Name: Cyfrowa mikroskopia holograficzna (DIHM) obiektów o słabym rozproszeniu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-08T17:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 16 s
Description: Poznaj cyfrową mikroskopię holograficzną DIHM do rekonstrukcji trójwymiarowej pozycji i geometrii pływających komórek bakteryjnych. Ta metoda umożliwia bezbarwną obrazowanie objętościowe z dużą prędkością klatek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Lindzie Turner za pomoc w przygotowaniu mikrobiologicznym. RZ i LGW były finansowane przez Rowland Institute na Harvardzie, a CGB było finansowane jako stypendysta Fundacji CAPES, Program Nauka bez Granic, Brazylia (Proces # 7340-11-7)

1. Konfiguracja i akwizycja danych
<ol>
	<li>Wyhoduj kulturę komórek Streptococcus szczep V4051-197 (płynnie pływające) na pożywce KTY z zamrożonego bulionu22. Inkubować w wytrząsarce obrotowej przez noc w temperaturze 35 °C i prędkości 150 obr./min, aż do nasycenia.</li>
	<li>Zaszczepić 10 ml świeżej pożywki KTY 500 μl nasyconej kultury. Inkubować przez kolejne 3,5 godziny w temperaturze 35°C i prędkości 150 obr./min, aż komórki osiągną gęstość optyczną około 1,0 przy λ=600 nm (około 5 x 108 komórek/ml).</li>
	<li>Rozcieńczyć w stosunku 1:400 w świeżych pożywkach, aby uzyskać końcowe stężenie ruchliwych komórek.</li>
	<li>Na szkiełku mikroskopowym wykonać pierścień smaru (np. ze strzykawki wypełnionej wazeliną) o wysokości około 1 mm i umieścić kroplę roztworu próbki na środku. Umieść szklankę nakrywkową na górze i lekko dociśnij krawędzie, aby uszczelnić, upewniając się, że płyn styka się zarówno ze szkiełkiem, jak i szkłem nakrywkowym. Powstała komora na próbki powinna mieć głębokość około 100-200 μm.</li>
	<li>Umieść komorę na próbkę w mikroskopie ze szkłem nakrywkowym skierowanym w dół i ostrożnie, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków powietrza w oleju między szkłem a soczewką.</li>
	<li>Ustaw ostrość mikroskopu na dolnej powierzchni komory próbki i ustaw ostrość kondensatora.</li>
	<li>Wyłącz standardowe oświetlenie i umieść głowicę LED za otworem kondensora mikroskopu. Ustaw zasilacz LED na maksymalną moc.</li>
	<li>Zamknij przysłonę kondensora do maksimum i jeśli to konieczne, popchnij diodę LED w jej mocowaniu, aż oświetlenie zostanie wyśrodkowane na aperturze obiektywu.</li>
	<li>Włącz komputer i kamerę, a następnie przekieruj całe światło do portu kamery mikroskopu. Dostosuj liczbę klatek na sekundę i rozmiar obrazu w oprogramowaniu do pozyskiwania obrazów.</li>
	<li>Czas naświetlania kadru powinien być jak najkrótszy, przy jednoczesnym zachowaniu dobrego kontrastu. Sprawdź histogram intensywności obrazu, aby upewnić się, że obraz nie jest nasycony lub niedoświetlony.</li>
	<li>W razie potrzeby ponownie ustaw ostrość mikroskopu tak, aby obiekt zainteresowania był lekko rozogniskowany (zwykle o 10-30 μm). Obiekt i płaszczyzna ogniskowa powinny znajdować się w tym samym ośrodku (tj. płaszczyzna ogniskowa powinna leżeć wewnątrz komory na próbkę).</li>
</ol>
2. Rekonstrukcja
Pierwszym krokiem przetwarzania danych jest numeryczne ponowne ustawienie ostrości klatki wideo na serii różnych głębokości, tworząc stos obrazów. Przyjazne dla użytkownika oprogramowanie do tego celu można znaleźć tutaj: <a href="http://www.rowland.harvard.edu/rjf/wilson/Downloads.html">http://www.rowland.harvard.edu/rjf/wilson/Downloads.html</a> wraz z przykładowymi obrazami (uzyskanymi za pomocą odwróconego mikroskopu i 60-krotnego obiektywu z olejkiem immersyjnym) oraz plikiem sceny do renderowania z ray tracingiem.
