw jest jednocześnie śledzony, rejestrowany cyfrowo i analizowany za pomocą specjalnie napisanego oprogramowania.

Śledzenie zachowań larw Drosophila w odpowiedzi na optogenetyczną stymulację neuronów węchowych

Ten protokół wprowadza test plamki świetlnej do zbadania fototaktycznego zachowania larw Drosophila. W tym teście plamka świetlna jest generowana jako stymulacja światłem, a proces unikania światła larwalnego jest rejestrowany przez system obrazowania oparty na świetle podczerwonym.

Test punktowy świetlny do analizy fototaksji larw Drosophila

Ta praca opisuje prosty paradygmat behawioralny, który pozwala na analizę awersyjnego uczenia się asocjacyjnego u dorosłych muszek owocowych. Metoda opiera się na tłumieniu wrodzonego negatywnego zachowania geotaksji ze względu na związek powstały między określonym kontekstem środowiskowym a porażeniem prądem.

Drosophila Pasywne zachowanie unikające jako nowy paradygmat badania awersyjnego uczenia się awersyjnego

Ten artykuł przedstawia metody manipulacji optogenetycznej u Drosophila melanogaster, wykorzystując CsChrimson i GtACR2 do aktywacji i wyciszania określonych neuronów. Opisano cztery eksperymenty wykorzystujące optogenetykę do badania zachowań termotaktycznych i smakowych, dostarczając wglądu w podstawowe mechanizmy neuronalne rządzące tymi procesami.

Testy behawioralne do optogenetycznej manipulacji obwodami neuronalnymi u Drosophila melanogaster

Poznaj metodę optogenetycznej stymulacji neuronów u Drosophila melanogaster w celu badania zachowań ucieczkowych. Technika ta umożliwia precyzyjną kontrolę aktywności neuronalnej przy użyciu Channelrhodopsin2.

Optogenetyczna stymulacja zachowań ucieczkowych u Drosophila melanogaster

Przeglądaj więcej filmów