Name: Ilościowa analiza wielospektralna po przeszczepie tkanki fluorescencyjnej w celu wizualizacji pochodzenia, typów i interakcji komórek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-22T20:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Poznaj ilościową analizę wielospektralną do badania mikrośrodowiska nowotworowego z wykorzystaniem myszy transgenicznych GFP. Ta technika umożliwia identyfikację pochodzenia i typów komórek w złożonych tkankach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni za dyskusje, wskazówki i wsparcie od dr Michaela Andreeffa, doktora nauk medycznych i dr Jareda Burksa. z MD Anderson Flow Cytometry and Cellular Imaging Core Facility. Prace te były częściowo wspierane przez granty z National Cancer Institute (RC1-CA146381, CA-083639, R01NS06994, CA116199 i CA109451 dla FCM. ELS jest również wspierany przez Departament Obrony Armii (BC083397).

Syngeneic Mysi Przeszczep Szpiku Kostnego (BMT) zatwierdzony przez instytucjonalne protokoły IACUC (Uwaga: Powodzenie tego protokołu wymaga wykorzystania dowolnego oznakowanego typu komórki jako celu do analizy wielospektralnej, a aby ułatwić dalszą analizę, można wykorzystać dowolne genetyczne lub stabilne znakowanie komórkowe. Sugerujemy, że każda komórka, tkanka lub narząd, który ma zostać zastosowany, może być zastosowany do modelu przeszczepu i że przeszczep może zawierać tyle unikalnych oznakowanych populacji, ile badania uznają za użyteczne. Dodatkowo, wieloznakowane systemy komórkowe, takie jak te znalezione u myszy transgenicznych zawierających populacje o ograniczonym pochodzeniu - znakowane fluorescencyjnie - mogą być zaprojektowane w celu wyeliminowania powikłań transplantacyjnych w celu badania pewnych stanów patologicznych.
<ol>
	<li>Myszy biorcy BMT należy poddać śmiertelnemu napromienianiu pojedynczą dawką 9,5 Gy na cztery godziny przed rozpuszczeniem w szpiku kostnym dawcy. (Biorcy BMT GFP powinni być w wieku 6-10 tygodni).</li>
	<li>Zwilż skórę myszy 70% etanolem przed przycięciem i obraniem z powrotem, aby odsłonić tylne kończyny sterylnymi nożyczkami chirurgicznymi. Usuń całą nogę, w tym grzebień biodrowy w stawie krzyżowo-biodrowym. Odrzuć stopę, przecinając ją tuż nad kostką, a następnie dokładnie usuń wszystkie mięśnie, więzadła i nadmiar tkanki z kości. Przepłukać szpik z kości piszczelowej, strzałkowej i biodrowej za pomocą igły 23 G przy użyciu 2% sterylnego FBS w PBS (PBS-2). (Darczyńcy zapytania ofertowego BMT powinni zostać poświęceni zgodnie ze standardami instytucjonalnymi).</li>
	<li>Pozostałą kość pokroić i delikatnie rozdrobnić na fragmenty za pomocą skalpela i kleszczy, a następnie umieścić w stożkowej probówce o pojemności 50 ml z 3 μg/ml kolagenazy I na 1 godzinę w temperaturze 37 °C przy 300 obr./min.</li>
	<li>Uzupełnij probówkę PBS-2 i zbierz supernatant do świeżej probówki i połącz z przepłukanymi komórkami. Wirować z prędkością 250 obr./min przez 5 minut w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Zawieś komórki w PBS-2 i przefiltruj przez filtr komórkowy 40 nm. W tym momencie komórki można oznaczyć do sortowania komórek aktywowanych fluorescencyjnie (FACS), jeśli chce się manipulować określonymi populacjami dla BMT.</li>
	<li>Zawieś 2 x 106 komórek na 100 μl PBS na mysz. Za pomocą igły 29 G należy wstrzykiwać ogólnoustrojowo napromieniowanym myszom z GFP za pomocą ogona lub żyły zaoczodołowej skośnie do góry. Wstrzyknąć jednej myszy 100 μl PBS tylko jako kontrolę wszczepienia. Należy użyć lampy grzewczej do rozszerzenia naczyń krwionośnych przed wstrzyknięciem i użyć ogranicznika do wstrzykiwania żyły ogonowej po wstrzyknięciu. Przygotuj sterylną gazę, aby lekko uciskać końcówkę wtrysku.</li>
	<li>Trzy tygodnie po BMT zbierz krew za orbitą i przeanalizuj ją za pomocą cytometrii przepływowej, aby potwierdzić obecność komórek krążących GFP i brak komórek krążących RFP. Mysz kontrolna umrze w tym momencie.</li>
</ol>
2. Wszczepienie guza zgodnie z wytycznymi IACUC
<ol>
	<li>Hoduj mysie komórki nowotworowe jajnika ID8 in vitro przed wstrzyknięciem in vivo (1 x 10,6 komórek na mysz). W dniu wstrzyknięcia trypsynizować komórki, przemyć PBS i ponownie zawiesić w PBS w stężeniu 1 x 106 komórek na 100 μl.</li>
	<li>Wstrzyknąć komórki nowotworowe do jamy wewnątrzzacierowej myszy, igła powinna być skośnie skierowana do góry. Sterylizuj celownik iniekcyjny za pomocą 70% etanolu. Wstrzyknąć w lewy dolny lub prawy dolny kwadrant brzucha (czaszkowy i lekko przyśrodkowy do dolnego zestawu sutków brzusznych samicy myszy), unikając uderzania w narządy. Powstrzymaj mysz, chwytając za kark i przytrzymując ogon małym palcem lub serdecznym. Myszy można znieczulić izofluranem w tej procedurze.</li>
	<li>Poświęć myszy, gdy widoczne są oznaki przeszczepu guza, takie jak lekkie wzdęcia brzucha. Nastąpi to w ciągu 4-12 tygodni.</li>
	<li>Wyciąć guzy z jamy IP. Guzy w jamie będą wyglądać jak białe guzki na powierzchni narządów i wokół niej. Za pomocą skalpela usuń guzy i umieść w tubce/słoiku z 10% formaliną na 24-godzinne utrwalenie. Przygotowanie histologiczne można zlecić patomorfologii/histologii, jeśli odczynniki i materiały nie są łatwo dostępne do zatapiania parafiny i przygotowania szkiełek. Tkankę należy podzielić na plastry o wielkości 5-8 μm na szkiełkach podstawowych w celu przeprowadzenia kolejnych procedur barwienia.</li>
</ol>
3. Barwienie immunofluorescencyjne wieloparametrowe
<ol>
	<li>Przygotuj szkiełka kontrolne pojedynczego koloru dla każdej sondy fluorescencyjnej użytej w eksperymencie. W tym scenariuszu używane są cztery kolory. Dlatego cztery szkiełka dla każdego koloru z osobna, a także jeden slajd do kontroli szumów tła i na koniec jeden slajd do pełnego barwienia kombinowanego. (Łączna liczba slajdów = 6) Wszystkie preparaty będą przetwarzane obok siebie w identyczny sposób, aby zminimalizować różnice eksperymentalne.</li>
	<li>Piec odcinki parafiny w temperaturze 56 °C przez 1 godzinę.</li>
	<li>Umyj szkiełka 3x 10 min w ksylenie.</li>
	<li>Mycie 2x 5 min 100% etanolu.</li>
	<li>Mycie 1x 3 min 95%etanol</li>
	<li>Umyć 1x 2 min90% etanolu.</li>
	<li>Umyć 1x 2 min70% etanolu.</li>
	<li>Umyć 1x 2 min w wodzie. Powoli zanurzaj stojak do barwienia w wodzie i wyjmuj go z wody 10 razy.</li>
	<li>Podczas ostatniej serii prania gotuj wstępnie bufor cytrynianu sodu przez 2 minuty (kuchenka mikrofalowa na wysokich obrotach). (Może zostać zastąpiony buforem tris-EDTA w zależności od stosowanych przeciwciał)</li>
	<li>Gotuj szkiełka przez 20 minut w buforze cytrynianu sodu (kuchenka mikrofalowa na 10% mocy lub w szybkowarze). Jeśli bufor się zagotuje, wyłącz kuchenkę mikrofalową i odstaw na bok.</li>
	<li>Zdjąć ze źródła ciepła i pozostawić szkiełka na 30 minut w buforze cytrynianu sodu do ostygnięcia.</li>
	<li>Opłucz szkiełka w wodzie przez 5 minut.</li>
	<li>Zaznacz wokół odcinków guza za pomocą Pap Pen i umieść 2% BSA/1% FBS bufor blokujący kwas maleinowy na 1 godzinę. Przygotuj szkiełka indywidualnie, aby nie dopuścić do ich wyschnięcia na tym etapie.</li>