<ol>
	<li>Wprowadź interesującą Cię ramkę i jej odpowiednie tło jako osobne pliki graficzne w odpowiednich polach interfejsu. Obraz tła to klatka, która wiernie reprezentuje tło wideo w przypadku braku hologramu i będzie używana do tłumienia wszelkich szumów o ustalonym wzorze, które mogłyby zakłócać lokalizację i analizę hologramu.</li>
	<li>Wprowadź wartości w polach ustawień globalnych po lewej stronie ekranu przed uruchomieniem programu. Pierwsze trzy to parametry stosu wyjściowego: Pozycja osiowa pierwszej klatki ("Rozpocznij ostrość"); liczba wycinków w zrekonstruowanym stosie ("liczba stopni"); odległość osiowa między każdym plasterkiem w stosie ("Rozmiar kroku").</li>
	<li>Aby zrekonstruować obiekty z zachowaniem prawidłowych proporcji, rozmiar kroku powinien być taki sam jak boczne odstępy między pikselami. W polu "Piksel/mikron" wprowadź boczną częstotliwość próbkowania kamery (odstęp 1/piksel), długość fali oświetlenia i średni współczynnik załamania światła w dwóch ostatnich polach. Wartości domyślne programu są odpowiednie do rekonstrukcji przykładowych danych.</li>
	<li>Naciśnij przycisk "Odwróć gradient Z", jeśli środek obiektu jest ciemny na hologramie (zobacz przykładową klatkę 2005 i sekcję dyskusji, aby uzyskać więcej informacji).</li>
	<li>Sprawdź stan włączenia/wyłączenia filtra pasmowoprzepustowego (domyślnie włączony). Ten opcjonalny filtr pasmowoprzepustowy, umieszczony w polu poniżej przełącznika odwracania gradientu, jest odpowiedzialny za tłumienie udziału zakłóceń pikseli. Filtr pasmowoprzepustowy jest stosowany do każdego wycinka obrazu natychmiast po wygenerowaniu.</li>
	<li>Sprawdź stany włączenia/wyłączenia wyjścia pośredniego (domyślnie jest włączone). Pośrednie kroki analizy są zapisywane w dwóch wyjściowych filmach wideo, jako nieskompresowane pliki .avi: pierwszy to ponownie skoncentrowany stos (nazwa pliku kończąca się na '_stack.avi'), drugi to stos po operacji gradientu osiowego (nazwa pliku kończy się na '_gradient.avi'). Idealnie byłoby, gdyby ten drugi stos zawierał interesujący obiekt podświetlony jako jasny obiekt na ciemnym tle.</li>
	<li>Po ustawieniu wszystkich parametrów naciśnij "Uruchom" w oknie głównym. Wybrana ramka pojawi się w głównym polu oprogramowania.</li>
	<li>Użyj narzędzia lupy znajdującego się na pasku narzędzi po lewej stronie obrazu, aby powiększyć (lewy przycisk myszy) i pomniejszyć (shift+lewy przycisk myszy). Użyj narzędzia prostokąta na pasku narzędzi, aby wybrać obszar zainteresowania (ROI). Uchwyć jak najwięcej obrzeży hologramu wewnątrz prostokąta, ponieważ zoptymalizuje to rekonstrukcję.</li>
	<li>Naciśnij przycisk "Proces", aby wygenerować dwa stosy obrazów. Sprawdź powstałe stosy za pomocą ImageJ (który można uzyskać za darmo pod adresem <a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a>). Jeśli interesujący obiekt jest wyraźnie widoczny w stosie obrazów gradientu, przejdź do następnego kroku, aby wyodrębnić współrzędne obiektu.</li>
</ol>
3. Renderowanie
<ol>
	<li>Oprócz zmiany ostrości klatki, program ten może zlokalizować współrzędne x, y, z dla każdego woksela w obiekcie zainteresowania. Naciśnij przycisk "Wyodrębnianie funkcji", aby włączyć tę funkcję.</li>
	<li>Wprowadź ścieżkę, w tym rozszerzenie (na przykład: c:\home\output.inc), dla pliku współrzędnych wyjściowych. Wybierz "Styl POV-Ray" w polu "Wyjściowy styl współrzędnych". Powoduje to, że program zapisuje plik obiektowy, który można wizualizować za pomocą bezpłatnego pakietu oprogramowania do śledzenia promieni POV-Ray (który można uzyskać ze strony <a href="http://www.povray.org/">http://www.povray.org/</a>).</li>
	<li>Ponownie przetworzyć obrazy, jak w sekcji 2 powyżej. Program poda serię współrzędnych (x, y, z) w wybranym ROI, zapisanych w nazwie pliku w polu "Współrzędna wyjściowa". Wyodrębnianie współrzędnych obiektu trwa znacznie dłużej niż generowanie stosu.</li>
	<li>Upewnij się, że przykładowy plik POV-Ray (dostarczony z kodem rekonstrukcji) znajduje się w tym samym folderze, co właśnie wygenerowany plik współrzędnych. Edytuj przykładowy plik .pov i zastąp nazwę pliku cudzysłowami w wierszu
	 #include "MÓJPLIK.inc" 
	z nazwą pliku danych wygenerowanego przez kod rekonstrukcji.</li>
