Name: In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-06-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 12 s
Description: Poznaj model płata TRAM u szczurów do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśni i skóry. Ta metoda pozwala ocenić strategie prekondycjonowania w chirurgii rekonstrukcyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez G1000299 grantu Rady ds. Badań Medycznych.
Autor korespondencyjny chciałby podziękować Gary'emu Borthwickowi, University of Edinburgh, za asystę podczas operacji.
Autorzy chcieliby podziękować za porady Helen Douglas i Iaina Mackaya i umożliwić nam obserwację ich procedury płata Deep Lower Epigastric (DIEP) (Canniesburn Plastic Surgery Unit, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK).
Autorzy chcieliby również podziękować Gary'emu Blackie z Uniwersytetu w Edynburgu za pomoc w przygotowaniu filmu do tego artykułu.

Wszystkie operacje są wykonywane zgodnie z wytycznymi brytyjskiego Ministerstwa Spraw Wewnętrznych i Wydziału Usług Weterynaryjnych Uniwersytetu w Edynburgu.
1. Uwagi dotyczące przygotowania do zabiegu chirurgicznego
<ol>
 <li>Przebierz się w czyste fartuchy chirurgiczne, fartuch, czepek i maskę. Oczyść wszystkie powierzchnie sali operacyjnej, w tym sprzęt, 2% chlorheksydyną w 70% alkoholu izopropylowym. </li>
 <li>Przed zabiegiem należy przelać w autoklawie wszystkie materiały i narzędzia chirurgiczne, które będą używane podczas zabiegu. Sterylne opakowania na operację powinny zawierać: 3 serwety, gazę, aplikatory z bawełnianymi końcówkami, folię silikonową i narzędzia chirurgiczne, patrz Tabela Określonych Materiałów i Narzędzi Chirurgicznych oraz Rysunek 1. Zważ szczura i odmierz odpowiednią objętość buprenorfiny (0,04 mg/kg), którą należy podać podskórnie na 1 godzinę przed zakończeniem zabiegu. Ułożyć; 3 x strzykawki o pojemności 1 ml do podawania płynu podskórnego podczas operacji, 2 x 6-0 szwów Vicryl, 1 x 5-0 szwów Ethilon, sterylny marker z linijką i jednorazowym skalpelem z 10 ostrzami, 4 - 5 par sterylnych rękawiczek i ręczny kauteryzator. </li>
 <li>Umieścić 4 x 10 ml sterylnych fiolek z solą fizjologiczną o stężeniu 0,9% w łaźni wodnej podgrzanej do temperatury 37 °C. Zostanie on wykorzystany do wymiany płynu podskórnego (1 ml/kg/godz.) oraz do przepłukania pola operacyjnego. Ustaw koc homeotermiczny, sondę doodbytniczą, lampę grzewczą, mikroskop operacyjny i sprzęt anestezjologiczny. Włącz laser i jego oprogramowanie, ustaw kolejny aparat anestezjologiczny i umieść poduszkę grzewczą pod czarną matą, na której zwierzę będzie się leżało podczas skanowania. </li>
 <li>Używaj samców szczurów Lewisa o wadze 250-300 g. Szczurów domowych przez 7 dni z jedzeniem i wodą ad libitum z 12-godzinnymi cyklami światła i ciemności przed wykonaniem jakiejkolwiek operacji. </li>
</ol>
2. Znieczulenie i przygotowanie skóry
<ol>
 <li>Umieść szczura w komorze indukcyjnej urządzenia do znieczulania i podawaj 4% izofluranu z 1 l / min O2 przez 2-3 minuty w celu wywołania znieczulenia. Wyjmij znieczulonego szczura z komory i połóż go na wznak na czystej, podgrzewanej macie. Utrzymuj izofluran na poziomie 1,5% za pomocą stożka nosowego. Zastosuj lakrilube lub podobny środek, aby zapobiec ścieraniu rogówki podczas zabiegu. Przed kontynuowaniem wykonaj test szczypania opuszki stopy, aby upewnić się, że zwierzę jest odpowiednio znieczulone. Powtórz ten ostatni test przed każdym głównym etapem procedury i odpowiednio dostosuj stężenie wziewnego środka znieczulającego. </li>