	<li>Przygotować przeciwciała pierwszorzędowe w optymalnym rozcieńczeniu w buforze blokującym. (Jeśli stosowane przeciwciała należą do różnych gatunków (lub wariant łańcucha IgG - np. IgG1 vs IgG2a tego samego gatunku), można je stosować w połączeniu podczas jednego okresu inkubacji. Jeśli gatunki przeciwciał nakładają się na siebie, inkubacje muszą być przeprowadzane sekwencyjnie, aby zminimalizować reakcję krzyżową przeciwciał).</li>
	<li>W tym momencie pozostaw dwa slajdy tylko z buforem blokującym. Te dwa szkiełka będą służyć jako nieskalana kontrola i kontrola plam jądrowych. Pozostałe jednokolorowe kontrole będą inkubowane z pojedynczymi przeciwciałami pierwszorzędowymi. Tylko szkiełko analityczne będzie zawierało kombinację przeciwciał pierwszorzędowych.</li>
	<li>Inkubować szkiełka z przeciwciałem pierwotnym w komorze wilgotnościowej na wolno obracającym się wytrząsarce pod kątem 4 ° przez noc (~16-20 godzin) (Uwaga: podczas pracy z fluoroforami 4+ może być konieczne sekwencyjne barwienie lub bezpośrednia koniugacja w celu zminimalizowania reakcji krzyżowej przeciwciał. W takich okolicznościach powtarzaj kroki 1.16-1.21, aż wszystkie przeciwciała zostaną nałożone na szkiełka.)</li>
	<li>Myj szkiełka przez 10 minut w PBST (2x) delikatnie na wytrząsarce</li>
	<li>Podczas płukania przygotuj przeciwciała drugorzędowe Alexafluor 488, 594 i 647 do ostatecznego rozcieńczenia 1:1,000 w buforze blokującym. (Upewnij się, że te przeciwciała i rozcieńczenia są przechowywane w temperaturze 4 °C i w ciemności przez cały czas, aby zachować fluorescencję we wszystkich partiach i w czasie.)</li>
	<li>Na szkiełkach kontrolnych z pojedynczym kolorem umieścić pojedyncze rozcieńczenia Alexafluoru pasujące do gatunku użytego przeciwciała pierwszorzędowego. Wszystkie przeciwciała drugorzędowe zostaną umieszczone na szkiełku analitycznym. Niezabarwione i zabarwione jądrowo szkiełka kontrolne pozostaną z buforem blokującym przez cały ten krok.</li>
	<li>Inkubować w komorze wilgotnościowej (pokrytej folią aluminiową, aby uniknąć ekspozycji na światło) na wolno obracającym się wytrząsarce w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.</li>
	<li>Myć szkiełka przez 5 minut w PBST (2x) delikatnie na shakerze. Przykryj folią aluminiową w celu ochrony przed światłem.</li>
	<li>Dodaj DAPI (1:10 000) na 1 minutę do slajdu tylko DAPI i slajdu analizy. Przykryj folią aluminiową w celu ochrony przed światłem. Pozostałe szkiełka można pozostawić przykryte w pojemnikach do mycia.</li>
	<li>Umyj dwie szkiełka podstawowe inkubowane przez DAPI w osobnym pojemniku przez pierwsze 5 minut mycia, aby nie zanieczyścić pozostałych szkiełek barwnikiem DAPI. Przy drugim 5 minutowym praniu szkiełka można połączyć w PBST (wszystkie prania powinny być przeprowadzane na shakerze). Przykryj folią aluminiową w celu ochrony przed światłem.</li>
	<li>Krótko zanurz szkiełka w wodzie przed założeniem szkiełek nakrywkowych (grubość 1,5 z wodnym medium montażowym w celu zachowania fluorescencji)</li>
	<li>Pozostaw do wyschnięcia na 3 godziny w ciemności w temperaturze RT.</li>
	<li>Uszczelnij krawędzie szkiełka nakrywkowego utwardzaczem do paznokci. (Nie używaj lakieru do paznokci, ponieważ aceton może wygasić sygnał fluorescencyjny).</li>
	<li>Preparaty należy analizować natychmiast lub przechowywać w temperaturze 4 °C do późniejszej analizy.</li>
</ol>
4. Obrazowanie wielospektralne
<ol>
	<li>Zbieraj obrazy wielospektralne za pomocą kamery Nuance EX (zawierającej przestrajalny filtr ciekłokrystaliczny) na mikroskopie pionowym Olympus X-63 z oprogramowaniem Nuance do zbierania danych.</li>
	<li>Zbieraj obrazy za pomocą obiektywu olejnego, aby zwiększyć rozdzielczość.</li>
	<li>Wstępna konfiguracja obejmuje ustawienie zakresu widmowego dla każdego używanego fluoroforu.
	<ol class="lalpha">
		<li>Dla 4 kolorów:
		<ol class="lroman">
			<li>DAPI: 420-480nm</li>
			<li>AF488: 490-580 nm</li>
			<li>AF594: 590-640 nm</li>
			<li>AF647: 650-720nm</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj wstępny obraz szkiełka analitycznego, aby uzyskać odpowiednie czasy ekspozycji dla każdego z zakresów spektralnych.</li>
	<li>Utwórz "bibliotekę spektralną", której oprogramowanie użyje do identyfikacji i oddzielenia stosunku sygnału do szumu fluoroforów od siebie nawzajem i sygnału tła. (Uwaga: Każdy fluorochrom musi mieć swój własny pojedynczy suwak kontrolny koloru, aby złożyć bibliotekę spektralną z odpowiednimi krzywymi długości fali, aby zapewnić prawidłową analizę zestawu danych. Przykład: 3 fluorofory = 4 szkiełka kontrolne; 5 fluoroforów = 6 szkiełek kontrolnych).
	<ol>
		<li>Najpierw zobrazuj niepoplamiony slajd. Ten slajd zostanie oznaczony w bibliotece spektralnej jako tło.></li>
		<li>Zobrazuj drugi slajd tylko w formacie DAPI. Szkiełko to zostanie użyte do oznaczenia jąder barwionych DAPI za pomocą narzędzia "rysuj" i zostanie zapisane w bibliotece spektralnej jako DAPI.></li>
		<li>Obraz slajdu tylko dla AF488 jest trzeci. Ten slajd zostanie użyty do oznaczenia obszarów zabarwionych AF488 za pomocą narzędzia "rysuj" i zostanie zapisany w bibliotece spektralnej jako AF488.></li>
		<li>Obraz czwartego slajdu tylko z AF594. Ten slajd zostanie użyty do wyznaczenia regionów zabarwionych AF594 za pomocą narzędzia "rysuj" i zostanie zapisany w bibliotece spektralnej jako AF594.></li>
		<li>Obraz piątego slajdu tylko dla AF647. Ten slajd zostanie użyty do oznaczenia regionów zabarwionych AF647 za pomocą narzędzia "rysuj" i zostanie zapisany w bibliotece spektralnej jako AF647.></li>
		<li>Po zebraniu każdego pojedynczego komponentu spektralnego zapisz bibliotekę spektralną i protokół.></li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po skompletowaniu biblioteki spektralnej znajdź interesujące Cię obszary na szkiełku analitycznym na mikroskopie i zbierz/zapisz obrazy.></li>
</ol>
5. Analiza ilościowa obrazów wielospektralnych
<ol>
	<li>Zaimportuj reprezentatywny asortyment pozyskanych obrazów Nuance za pomocą oprogramowania InForm.</li>
	<li>Otwórz zapisaną bibliotekę spektralną zgodnie z zaleceniami programu</li>
	<li>Zidentyfikuj obszary tkanek będące przedmiotem zainteresowania, które mają być analizowane. (np. Tkanka nowotworowa a tkanka tłuszczowa).</li>
	<li>Zidentyfikuj poszczególne komórki na podstawie barwienia DAPI. Cytoplazma zostanie zdefiniowana automatycznie na podstawie kształtu jądra.</li>
	<li>Wybierz odczyt intensywności fluorescencji dla każdego parametru fluorescencyjnego (np. średniej, odchylenia standardowego)</li>
	<li>Zgrupuj uzyskane obrazy i pozwól oprogramowaniu przetworzyć je przy użyciu proponowanego algorytmu.</li>
	<li>Po zakończeniu przetwarzania obrazu scal pliki wynikowe.</li>
	<li>Otwórz wyniki w Excelu (lub dowolnym innym pakiecie oprogramowania analitycznego) i wykreśl względem siebie dwie intensywności fluorescencji na osi XY. Każda intensywność fluorescencji jest podawana dla każdej komórki. Podwójnie dodatnie komórki pojawią się w prawym górnym kwadrancie. Użytkownik musi zdefiniować podstawowe natężenia fluorescencji.</li>
</ol>