	<li>Kliknij przycisk "Uruchom" w POV-Ray, aby wyrenderować obraz bitmapowy. Pozycja kamery, opcje oświetlenia i tekstur to tylko niektóre z możliwych dostosowań w POV-Ray; Szczegółowe informacje można znaleźć w dokumentacji online.</li>
</ol>

<ol><li>Xu, W., Jericho, M. H., Meinertzhagen, I. A., Kreuzer, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+in-line+holography+for+biological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Digital in-line holography for biological applications.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98 (20), 11301-11305 (2001).</li>
<li>Sheng, J., Malkiel, E., Katz, J., Adolf, J., Belas, R., Place, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+holographic+microscopy+reveals+prey-induced+changes+in+swimming+behavior+of+predatory+dinoflagellates%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Digital holographic microscopy reveals prey-induced changes in swimming behavior of predatory dinoflagellates.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 17512-17517 (2007).</li>
<li>Lee, S. H., Roichman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+and+tracking+single+colloidal+particles+with+video+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">Characterizing and tracking single colloidal particles with video holographic microscopy.</a> Opt. Express. 15 (26), 18275-18282 (2007).</li>
<li>Fung, J., Martin, K. E., Perry, R. W., Katz, D. M., McGorty, R., Manoharan, V. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+translational%2C+rotational%2C+and+vibrational+dynamics+in+colloids+with+digital+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">Measuring translational, rotational, and vibrational dynamics in colloids with digital holographic microscopy.</a> Opt. Express. 19 (9), 8051-8065 (2011).</li>
<li>Lee, S. H., Grier, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Holographic+microscopy+of+holographically+trapped+three-dimensional+structures%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">Holographic microscopy of holographically trapped three-dimensional structures.</a> Opt. Express. 15 (4), 1505-1512 (2007).</li>
<li>Kim, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+and+techniques+of+digital+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22SPIE+Rev%22%5BJournal%5D)">Principles and techniques of digital holographic microscopy.</a> SPIE Rev. 1, 018005 (2010).</li>
<li>Corkidi, G., Taboada, B., Wood, C. D., Guerrero, A., Darszon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+sperm+in+three-dimensions%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.+Res.+Comm%22%5BJournal%5D)">Tracking sperm in three-dimensions.</a> Biochem. Biophys. Res. Comm. 373, 125-129 (2008).</li>
<li>Santi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+Sheet+Fluorescence+Microscopy+%3A+A+Review%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Histochem.+Cytochem%22%5BJournal%5D)">Light Sheet Fluorescence Microscopy : A Review.</a> J. Histochem. Cytochem. 59, 129-138 (2011).</li>
<li>van Blaaderen, A., Wiltzius, P. Real-Space Structure of Colloidal Hard-Sphere Glasses. Science. 270, 1177-1179 (1990).</li>
<li>Besseling, R., Weeks, E. R., Schofield, A. B., Poon, W. C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-Dimensional+Imaging+of+Colloidal+Glasses+under+Steady+Shear%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Three-Dimensional Imaging of Colloidal Glasses under Steady Shear.</a> Phys. Rev. Lett. 99, 028301 (2007).</li>
<li>Schall, P., Weitz, D., Spaepen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+Rearrangements+That+Govern+Flow+in+Colloidal+Glasses%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Structural Rearrangements That Govern Flow in Colloidal Glasses.</a> Science. 318, 1895-1899 (2007).</li>
<li>Rosen, J., Brooker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+incoherent+color+holography%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Exp%22%5BJournal%5D)">Fluorescence incoherent color holography.</a> Opt. Exp. 15, 2244-2250 (2007).</li>
<li>Jericho, M. H., Kreuzer, H. J., Kanka, M., Riesenberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+phase+and+refractive+index+measurements+with+point-source+digital+in-line+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Opt%22%5BJournal%5D)">Quantitative phase and refractive index measurements with point-source digital in-line holographic microscopy.</a> Appl. Opt. 51 (10), 1503-1515 (2012).</li>