 <li>Dokładnie ogol przednią część brzucha za pomocą golarki elektrycznej, aby cała powierzchnia brzucha była odsłonięta. Krem do depilacji należy nakładać na czas zalecany przez dostawcę. Usuń krem i dokładnie spłucz skórę podgrzaną sterylną solą fizjologiczną, aby usunąć wszelkie ślady kremu. Nałóż 2% chlorheksydyny w 70% alkoholu izopropylowym na skórę i pozostaw do wyschnięcia przed kontynuacją. Jest to standardowe przygotowanie skóry na naszym oddziale oparte na aktualnych dowodach dotyczących zakażenia miejsca operowanego. 34 Proszę omówić ze swoim Oddziałem Weterynaryjnym, jaka jest standardowa procedura w Państwa oddziale przed wyborem protokołu przygotowania skóry. </li>
 <li>Umieść 2 zasłony po obu stronach szczura i zadbaj o ich sterylność. Załóż sterylne rękawiczki i z pomocą asystenta otwórz sterylne opakowania. Umieść wszystkie narzędzia na jednej serwetce, a na drugiej szwy, gazę, bawełniane aplikatory, silikonowy arkusz i sterylny marker z linijką.</li>
<li> Zidentyfikuj linię środkową, używając xiphisternum i ogona jako punktów odniesienia. Zaznacz linię środkową. Zmierz 0,8 cm poniżej wyrostka mieczykowatego i zaznacz ten punkt. Od tego punktu narysuj linię prostopadłą do linii środkowej. Przyjmując linię środkową jako środek klapy, zaznacz 1 cm i 2 cm po lewej i prawej stronie linii środkowej. Narysuj pionowe linie równoległe do linii środkowej z punktów. Zmierz 4 cm poniżej oryginalnej linii poziomej i narysuj do niej kolejną równoległą. Zgodnie z tymi instrukcjami nakreślono klapkę o wymiarach 4 x 4 cm podzieloną na 4 równe paski (patrz rysunek 2). </li>
</ol>
3. Laserowe obrazowanie dopplerowskie
<ol>
 <li>Ostrożnie przenieś szczura do stożka nosowego drugiego urządzenia do znieczulania przy skanerze LDI. Kontynuuj znieczulenie przy 1,5% izofluranie, 1 l/minO2. Włącz laser i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta, aby rozpocząć skanowanie. Po zapisaniu zeskanowanego pliku zwróć szczura z powrotem do pierwszego zestawu i ponownie włóż sondę doodbytniczą koca homeotermicznego, używając miękkiej białej parafiny jako lubrykantu. </li>
</ol>
4. Płat TRAM in situ - Mio-skórny model IRI
<ol>
 <li>Ponownie wyszoruj ręce i załóż świeże sterylne rękawiczki. Wytnij okrąg o średnicy 5 cm na środku pozostałej sterylnej zasłony i umieść go na odsłoniętym brzuchu, aby stworzyć udrapowane sterylne pole. </li>
 <li>Wykonaj nacięcie wzdłuż lewej bocznej zaznaczonej krawędzi (ryc. 3A i B). Osiągnij hemostazę. Wykonaj podobne nacięcia wzdłuż poziomych linii po lewej stronie linii środkowej. Osiągnij hemostazę. </li>
 <li>Tłuszcz pokrywający lewą dolną pochewkę mięśnia prostego powinien być widoczny. Używając kleszczy i cienkich nożyczek do tęczówki, ostrożnie wejdź pod ten tłuszcz. Uważaj, aby nie uszkodzić perforatorów przechodzących przez lewą, przednią osłonę mięśnia prostego. Płaszczyzna otwarta przez takie rozwarstwienie to ta znajdująca się bezpośrednio nad przednią powięzią ściany brzucha. Kontynuuj sekcję w tej płaszczyźnie wokół wyznaczonych marginesów. W lewym dole biodrowym leżą duże, powierzchowne naczynia biodrowe obwodowe - można je zawiązać lub kauteryzować. Następnie ostrożnie rozciągnij rozwarstwienie przyśrodkowo i tylko do bocznego brzegu lewego mięśnia prostego. W tym momencie następuje wyraźna zmiana koloru z różowego na prawie biały (ryc. 3C). Ostrożnie przepłukać obszar sterylną solą fizjologiczną i sprawdzić, czy osiągnięto hemostazę przed umieszczeniem wilgotnej gazy na tym obszarze. </li>