<ol><li>Kidd, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origins+of+the+tumor+microenvironment%3A+quantitative+assessment+of+adipose-derived+and+bone+marrow-derived+stroma%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Origins of the tumor microenvironment: quantitative assessment of adipose-derived and bone marrow-derived stroma.</a> PLoS ONE. 7, e30563(2012).</li>
<li>Quintavalla, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescently+labeled+mesenchymal+stem+cells+%28MSCs%29+maintain+multilineage+potential+and+can+be+detected+following+implantation+into+articular+cartilage+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Fluorescently labeled mesenchymal stem cells (MSCs) maintain multilineage potential and can be detected following implantation into articular cartilage defects.</a> Biomaterials. 23, 109-119 (2002).</li>
<li>Sasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cells+are+recruited+into+wounded+skin+and+contribute+to+wound+repair+by+transdifferentiation+into+multiple+skin+cell+type%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+immunology%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cells are recruited into wounded skin and contribute to wound repair by transdifferentiation into multiple skin cell type.</a> Journal of immunology. 180, 2581-2587 (2008).</li>
<li>Spaeth, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cell+transition+to+tumor-associated+fibroblasts+contributes+to+fibrovascular+network+expansion+and+tumor+progression%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression.</a> PLoS ONE. 4, e4992(2009).</li>
<li>Wels, J., Kaplan, R. N., Rafii, S., Lyden, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Migratory+neighbors+and+distant+invaders%3A+Tumor-associated+niche+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+and+Development%22%5BJournal%5D)">Migratory neighbors and distant invaders: Tumor-associated niche cells.</a> Genes and Development. 22, 559-574 (2008).</li>
<li>Weis, S. M., Cheresh, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+angiogenesis%3A+molecular+pathways+and+therapeutic+targets%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Tumor angiogenesis: molecular pathways and therapeutic targets.</a> Nat. Med. 17, 1359-1370 (2011).</li>
<li>Bataille, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiparameter+immunofluorescence+on+paraffin-embedded+tissue+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+immunohistochemistry+%26+molecular+morphology+%3A+AIMM+%2F+official+publication+of+the+Society+for+Applied+Immunohistochemistry%22%5BJournal%5D)">Multiparameter immunofluorescence on paraffin-embedded tissue sections.</a> Applied immunohistochemistry & molecular morphology : AIMM / official publication of the Society for Applied Immunohistochemistry. 14, 225-228 (1097).</li>
<li>van Vlierberghe, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four-color+staining+combining+fluorescence+and+brightfield+microscopy+for+simultaneous+immune+cell+phenotyping+and+localization+in+tumor+tissue+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+research+and+technique%22%5BJournal%5D)">Four-color staining combining fluorescence and brightfield microscopy for simultaneous immune cell phenotyping and localization in tumor tissue sections.</a> Microscopy research and technique. 67, 15-21 (2005).</li>
<li>Robertson, D., Savage, K., Reis-Filho, J. S., Isacke, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+immunofluorescence+labelling+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+%28FFPE%29+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+cell+biology%22%5BJournal%5D)">Multiple immunofluorescence labelling of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) tissue.</a> BMC cell biology. 9, 13(2008).</li>
<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracting+a+cellular+hierarchy+from+high-dimensional+cytometry+data+with+SPADE%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Extracting a cellular hierarchy from high-dimensional cytometry data with SPADE.</a> Nat Biotechnol. 29, 886-891 (2011).</li>
<li>Belizario, J. E., Akamini, P., Wolf, P., Strauss, B., Xavier-Neto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+routes+for+transgenesis+of+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied%22%5BJournal%5D)">New routes for transgenesis of the mouse.</a> Journal of applied. 53, 295-315 (2012).</li>
</ol>