<li>Mudanyali, O., Erlinger, A., Seo, S., Su, T., Ozcan, D. T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lensless+On-chip+Imaging+of+Cells+Provides+a+New+Tool+for+High-throughput+Cell-Biology+and+Medical%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Lensless On-chip Imaging of Cells Provides a New Tool for High-throughput Cell-Biology and Medical.</a> J. Vis. Exp. 34, (2009).</li>
<li>Langehanenberg, P., Kemper, B., Dirksen, D., von Bally, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autofocusing+in+digital+holographic+phase+contrast+microscopy+on+pure+phase+objects+for+live+cell+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Opt%22%5BJournal%5D)">Autofocusing in digital holographic phase contrast microscopy on pure phase objects for live cell imaging.</a> Appl. Opt. 47 (19), (2008).</li>
<li>Elliot, M. S., Poon, W. C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conventional+optical+microscopy+of+colloidal+suspensions%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Coll.+Interf.+Sci%22%5BJournal%5D)">Conventional optical microscopy of colloidal suspensions.</a> Adv. Coll. Interf. Sci. 92, 133-194 (2001).</li>
<li>Agero, U., Monken, C. H., Ropert, C., Gazzinelli, R. T., Mesquita, O. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+surface+fluctuations+studied+with+defocusing+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+E%22%5BJournal%5D)">Cell surface fluctuations studied with defocusing microscopy.</a> Phys. Rev. E. 67, 051904 (2003).</li>
<li>Born, M., Wolf, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBorn%2C+M+%22Principles+of+Optics%2C+6th+Ed%22">Principles of Optics, 6th Ed</a>. , Cambridge University Press. (1998).</li>
<li>Wilson, L., Zhang, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+Localization+of+weak+scatterers+in+digital+holographic+microscopy+using+Rayleigh-Sommerfeld+back-propagation%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">3D Localization of weak scatterers in digital holographic microscopy using Rayleigh-Sommerfeld back-propagation.</a> Opt. Express. 20, 16735-16744 (2012).</li>
<li>Bohren, C., Huffman, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBohren%2C+C+%22Absorption+and+Scattering+of+Light+by+Small+Particles%22">Absorption and Scattering of Light by Small Particles</a>. , John Wiley & Sons. (1983).</li>
<li>Balaev, A. E., Dvoretski, K. N., Doubrovski, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refractive+index+of+escherichia+coli+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Saratov+Fall+Meeting+2001%3A+Optical+Technologies+in+Biophysics+and+Medicine+III%22%5BJournal%5D)">Refractive index of escherichia coli cells.</a> Saratov Fall Meeting 2001: Optical Technologies in Biophysics and Medicine III. 4707 (1), 253-260 (2002).</li>
<li>Berg, H. C., Manson, M. D., Conley, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+and+Energetics+of+Flagellar+Rotation+in+Bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Symp.+Soc.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Dynamics and Energetics of Flagellar Rotation in Bacteria.</a> Symp. Soc. Exp. Biol. 35, 1-31 (1982).</li>
<li>Garcia-Sucerquia, J., Xu, W., Jericho, S. K., Klages, P., Jericho, M. H., Kreuzer, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+in-line+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Optics%22%5BJournal%5D)">Digital in-line holographic microscopy.</a> Appl. Optics. 45 (5), 836-850 (2006).</li>
<li>Restrepo, J. F., Garcia-Sucerquia, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnified+reconstruction+of+digitally+recorded+holograms+by+Fresnel-Bluestein+transform%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Optics%22%5BJournal%5D)">Magnified reconstruction of digitally recorded holograms by Fresnel-Bluestein transform.</a> Appl. Optics. 49 (33), 6430-6435 (2010).</li>
<li>Dubois, F., Joannes, L., Legros, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+three-dimensional+imaging+with+a+digital+holography+microscope+with+a+source+of+partial+spatial+coherence%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Optics%22%5BJournal%5D)">Improved three-dimensional imaging with a digital holography microscope with a source of partial spatial coherence.</a> Appl. Optics. 38 (34), 7085-7094 (1999).</li>
