Name: Wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-22T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 20 s
Description: Poznaj wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej. Ta metoda umożliwia czułe wykrywanie interakcji biologicznych w warunkach fizjologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy prof. Paulowi McEuenowi z Cornell University za wczesną dyskusję. Prace są wspierane przez fundusz start-up zapewniony przez University of Michigan i National Science Foundation Scalable Nanomanufacturing Program (DMR-1120187). W pracy wykorzystano Lurie Nanofabrication Facility na Uniwersytecie Michigan, członka Narodowej Sieci Infrastruktury Nanotechnologicznej finansowanej przez National Science Foundation.

1. Wzorce katalizatora dla wzrostu SWNT
<ol>
	<li>Zacznij od płytki krzemowej z niskociśnieniową warstwą chemicznego osadzania z fazy gazowej (CVD) o długości 500 nm Si3N4/500 nm SiO2 na wierzchu.</li>
	<li>Wiruj warstwę fotorezystu (PR) przy 500 obr./min przez 5 sekund, a następnie 4,000 obr./min przez 40 sekund.</li>
	<li>Piecz wafelek w temperaturze 115°C przez 90 sekund.</li>
	<li>Użyj fotomaski z prostokątnymi wgłębieniami na katalizatory (rysunek 1) i naświetl płytkę w promieniowaniu UV (365 nm) o natężeniu 300 mJ/cm2 przez 0,3 sekundy. Po naświetleniu piecz wafelek w temperaturze 115 °C przez 90 sek.</li>
</ol>
Porada: Zaprojektuj doły o różnych rozmiarach, np. 5 mikronów x 5 mikronów, 10 mikronów x 5 mikronów itd., aby uwzględnić zmienność procesu wzrostu chemicznego osadzania z fazy gazowej (CVD) SWNT.
<ol start="5">
	<li>Rozwijaj wafel w wywoływaczu przez 70 sekund, delikatnie potrząsając waflem przez cały proces.</li>
	<li>Opłucz wafel wodą DI przez 2 minuty, a następnie wysusz suszarką za pomocą pistoletu do azotu (N2).</li>
	<li>Załaduj wynalezioną płytkę do komory parownika z wiązką elektroniczną i nałóż 0,5 nm żelaza (Fe) pod ciśnieniem w komorze 10-6 torr.</li>
	<li>Wafel pokroić w mniejsze wykrojniki o wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm.</li>
	<li>Usuń fotorezyst, zanurzając go w ciepłym acetonie i izopropanolu (IPA) na 10 minut każdy. Pozostawia to katalizator Fe w prostokątnych wgłębieniach do wzrostu nanorurek.</li>
</ol>
2. Wzrost CVD nanorurek węglowych
<ol>
	<li>Umieść matryce pokryte katalizatorem w rurze kwarcowej pieca do wzrostu CVD.</li>
</ol>
Porada: Określ idealne miejsce dla wzrostu nanorurek. Wzrost jest równomierny na obszarze 2 cale x 2 cale za naszym piecem (rysunek 2c).
<ol start="2">
	<li>Wyżarzać podłoże w powietrzu w temperaturze 880 °C przez jedną godzinę w celu usunięcia pozostałości fotorezystu (rysunek 2a). Pozostawić do ostygnięcia.</li>
	<li>Oczyszczać komorę argonem przez 5 minut przy 3 SLM (standardowy litr na minutę).</li>
	<li>Zwiększ temperaturę pieca do 800 °C w środku rury, utrzymując przepływ 1 SLM argonu (rysunek 2b).</li>
	<li>Przepływaj 0,2 SLM wodoru przez 5 minut, aby zredukować cząstki katalizatora, tj. przekształcić tlenek żelaza w żelazo.</li>
	<li>Wprowadź 5,5 sccm (standardowy centymetr sześcienny na minutę) etylenu (C2H4) przez 35 minut, aby wyhodować SWNT. Utrzymuj przepływ H2 na poziomie 0,2 SLM przez cały proces. Długość SWNT uzyskanych z tej receptury wynosi > 20 mikronów (μm).</li>
	<li>Poczekaj, aż piec ostygnie do temperatury pokojowej przy niewielkim przepływie argonu.</li>
</ol>
3. Produkcja tranzystorów SWNT FET
<ol>
	<li>Zaprojektuj fotomaskę (rysunek 1) do definiowania elektrod źródłowo-drenowych do charakterystyki prądowo-napięciowej (I-V) nanorurek węglowych.</li>
</ol>
Porada: Rozsuń elektrody daleko od siebie na matrycy, aby pozostały dostępne nawet po umieszczeniu mikro-przepływowego stempla na obszarze aktywnej nanorurki.
<ol start="2">
	<li>Wykonaj kroki 1.2 -1.6, aby zdefiniować obszar osadzania metalu dla kontaktów.</li>
	<li>Depozyt Ti/Au 0,5 nm/50 nm dla styków źródło odpływ w komorze parownika z wiązką elektroniczną przy 10-6 torach.</li>
	<li>Pozostaw matrycę w acetonie na noc do zdejmowania metalu. Po starcie zanurz matrycę w IPA na 10 minut, a następnie wysusz suszarką za pomocą pistoletu N2.</li>
	<li>Wykonaj osadzanie kocowe wiązki e 500 nm odparowanej wiązki e2 dla dielektryka bramki przy 10-6 torach.</li>
	<li>Zaprojektuj fotomaskę (rysunek 1) do definiowania elektrody bramkowej.</li>
	<li>Wykonaj kroki 1.2-1.6, aby zdefiniować obszar osadzania metalu bramki.</li>
	<li>Odparować 50 nm/50 nm Cr/Au jako elektrodę górnej bramki w parowniku z wiązką elektroniczną. Wykonaj krok 3.4, aby wykonać metalowy liftoff.</li>
</ol>
Porada: Użyj grubej warstwy chromu, aby zwiększyć wytrzymałość zawieszonej górnej bramy. Wymiary bramy mają również kluczowe znaczenie dla skutecznego zawieszenia.
<ol start="9">
	<li>Pokryj cienką warstwę (20 nm) SiO2 do pasywacji elektrody górnej.</li>
	<li>Zaprojektuj fotomaskę (rysunek 1), aby otworzyć rów w SiO2 w celu uzyskania dostępu do kanału nanorurek węglowych. Zaprojektuj obszar wytrawiania padów w tej samej masce, aby otworzyć obszar dostępu do elektrod źródłowych, drenujących i bramkowych znajdujących się daleko od kanału SWNT.</li>
	<li>Wykonaj kroki 1.2-1.6, aby utworzyć wzór PR, aby otworzyć rów do mokrego wytrawiania SiO2.</li>
	<li>Odparowany SiO2 należy wytrawić na mokro roztworem BHF w stosunku 1:20 przez 3 minuty i 30 sekund. Si3N4 zapewnia warstwę zatrzymującą wytrawianie, aby zapobiec dalszej penetracji BHF.</li>
</ol>
Wskazówka: Zalecana jest kalibracja czasu wytrawiania.
<ol start="13">
	<li>Dokładnie opłucz urządzenie w wodzie DI, a następnie zanurz je w IPA na 5 minut. Wysusz suszarką za pomocą pistoletu N2. Konstrukcja urządzenia pozostaje nienaruszona dzięki grubej warstwie chromu.</li>
</ol>
4. Chemiczna funkcjonalizacja ścian bocznych z nanorurek węglowych
<ol>
	<li>Przygotować roztwór 6 mM estru sukcynimidylowego kwasu 1-pirenebutanowego (PBSE) w dimetyloformamidzie (DMF).</li>
	<li>Inkubować matrycę SWNT FET w tym sprzęgającym roztworze molekularnym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Dokładnie wypłucz matrycę w DMF, aby zmyć nadmiar odczynnika. Wysuszyć urządzenie suszarką.</li>
	<li>Przygotować roztwór 20 mg/ml biotynylo-3, 6-dioksaoktanodiaminy (biotyna PEO amina -BPA) w wodzie DI do biotynylacji SWNT.</li>
	<li>Inkubuj matrycę w tym roztworze przez 18 godzin, po czym dokładnie opłucz matrycę w wodzie DI i wysusz suszarką. BPA przyłącza się do cząsteczki łącznika PBSE.</li>
	<li>Przygotować roztwór 1 mg/ml streptawidyny w roztworze PBS o pH 7,2 do wiązania streptawidyny.</li>
	<li>W przypadku pomiarów statycznych należy inkubować matrycę w roztworze streptawidyny przez 20 minut, aby całkowicie funkcjonalizować biotynylowany SWNT. Dokładnie spłucz i wysusz matrycę. W celu wykrywania w czasie rzeczywistym należy najpierw wytłoczyć kanał przepływu PDMS (krok 6), a następnie przepuścić roztwór streptawidyny na tle o wysokiej sile jonowej w celu wiązania streptawidyny (ryc. 3).</li>
</ol>
Uwaga: Płuczemy matrycę, dozując wodę DI (~50 ml) na matrycę za pomocą butelki do wyciskania. Następnie przenosimy kostkę na inną szalkę Petriego zawierającą wodę demineralizowaną i przesuwamy kostkę przez 1 minutę. Powtarzamy te dwa kroki w sumie 8-10 razy.
5. Przygotowanie formy z polidimetylosiloksanu (PDMS) do komory płynów
<ol>
	<li>Do pojemnika wagowego wlej 9 części wagowych monomeru PDMS i dodaj 1 część wagową utwardzacza i dokładnie wymieszaj.</li>
	<li>Odgazować mieszaninę w eksykatorze przez 25 minut. Bąbelki uniosą się przez mieszaninę i odejdą.</li>
</ol>
Porada: Jeśli mieszanina zacznie się pienić, przewietrz komorę i pozwól jej się uspokoić na kilka sekund przed ponownym odgazowaniem.