FCM, CMB i ELS nie mają żadnych konfliktów ani nic do ujawnienia.

W tym miejscu opisujemy zastosowanie obrazowania wielospektralnego, które opisujemy jako MIMicc - wielospektralne badanie multipleksowanych kompozycji komórkowych, do analizy składników zrębu pochodzących ze szpiku kostnego w mikrośrodowisku guza, jednak ta metodologia i koncepcja mogą być stosowane do rozszyfrowywania innych elementów komórkowych, które składają się na złożone tkanki, takie jak te widoczne podczas reakcji gojenia się ran lub podczas tkanki regeneracyjnej. W tych eksperymentach wykorzystujemy myszy trans...

Zrozumienie rozwoju i naprawy tkanek jest ważne dla wyjaśnienia składników komórkowych uczestniczących w gojeniu się ran,2,3 medycyny regeneracyjnej, biologii rozwojowej i biologii nowotworów. W warunkach naprawy wiele typów komórek infiltruje otaczające mikrośrodowisko, aby pomóc w unaczynieniu, odkładaniu ECM, proliferacji i restrukturyzacji tkanek. Czynniki i fenotypy komórkowe można zidentyfikować na podstawie wieloparametrowych, multipleksowanych markerów, które mogą określić lokalizację, stan różnicowania i interakcję między składnikami komórkowymi w badanym mikrośrodowisku. W tym artykule opisujemy rozwój guza jako prototypowy przykład tego wielokolorowego modelu przeszczepu wielokomórkowego, po którym następuje obrazowanie wielospektralne i metodologia rozmieszania spektralnego.	
	Progresja nowotworu to wieloetapowy proces, który charakteryzuje się kilkoma nabytymi zdolnościami, które obejmują zwiększoną proliferację, właściwości antyapoptotyczne, inwazyjne i angiogenne. 4 Rozwój guza jest ułatwiony przez komórki nienowotworowe, które są rekrutowane do otaczającego środowiska w celu dostarczenia czynników wzrostu, matryc strukturalnych, sieci naczyniowych i modulacji immunologicznej. 1,5,6 To mikrosiedlisko składa się z komórek pochodzących z lokalnych, sąsiednich tkanek, takich jak tkanka tłuszczowa i naczynia krwionośne oraz odległych źródeł, takich jak komórki pochodzące ze szpiku kostnego 1. Stopień włączenia komórek nienowotworowych zależy od zapotrzebowania ze strony guza, które często odpowiada stadium/stopniowi guza. Aby zrozumieć rolę mikrośrodowiska wspierającego nowotwór, należy zrozumieć pochodzenie i potencjał różnicowania populacji komórek nienowotworowych.	
	Ten protokół został zaprojektowany, aby pomóc w interpretacji progresji nowotworu poprzez wizualizację zarówno składników komórkowych pochodzących ze szpiku kostnego, jak i lokalnych komórek pochodzących z tkanek. Wykorzystując fluorescencyjne myszy transgeniczne z ekspresją genu reporterowego, przeszczepiliśmy szpik kostny GFP (białko zielonej fluorescencji) do śmiertelnie napromieniowanej myszy RFP (białko czerwonej fluorescencji). Po udanym przeszczepie szpiku kostnego syngeniczna linia komórek nowotworowych jest wstrzykiwana ortotopowo i pozostawiana do wszczepienia przez 4-8 tygodni. Powstały guz jest wycinany od myszy i przetwarzany do barwienia immunofluorescencyjnego (IF) w celu uwidocznienia składników zrębu. 	Multipleksowanie markerów IF jest powszechnie stosowaną techniką, która wiąże się ze znaczną optymalizacją7-9, jednak użycie wielospektralnej platformy obrazowania/rozmieszania zwiększa potencjał kombinacji markerów fluorescencyjnych, które mają nakładanie się widmowe. W niniejszym artykule przedstawiamy technikę, którą nazywamy MIMicc - wielospektralne badanie multipleksowanych kompozycji komórkowych w celu barwienia i analizy do ośmiu markerów w sekcji guza na jednym szkiełku w celu analizy pochodzenia komórkowego, stanu różnicowania komórkowego i interakcji komórka-komórka składników w mikrośrodowisku guza. Ten uproszczony przykład może zostać rozszerzony w celu analizy pięciu, sześciu lub więcej markerów wykorzystujących przeciwciała lub wewnątrzkomórkową ekspresję fluorescencyjną sterowaną promotorem. W tabeli 1 wymieniono potencjalne kombinacje barwienia przeciwciałami fluorescencyjnymi z uwzględnieniem odpowiednich gatunków.