<li>Kanka, M., Riesenberg, R., Petruck, P., Graulig, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+%28NA%3D0.8%29+in+lensless+in-line+holographic+microscopy+with+glass+sample+carriers%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Lett%22%5BJournal%5D)">High resolution (NA=0.8) in lensless in-line holographic microscopy with glass sample carriers.</a> Opt. Lett. 36 (18), 3651-3653 (2011).</li>
<li>Dubois, F., Requena, M. L., Minetti, C., Monnom, O., Istasse, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+spatial+coherence+effects+in+digital+holographic+microscopy+with+a+laser+source%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Optics%22%5BJournal%5D)">Partial spatial coherence effects in digital holographic microscopy with a laser source.</a> Appl. Optics. 43 (5), 1131-1139 (2004).</li>
<li>Magariyama, Y., Sugiyama, S., Muramoto, K., Kawagishi, I., Imae, Y., Kudo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+measurement+of+bacterial+flagellar+rotation+rate+and+swimming+speed%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Simultaneous measurement of bacterial flagellar rotation rate and swimming speed.</a> Biophysical Journal. 69 (5), 2154-2162 (1995).</li>
<li>Berg, H. C., Brown, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemotaxis+in+Escherichia+coli+analysed+by+three-dimensional+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Chemotaxis in Escherichia coli analysed by three-dimensional tracking.</a> Nature. 239 (5374), 500-504 (1972).</li>
<li>Brooker, G., Siegel, N., Wang, V., Rosen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+resolution+in+Fresnel+incoherent+correlation+holographic+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">Optimal resolution in Fresnel incoherent correlation holographic fluorescence microscopy.</a> Opt. Express. 19 (6), 5047-5062 (2011).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Najważniejszym krokiem w tym eksperymentalnym protokole jest dokładne przechwytywanie obrazów ze stabilnej konfiguracji eksperymentalnej. Przy słabych danych tła rekonstrukcja o wysokiej wierności jest prawie niemożliwa. Ważne jest również, aby unikać soczewek obiektywowych z wewnętrznym elementem kontrastu fazowego (widocznym jako ciemny pierścień, gdy patrzy się przez tylną część obiektywu), ponieważ może to pogorszyć zrekonstruowany obraz. Obiekt zainteresowania powinien znajdować się na tyle daleko od płaszczyzny ogn...

Cyfrowa mikroskopia holograficzna (DIHM) umożliwia szybkie trójwymiarowe obrazowanie mikroskopijnych próbek, takich jak pływające mikroorganizmy1,2 i systemy miękkiej materii3,4, z minimalną modyfikacją standardowej konfiguracji mikroskopu. W tym artykule przedstawiono pedagogiczną demonstrację DIHM, skoncentrowaną na oprogramowaniu opracowanym w naszym laboratorium. Ten artykuł zawiera opis konfiguracji mikroskopu, optymalizacji pozyskiwania danych i przetwarzania zarejestrowanych obrazów w celu rekonstrukcji danych trójwymiarowych. Oprogramowanie (częściowo oparte na oprogramowaniu opracowanym przez D.G. Griera i innych5) oraz przykładowe obrazy są dostępne bezpłatnie na naszej stronie internetowej. Przedstawiono opis kroków niezbędnych do skonfigurowania mikroskopu, zrekonstruowania trójwymiarowych objętości z hologramów i renderowania uzyskanych objętości zainteresowania za pomocą bezpłatnego pakietu oprogramowania do śledzenia promieni. Artykuł kończy się omówieniem czynników wpływających na jakość rekonstrukcji oraz porównaniem DIHM z konkurencyjnymi metodami.
Chociaż DIHM został opisany już jakiś czas temu (ogólny przegląd jego zasad i rozwoju patrz Kim6), wymagana moc obliczeniowa i doświadczenie w przetwarzaniu obrazów do tej pory w dużej mierze ograniczały jego użycie do specjalistycznych grup badawczych skupiających się na rozwoju instrumentów. Sytuacja ta zmienia się w świetle najnowszych postępów w technologii komputerowej i kamerowej. Nowoczesne komputery stacjonarne z łatwością poradzą sobie z wymaganiami dotyczącymi przetwarzania i przechowywania danych; Kamery CCD lub CMOS są obecne w większości laboratoriów mikroskopowych; Niezbędne oprogramowanie jest udostępniane bezpłatnie w Internecie przez grupy, które zainwestowały czas w rozwój tej techniki.
