Wytwarzanie nanoelektronicznego biosensora wysokiej częstotliwości z nanorurek węglowych do wykrywania w roztworach o wysokiej sile jonowej

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest zaprezentowanie nowej nanoelektrycznej platformy sensorycznej do biomolekularnej detekcji w punkcie opieki (point-of-care) w roztworach o wysokiej sile jonowej. Osiąga się to poprzez pracę tranzystorów polowych opartych na jednościennych nanorurkach węglowych przy wysokiej częstotliwości w celu zminimalizowania efektu ekranowania jonowego. W pierwszej kolejności tranzystory nanorurkowe są wytwarzane i funkcjonalizowane cząsteczkami receptorowymi.

W drugim kroku urządzenia są zamykane w mikrofluidycznym kanale przepływowym, który umożliwia wstrzykiwanie roztworów próbek biomolekuł w celu detekcji w czasie rzeczywistym. Następnie tranzystory polowe oparte na jednościennych nanorurkach węglowych są wykorzystywane jako mieszacze wysokiej częstotliwości. Aby przezwyciężyć efekt przesłaniania jonowego, przy wysokiej częstotliwości wymuszenia jony i roztwory nie są już w stanie skutecznie przesłaniać sensora w postaci nanorurki, co umożliwia detekcję oscylujących momentów dipolowych biomolekuł związanych z powierzchnią.

Wyniki wykazują detekcję wiązania streptawidyny i biotyny w 100 mM roztworze tła w oparciu o monitorowanie zmian prądu mieszania przy częstotliwości wymuszania 10 MHz. Główną zaletą tej techniki w stosunku do istniejących metod, takich jak detekcja prądu stałego, jest wyeliminowanie efektu ekranowania urządzenia, który zasadniczo utrudnia detekcję prądu stałego w roztworach o wysokiej sile jonowej. W przeciwieństwie do tradycyjnych czujników opartych na detekcji ładunku, nasza metoda wykrywa momenty dipolowe biomolekuł poprzez badanie odpowiedzi wysokoczęstotliwościowej tranzystorów nanorurkowych.

Najpierw na pokryty fotorezystem wafelek krzemowy nałóż maskę fotograficzną z prostokątnymi wgłębieniami dla katalizatora i naświetl go promieniowaniem UV I o dawce 300 millijoules per centimeter squared przez 0.3 seconds. Załaduj wywołany wafelek do komory naparowania wiązką elektronów i napać 0.5 nanometers żelaza przy ciśnieniu w komorze 10 to the negative six tor. Po wycięciu z komory pokrytego katalizatorem wafla krzemowego na mniejsze kostki, umieść je w łódce kwarcowej i wprowadź łódkę do pieca wzrostu CVD. Zaprogramuj piec tak, aby temperatura w centrum rury wzrosła do 800 degrees Celsius przy zachowaniu przepływu 1 SLM argonu.

Przez pięć minut przepuszczano wodór z przepływem 0,2 SLM, aby zredukować cząsteczki katalizatora i przekształcić tlenek żelaza w żelazo. Następnie przez 35 minut wprowadzano etylen z przepływem 5,5 SCCM w celu wzrostu S wts. Przez cały proces utrzymywano przepływ wodoru na poziomie 0,2 SLM.

Po ochłodzeniu do temperatury pokojowej przy niewielkim przepływie argonu, wyjmij barwnik z pieca. Po wyznaczeniu obszaru osadzania metalu dla kontaktów, umieść barwnik w komorze do odparowywania, a następnie nanieś 0,5 nanometra tytanu i 50 nanometrów złota jako metale kontaktowe źródła i drenu w komorze do naparowywania wiązką elektronów przy ciśnieniu rzędu 10⁻⁶ tor. Po zakończeniu procesu, namocz barwnik w acetonie przez noc w celu wykonania procesu liftoff metalu.

Następnie zanurz próbkę w izopropanolu na 10 minut i wysusz strumieniem azotu. Dalej umieść barwnik z powrotem w komorze ewaporacyjnej i nanieś 500 nanometrów dwutlenku krzemu metodą naparowania wiązką elektronów przy ciśnieniu 10⁻⁶ tor, a następnie 50 nanometrów chromu i 50 nanometrów złota jako górną elektrodę bramki w ewaporatorze wiązkowym. Po nałożeniu wzoru z fotorezystu wytraw mokrym sposobem naparowany dwutlenek krzemu, używając 1:20 roztworu buforowanego kwasu fluorowodorowego przez 3 minuty i 30 sekund.

Następnie należy przygotować 6 mM roztwór PBSE w dimetyloformamidzie i inkubować S-W-N-T-F-E-T-D w roztworze cząsteczki łącznika PBSE przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej. Po tym czasie należy przygotować 20 mg/mL roztwór aminy Peg two biotin w wodzie dejonizowanej.

Inkubować barwnik w tym roztworze przez 18 godzin. Następnie dokładnie wypłukać barwnik w wodzie dejonizowanej. Powtórzyć płukanie od 8 do 10 razy, a następnie wysuszyć strumieniem powietrza.

Umieść nową płytkę krzemową w szalce Petriego i wlej do niej mieszaninę PDMS z DGAs, aż poziom mieszaniny będzie o pięć milimetrów wyższy niż poziom płytki. Następnie umieść szalkę Petriego w piekarniku w temperaturze 70 °C na jedną godzinę. Wyjmij szalkę Petriego z piekarnika i pozostaw płytkę do ostygnięcia do temperatury pokojowej.