<table><tbody><tr><td>.2 &mu; m filtr</td><td>Fisher</td><td>09-740-35A</td> 10 ml blokada <td></td></tr><tr><td>przynęty </td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>25 G igła</td><td>Cardinal</td><td>BF305122</td><td></td></tr><tr><td>filtr 40nm</td><td>BD</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>50 ml rurka stożkowa</td><td>Fisher</td><td>1495949A</td><td></td></tr><tr><td>Alexafluor 488-ms1</td><td>invitrogen</td><td>A21121</td><td></td></tr><tr><td>Alexafluor 594-RB</td><td>invitrogen</td><td>A21207</td><td></td></tr><tr><td>Alexafluor 647-ch</td><td>Invitrogen</td><td>A21449</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A7906-500G</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka nakrywkowe</td><td>Corning</td><td>2940-243</td><td></td></tr><tr><td>CRI-Nuance</td><td>Caliper Life Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dapi</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>CellGro</td><td>10-017-CV</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Dharmacon</td><td>4004-DV</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>invitrogen</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>GFP-ms1</td><td>Abcam</td><td>ab38689</td><td></td></tr><tr><td>Igła do insuliny</td><td>BD</td><td>329424</td><td></td></tr><tr><td>Kwas maleinowy</td><td>Acros</td><td>100-16-7</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik z komorą wilgotnościową</td><td>Evergreen</td><td>240-9020-Z10</td><td></td></tr><tr><td>Nośniki montażowe</td><td>dako</td><td>S3023</td><td></td></tr><tr><td>Utwardzacz do paznokci</td><td>Sally Hansen</td><td>2103</td><td></td></tr><tr><td>Długopis</td><td>Abcam</td><td>Ab2601</td><td></td></tr><tr><td>Długopis/Strep L Glut</td><td>invitrogen</td><td>10378016</td><td></td></tr><tr><td>Steril PBS</td><td>invitrogen</td><td>14040-182</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>invitrogen</td><td>252000-56</td><td> </td></tr><tr><td colspan="4"> Blocking Buffer <table fo:keep-together.within-page="always" border="1"> <tbody> <tr> <td>kwas maleinowy</td> <td>14.51 g </td> </tr> <tr> <td>NaCl</td> <td>10.95 g</td> </tr> <tr> <td>NaOH granulki (do 7,5pH)</td> <td>9 + g</td> </tr> <tr> <td>Woda destylowana</td> <td>250 ml</td> </tr> </tbody> </table> *dodać 0,2% Tween-20 do 1x roztwór do blokowania buforu z 2%BSA/2%FBS. Wymieszaj i przefiltruj. do odzyskiwania antygenu: <table fo:keep-together.within-page="always" border="1"> <tbody> <tr> <td colspan="2">Bufor Tris-EDTA (10 mM zasada Tris, 1 mM roztwór EDTA, 0,05% Tween 20, pH 9,0)</td> </tr> <tr> <td>Tris Base</td> <td>1,21 g</td> </tr> <tr> <td>EDTA</td> <td>0,37 g</td> </tr> <tr> <td>Woda destylowana</td> <td>1000 ml (100 ml do przygotowania 10x, 50 ml do przygotowania 20x)</td> </tr> <tr> <td>Tween 20</td> <td>0,5 ml</td> </tr> </tbody> </table> *Przechowywać w RT przez 3 miesiące lub w temperaturze 4 stopni; C na dłużej <tabela fo:keep-together.within-page="always" border="1"> <tbody> <tr> <td colspan="2">Bufor cytrynianu sodu (10 mM cytrynian sodu, 0,05% Tween 20, pH 6,0)</td> </tr> <tr> <td>Cytrynian trisodowy (dwuwodny)</td> <td>2,94 g</td> </tr> <tr> <td>Woda destylowana</td> <td>1000 ml</td> </tr> <tr> <td>HCl (dostosuj pH do 6,0)</td> <td>1N</td> </tr> <tr> <td>Tween 20</td> <td>0,5 ml</td> </tr> </tbody> </stół> </td></tr></tbody></table>

ilościowa analiza wielospektralna po przeszczepie tkanki fluorescencyjnej w celu wizualizacji pochodzenia, typów i interakcji komórek

Quantitative Multispectral Analysis Following Fluorescent Tissue Transplant for Visualization of Cell Origins, Types, and Interactions

Z chęcią zrozumienia wkładu wielu elementów komórkowych w rozwój złożonej tkanki; takich jak liczne typy komórek, które uczestniczą w regeneracji tkanki, tworzeniu guza lub unaczynieniu, opracowaliśmy wielobarwny model rozwoju nowotworu do przeszczepu komórkowego, w którym populacje komórek pochodzą od różnych fluorescencyjnie kolorowych myszy reporterowych i są przeszczepiane, wszczepione lub wstrzyknięte w rozwijający się guz i wokół niego. Te kolorowe komórki są następnie rekrutowane i włączane do zrębu guza. W celu ilościowej oceny komórek zrębu guza pochodzących ze szpiku kostnego, przeszczepiliśmy transgeniczny szpik kostny z ekspresją GFP do śmiertelnie napromieniowanych myszy z ekspresją RFP, zgodnie z aprobatą IACUC. Guzy jajnika, które zostały ortotopowo wstrzyknięte przeszczepionym myszom, zostały wycięte 6-8 tygodni po wszczepieniu i przeanalizowane pod kątem markera pochodzenia szpiku kostnego (GFP), a także markerów przeciwciał w celu wykrycia zrębu związanego z nowotworem za pomocą technik obrazowania wielospektralnego. Następnie dostosowaliśmy metodologię, którą nazywamy MIMicc - Multispectral Interrogation of Multiplexed cellular compositions, używając wielospektralnego rozmieszania fluorosond do ilościowej oceny, która znakowana komórka pochodziła z których populacji wyjściowych (w oparciu o oryginalne etykiety genów reporterowych), a wraz ze wzrostem naszej zdolności do rozmieszania 4, 5, 6 lub więcej widm na szkiełko, dodaliśmy dodatkową immunohistochemię związaną z liniami komórkowymi lub różnicowaniem w celu zwiększenia precyzji. Wykorzystując oprogramowanie do wykrywania kolokalizowanych sygnałów multipleksowanych fluorescencji, można śledzić, wyliczać i charakteryzować populacje zrębu guza na podstawie barwienia markerami. 1

Wykorzystując technikę obrazowania multispektralnego do analizy guzów wszczepionych w naszym transgenicznym modelu mysim BMT, jesteśmy w stanie rozpoznać stromalne komponenty guza pochodzenia szpiku kostnego. Początkowy BMT został potwierdzony trzy tygodnie po przeszczepieniu za pomocą cytometrii przepływowej (Rysunek 1). Ortotopowo wstrzyknięte nieznakowane guzy jajnika, po potwierdzeniu przyjęcia BMT, zostały wycięte i utrwalone w formalinie 6 tygodni po pierwotnej iniekcji guza. Przeroby w parafinie s...