Zaproponowano różne schematy obrazowania konfiguracji mikroskopijnych obiektów w trójwymiarowej objętości próbki. Wiele z nich to techniki skanowania7,8, w których stos obrazów jest rejestrowany poprzez mechaniczne przełożenie płaszczyzny obrazu przez próbkę. Skaningowa konfokalna mikroskopia fluorescencyjna jest prawdopodobnie najbardziej znanym przykładem. Zazwyczaj barwnik fluorescencyjny jest dodawany do obiektu fazowego w celu uzyskania akceptowalnego poziomu kontrastu próbki, a układ konfokalny służy do przestrzennej lokalizacji emisji fluorescencji. Metoda ta doprowadziła do znacznych postępów, na przykład w nauce o koloidach, gdzie umożliwiła dostęp do trójwymiarowej dynamiki zatłoczonych układów9-11. Zastosowanie znakowania jest istotną różnicą między fluorescencyjną mikroskopią konfokalną a DIHM, ale warto porównać inne cechy tych dwóch technik. DIHM ma znaczną przewagę prędkości, ponieważ aparat nie ma ruchomych części. Mechaniczne zwierciadła skanujące w systemach konfokalnych nakładają górny limit na szybkość pozyskiwania danych - zwykle około 30 klatek na sekundę dla obrazu o wymiarach 512 x 512 pikseli. Stos takich obrazów z różnych płaszczyzn ogniskowych można uzyskać poprzez fizyczną translację stolika próbki lub soczewki obiektywu między klatkami, co prowadzi do końcowej szybkości przechwytywania około jednej objętości na sekundę dla stosu 30 klatek. Dla porównania, system holograficzny oparty na nowoczesnej kamerze CMOS może rejestrować 2,000 klatek na sekundę przy tym samym rozmiarze obrazu i rozdzielczości; Każda klatka jest przetwarzana "w trybie offline", aby uzyskać niezależną migawkę objętości próbki. Przypomnijmy: próbki fluorescencyjne nie są wymagane dla DIHM, chociaż opracowano system, który przeprowadza holograficzną rekonstrukcję fluorescencyjnego obiektu12. Oprócz trójwymiarowych informacji o objętości, DIHM może być również używany do dostarczania ilościowych obrazów kontrastu fazowego13, ale wykracza to poza zakres niniejszej dyskusji.
Surowe obrazy danych DIHM są dwuwymiarowe i pod pewnymi względami wyglądają jak standardowe obrazy mikroskopowe, aczkolwiek są nieostre. Główna różnica między mikroskopią DIHM a standardową mikroskopią jasnego pola polega na pierścieniach dyfrakcyjnych, które otaczają obiekty w polu widzenia; Wynika to z charakteru oświetlenia. DIHM wymaga bardziej spójnego źródła niż jasne pole - zazwyczaj diody LED lub lasera. Pierścienie dyfrakcyjne w hologramie zawierają informacje niezbędne do zrekonstruowania trójwymiarowego obrazu. Istnieją dwa główne podejścia do interpretacji danych DIHM; Bezpośrednie dopasowanie i numeryczne ustawianie ostrości. Pierwsze podejście ma zastosowanie w przypadkach, gdy postać matematyczna wzoru dyfrakcyjnego jest znana z góry3,4; Ten warunek spełnia niewielka garstka prostych obiektów, takich jak kule, cylindry i przeszkody półpłaskie. Dopasowanie bezpośrednie ma również zastosowanie w przypadkach, gdy znane jest położenie osiowe obiektu, a obraz można dopasować za pomocą tabeli przeglądowej szablonów obrazów14.