<ol start="3">
	<li>Umieść nową płytkę krzemową na szalce Petriego. Wlej na nią odgazowaną mieszaninę PDMS, aby uzyskać warstwę PDMS 5 mm nad płytką.</li>
	<li>Umieścić szalkę Petriego w piekarniku w temperaturze 70 °C na 1 godzinę.</li>
	<li>Wyjmij szalkę Petriego i pozwól jej ostygnąć. Użyj skalpela, aby wyciąć prostokątny kawałek PDMS i wyciągnij go za pomocą pęsety.</li>
</ol>
Tip: Strona PDMS bezpośrednio stykająca się z płytką krzemową jest czysta i wyjątkowo płaska. Ta strona będzie w kontakcie z matrycą SWNT FET. Uważaj, aby go nie zanieczyścić.
<ol start="6">
	<li>Umieść prostokątną matrycę do góry nogami i wywierć w niej otwór za pomocą dziurkacza do biopsji (średnica 3 mm) od płaskiej strony do drugiej. Zapewnia to brak ostrych krawędzi po płaskiej stronie PDMS (Rysunek 4a).</li>
	<li>Ostrożnie umieść komorę PDMS na górze urządzenia, wyrównując ją na powierzchni aktywnej wyprodukowanych matryc SWNT FET (Rysunek 4a, b). Postukaj w nią delikatnie, aby zabezpieczyć stempel na matrycy. Płaska strona łączy się z matrycą, zapewniając szczelną komorę.</li>
</ol>
Porada: Można to zrobić gołym okiem lub za pomocą mikroskopu optycznego z wystarczającą ilością miejsca do pracy. Jeśli PDMS nie przylega dobrze (zwykle jeśli matryca i/lub stempel PDMS nie są czyste), wykonaj plazmę tlenową (20 watów, 15 sekund) na PDMS, aby wspomóc wiązanie. Użycie mocy plazmy wyższej niż ta prowadzi do silniejszego wiązania, jednak w takim przypadku zaobserwowaliśmy rozerwanie elektrod podczas usuwania PDMS.
<ol start="8">
	<li>Usuń stempel PDMS po testach elektrycznych i przed kolejnym krokiem funkcjonalizacji chemicznej, zanurzając matrycę w wodzie DI i delikatnie podnosząc stempel.</li>
</ol>
6. Przygotowanie kanału przepływu mikroprzepływowego
<ol>
	<li>Weź czystą płytkę silikonową i umieść ją na płycie grzejnej w temperaturze 200 °C na 5 minut, aby usunąć wilgoć.</li>
	<li>Wirowanie SU-8 2015 przy 500 obr./min (prędkość narastania 100 obr./min) przez 5 sekund, a następnie 1,250 obr./min przez 30 sekund przy prędkości narastania 300 obr./min. Daje to warstwę SU-8 o grubości 30 μm na płytce krzemowej.</li>
	<li>Wafelek pieczemy na miękko w temperaturze 95°C przez 5 minut.</li>
	<li>Zaprojektuj fotomaskę (Rysunek 4c), aby zdefiniować wzór kanału przepływu o szerokości 300 μm na górze obszaru SWNT.</li>
</ol>
Porada: Aby uniknąć zawalenia się konstrukcji, wystarczy stosunek szerokości kanału do wysokości 10:1 (w tym przypadku 300 μm: 30 μm).
<ol start="5">
	<li>Za pomocą fotolitografii UV 365 nm zdefiniuj kanał przepływu z czasem naświetlania UV wynoszącym 0,9 sek.</li>
	<li>Piecz matrycę w temperaturze 95 °C przez 5 minut.</li>
	<li>Rozwijaj wzór w wywoływaczu SU-8 przez 5 minut, czemu towarzyszy delikatne potrząsanie.</li>
	<li>Wafel opłucz w IPA i wysusz suszarką za pomocą pistoletuN2.</li>
	<li>Wykonaj kroki 5.1-5.2, aby przygotować mieszaninę PDMS.</li>
	<li>Umieścić wafel z formą SU-8 w eksykatorze wraz z 2-3 kroplami środka silanizującego trichloro(3, 3, 3-trifluoropropylo)silan na szalce Petriego. Włącz pompę próżniową, pozwól wafli siedzieć w próżni przez 1 godzinę.</li>
	<li>Odgazowaną mieszaninę PDMS wylać na wafel i podgrzewać w piekarniku w temperaturze 70 °C przez 1 godzinę.</li>
	<li>Wytnij formę PDMS (negatyw SU-8) za pomocą skalpela.</li>
	<li>Umieść stempel PDMS do góry nogami i za pomocą stempla do biopsji (średnica 0,75 mm) wywierc otwór na każdym końcu kanału przepływowego. Upewnij się, że wiercisz otwór od płaskiej strony (strona stykająca się z płytką silikonową) do drugiej, aby uniknąć ostrych krawędzi (Rysunek 4e).</li>
	<li>Ostrożnie umieść komorę przepływową PDMS na górze urządzenia, wyrównując ją na powierzchni aktywnej wyprodukowanego matrycy SWNT FET pod mikroskopem. Postukaj w nią delikatnie, aby zabezpieczyć stempel na matrycy. Płaska strona łączy się z matrycą, zapewniając szczelną komorę. (Rysunek 4c i 4d)</li>
	<li>Wsuń rurkę polietylenową do otworów i podłącz drugi koniec do źródła płynu i opróżnij strzykawkę (Rysunek 4e).</li>
	<li>Podłączyć strzykawkę do systemu pompy strzykawkowej, aby utrzymać kontrolowany przepływ płynu przez kanał (Rysunek 6).</li>
</ol>
7. Konfiguracja pomiaru elektrycznego prądu stałego
<ol>
	<li>Podłącz styki źródła i bramki SWNT FET do voltage porty karty DAQ.</li>
	<li>Podłącz styk drenu do portu wejściowego karty DAQ za pomocą przedwzmacniacza prądowego.</li>
	<li>Przyłóż 30 miliwoltów (mV) do styku źródła, przesuń napięcie bramki i zarejestruj prąd z odpływu (rysunek 5a).</li>
</ol>
Porada: Dla pomiarów w roztworze, utrzymuj parametr przemiatania napięcia bramki w granicach |0,7 wolta|, aby uniknąć wycieku i reakcji między metalową elektrodą bramki a roztworem.
8. Konfiguracja pomiaru elektrycznego prądu przemiennego
<ol>
	<li>Podłącz sygnał Ref-out z lock-in amplifier do zewnętrznego portu sygnału modulacji w generatorze częstotliwości, aby skonfigurować wyjście częstotliwości modulowanej AM.</li>
	<li>Podłącz styk źródła SWNT FET do portu wyjściowego RF modulowanego AM generatora częstotliwości i napięcia stałego z karty DAQ za pomocą trójnika polaryzacji (Rysunek 5b i 5c).</li>
	<li>Podłącz styk bramki do portu napięcia karty DAQ.</li>
	<li>Podłącz styk drenu do wzmacniacza blokującego, aby odczytać prąd przemienny przez nanorurkę. Odczyt amplitudy i fazy prądu przez porty wejściowe DAQ.</li>
	<li>Utrzymuj napięcie prądu stałego źródła na poziomie 0 V i częstotliwość sygnału AM na poziomie 200 kiloherców (kHz).</li>
	<li>Przemiataj napięcie bramki i zmierz prąd z odpływu.</li>
	<li>Zwiększ częstotliwość i powtórz krok 8.6 dla przemiatania Imix-V g z różnymi częstotliwościami.</li>
</ol>
9. Pomiary elektryczne w roztworze (brak przepływu)
<ol>
	<li>Przygotować roztwory soli 1 mM NaCl, 10 mM NaCl i 100 mM NaCl, zaczynając od roztworu podstawowego 5M NaCl.</li>
	<li>Weź urządzenie SWNT z kroku 3.13. Wykonaj kroki 4.1-4.5, aby uzyskać urządzenie do biotynylowania.</li>
	<li>Wykonaj krok 5, aby umieścić komorę PDMS na górze urządzenia.</li>
	<li>Napełnij komorę wodą DI za pomocą pipety.</li>
	<li>Wykonaj krok 8, aby wykonać pomiary mieszania częstotliwości dla różnych częstotliwości.</li>
	<li>Powtórzyć 9.4 dla trzech różnych roztworów soli: 1 mM NaCl, 10 mM NaCl i 100 mM NaCl.</li>
</ol>
Porada: Użyj pipety, aby pobrać poprzedni roztwór, a następnie kilkakrotnie przepłukać komorę nowym roztworem. Zawsze zmieniaj roztwory o niskim i wysokim stężeniu.
<ol start="7">
	<li>Usuń stempel PDMS, delikatnie podnosząc stempel pęsetą.</li>
	<li>Dokładnie spłucz urządzenie wodą DI.</li>
	<li>Przeprowadzić wiązanie streptawidyny, jak wyjaśniono w 4.6-4.7.</li>
	<li>Powtórz kroki 9.3-9.6.</li>
</ol>
10. Pomiar elektryczny w roztworze (przepływ w czasie rzeczywistym)
<ol>
	<li>Przygotować 100 mM roztwór soli NaCl, zaczynając od 5 M roztworu podstawowego NaCl.</li>
	<li>Weź urządzenie SWNT z kroku 3.13. Wykonaj kroki 4.1-4.5, aby uzyskać urządzenie do biotynylowania.</li>
	<li>Umieść kanał przepływu mikroprzepływowego na urządzeniu, postępując zgodnie z krokiem 6. Podłączyć pustą strzykawkę do jednego końca kanału mikroprzepływowego, aby działała w trybie pobierania. Na drugim końcu podłącz strzykawkę z roztworem tła 100 mM NaCl.</li>
	<li>Skonfiguruj pomiar elektryczny zgodnie z opisem w kroku 8. Ustal częstotliwość (f = 10 MHz) i napięcie bramki polaryzacja (V = 0).</li>
	<li>Uruchomić pompę strzykawkową w trybie pobierania (natężenie przepływu = 0,4 ml godzina-1) i monitorować aktualny sygnał w czasie. Zmień roztwór na 1 mg/ml streptawidyny w 100 mM NaCl i monitoruj zmianę sygnału pod kątem wiązania streptawidyny z biotyną (ryc. 6).</li>
</ol>