Złożone masy tkankowe, od organów po guzy, składają się z różnych elementów komórkowych. Wyjaśniliśmy udział fenotypów komórkowych w tkance przy użyciu wieloznakowanych fluorescencyjnych myszy transgenicznych w połączeniu z wieloparametrowym barwieniem immunofluorescencyjnym, a następnie rozmieszaniem widmowym w celu rozszyfrowania pochodzenia komórek, a także cech komórek na podstawie ekspresji białka.

Ilościowa analiza wielospektralna po przeszczepie tkanki fluorescencyjnej w celu wizualizacji pochodzenia, typów i interakcji komórek

With the desire to understand the contributions of multiple cellular elements to the development of a complex tissue; such as the numerous cell types that ...

Celem poniższej procedury jest wykorzystanie wielospektralnej analizy multipleksowych składów komórkowych lub ich modelów do określenia udziału różnych populacji rezydentnych szpiku kostnego w rozwoju zrębu guzów. Osiąga się to najpierw poprzez transplantację komórek macierzystych szpiku kostnego wykazujących ekspresję RFP do myszy biorcy znakowanej transgenicznie GFP. W drugim kroku do tego samego biorcy wstrzykuje się interesujące komórki nowotworowe, a następnie, po przeżyciu przeszczepu, wycięty guz zostaje poddany sekcjonowaniu, zatopieniu w parafinie i znakowaniu przeciwciałami immunofluorescencyjnymi.Następnie, po ukończeniu biblioteki spektralnej, tworzona jest biblioteka spektralna wszystkich długości fal wykorzystywanych do akwizycji obrazów przekrojów guza. W ostatnim etapie wykonuje się obrazowanie preparatów, a następnie przeprowadza analizę danych w celu identyfikacji i powiązania wzorów barwienia wybranych markerów komórkowych. Ostatecznie, na podstawie multipleksowego znakowania markerów zewnątrzkomórkowych i komórkowych, można zidentyfikować nowe jednostki komórkowe lub fenotypy, aby lepiej zrozumieć skład złożonych tkanek, takich jak mikrośrodowisko guza.Główną zaletą tej techniki w porównaniu do standardowych technik immunofluorescencji jest analiza wielospektralna, która pozwala na multipleksowanie siedmiu lub więcej fluoroforów na tym samym preparacie, co umożliwia znacznie bardziej precyzyjne i szczegółowe badanie składu komórkowego mikrośrodowiska guza lub tkanki regeneracyjnej. Chociaż metoda ta może dostarczyć informacji o pochodzeniu i składzie mikrośrodowiska guza, można ją zastosować również w innych obszarach, takich jak medycyna regeneracyjna, biologia rozwoju i immunobiologia. Procedurę tę wraz z dr Spa demonstruje Chris Booth, asystent badawczy w moim laboratorium. Ze względu na ograniczenia IACUC w tej instytucji, będziemy omawiać, ale nie pokazywać żadnych bezpośrednich manipulacji na myszach.Opisywane procedury dotyczące szpiku kostnego oraz nasze techniki przeszczepiania guzów można znaleźć w naszych wcześniejszych pracach, takich jak kid and others stem cells. 2009; po wyizolowaniu komórek szpiku kostnego z odpowiadających sobie kończyn tylnych, resus zawiesić komórki w stężeniu 2 million cells per 100 µL PBS na mysz. Użyć lampy grzewczej w celu rozszerzenia naczyń krwionośnych napromieniowanej myszy biorcy GFP i umieścić mysz w stabilizatorze do iniekcji dożylnych w ogon.Używając igły o rozmiarze 29 G z otworem skierowanym do góry, należy systemicznie wstrzyknąć zawiesiny komórkowe do ogona lub żyły zakątka oka. Po iniekcji należy przyłożyć jałową gazę do ogona, wywierając lekki nacisk. W dniu iniekcji jednej myszy należy wstrzyknąć 100 µL samego PBS jako kontrolę przyjęcia przeszczepu.Resuspender interesujące komórki nowotworowe w PBS w stężeniu 1 milion komórek na 100 µL. Po wysterylizowaniu brzucha 70% etanolem, jedną ręką unieruchomić mysz, chwytając ją za kark i ogon, a następnie drugą ręką, trzymając igłę ściętym końcem do góry, wstrzyknąć komórki nowotworowe do jamy otrzewnej myszy biorcy.Po 15 do 30 dni uśmierć myszy i wyizoluj guz z jamy brzusznej. Następnie utrwal guzy w 10% formieiny przez 24 godziny. Po tym czasie wykonaj skrawki utrwalonej tkanki o grubości od 5 do 10 µm w celu przeprowadzenia dalszych procedur barwienia.Po utrwaleniu skrawków tkanek w parafinie, poddać próbki suszeniu w temperaturze 56°C przez jedną godzinę. Następnie przemyć preparaty zgodnie z poniższą sekwencją. Po ostatnim płukaniu w etanolu, płukać preparaty w wodzie przez dwie minuty, powoli zanurzając i wyjmując statyw do barwienia z wody 10 razy.Następnie umieść bufor cytrynian sodu w kuchence mikrofalowej w celu podgrzania. Po gotowaniu preparatów przez 20 minut w buforze cytrynian sodu, pozostaw próbki do ostygnięcia w buforze przez 30 minut. Następnie płucz wodą jonizowaną przez kolejne pięć minut.Następnie lekko stuknij przedmiotem szkielkowe, aby usunąć większe krople wody, uważając, by nie doprowadzić do wyschnięcia skrawka tkanki. Za pomocą hydrofobowego pisaka do barier narysuj obrys wokół sekcji guza, a następnie niezwłocznie nanieś na próbkę bufor blokujący, aby zapobiec wysychaniu tkanki. Po godzinie inkubuj preparaty z odpowiednim przeciwciałem pierwszorzędowym w komorze wilgotnościowej na wolno obracającym się wytrząsarce w temperaturze 4°C przez noc.Następnego dnia rano wypłukać preparaty dwa razy w PBST po 10 minut za razem, delikatnie wstrząsając slajdami podczas płukania. Rozcieńczyć przeciwciała wtórne w buforze blokującym w stosunku 1:1000. Następnie inkubować preparaty z odpowiednimi przeciwciałami wtórnymi w komorze wilgotnościowej przykrytej folią aluminiową, na wolno obracającym się wytrząsarce w temperaturze pokojowej przez dwie godziny.Przemyj preparaty dwukrotnie w PBST przez pięć minut, delikatnie wstrząsając i chroniąc je przed światłem. Następnie zabarw preparat z dappy oraz preparaty do analizy za pomocą DPI przez jedną minutę, utrzymując preparaty pod przykryciem podczas inkubacji. Po