 <li>Powtórz procedurę po stronie przeciwnej, ale tym razem rozszerz ją na linię białą (linię środkową). Należy zwrócić uwagę na zidentyfikowanie i kauteryzację wszystkich perforatorów mięśniowo-skórnych powstających w środku prawego mięśnia prostego brzucha (ryc. 3D). Jeśli nie zostanie to zrobione prawidłowo, może to spowodować krwiak pooperacyjny i fałszywe wyniki. Podobnie osiągnij hemostazę, przewodnij i umieść wilgotną gazę na podniesionej klapie. </li>
 <li>Wróć do dolnego brzegu lewego mięśnia prostego przedniego (ryc. 3E i F). Kauteryzuj najgorszy widziany perforator. Przystąp do wycinania małego (ok. 0,6 cm x 0,6 cm) okienka w przedniej pochewce odbytnicy prostej za pomocą mikronożyczek i spiczastych, zakrzywionych kleszczyków Graeffe. rozcinaj powoli wzdłuż bocznego brzegu mięśnia, aż mięsień przerzedzi się, ale zanim tylna pochewka zostanie przerwana. Następnie obróć kleszcze i tępo rozetnij przyśrodkowo, aż brzuch mięśnia znajdzie się na zakrzywionej krawędzi kleszczy, a końcówki będą wolne na przyśrodkowym brzegu. Nałóż około 6 cm 5-0 Ethilon do szczęk kleszczy i zwiąż dolną pochewkę mięśnia prostego. Po zakończeniu tego etapu płat mięśniowo-skórny jest izolowany na jednym dominującym naczyniu - głębokich górnych naczyniach nadbrzusza. Przykryj wilgotną gazą. </li>
 <li>Pokrój folię silikonową w owale z gładkimi rogami (Rysunek 3G). Powinny one być wystarczająco duże, aby pokryć większość obszaru odsłoniętego pod częściami powięziowo-skórnymi płata. Należy jednak zachować ostrożność, aby upewnić się, że krawędź skóry może zostać zamknięta bez żadnego naprężenia, a przyśrodkowa krzywizna owalu może wymagać ponownego sparowania, aby zapobiec jej upośledzeniu przepływu przez pozostałe perforatory. Są one następnie zszywane na miejscu za pomocą 6-0 Vicryl (ryc. 3H). Przykryj wilgotną gazą.</li>
 <li>Za pomocą prostych, przerywanych szwów 5-0 Ethilon "przymocowuje" płatek, aby zmniejszyć straty ciepła i wody (ryc. 3I). Przykryj wilgotną gazą. </li>
 <li>Przedłuż ranę wyżej na lewo od wyrostka mieczykowatego (ryc. 3I). Zszyj to do lewego górnego kwadrantu, aby poprawić pole widzenia.</li>
 <li>Odetnij cały leżący tłuszcz, aby odsłonić górną, lewą, przednią pochewkę mięśnia prostego. Wytnij małe (0,6 cm x 0,6 cm) okienko w tej osłonie (Rysunek 3J). Przedłuż ranę przyśrodkowo, aż do zmiany trajektorii włókien mięśniowych z pionowej na skośną i konsystencji od ciasno upakowanych do luźnych włókienek. </li>
 <li>Ostrożnie włóż zakrzywione kleszcze między te dwa mięśnie i otwórz płaszczyznę przez rozwarstwienie. Ostrożnie przyciąć tylko do górnej powierzchni tych zakrzywionych kleszczy przecinających brzuch lewego mięśnia prostego brzucha, aby odsłonić leżącą pod spodem głęboką, górną tętnicę i żyłę nadbrzusza (ryc. 3K).</li>
 <li>Używając mikroinstrumentów i dużej mocy mikroskopu operacyjnego, ostrożnie oddziel tętnicę i żyłę oraz usuń otaczający tłuszcz.</li>