<ol><li>Dekker, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+nanotubes+as+molecular+quantum+wires%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Today%22%5BJournal%5D)">Carbon nanotubes as molecular quantum wires.</a> Phys. Today. 52, 22-28 (1999).</li>
<li>McEuen, P. L., Fuhrer, M. S., Park, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-walled+carbon+nanotube+electronics%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">Single-walled carbon nanotube electronics.</a> IEEE Transactions on Nanotechnology. 1, 78-85 (2002).</li>
<li>Duan, X. F., Huang, Y., Cui, Y., Wang, J. F., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indium+phosphide+nanowires+as+building+blocks+for+nanoscale+electronic+and+optoelectronic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Indium phosphide nanowires as building blocks for nanoscale electronic and optoelectronic devices.</a> Nature. 409, 66-69 (2001).</li>
<li>Cui, Y., Zhong, Z. H., Wang, D. L., Wang, W. U., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+performance+silicon+nanowire+field+effect+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">High performance silicon nanowire field effect transistors.</a> Nano Letters. 3, 149-152 (2003).</li>
<li>Heller, I., Janssens, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+the+mechanism+of+biosensing+with+carbon+nanotube+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Identifying the mechanism of biosensing with carbon nanotube transistors.</a> Nano Letters. 8, 591-595 (2008).</li>
<li>Stern, E., Wagner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Importance+of+the+debye+screening+length+on+nanowire+field+effect+transistor+sensors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Importance of the debye screening length on nanowire field effect transistor sensors.</a> Nano Letters. 7, 3405-3409 (2007).</li>
<li>Zhang, G. J., Zhang, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+sensing+by+silicon+nanowire%3A+Charge+layer+distance+dependence%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">DNA sensing by silicon nanowire: Charge layer distance dependence.</a> Nano Letters. 8, 1066-1070 (2008).</li>
<li>Sorgenfrei, S., Chiu, C. -y, Johnston, M., Nuckolls, C., Shepard, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Debye+Screening+in+Single-Molecule+Carbon+Nanotube+Field-Effect+Sensors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Debye Screening in Single-Molecule Carbon Nanotube Field-Effect Sensors.</a> Nano Letters. 11, 3739-3743 (2011).</li>
<li>Appenzeller, J., Frank, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency+dependent+characterization+of+transport+properties+in+carbon+nanotube+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Frequency dependent characterization of transport properties in carbon nanotube transistors.</a> Applied Physics Letters. 84, 1771-1773 (2004).</li>
<li>Rosenblatt, S., Lin, H., Sazonova, V., Tiwari, S., McEuen, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mixing+at+50+GHz+using+a+single-walled+carbon+nanotube+transistor%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Mixing at 50 GHz using a single-walled carbon nanotube transistor.</a> Applied Physics Letters. 87, (2005).</li>
<li>Kulkarni, G. S., Zhong, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+beyond+the+Debye+Screening+Length+in+a+High-Frequency+Nanoelectronic+Biosensor%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Detection beyond the Debye Screening Length in a High-Frequency Nanoelectronic Biosensor.</a> Nano Letters. 12, 719-723 (2012).</li>
<li>Sazonova, V. A Tunable Carbon Nanotube Resonator. , Cornell University. (2006).</li>
<li>Chen, R. J., Zhang, Y. G., Wang, D. W., Dai, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noncovalent+sidewall+functionalization+of+single-walled+carbon+nanotubes+for+protein+immobilization%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Noncovalent sidewall functionalization of single-walled carbon nanotubes for protein immobilization.</a> Journal of the American Chemical Society. 123, 3838-3839 (2001).</li>
<li>Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+prototyping+of+microfluidic+systems+in+poly%28dimethylsiloxane%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Rapid prototyping of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane.</a> Analytical Chemistry. 70, 4974-4984 (1998).</li>
<li>Zheng, G. F., Patolsky, F., Cui, Y., Wang, W. U., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplexed+electrical+detection+of+cancer+markers+with+nanowire+sensor+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Multiplexed electrical detection of cancer markers with nanowire sensor arrays.</a> Nature Biotechnology. 23, 1294-1301 (2005).</li>
<li>Star, A., Han, T. R., Gabriel, J. C. P., Bradley, K., Gruner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+aromatic+compounds+with+carbon+nanotubes%3A+Correlation+to+the+Hammett+parameter+of+the+substituent+and+measured+carbon+nanotube+FET+response%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Interaction of aromatic compounds with carbon nanotubes: Correlation to the Hammett parameter of the substituent and measured carbon nanotube FET response.</a> Nano Letters. 3, 1421-1423 (2003).</li>
<li>Besteman, K., Lee, J. O., Wiertz, F. G. M., Heering, H. A., Dekker, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzyme-coated+carbon+nanotubes+as+single-molecule+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Enzyme-coated carbon nanotubes as single-molecule biosensors.</a> Nano Letters. 3, 727-730 (2003).</li>
<li>Snow, E. S., Perkins, F. K., Houser, E. J., Badescu, S. C., Reinecke, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+detection+with+a+single-walled+carbon+nanotube+capacitor%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Chemical detection with a single-walled carbon nanotube capacitor.</a> Science. 307, 1942-1945 (2005).</li>
<li>Kong, J., Franklin, N. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotube+molecular+wires+as+chemical+sensors%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Nanotube molecular wires as chemical sensors.</a> Science. 287, 622-625 (2000).</li>
<li>Star, A., Tu, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+detection+of+DNA+hybridization+using+carbon+nanotube+network+field-effect+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Label-free detection of DNA hybridization using carbon nanotube network field-effect transistors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 921-926 (2006).</li>
<li>Patolsky, F., Zheng, G. F., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanowire-based+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Nanowire-based biosensors.</a> Analytical Chemistry. 78, 4260-4269 (2006).</li>
<li>Stern, E., Klemic, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+immunodetection+with+CMOS-compatible+semiconducting+nanowires%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Label-free immunodetection with CMOS-compatible semiconducting nanowires.</a> Nature. 445, 519-522 (2007).</li>
<li>Krivitsky, V., Hsiung, L. -C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanowires+Forest-Based+On-Chip+Biomolecular+Filtering%2C+Separation+and+Preconcentration+Devices%3A+Nanowires+Do+it+All%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Nanowires Forest-Based On-Chip Biomolecular Filtering, Separation and Preconcentration Devices: Nanowires Do it All.</a> Nano Letters. 12, 4748-4756 (2012).</li>
<li>Kong, J., Soh, H. T., Cassell, A. M., Quate, C. F., Dai, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+individual+single-walled+carbon+nanotubes+on+patterned+silicon+wafers%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Synthesis of individual single-walled carbon nanotubes on patterned silicon wafers.</a> Nature. 395, 878-881 (1998).</li>
<li>Liu, G., Velasco, J., Bao, W. Z., Lau, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+graphene+p-n-p+junctions+with+contactless+top+gates%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Fabrication of graphene p-n-p junctions with contactless top gates.</a> Applied Physics Letters. 92, (2008).</li>
<li>Katz, E., Willner, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+biomolecular+interactions+at+conductive+and+semiconductive+surfaces+by+impedance+spectroscopy%3A+Routes+to+impedimetric+immunosensors%2C+DNA-Sensors%2C+and+enzyme+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Electroanalysis%22%5BJournal%5D)">Probing biomolecular interactions at conductive and semiconductive surfaces by impedance spectroscopy: Routes to impedimetric immunosensors, DNA-Sensors, and enzyme biosensors.</a> Electroanalysis. 15, 913-947 (2003).</li>
<li>K'Owino, I. O., Sadik, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impedance+spectroscopy%3A+A+powerful+tool+for+rapid+biomolecular+screening+and+cell+culture+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Electroanalysis%22%5BJournal%5D)">Impedance spectroscopy: A powerful tool for rapid biomolecular screening and cell culture monitoring.</a> Electroanalysis. 17, 2101-2113 (2005).</li>
<li>Elnathan, R., Kwiat, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biorecognition+Layer+Engineering%3A+Overcoming+Screening+Limitations+of+Nanowire-Based+FET+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Biorecognition Layer Engineering: Overcoming Screening Limitations of Nanowire-Based FET Devices.</a> Nano Letters. 12, 5245-5254 (2012).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Wzrost nanorurek węglowych zależy nie tylko od warunków panujących w piecu, ale także od czystości podłoża. Optymalne natężenie przepływu gazu, temperatura i ciśnienie dla wzrostu muszą być starannie skalibrowane, a po ustaleniu są mniej więcej stabilne. Nawet przy spełnieniu tych warunków stwierdziliśmy, że wzrost zależy od wzorzystej powierzchni katalizatora, ilości katalizatora i czystości podłoża. W związku z tym uwzględniliśmy wiele rozmiarów wgłębień katalizatora, aby uwzględnić zmienność wzrostu. Godzinny etap wyż...