nałożeniu szkiełka nakrywkowego na każdą próbkę, uszczelnij krawędzie każdego szkiełka utwardzaczem do paznokci.Aby przeprowadzić obrazowanie multispektralne, należy użyć obiektywu olejowego do wykonania wstępnego zdjęcia preparatu analitycznego w celu ustalenia właściwych czasów ekspozycji dla każdego z zakresów widmowych w bibliotece widmowej. Przykładowo, poniższa tabela przedstawia sugerowane protokoły biblioteki widmowej w zależności od liczby użytych w eksperymencie fluoroforów. Następnie należy wykonać zdjęcie niebarwionego preparatu, który posłuży jako slajd tła w bibliotece widmowej dla tego doświadczenia.Następnie należy wykonać obraz preparatu niebarwionego, aby uzyskać obraz tła dla biblioteki spektralnej. Teraz należy obrazować każdy z czterech preparatów kontrolnych z pojedynczym barwieniem, zapisując obrazy pod nazwą przeciwciała wtórnego użytego dla każdego preparatu. Po zakończeniu tworzenia biblioteki spektralnej należy zebrać obrazy obszarów zainteresowania na preparacie analitycznym w celu analizy obrazów tkanek nowotworowych.W pierwszej kolejności zaimportuj reprezentatywny zestaw uzyskanych obrazów nuance za pomocą oprogramowania inform. Następnie otwórz bezpieczną bibliotekę widm zgodnie z instrukcjami programu. W kolejnym kroku zidentyfikuj obszary tkanek zainteresowania przeznaczone do analizy.Zidentyfikuj poszczególne komórki na podstawie barwienia DAPI. Cytoplazma zostanie zidentyfikowana automatycznie na podstawie kształtu jądra. Następnie wybierz preferowany odczyt intensywności fluorescencji dla każdego parametru fluorescencyjnego, a potem dopasuj pozyskane obrazy, pozwalając oprogramowaniu przetworzyć dane przy użyciu zaproponowanego algorytmu.Po zakończeniu przetwarzania obrazów połącz wynikowe pliki. Następnie, wykorzystując tę technikę obrazowania wielospektralnego do analizy i graficznego przedstawienia guzów w tym transgenicznym modelu mysim z przeszczepem szpiku kostnego, komponenty zrębowe guza pochodzenia szpiku kostnego zostały zidentyfikowane za pomocą cytometrii przepływowej trzy tygodnie po przeszczepie szpiku kostnego. Następnie, sześć tygodni po wstępnej iniekcji, przeanalizowano przekroje z nieoznaczonych wstrzykniętych guzów jajnika; po utworzeniu biblioteki spektralnej przy użyciu kontrolnych slajdów jednobarwnych, przeanalizowano obrazy przekroju guza jajnika barwionego GFP, DPI oraz dwoma innymi markerami.Możliwe jest dodanie większej liczby markerów. Na przykład tutaj, przy użyciu odpowiedniego oprogramowania, przedstawiono bibliotekę widm oraz towarzyszący obraz przekroju guza z sześcioma markerami oraz barwieniem jąder komórkowych. Obszary tkanki zainteresowania w przekroju guza można sklasyfikować, co pokazano na zaprezentowanych tutaj reprezentatywnych obrazach.Na przykład ten obraz przedstawia klasyfikację segmentów tkanki, a następnie segmentację komórek. Proces ten oparto na barwieniu jąder komórkowych dpi. Następnie można zmierzyć ilościowy poziom znaczników fluorescencyjnych w jądrze i cytoplazmie każdej komórki, a uzyskane dane wyeksportować do dalszej analizy.Algorytm segmentacji tkanek jest w stanie dodatkowo identyfikować podtypy tkanek w oparciu o architekturę tkanki, a nie wyłącznie na podstawie identyfikacji fluorochromów, co zapewnia bardziej niezawodne narzędzie analityczne do klasyfikacji barwienia na odrębne regiony tkankowe. Na tym obrazie komputer został przeszkolony w celu identyfikacji pięciu podregionów na podstawie wzorców architektonicznych w obrębie tkanki. Tło jest definiowane przez pustą przestrzeń.Guz hemolityczny charakteryzuje się obfitością erytrocytów w obrębie tkanki. Guz definiowany jest przez gęsto rozmieszczone komórki, tkanka tłuszczowa przez duże, symetryczne, puste przedziały komórkowe, a mięśnie przez prążkowany wzór.Stosując tę metodę, można przeanalizować populację komórek podwójnie pozytywnych w oparciu o ustalony próg intensywności fluorescencji. Na przykład, w przypadku komórek pozytywnych pod kątem GFP oraz alfa-aktyny mięśni gładkich, jak pokazano tutaj dla dodatkowej detekcji spektralnej poza czterema kolorami, należy zapoznać się z powiązanymi dokumentami z poradami i wskazówkami dotyczącymi multipleksowania pięciu lub więcej sond. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że jakość obrazów w dużej mierze zależy od zastosowania odpowiednich preparatów kontrolnych jednobarwnych.Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne metody, takie jak fluorescencyjna hybrydyzacja in situ, w celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania dotyczące m.in. przedziałów komórkowych i tkanki mikrośrodowiska guza. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo dobrze rozumieć naszą technikę mimikry oraz wielospektralną analizę komponentów wielokomórkowych, a po jej ukończeniu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat sposobu identyfikacji wielu celów komórkowych na jednym preparasie. Dowiedzą się Państwo, jak zliczać te cele komórkowe oraz jak rzetelnie analizować ewolucję zrębu guza, tkanki regeneracyjnej lub innej tkanki będącej przedmiotem zainteresowania.

quantitative-multispectral-analysis-following-fluorescent-tissue

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ilościowa analiza wielospektralna po fluorescencyjnej transplantacji tkanki w celu wizualizowania pochodzenia komórek, ich rodzajów i interakcji

Opisujemy in vivo protokół obrazowania fluorescencyjnego służący do monitorowania regeneracji mięśni za pomocą mioblastów znakowanych białkiem GFP po transplantacji do mięśni szkieletowych myszy zdrowych oraz dystroficznych. Protokół ten można zaadaptować do badania regeneracji mięśni poprzez transplantację innych typów komórek, a także w innych stanach chorobowych mięśni.