 <li>Nałóż atraumatyczne zaciski Acland na tętnicę i żyłę (typ B-1, "V") i uruchom timer, aby odliczać 30-minutowy okres niedokrwienia. Przepłukać zaciśniętą szypułkę i przykryć gazą. Nie stosowaliśmy leków rozszerzających naczynia krwionośne, takich jak werapamil lub pabavarina, ale jeśli skurcz naczyń jest problemem, należy rozważyć te leki.</li>
 <li>Podawać buprenorfinę (0,04 mg/kg) i podgrzaną, jałową sól fizjologiczną (1 ml/kg/godz.). </li>
 <li>Zaczynając od lewego górnego rogu, zszyj płat na miejscu za pomocą szwów podskórnych 6-0 Vicryl, zatrzymując się i wiążąc na wyrostka mieczykowatym. </li>
 <li>Po upływie 30 minut czasu niedokrwienia ostrożnie zdejmij zaciski i przepłucz szypułkę podgrzaną solą fizjologiczną. Sprawdź, czy przepływ został przywrócony. Należy pamiętać, że ten czas niedokrwienia został określony przez brytyjskie Ministerstwo Spraw Wewnętrznych. Być może uda się wydłużyć ten czas naukowcom pracującym w innych organach. Wydłużenie czasu niedokrwienia prawdopodobnie doprowadzi do gorszego wyniku klinicznego. </li>
 <li>Zszyj przecięte krawędzie mięśnia prostego z powrotem na miejscu za pomocą 6-0 Vicryl. Uważaj, aby nie wywierać zbyt dużego napięcia, ponieważ może to prowadzić do załamania naczyń. </li>
 <li>Zakończ szycie podskórne, uważając, aby ukryć wszystkie węzły pod skórą (ryc. 3K).</li>
 <li>Oczyść obszar rany i pozostaw do wyschnięcia. Ponownie narysuj strefy na klapie.</li>
 <li>Ponownie zeskanuj zwierzę, aby uzyskać obraz pooperacyjny. </li>
 <li>Ponownie nałożyć lakluz na oczy zwierzęcia i umieścić w ogrzewanym inkubatorze (37 °C) na 1 godzinę do rekonwalescencji przed powrotem do pomieszczenia hodowlanego.
 </li>
</ol>
Krytyczne kroki w protokole
Sedno procedury polega na identyfikacji głębokich, górnych naczyń w nadbrzuszu. Jest to wyraźnie pokazane w załączonym filmie. Krótko mówiąc, w przedniej pochewce odbytnicy wycina się okno, aby odsłonić leżące pod spodem włókna mięśniowe, które będą biegły wzdłużnie. Poprzez wydłużenie powierzchownego rozwarstwienia przedniej pochewki prostej przyśrodkowo obserwuje się zmianę trajektorii włókien mięśniowych z podłużnej na skośną. Włóż tępo zakończone, zakrzywione kleszcze Graeffe (lub podobne) na przecięciu tych dwóch wiązek włókien mięśniowych. rozcięcie boczne. Wytnij za pomocą mikronożyczek na górnej powierzchni zakrzywionych kleszczy trzymanych w tej płaszczyźnie między wiązkami włókien mięśniowych. Po usunięciu kleszczyków Graeffe głęboka, górna tętnica i żyła nadbrzusza będą obserwowane w środku mięśnia prostego brzucha. Usuń tłuszcz pokrywający naczynia za pomocą mikronarzędzi i przyłóż zaciski.
Części powięziowo-skórne płata TRAM szczura są na tyle cienkie, że płat może przyjąć formę pełnogrubego przeszczepu skóry. Aby temu zapobiec i upewnić się, że jest to prawdziwy model IRI, cienki, elastyczny arkusz silikonu jest umieszczony pod częściami powięziowo-skórnymi płatka. 35 Etap ten został przyjęty przez innych badaczy zajmujących się modelami szczurzych TRAM. 17,21,25 
Szczury przegryzają węzły, więc upewnij się, że wszystkie szwy są podskórne, a wszystkie węzły są zakopane. Przeprowadzając skrupulatne szycie, można uniknąć autokannabilizmu płatów, jak donoszą inni badacze. 24 
Po podaniu buprenorfiny zmniejsz znieczulenie podtrzymujące do 1% izofluranu (1L/min O2).