Gdy naelektryzowana cząsteczka wiąże się z elektronicznym czujnikiem opartym na SWNT lub NW, może ona oddać/przyjąć elektrony lub działać jako lokalna bramka elektrostatyczna. W obu przypadkach związana cząsteczka może zmienić gęstość ładunku w kanale SWNT lub NW, co prowadzi do zmiany zmierzonej przewodności DC czujnika. Dzięki badaniu charakterystyk DC nanoczujników podczas takich zdarzeń wiązania udało się skutecznie wykryć szeroką gamę cząsteczek15-20. Mimo że mechanizm detekcji oparty na wykrywaniu ładunku posiada wiele zalet, w tym detekcję bez znakowania21, czułość rzędu femtomola22 oraz możliwość elektronicznego odczytu15, jest on skuteczny jedynie w roztworach o niskiej sile jonowej. W roztworach o wysokiej sile jonowej detekcja DC jest utrudniona przez ekranowanie jonowe6-8. Naelektryzowana powierzchnia przyciąga przeciwjony z roztworu, co tworzy warstwę podwójną (EDL) w pobliżu powierzchni. EDL skutecznie ekranuje te ładunki. Wraz ze wzrostem siły jonowej roztworu warstwa EDL staje się węższa, a ekranowanie wzrasta. Efekt ekranowania ten jest charakteryzowany przez długość ekranowania Debye'a λD,
<img alt="Wzór na długość Debye'a, λ_D, równanie; elektrostatyka, stała dielektryczna, temperatura, ładunek." fo:src="/files/ftp_upload/50438/50438eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50438/50438eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"> 
, gdzie ε to przenikalność dielektryczna ośrodka, kB to stała Boltzmanna, T to temperatura, q to ładunek elektronu, a c to siła jonowa roztworu elektrolitu. Dla typowego roztworu buforowego 100 mM, λD wynosi około 1 nm, a potencjał powierzchniowy zostanie całkowicie ekranowany w odległości kilku nm. W rezultacie większość nanoelektronicznych czujników opartych na SWNT lub NW działa albo w stanie suchym20, albo w roztworach o niskiej sile jonowej5,15,17,21-22 (c ~ 1 nM - 10 mM); w przeciwnym razie próbka musi zostać poddana etapom odsalania15,23. Urządzenia diagnostyczne typu point-of-care muszą działać w fizjologicznie istotnych siłach jonowych w miejscu pobrania próbki od pacjenta, przy ograniczonej możliwości przetwarzania próbek. Dlatego złagodzenie efektu ekranowania jonowego jest kluczowe dla opracowania i wdrożenia nanoelektronicznych biosensorów POC.
Łagodzimy efekt ekranowania jonowego poprzez pracę nanoelektronicznego czujnika opartego na SWNT w zakresie częstotliwości megahertzowych. Przedstawiony tutaj protokół szczegółowo opisuje wykonanie nanoelektronicznej platformy sensorowej opartej na tranzystorze SWNT oraz pomiar mieszania wysokiej częstotliwości w celu detekcji biomolekularnej. Jednościanne nanorurki węglowe są hodowane metodą chemicznego osadzania z fazy gazowej na podłożach z naniesionymi katalizatorami Fe24. W naszych tranzystorach SWNT zastosowaliśmy zawieszoną bramkę górną25 umieszczoną 500 nm nad nanorurką, co pomaga zwiększyć odpowiedź czujnika przy wysokich częstotliwościach i pozwala również na zastosowanie kompaktowej komory mikrofluidycznej do uszczelnienia urządzenia. Tranzystory SWNT pracują jako mieszacze wysokiej częstotliwości9-11, aby przezwyciężyć tło efektów ekranowania jonowego. Przy wysokich częstotliwościach ruchome jony w roztworze nie mają wystarczająco dużo czasu, aby utworzyć EDL, a fluktuujące dipole biomolekularne nadal mogą sterować bramką SWNT, generując prąd mieszania, który stanowi nasz sygnał detekcyjny. Mieszanie częstotliwości wynika z nieliniowej charakterystyki I-V tranzystora polowego FET z nanorurką. Nasza technika detekcji różni się od konwencjonalnych technik detekcji opartej na ładunku oraz spektroskopii impedancyjnej26-27. Po pierwsze, wykrywamy dipole biomolekularne przy wysokiej częstotliwości, a nie powiązane z nimi ładunki. Po drugie, wysoka transkonduktancja tranzystora SWNT zapewnia wewnętrze wzmocnienie sygnału sensorowego. Eliminuje to potrzebę zewnętrznego wzmacniania, co ma miejsce w przypadku pomiarów impedancji wysokiej częstotliwości. Niedawno inne grupy zajęły się również detekcją biomolekularną w wysokich stężeniach tła23,28. Jednak metody te są bardziej skomplikowane i wymagają złożonej fabrykacji lub precyzyjnej inżynierii chemicznej cząsteczek receptorowych. Nasz czujnik SWNT wysokiej częstotliwości opiera się na prostszej konstrukcji i wykorzystuje immanentną właściwość mieszania częstotliwości tranzystora nanorurkowego. Jesteśmy w stanie złagodzić efekty ekranowania jonowego, co zapowiada nową platformę biosensoryczną do detekcji w czasie rzeczywistym w punkcie opieki (point-of-care), gdzie pożądane są biosensory funkcjonujące bezpośrednio w warunkach fizjologicznie istotnych.