Śledzenie dynamiki wszczepiania mięśni u małych zwierząt za pomocą obrazowania fluorescencyjnego in vivo

Kombinatoryczne oznaczanie 5 fluorescencyjnych białek hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych pozwala na śledzenie klonów in vivo za pomocą mikroskopii konfokalnej i dwufotonowej, dostarczając wglądu w architekturę hematopoetyczną szpiku kostnego podczas regeneracji. Metoda ta umożliwia nieinwazyjne mapowanie losów kodowanych spektralnie komórek pochodzących z HSPC w nienaruszonych tkankach przez długi czas po przeszczepie.<br...

In vivo (in vivo) Klonalne śledzenie hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych oznaczonych pięcioma białkami fluorescencyjnymi przy użyciu mikroskopii konfokalnej i wielofotonowej

Głównymi typami komórek przylegających pochodzących z ludzkich mięśni są komórki miogenne i fibroblasty. W tym przypadku populacje komórek są wzbogacane za pomocą sortowania komórek aktywowanego magnetycznie na podstawie antygenu CD56. Późniejsze znakowanie immunologiczne za pomocą specyficznych przeciwciał i zastosowanie technik analizy obrazu pozwala na ilościowe określenie cech cytoplazmatycznych i jądrowych w poszczególnych komórkach.

Izolacja i ilościowa charakterystyka immunocytochemiczna pierwotnych komórek miogennych i fibroblastów z ludzkich mięśni szkieletowych

Opisujemy protokół obrazowania hybrydowego, łączący tomografię za pośrednictwem fluorescencji (FMT) z mikrotomografią komputerową (μCT). Po fuzji i rekonstrukcji przeprowadzamy interaktywną segmentację narządów w celu wyodrębnienia ilościowych pomiarów rozkładu fluorescencji.

Hybrydowe obrazowanie μCT-FMT i analiza obrazu

Immunohistochemia to potężna technika laboratoryjna do oceny lokalizacji i ekspresji białek w tkankach. Obecne półautomatyczne metody oznaczania ilościowego wprowadzają subiektywizm i często dają niepowtarzalne wyniki. W niniejszym artykule opisano metody multipleksowanej immunohistochemii i obiektywnej oceny ilościowej ekspresji i kolokalizacji białek za pomocą obrazowania wielospektralnego.

Kwantyfikacja ekspresji białek i kolokalizacji za pomocą multipleksowanego barwienia immunohistochemicznego i obrazowania wielospektralnego

Opisano montaż i użycie multimodalnego mikroendoskopu, który może rejestrować dane obrazu tkanek powierzchownych z parametrami fizjologicznymi tkanek, w tym stężeniem hemoglobiny, stężeniem melaniny i nasyceniem tlenem. Technika ta może być przydatna do oceny struktury tkanki i perfuzji oraz może być zoptymalizowana pod kątem indywidualnych potrzeb badacza.

Multimodalna platforma obrazowania i spektroskopii mikroendoskopii z wiązkami włókien do nieinwazyjnej analizy tkanek in vivo

Badanie mikrośrodowiska guza może zidentyfikować prognostyczne lub predykcyjne biomarkery klinicznej odpowiedzi na immunoterapię. Przedstawiona tutaj jest innowacyjna metoda oparta na obrazowaniu wielospektralnym fluorescencji in situ w celu automatycznej analizy i zliczania różnych subpopulacji limfocytów T CD8 +. Ta powtarzalna i niezawodna technika nadaje się do dużych analiz kohortowych.

Multipleksowa analiza immunofluorescencyjna i kwantyfikacja wewnątrznowotworowych limfocytów T PD-1 + Tim-3 + CD8 +

Ten artykuł opisuje szczegółową metodologię przygotowania matrycy Multiplexed Artificial Cellular MicroEnvironment (MACME) do wysokoprzepustowej manipulacji fizycznych i chemicznych sygnałów naśladujących mikrośrodowiska komórkowe in vivo oraz do identyfikacji optymalnego środowiska komórkowego dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC) z profilowaniem pojedynczych komórek.

Wytwarzanie multipleksowanej sztucznej macierzy mikrośrodowiska komórkowego

Opisujemy metodę szybkiego barwienia do wykonywania obrazowania wielospektralnego na zamrożonych tkankach.

Szybka metoda wielospektralnego obrazowania fluorescencyjnego zamrożonych skrawków tkanek

Opisana tutaj metoda obrazowania intravital wykorzystuje generowanie drugiej harmonii kolagenu i endogenną fluorescencję z metabolicznego kofaktora NAD(P)H do nieinwazyjnej segmentacji nieoznaczonego mikrośrodowiska guza na przedziały guza, zrębu i naczyń krwionośnych w celu dogłębnej analizy obrazów 4D intravital.

Bezznacznikowe podejście do segmentacji w obrazowaniu przyżyciowym mikrośrodowiska guza sutka

Spektralne iteracyjne wybielanie rozszerza multipleksencję (IBEX) opiera się na podstawowej technice IBEX, dodając blokowanie heparyny w celu minimalizacji wiązania niespecyficznego oraz wykorzystując detekcję spektralną z obliczeniowym rozmieszaniem w celu tłumienia autofluorescencji. Takie podejście przyspiesza akwizycję obrazu, jednocześnie ograniczając źródła tła, umożliwiając solidne wielorundowe, wysokoparametryczne analizy przestrzenne proteomiczne.

Obrazowanie wysoko-plexowe z użyciem spektralnej mikroskopii konfokalnej w celu minimalizacji niespecyficznej fluorescencji tkanek

Poznaj ilościową analizę wielospektralną do badania mikrośrodowiska nowotworowego z wykorzystaniem myszy transgenicznych GFP. Ta technika umożliwia identyfikację pochodzenia i typów komórek w złożonych tkankach.

Ilościowa analiza wielospektralna po przeszczepie tkanki fluorescencyjnej w celu wizualizacji pochodzenia, typów i interakcji komórek (Wideo) | JoVE Journal

Ilościowa analiza wielospektralna po przeszczepie tkanki fluorescencyjnej w celu wizualizacji pochodzenia, typów i interakcji komórek

Przeglądaj więcej filmów