Za pomocą skalpela wytnij prostokątny kawałek PDMS i wyjmij go pęsetą. Następnie połóż prostokątny barwnik stroną wierzchnią do dołu i wykonaj otwór przez płaską stronę, używając trzymilimetrowego wycinaka do biopsji. Po umieszczeniu barwnika pod mikroskopem ostrożnie nałóż komorę z PDMS na wierzch barwnika, wyrównując ją z obszarem aktywnym wykonanych urządzeń S-W-N-T-F-E-T.

Umieść podłoże krzemowe z formą SU-8 w szalce Petriego i dodaj dwie do trzech kropli 1,3,3,3-tetrafluoropropanolu. Umieść szalkę Petriego w komorze próżniowej na jedną godzinę, a następnie wyjmij szalkę Petriego z komory.

Wlej mieszaninę DGAs PDMS na wafelek i ogrzewaj go w piekarniku w temperaturze 70 °C przez jedną godzinę. Po zakończeniu wyjmij szalkę Petriego z piekarnika i poczekaj, aż wafelek ostygnie do temperatury pokojowej. Po wycięciu prostokątnej stempla z PDMS, umieść go do góry dnem i wykonaj otwory na obu końcach kanału przepływowego za pomocą biopsyjnego wycinaka o średnicy 0,75 mm.

Po umieszczeniu barwnika pod mikroskopem, ostrożnie nałóż komorę przepływową z PDMS na barwnik, dopasowując ją do obszaru czynnego wykonanych urządzeń S-W-N-T-F-E-T. Następnie wsuń rurkę polietylenową w każdy otwór i podłącz jedną rurkę do beczki strzykawki będącej źródłem płynu, a drugą rurkę do strzykawki odpływowej. Podłącz strzykawkę do pompy strzykawkowej, aby utrzymać kontrolowany przepływ cieczy przez kanał.

Aby skonfigurować wyjście częstotliwości modulowanej amplitudowo (AM), należy połączyć sygnał ref out z wzmacniacza lock-in z portem zewnętrznego sygnału modulującego w generatorze częstotliwości. Następnie należy połączyć wyjście RF modulowane AM oraz napięcie DC z bias T, a wyjście bias T połączyć z kontaktem źródłowym SWNT. Na koniec należy połączyć kontakt bramki z portem napięciowym karty DAC, aby odczytać prąd AC przepływający przez nanorurkę.

Podłącz kontakt drenu do wzmacniacza lock-in. Podłącz porty amplitudy i fazy wzmacniacza lock-in do portów wejściowych DAC. Utrzymaj napięcie stałe źródła na poziomie 0 V, a częstotliwość sygnału A na poziomie 200 kHz.

Zmieniaj napięcie bramki i mierz prąd drenu. Napełnij komorę z cieczą wodą dejonizowaną za pomocą pipety. Przeprowadź pomiar elektryczny AC.

Powtórz procedurę dla 1 mM chlorku sodu, 10 mM chlorku sodu oraz 100 mM chlorku sodu, a następnie zmierz odpowiedź urządzenia dla każdego z roztworów. Po umieszczeniu mikrofluidycznego kanału przepływowego na urządzeniu, podłącz jedną rurkę do pustej strzykawki umieszczonej w pompie strzykawkowej, a drugą rurkę do korpusu strzykawki i napełnij go roztworem 100 mM chlorku sodu.

Ustaw pompę strzykawkową w trybie pobierania. Do rurki zaciągnięto 100 mM roztwór chlorku sodu. Natężenie prądu można monitorować na komputerze.

Następnie należy zmienić roztwór na streptawidynę w stężeniu 1 mg/mL w 100 mM chlorku sodu i monitorować w czasie rzeczywistym zmianę prądu podczas wiązania streptawidyny z biotyną. Przedstawiony jest tutaj obraz z scanning electron microscope tranzystora S SW NT z zawieszoną bramką górną. Elektroda składa się z 50 nm chromu i 50 nm złota, a gruba warstwa chromu wzmacnia zawieszoną strukturę. Zawieszenie struktury potwierdzono brakiem prądu upływu między bramką górną a drenem.

Aby scharakteryzować skuteczność funkcjonalizacji ścianek bocznych, monitorowano zmiany w krzywych transferowych FET w prądzie stałym w powietrzu po każdym etapie funkcjonalizacji. Przedstawiono przesunięcie krzywej transferowej dla nienaruszonego FET z nanorurek w prawo po biotynylacji i wiązaniu streptawidyny.

Poniżej przedstawiono sygnał mieszanego prądu pomiarowego zmierzony w funkcji napięcia chodu dla typowego urządzenia w 100 millimolar roztworze chlorku sodu. Wykres przedstawia krzywe dla prądu stałego, prądu mieszanego oraz teoretycznego prądu mieszanego. Dane wykazują, że wyniki dla prądu mieszanego są zgodne z modelem teoretycznym.

Przedstawiono tutaj reprezentatywne wyniki pomiarów statycznych oraz pomiarów przepływu w czasie rzeczywistym. Krzywe zależności prądu mieszania od napięcia bramki przedstawiają biotynilowane i związane z streptawidyną SWNT w 100 millimolar NaCl. W eksperymencie z przepływem w czasie rzeczywistym prąd mieszania zmienia się po związaniu streptawidyny.

Zmianę sygnału zmierzono również przed i po wiązaniu streptawidyny w urządzeniu kontrolnym z krzemu i tlenku w wodzie dejonizowanej przy różnych częstotliwościach; po wiązaniu nie odnotowano żadnych zmian, co wskazuje, że mechanizm detekcji wynika z oddziaływania biomolekuł z SWNT przy wysokich częstotliwościach. Tę technikę pomiarową można zastosować ogólnie w elektronicznych biosensorach opartych na nanorurkach, nanodrutach lub grafenie, a pomiary można przeprowadzać bezpośrednio w roztworach o wysokiej sile jonowej, bez konieczności stosowania czasochłonnych etapów, takich jak odsalanie.