<table><tbody><tr><td colspan="4">AGENT</td></tr><tr><td colspan="4">Odczynniki, które zostały dostarczone w Lurie Nanofabrication Facility (University of Michigan) są oznaczone jako LNF w kolumnie katalogu. Chemikalia, które wymagają wyposażenia ochronnego (rękawice, okulary ochronne, maska na twarz, fartuch) i/lub wyciąg spalinowy, są oznaczone środkami ochrony osobistej w sekcji komentarzy.</td></tr><tr><td>Płytki krzemowe (typ P, < 100>, 500-550 &mu; m gruby)</td><td>Silicon Valley Microelectronics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SPR 220 3.0</td><td>Dow (Rohm and Haas)</td><td>Megaposit SPR</td><td>PPE</td></tr><tr><td>AZ 300MIF</td><td>AZ Electronic Material Corporation</td><td></td><td>PPE</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>J T Baker</td><td>9005-05</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Izopropanol (IPA)</td><td>J T Baker</td><td>9079-05</td><td></td></tr><tr><td>Buforowany kwas fluorowodorowy</td><td>Transen</td><td></td><td>PPE</td></tr><tr><td>Kwas 1-pirenowo-butanowy, ester sukcynimidylu</td><td>Sondy molekularne</td><td>P130</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Biotyna PEO Amine</td><td>Thermo Scientific</td><td>EZ-Link PEG2 Biotyna, # 21346</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Streptawidyna</td><td>Invitrogen</td><td>S 888</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Dimetyloformamid</td><td>MP Biomedicals</td><td>0219514791</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Polidimetylosiloksan Baza elastomerowa i utwardzacz</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184 Zestaw elastomerów</td><td>PPE</td></tr><tr><td>SU-8 2015</td><td>Microchem</td><td>Y111064</td><td>PPE</td></tr><tr><td>SU-8 Developer</td><td>Microchem</td><td>Y020100</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Środek silanizujący</td><td>Sigma</td><td>Aldrich 452807</td><td>PPE</td></tr><tr><td>Czystość wodoru</td><td>Plus</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Czystość etylenu</td><td>Plus</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Argon</td> System soli fizjologicznej buforu fosforanowego <td>Purity Plus</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma Aldrich</td><td>PBS1</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">EQUIPMENT</td></tr><tr><td colspan="4">Sprzęt dostarczony przez Lurie Nanofabrication Facility (University of Michigan) jest oznaczony jako LNF w kolumnie Katalog.</td></tr><tr><td>GCA 200 Autostepper</td><td>GCA</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Niskociśnieniowe narzędzie do chemicznego osadzania z fazy gazowej</td><td>Tempress</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Parownik e-beam</td><td>Enerjet</td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Piec wzrostowy CNT</td><td>Pierwszy Nano</td><td>Easy Tube 3000 (LNF)Fotomaski</td><td></td></tr> <tr><td></td><td></td><td>Nanofilm LNF</td><td></td></tr><tr><td>szalka Petriego (150mm)</td><td></td><td>LNF</td><td></td></tr><tr><td>Eksykator</td><td>Bel-Art</td><td>F420100000</td><td></td></tr><tr><td>Dziurkacz do biopsji</td><td>Ted Pella</td><td>15071/78</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Ted Pella</td><td>548</td><td></td></tr><tr><td>Rurka polietylenowa PE-50</td><td>VWR</td><td>20903-414</td><td></td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>New Era Systemy pomp</td><td>NE-1000</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka</td><td>Fisher Scientific</td><td>BD Safety-Lok Strzykawki</td><td></td></tr><tr><td>Igły strzykawkowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-821-13A</td><td></td></tr><tr><td>Karta DAQ</td><td>National Instruments</td><td>779111-01</td><td></td></tr><tr><td>Złącze GPIB</td><td>National Instruments</td><td>778032-51</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz blokujący</td><td>Generator częstotliwości Stanford Research Systems</td><td>SR 830</td><td></td></tr><tr><td></td><td>HP Agilent</td><td>8648B, 9kHz -2GHz</td><td></td></tr><tr><td>Bias Tee</td><td>Picosecond</td><td>5575A-104</td><td></td></tr><tr><td>Przedwzmacniacz prądowy</td><td>DL Instruments, LLC</td><td>DL 1211</td><td></td></tr><tr><td>BNC</td><td>Allied Electronics</td><td>665-xxxx</td><td></td></tr><tr><td>SMA</td><td>Sentro Tech Corp</td><td>SCF65141</td><td></td></tr></tbody></table>

wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej

Fabrication of Carbon Nanotube High-Frequency Nanoelectronic Biosensor for Sensing in High Ionic Strength Solutions

Unikalne właściwości elektroniczne i wysoki stosunek powierzchni do objętości jednościennych nanorurek węglowych (SWNT) i nanodrutów półprzewodnikowych (NW) 1-4 sprawiają, że są one dobrymi kandydatami na biosensory o wysokiej czułości. Kiedy naładowana cząsteczka wiąże się z taką powierzchnią czujnika, zmienia gęstość nośnika5 w czujniku, powodując zmiany w jego przewodności prądu stałego. Jednak w roztworze jonowym naładowana powierzchnia przyciąga również przeciwjony z roztworu, tworząc podwójną warstwę elektryczną (EDL). Ten EDL skutecznie odsiewa ładunek, a w fizjologicznie istotnych warunkach ~100 milimolowych (mM), charakterystyczna długość ekranu ładunku (długość Debye'a) jest mniejsza niż nanometr (nm). Tak więc w roztworach o wysokiej sile jonowej wykrywanie oparte na ładunku (DC) jest zasadniczo utrudnione6-8.
Przezwyciężamy efekty ekranowania ładunków, wykrywając dipole molekularne, a nie ładunki o wysokiej częstotliwości, używając tranzystorów z efektem pola nanorurek węglowych jako mikserów wysokiej częstotliwości9-11. Przy wysokich częstotliwościach siła napędowa prądu przemiennego nie jest już w stanie pokonać oporu roztworu, a jony w roztworze nie mają wystarczająco dużo czasu, aby utworzyć EDL. Co więcej, technika mieszania częstotliwości pozwala nam działać na częstotliwościach wystarczająco wysokich, aby przezwyciężyć ekranowanie jonowe, a jednocześnie wykrywać sygnały detekcji na niższych częstotliwościach11-12. Ponadto wysoka transkonduktancja tranzystorów SWNT zapewnia wewnętrzne wzmocnienie sygnału detekcji, co eliminuje potrzebę stosowania zewnętrznego wzmacniacza sygnału.
Tutaj opisujemy protokół (a) produkcji tranzystorów SWNT, (b) funkcjonalizacji biomolekuł do nanorurki13, (c) zaprojektowania i naniesienia na urządzenie komory mikroprzepływowej z poli-dimetylosiloksanu (PDMS)14, oraz (d) przeprowadzenia wykrywania wysokiej częstotliwości w różnych roztworach siły jonowej11.

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego tranzystora SWNT z zawieszoną bramką górną przedstawiono na Rysunku 7a. Wymiary bramki mają kluczowe znaczenie dla zawieszenia25. Obecne wymiary konstrukcyjne wynoszą (długość x szerokość x grubość = 25 μm x 1 μm x 100 nm). Elektroda bramki składa się z 50 nm Cr/50 nm Au; gruba warstwa chromu zwiększa wytrzymałość zawieszonej struktury. Zawieszenie struktury potwierdzono brakiem prądu upływu pomiędzy bramką górną a drenem (Rysunek 7b</str...

Opisujemy protokół produkcji i pomiaru urządzeń dla biosensorów wysokiej częstotliwości opartych na nanorurkach węglowych. Technika wykrywania wysokiej częstotliwości łagodzi podstawowy efekt ekranowania jonowego (Debye) i umożliwia pracę biosensora z nanorurkami w roztworach o wysokiej sile jonowej, w których zawodzą konwencjonalne bioczujniki elektroniczne. Nasza technologia stanowi unikalną platformę dla elektronicznych bioczujników przyłóżkowych (POC) działających w warunkach fizjologicznie istotnych.

Wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej

The unique electronic properties and high surface-to-volume ratios of single-walled carbon nanotubes (SWNT) and semiconductor nanowires (NW) 1-4 make them ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest zaprezentowanie nowej nanoelektrycznej platformy sensorycznej do biomolekularnej detekcji w punkcie opieki (point-of-care) w roztworach o wysokiej sile jonowej. Osiąga się to poprzez pracę tranzystorów polowych opartych na jednościennych nanorurkach węglowych przy wysokiej częstotliwości w celu zminimalizowania efektu ekranowania jonowego. W pierwszej kolejności tranzystory nanorurkowe są wytwarzane i funkcjonalizowane cząsteczkami receptorowymi.W drugim kroku urządzenia są zamykane w mikrofluidycznym kanale przepływowym, który umożliwia wstrzykiwanie roztworów próbek biomolekuł w celu detekcji w czasie rzeczywistym. Następnie tranzystory polowe oparte na jednościennych nanorurkach węglowych są wykorzystywane jako mieszacze wysokiej częstotliwości. Aby przezwyciężyć efekt przesłaniania jonowego, przy wysokiej częstotliwości wymuszenia jony i roztwory nie są już w stanie skutecznie przesłaniać sensora w postaci nanorurki, co umożliwia detekcję oscylujących momentów dipolowych biomolekuł związanych z powierzchnią.Wyniki wykazują detekcję wiązania streptawidyny i biotyny w 100 mM roztworze tła w oparciu o monitorowanie zmian prądu mieszania przy częstotliwości wymuszania 10 MHz. Główną zaletą tej techniki w stosunku do istniejących metod, takich jak detekcja prądu stałego, jest wyeliminowanie efektu ekranowania urządzenia, który zasadniczo utrudnia detekcję prądu stałego w roztworach o wysokiej sile jonowej. W przeciwieństwie do tradycyjnych czujników opartych na detekcji ładunku, nasza metoda wykrywa momenty dipolowe biomolekuł poprzez badanie odpowiedzi wysokoczęstotliwościowej tranzystorów nanorurkowych.Najpierw na pokryty fotorezystem wafelek krzemowy nałóż maskę fotograficzną z prostokątnymi wgłębieniami dla katalizatora i naświetl go promieniowaniem UV I o dawce 300 millijoules per centimeter squared przez 0.3 seconds. Załaduj wywołany wafelek do komory naparowania wiązką elektronów i napać 0.5 nanometers żelaza przy ciśnieniu w komorze 10 to the negative six tor. Po wycięciu z komory pokrytego katalizatorem wafla krzemowego na mniejsze kostki, umieść je w łódce kwarcowej i wprowadź łódkę do pieca wzrostu CVD. Zaprogramuj piec tak, aby temperatura w centrum rury wzrosła do 800 degrees Celsius przy zachowaniu przepływu 1 SLM argonu.Przez pięć minut przepuszczano wodór z przepływem 0,2 SLM, aby zredukować cząsteczki katalizatora i przekształcić tlenek żelaza w żelazo. Następnie przez 35 minut wprowadzano etylen z przepływem 5,5 SCCM w celu wzrostu S wts. Przez cały proces utrzymywano przepływ wodoru na poziomie 0,2 SLM.Po ochłodzeniu do temperatury pokojowej przy niewielkim przepływie argonu, wyjmij barwnik z pieca. Po wyznaczeniu obszaru osadzania metalu dla kontaktów, umieść barwnik w komorze do odparowywania, a następnie nanieś 0,5 nanometra tytanu i 50 nanometrów złota jako metale kontaktowe źródła i drenu w komorze do naparowywania wiązką elektronów przy ciśnieniu rzędu 10⁻⁶ tor. Po zakończeniu procesu, namocz barwnik w acetonie przez noc w celu wykonania procesu liftoff metalu.Następnie zanurz próbkę w izopropanolu na 10 minut i wysusz strumieniem azotu. Dalej umieść barwnik z powrotem w komorze ewaporacyjnej i nanieś 500 nanometrów dwutlenku krzemu metodą naparowania wiązką elektronów przy ciśnieniu 10⁻⁶ tor, a następnie 50 nanometrów chromu i 50 nanometrów złota jako górną elektrodę bramki w ewaporatorze wiązkowym. Po nałożeniu wzoru z fotorezystu wytraw mokrym sposobem naparowany dwutlenek krzemu, używając 1:20 roztworu buforowanego kwasu fluorowodorowego przez 3 minuty i 30 sekund.Następnie należy przygotować 6 mM roztwór PBSE w dimetyloformamidzie i inkubować S-W-N-T-F-E-T-D w roztworze cząsteczki łącznika PBSE przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej. Po tym czasie należy przygotować 20 mg/mL roztwór aminy Peg two biotin w wodzie dejonizowanej.Inkubować barwnik w tym roztworze przez 18 godzin. Następnie dokładnie wypłukać barwnik w wodzie dejonizowanej. Powtórzyć płukanie od 8 do 10 razy, a następnie wysuszyć strumieniem powietrza.Umieść nową płytkę krzemową w szalce Petriego i wlej do niej mieszaninę PDMS z DGAs, aż poziom mieszaniny będzie o pięć milimetrów wyższy niż poziom płytki. Następnie umieść szalkę Petriego w piekarniku w temperaturze 70 °C na jedną godzinę. Wyjmij szalkę Petriego z piekarnika i pozostaw płytkę do ostygnięcia do temperatury pokojowej.Za pomocą skalpela wytnij prostokątny kawałek PDMS i wyjmij go pęsetą. Następnie połóż prostokątny barwnik stroną wierzchnią do dołu i wykonaj otwór przez płaską stronę, używając trzymilimetrowego wycinaka do biopsji. Po umieszczeniu barwnika pod mikroskopem ostrożnie nałóż komorę z PDMS na wierzch barwnika, wyrównując ją z obszarem aktywnym wykonanych urządzeń S-W-N-T-F-E-T.Umieść podłoże krzemowe z formą SU-8 w szalce Petriego i dodaj dwie do trzech kropli 1,3,3,3-tetrafluoropropanolu. Umieść szalkę Petriego w komorze próżniowej na jedną godzinę, a następnie wyjmij szalkę Petriego z komory.Wlej mieszaninę DGAs PDMS na wafelek i ogrzewaj go w piekarniku w temperaturze 70 °C przez jedną godzinę. Po zakończeniu wyjmij szalkę Petriego z piekarnika i poczekaj, aż wafelek ostygnie do temperatury pokojowej. Po wycięciu prostokątnej stempla z PDMS, umieść go do góry dnem i wykonaj otwory na obu końcach kanału przepływowego za pomocą biopsyjnego wycinaka o średnicy 0,75 mm.Po umieszczeniu barwnika pod mikroskopem, ostrożnie nałóż komorę przepływową z PDMS na barwnik, dopasowując ją do obszaru czynnego wykonanych urządzeń S-W-N-T-F-E-T. Następnie wsuń rurkę polietylenową w każdy otwór i podłącz jedną rurkę do beczki strzykawki będącej źródłem płynu, a drugą rurkę do strzykawki odpływowej. Podłącz strzykawkę do pompy strzykawkowej, aby utrzymać kontrolowany przepływ cieczy przez kanał.Aby skonfigurować wyjście częstotliwości modulowanej amplitudowo (AM), należy połączyć sygnał ref out z wzmacniacza lock-in z portem zewnętrznego sygnału modulującego w generatorze częstotliwości. Następnie należy połączyć wyjście RF modulowane AM oraz napięcie DC z bias T, a wyjście bias T połączyć z kontaktem źródłowym SWNT. Na koniec należy połączyć kontakt bramki z portem napięciowym karty DAC, aby odczytać prąd AC przepływający przez nanorurkę.Podłącz kontakt drenu do wzmacniacza lock-in. Podłącz porty amplitudy i fazy wzmacniacza lock-in do portów wejściowych DAC. Utrzymaj napięcie stałe źródła na poziomie 0 V, a częstotliwość sygnału A na poziomie 200 kHz.Zmieniaj napięcie bramki i mierz prąd drenu. Napełnij komorę z cieczą wodą dejonizowaną za pomocą pipety. Przeprowadź pomiar elektryczny AC.Powtórz procedurę dla 1 mM chlorku sodu, 10 mM chlorku sodu oraz 100 mM chlorku sodu, a następnie zmierz odpowiedź urządzenia dla każdego z roztworów. Po umieszczeniu mikrofluidycznego kanału przepływowego na urządzeniu, podłącz jedną rurkę do pustej strzykawki umieszczonej w pompie strzykawkowej, a drugą rurkę do korpusu strzykawki i napełnij go roztworem 100 mM chlorku sodu.Ustaw pompę strzykawkową w trybie pobierania. Do rurki zaciągnięto 100 mM roztwór chlorku sodu. Natężenie prądu można monitorować na komputerze.Następnie należy zmienić roztwór na streptawidynę w stężeniu 1 mg/mL w 100 mM chlorku sodu i monitorować w czasie rzeczywistym zmianę prądu podczas wiązania streptawidyny z biotyną. Przedstawiony jest tutaj obraz z scanning electron microscope tranzystora S SW NT z zawieszoną bramką górną. Elektroda składa się z 50 nm chromu i 50 nm złota, a gruba warstwa chromu wzmacnia zawieszoną strukturę. Zawieszenie struktury potwierdzono brakiem prądu upływu między bramką górną a drenem.Aby scharakteryzować skuteczność funkcjonalizacji ścianek bocznych, monitorowano zmiany w krzywych transferowych FET w prądzie stałym w powietrzu po każdym etapie funkcjonalizacji. Przedstawiono przesunięcie krzywej transferowej dla nienaruszonego FET z nanorurek w prawo po biotynylacji i wiązaniu streptawidyny.Poniżej przedstawiono sygnał mieszanego prądu pomiarowego zmierzony w funkcji napięcia chodu dla typowego urządzenia w 100 millimolar roztworze chlorku sodu. Wykres przedstawia krzywe dla prądu stałego, prądu mieszanego oraz teoretycznego prądu mieszanego. Dane wykazują, że wyniki dla prądu mieszanego są zgodne z modelem teoretycznym.Przedstawiono tutaj reprezentatywne wyniki pomiarów statycznych oraz pomiarów przepływu w czasie rzeczywistym. Krzywe zależności prądu mieszania od napięcia bramki przedstawiają biotynilowane i związane z streptawidyną SWNT w 100 millimolar NaCl. W eksperymencie z przepływem w czasie rzeczywistym prąd mieszania zmienia się po związaniu streptawidyny.Zmianę sygnału zmierzono również przed i po wiązaniu streptawidyny w urządzeniu kontrolnym z krzemu i tlenku w wodzie dejonizowanej przy różnych częstotliwościach; po wiązaniu nie odnotowano żadnych zmian, co wskazuje, że mechanizm detekcji wynika z oddziaływania biomolekuł z SWNT przy wysokich częstotliwościach. Tę technikę pomiarową można zastosować ogólnie w elektronicznych biosensorach opartych na nanorurkach, nanodrutach lub grafenie, a pomiary można przeprowadzać bezpośrednio w roztworach o wysokiej sile jonowej, bez konieczności stosowania czasochłonnych etapów, takich jak odsalanie.