Nie mamy żadnych ujawnień.

Modyfikacje i rozwiązywanie problemów
Przedstawiony tutaj protokół odtwarza IRI obserwowany w swobodnym transferze tkanek w systemie eksperymentalnym, umożliwiając dalsze zrozumienie tego procesu i zapewnia środki do zbadania sposobów poprawy IRI i poprawy wyników. Można to łatwo zmodyfikować, aby spowodować poważniejszy uraz, jeśli byłby oparty na niedominującej, głębokiej, dolnej szypułce nadbrzusza lub gdyby czas niedokrwienia był wydłużony. 
Ograniczenia techniki
...

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie wiarygodnego i powtarzalnego modelu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego obserwowanego podczas swobodnego transferu tkanek, aby umożliwić zbadanie strategii interwencyjnych. 
Wolny transfer tkankowy jest zdefiniowany jako odwarstwienie naczyniowe izolowanego bloku tkanki, po którym następuje autologiczny przeszczep tej tkanki z zespoleniem przeciętych naczyń płata do naczyń natywnych w miejscu odbiorczym. Procedura jest znana jako FTT, a przenoszona tkanka nazywana jest wolnym płatem.
Swobodny transfer tkanek jest złotym standardem w korekcji złożonych, złożonych defektów, gdzie opcje lokalne są nieodpowiednie lub niedostępne. 1-4 Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne (IRI) jest nieuniknione w swobodnym transferze tkanek, przyczynia się do niewydolności płata5,6 i nie ma skutecznego leczenia. Fakultatywny charakter operacji bezpłatnych płatów pozwala na podawanie środków farmakologicznych w celu przygotowania do IRI. 
IRI powoduje upośledzenie przepływu przez mikrokrążenie poprzez aktywację śródbłonka i dysfunkcję metaboliczną,7 zwiększoną przepuszczalność naczyń włosowatych i późniejszy obrzęk śródmiąższowy7, napływ komórek zapalnych,8 uwalnianie mediatorów zapalnych, reaktywneformy tlenu9 i odkładanie się dopełniacza. 10 Ten złożony proces niedotlenienia i następującego po nim uszkodzenia reperfuzyjnego ostatecznie prowadzi do śmierci komórki. Model mięśniowo-skórnego IRI umożliwia ocenę skuteczności strategii warunkowania wstępnego w odniesieniu do wyników klinicznych. Niedawne prace potwierdziły możliwość wykorzystania modeli zwierzęcych w badaniach IRI jako substytutu IRI u ludzi, porównując zmiany molekularne zaobserwowane u ludzi z istniejącymi danymi na zwierzętach. 10,11 
Płat mięśniowo-skórny szczura poprzecznego prostego brzucha (TRAM) został po raz pierwszy opisany w 1987 roku w języku niemieckim12 i w 1993 roku13 w języku angielskim. Model ten zyskał dużą popularność13-25 jako tani, solidny model do badania różnych strategii zmniejszania IRI związanych ze swobodnym transferem tkanek. 14,17-22 Większość tych badań została zaprojektowana jako nieuszypułkowane płaty TRAM oparte na głębokiej, dolnej szypułce naczyniowej nadbrzusza. 15-18,20-22 Porównanie danych z tych badań jest skomplikowane ze względu na zastosowanie różnej wielkości wysp skórnych (10,5 - 30cm2) oraz różną długość obserwacji pooperacyjnej (2 - 10 dni). Średnia procentowa martwica płatów powierzchniowych w grupie kontrolnej tych badań wynosi 69 ± 6,2% (średnia ± SEM). Należy zauważyć, że wszystkie te sześć prac wykorzystuje mięsień prosty brzucha jako nośnik szypułki naczyniowej, ale nie odsłaniają, nie dzielą i nie mikrozespoleją ani nie zaciskają naczyń. Zhang i wsp.23 opisało prawdziwy, wolny płat TRAM szczura oparty na górnych naczyniach nadbrzusza, w których płaty były podniesione, naczynia podzielone, a płat mięśniowo-skórny przeniesiony i mikrozespoleny do naczyń pachwinowych. Ta trudna technika wymagała wykonania mikrozespoleń naczyń o kalibrze 0,45 - 0,5 mm. Wykonano tylko piętnaście z nich, z czego 67% przeżyło. 23 Model opisany przez Zhanga i wsp.23 jest doskonałym modelem klapy TRAM bez człowieka, ponieważ naprawdę odzwierciedla obrażenia odniesione podczas FTT. Inne opublikowane modele płata TRAM szczura dokładniej odzwierciedlają urazy odniesione podczas ludzkiego uszypułowanego TRAM, ale nie odzwierciedlają dokładnie IRI, ponieważ te płaty nie przechodzą okresu niedokrwienia, po którym następuje reperfuzja, ponieważ szypułka naczyniowa nigdy nie jest zaciśnięta ani podzielona i wykonuje się mikrozespolenia. Ten protokół i film opisują nowy model swobodnego transferu tkanek za pomocą szczurzego TRAM, w którym IRI jest replikowany za pomocą mikroklamerów. Jest to wierniejsze odwzorowanie IRI niż poprzednicy TRAM szypułki, ale jest technicznie łatwiejsze niż wykonanie mikrozespolenia. Mikroklamry są szeroko stosowane przez badaczy transplantologii do odtwarzania IRI związanego z przeszczepem narządów litych; 26-33jednak po raz pierwszy został opisany w klapie szczurzego TRAM.

<table><tbody><tr>Laserowy skaner <td></td><td></td><td>dopplerowski Moor LD12</td><td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td></tr><tr><td>Kompletny homeotermiczny system kocowy z elastyczną sondą. Mały. 230 VAC, 50 Hz</td><td></td><td>507221F</td><td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td></tr><tr><td>Graeffe kleszcze 0,8 mm końcówki zakrzywione</td><td></td><td>11052-10</td><td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td></tr><tr><td>Acland zaciski</td><td></td><td>00398 V</td><td>B-1 &#8217; V&#8217; Zaciski wzorcowe stosowane zarówno na tętnicy, jak i żyle. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a>aplikator</td></tr> <tr><td></td><td>zaciskowy</td><td>CAF-4</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td></tr><tr><td>Jednostka</td><td></td> kauteryzacyjna Gemini <td>726067</td><td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td></tr><tr><td>Rozszerzacze mikronaczyń 11 cm końcówki 0,3 mm 00124</td><td></td><td>D-5a.2</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Kleszcze do mikro jubilerów 11cm kątowe 00109</td><td></td><td>JFA-5b</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm proste 00108</td><td></td><td>JF-5</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Acland Pojedyncze zaciski B-1V (para)</td><td></td><td>396</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Mikro nożyczki Okrągłe Uchwyty 15 cm Proste</td><td></td><td>67</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Irysowe Nożyczki 11,5 cm Krzywe EASY-CUT</td><td></td><td>EA7613-11</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Mayo Nożyczki 14 cm Ostrza proste fazowane EASY-CUT</td><td></td><td>EA7652-14</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Derf Uchwyty do igieł 12 cm TC</td><td></td><td>703DE12</td><td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td></tr><tr><td>Ethilon 5-0</td><td></td><td>W1618</td><td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td></tr><tr><td>Vicryl rapide 6-0</td><td></td><td>W9913</td><td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td></tr><tr><td>Instrapac - Kleszcze zębate Adson (bardzo cienkie)</td><td></td><td>7973</td><td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td></tr><tr><td>Uchwyty do igieł Castroviejo</td><td>12565-14</td><td></td><td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td></tr><tr><td>Lampa</td><td></td><td></td> <td>grzewcza<a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td></tr><tr><td>Folia silikonowa 0,3 mm półprzezroczysta</td><td></td><td></td><td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td></tr><tr><td>Oprogramowanie</td><td></td><td></td> Image J<td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td></tr><tr><td>Zeiss OPMI pico</td><td></td><td></td><td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td></td><td></td><td></td>operacyjny</tr><tr><td>Vet tech solution izofluoran rig</td><td></td><td></td><td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td></tr><tr><td>Vet tech solution izofluoran rig</td><td></td><td></td><td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td></tr></tbody></table>