fabrication-carbon-nanotube-high-frequency-nanoelectronic-biosensor

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Produkcja wysokoczęstotliwościowego nanoelektronicznego biosensora z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej

Fluorescencyjne nanocząsteczki wytwarzane w naszym laboratorium są wykorzystywane do obrazowania stężeń jonów i strumieni jonowych w systemach biologicznych, takich jak komórki podczas sygnalizacji oraz płyn śródmiąższowy podczas homeostazy fizjologicznej.

Nanocząstki fluorescencyjne do pomiaru stężenia jonów w systemach biologicznych

Czujniki „e-DNA”, czyli bezodczynnikowe biosensory elektrochemiczne, które wykazują wysoką skuteczność nawet podczas bezpośredniej analizy krwi i innych złożonych matryc, zostały zaadaptowane do wykrywania szerokiego zakresu analitów w postaci kwasów nukleinowych, białek i małych cząsteczek. W niniejszej pracy przedstawiamy ogólną procedurę wytwarzania i stosowania takich czujników.

Wytwarzanie elektrochemicznych biosensorów DNA do bezodczynnikowej detekcji kwasów nukleinowych, białek i małych cząsteczek

Przedstawiono metodę hodowli niskotemperaturowych, pionowo ustawionych nanorurek węglowych, a następnie wytwarzania pionowych struktur testowych połączeń elektrycznych przy użyciu wytwarzania półprzewodników.

Produkcja niskotemperaturowych pionowych połączeń z nanorurek węglowych kompatybilnych z technologią półprzewodnikową

Opisujemy kluczowe etapy biodetekcji za pomocą tranzystorów polowych z polikrzemu nanoprzewodowego, w tym przygotowanie urządzenia oraz immobilizację i potwierdzenie sondy molekularnej DNA na powierzchni nanodrutu, a także warunki do wykrywania DNA.

Przygotowanie tranzystora polowego z nanodrutu krzemowego do zastosowań chemicznych i biosensorycznych

Przedstawiamy protokół inżynierii fazy koronowej w bliskiej podczerwieni fluorescencyjnych jednościennych nanorurek węglowych (SWNT) przy użyciu amfifilowych polimerów i DNA do opracowania czujników dla celów molekularnych bez znanych elementów rozpoznających.

Inżynieria rozpoznawania molekularnego za pomocą polimerów biomimetycznych na jednościennych nanorurkach węglowych

W tym artykule pokazano dielektroforezę wspomaganą przepływem dla samoorganizacji urządzeń nanoprzewodowych. Jako przykład pokazano wytwarzanie tranzystora polowego z nanodrutu krzemowego.

Dielektroforeza wspomagana przepływem: tania metoda wytwarzania wysokowydajnych urządzeń nanoprzewodowych przetwarzalnych w roztworze

Tutaj prezentujemy protokół wytwarzania bezprzewodowej elektrody nanoporowej typu zamkniętego i późniejszego elektrochemicznego pomiaru zderzeń pojedynczych nanocząstek.

Bezprzewodowa elektroda nanoporowa typu zamkniętego do analizy pojedynczych nanocząstek

W tym badaniu modyfikujemy mikroelektrody z włókna węglowego za pomocą nanocząsteczek złota, aby zwiększyć czułość wykrywania neuroprzekaźników.

Mikroelektrody z włókna węglowego modyfikowane nanocząstkami złota dla lepszej detekcji neurochemicznej

W tej pracy opisujemy protokół wytwarzania nanodrutów żelaza, w tym tworzenie porowatej membrany z tlenku glinu, która jest używana jako szablon, elektroosadzanie do szablonów za pomocą roztworu elektrolitu i uwalnianie nanodrutów do roztworu.

Wytwarzanie nanodrutów żelaza za pomocą nanoporowatego anodowanego aluminium i jego charakterystyka

Protokół ten opisuje wytwarzanie jednoczęściowego tranzystora polowego (ISFET) na bazie tlenku indu i cyny (ITO), który może być skonstruowany jako czujnik FET bramkowany roztworem (np. czujnik pH) przy użyciu krótkiego i prostego procesu (około pół dnia). Ten jednoczęściowy tranzystor ITO-ISFET może być również stosowany do biodetekcji.

Wytwarzanie jednoczęściowego tranzystora na bazie tlenku indu i cyny z bramką rozpuszczającą, umożliwiającego czułą biodetekcję

Poznaj wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej. Ta metoda umożliwia czułe wykrywanie interakcji biologicznych w warunkach fizjologicznych.

Wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej (Wideo) | JoVE Journal

Wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej

Przeglądaj więcej filmów