in situ płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Darmowy transfer tkanek jest złotym standardem chirurgii rekonstrukcyjnej do naprawy skomplikowanych defektów, które nie są podatne na opcje miejscowe lub wymagają tkanki kompozytowej. Uraz reperfuzyjny niedokrwienny (IRI) jest znaną przyczyną częściowej niewydolności płata wolnego i nie ma skutecznego leczenia. Stworzenie laboratoryjnego modelu tego urazu może okazać się kosztowne zarówno pod względem finansowym, ponieważ konwencjonalnie stosuje się większe ssaki, jak i w zakresie wiedzy wymaganej przez trudność techniczną tych procedur, zwykle wymaga zatrudnienia doświadczonego mikrochirurga. Ta publikacja i film pokazują skuteczne wykorzystanie modelu IRI u szczurów, który nie wymaga specjalistycznej wiedzy mikrochirurgicznej. Procedura ta jest modelem in situ płata poprzecznego mięśniowo-skórnego brzucha (TRAM), w którym stosuje się atraumatyczne zaciski do odtworzenia uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego związanego z tą operacją. Laserowy skaner obrazowania dopplerowskiego (LDI) jest wykorzystywany do oceny perfuzji płata, a oprogramowanie do przetwarzania obrazu, Image J, do oceny procentowej przeżycia skóry jako podstawowej miary wynikowej urazu.

Modele szczurze są bardziej ekonomiczne niż modele większych zwierząt,36 wykazują naturalną odporność na choroby i mogą być modyfikowane genetycznie. Uważano, że zwierzęta z luźną skórą, takie jak gryzonie, mają inny układ unaczynienia skóry w porównaniu do zwierząt z skórą przymocowaną, takich jak ludzie i świnie. U zwierząt z luźną skórą skóra jest zaopatrywana głównie przez bezpośrednie naczynia krwionośne skóry, które przechodzą przez tłuszcz podskórny do skóry powierzchniowej (Rysunek 4)...

Darmowy transfer tkanek jest szeroko stosowany w chirurgii rekonstrukcyjnej w celu przywrócenia formy i funkcji po resekcji onkologicznej i urazu. Wstępne przygotowanie tej tkanki przed operacją może poprawić wyniki. W tym artykule opisano płat mięśniowo-skórny poprzeczny mięśnia prostego brzucha (TRAM) in situ u szczurów jako sposób na przetestowanie strategii kondycjonowania wstępnego.

In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Nazywam się Marie Claire Edmonds. Jestem stypendystką badań klinicznych na Uniwersytecie w Edynburgu. Celem niniejszej prezentacji wideo jest zademonstrowanie naszej innowacyjnej dwustronnej płaty skórno-mięśniowej mięśnia prostego brzucha jako modelu niedokrwienno-reperfuzyjnego uszkodzenia skórno-mięśniowego u szczura.Oto nasza konfiguracja chirurgiczna. Za stołem operacyjnym widoczny jest zestaw do znieczulania oraz czerwona komora indukcyjna. Stół operacyjny jest ustawiony w taki sposób, aby zwierzę leżało na plecach na kocu homeotermicznym, stosowanym wraz z zewnętrznym źródłem ciepła, przy czym temperatura rdzeniowa jest utrzymywana dzięki sprzężeniu zwrotnemu z sondą rektalną.Instrumenty chirurgiczne ustawia się po prawej stronie zwierzęcia, a gazę, materiał szewny, silikon oraz MicroPen po lewej stronie, oba zestawy na odrywanym polu chirurgicznym. Instrumenty te są rozkładane dopiero po zakończeniu deflacji, a następnie zwierzę jest przygotowywane i obłożone polami chirurgicznymi zgodnie z wytycznymi WHO. W pierwszej kolejności zwierzę zostaje znieczulone 4% ISO fluorine.Znieczulenie utrzymuje się na poziomie od 1 do 1,5% izofluranu przez cały czas trwania procedury. Przed

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

In situ przeszczep mięśniowo-skórny przepony mięśnia prostego brzucha: szczurzy model zawału-odpływu wielowłóknowego tkanki mięśniowo-skórnej

Przedstawione okno mysiej komory grzbietowego fałdu skórnego wizualizuje strefę ostrego, uporczywego niedokrwienia płata mięśniowo-skórnego. Przyżyciowa mikroskopia epifluorescencyjna pozwala na bezpośrednią i powtarzalną ocenę mikrokrążenia i ilościowe określenie hemodynamiki. Wyniki morfologiczne i hemodynamiczne można dodatkowo skorelować z analizami histologicznymi i molekularnymi.

Niedokrwienne uszkodzenie tkanki w grzbietowej komorze fałdu skórnego myszy: model płata skóry do badania ostrego uporczywego niedokrwienia

Szczur, ze względu na swoje rozmiary, dostępność i raczej łagodne zachowanie, był wykorzystywany jako model badawczy przez wiele lat. Celem tego protokołu jest wykorzystanie szczura jako niedokrwiennego modelu gojenia się ran skóry, aby zapewnić cenny wgląd w patofizjologię ran przewlekłych.

Demonstracja modelu rany na skórze z niedokrwieniem skóry u szczura

Ten artykuł opisuje kroki wymagane do podniesienia wolnego płata powięziowo-skórnego nadbrzusza i przeniesienia go na szyję u szczura.

Model swobodnego transferu tkanek: wolny płat nadbrzusza szczura

Unaczyniony kompozytowy przeszczep allogeniczny oferuje korzyści zmieniające życie biorcom przeszczepów, ale biologiczne przyczyny odrzucenia przeszczepu i waskulopatii pozostają słabo poznane. Przedstawiony tutaj model chirurgiczny gryzoni oferuje powtarzalny, klinicznie istotny model przeszczepu, umożliwiając naukowcom ocenę zdarzeń odrzucenia przeszczepu i potencjalnych strategii terapeutycznych zapobiegających ich wystąpieniu.

Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów

Tutaj opisujemy przedkliniczny model zwierzęcy do badania patofizjologii uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej. Ten model wolnego płata skóry oparty na powierzchownych naczyniach nadbrzusza ogonowego u szczura może również pozwolić na ocenę różnych terapii i związków przeciwdziałających uszkodzeniom związanym z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym.

Przedkliniczny model szczurzy do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej

Opisujemy, jak wygenerować powszechnie stosowany model chirurgiczny uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit (IRI) u gryzoni. Zabieg polega na zamknięciu tętnicy krezkowej górnej, a następnie przywróceniu przepływu krwi. Model ten jest przydatny w badaniach nad okluzyjnymi przyczynami jelitowego IRI zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej.

Model gryzoni uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit poprzez niedrożność tętnicy krezkowej górnej

Ten protokół opisuje pobieranie, zszywanie i monitorowanie płatów powięziowo-skórnych u szczurów, które pozwalają na dobrą wizualizację i manipulację przepływem krwi przez powierzchowne dolne naczynia nadbrzusza za pomocą zaciskania i podwiązywania naczyń udowych. Ma to kluczowe znaczenie dla badań obejmujących wstępne kondycjonowanie niedokrwienne.

Powierzchowny dolny płat osiowy tętnicy nadbrzusza do badania efektów kondycjonowania wstępnego niedokrwiennego w modelu szczurzym

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Opisujemy modele umiarkowanego i ciężkiego uszkodzenia nerek wywołanego niedokrwieniem i reperfuzją, w których myszy przechodzą jednostronne zaciskanie szypułki nerki, po którym następuje równoczesna lub opóźniona nefrektomia przeciwległa. Modele te konsekwentnie powodują dysfunkcję nerek i zwłóknienie pourazowe, ale ciężkość urazu i przeżycie zależą od pochodzenia myszy, wieku i sprzętu chirurgicznego.

Model niedokrwienno-reperfuzyjny ostrego uszkodzenia nerek i zwłóknienia pourazowego u myszy

Izolowane serce szczura jest trwałym modelem uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego. W tym miejscu opisujemy proces pobierania bijącego serca od szczura poprzez kaniulację aorty in situ, perfuzję Langendorffa serca, symulowane uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne i barwienie zawału, aby potwierdzić zakres urazu niedokrwiennego.

Indukcja i ocena uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w sercach szczurów z perfuzją Langendorffa

Poznaj model płata TRAM u szczurów do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśni i skóry. Ta metoda pozwala ocenić strategie prekondycjonowania w chirurgii rekonstrukcyjnej.

In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry

Przeglądaj więcej filmów