Drugie podejście (numeryczne ponowne ogniskowanie) jest raczej bardziej ogólne i polega na wykorzystaniu pierścieni dyfrakcyjnych na dwuwymiarowym obrazie hologramu do numerycznej rekonstrukcji pola optycznego w kilku (dowolnie rozmieszczonych) płaszczyznach ogniskowych w całej objętości próbki. Istnieje kilka powiązanych metod, aby to zrobić6; w tej pracy wykorzystano technikę wstecznej propagacji Rayleigha-Sommerfelda, opisaną przez Lee i Griera5. Wynikiem tej procedury jest stos obrazów, które odtwarzają efekt ręcznej zmiany płaszczyzny ogniskowej mikroskopu (stąd nazwa "numeryczne ponowne ustawianie ostrości"). Po wygenerowaniu stosu obrazów należy uzyskać pozycję obiektu w objętości ogniskowej. Zaprezentowano szereg heurystyk analizy obrazu, takich jak lokalna wariancja intensywności lub zawartość częstotliwości przestrzennej, w celu ilościowego określenia ostrości ostrości w różnych punktach próbki15. W każdym przypadku, gdy określona metryka obrazu jest maksymalizowana (lub minimalizowana), obiekt jest uważany za ostry.
W przeciwieństwie do innych schematów, które starają się zidentyfikować konkretną płaszczyznę ogniskową, na której obiekt jest 'ostry', metoda w tej pracy wybiera punkty, które leżą wewnątrz obiektu zainteresowania, które mogą rozciągać się na szeroki zakres płaszczyzn ogniskowych. Podejście to ma zastosowanie w szerokim zakresie tematów i jest szczególnie odpowiednie dla rozszerzonych, słabo rozpraszających próbek (obiektów fazowych), takich jak koloidy w kształcie pręcików, łańcuchy bakterii lub wici eukariotyczne. W takich próbkach kontrast obrazu zmienia się, gdy obiekt przechodzi przez płaszczyznę ogniskową; Rozmyty obraz ma jasny środek, jeśli obiekt znajduje się po jednej stronie płaszczyzny ogniskowej, i ciemny środek, jeśli znajduje się po drugiej. Obiekty z czystą fazą mają niewielki lub żaden kontrast, gdy leżą dokładnie w płaszczyźnie ogniskowej. To zjawisko odwrócenia kontrastu zostało omówione przez innych autorów16,17 i ostatecznie wynika z anomalii fazy Gouya18. Zostało to postawione na bardziej rygorystycznej podstawie w kontekście holografii w innych miejscach, gdzie oceniane są granice techniki; Typowa niepewność położenia jest rzędu 150 nm (około jednego piksela) w każdym kierunku19. Metoda anomalii fazowej Gouya jest jednym z niewielu dobrze zdefiniowanych schematów DIHM do określania struktury rozciągłych obiektów w trzech wymiarach, niemniej jednak niektóre obiekty są problematyczne do zrekonstruowania. Obiekty, które leżą bezpośrednio wzdłuż osi optycznej (skierowane na kamerę) są trudne do dokładnej rekonstrukcji; Niepewności co do długości i położenia obiektu stają się duże. To ograniczenie wynika częściowo z ograniczonej głębi bitowej pikseli rejestrujących hologram (liczba różnych poziomów szarości, które kamera może zarejestrować). Inna problematyczna konfiguracja występuje, gdy obiekt zainteresowania znajduje się bardzo blisko płaszczyzny ogniskowej. W tym przypadku rzeczywiste i wirtualne obrazy obiektu są rekonstruowane w bliskiej odległości, co powoduje powstawanie skomplikowanych pól optycznych, które są trudne do zinterpretowania. Drugim, nieco mniej istotnym problemem jest to, że powstałe prążki dyfrakcyjne zajmują mniej miejsca w przetworniku obrazu, a te gruboziarniste informacje prowadzą do gorszej jakości rekonstrukcji.
W praktyce, prosty filtr gradientowy jest stosowany do trójwymiarowych zrekonstruowanych objętości w celu wykrycia silnych inwersji intensywności wzdłuż kierunku oświetlenia. Obszary, w których intensywność zmienia się szybko z jasnego na ciemny lub odwrotnie, są następnie powiązane z obszarami rozpraszającymi. Słabo rozpraszające się obiekty są dobrze opisane jako nieoddziałujący na siebie zbiór takich pierwiastków20; Te indywidualne wkłady sumują się, aby uzyskać całkowite pole rozproszone, które można łatwo odwrócić za pomocą metody wstecznej propagacji Rayleigha-Sommerfelda. W niniejszej pracy zastosowano technikę gradientu intensywności osiowej do łańcucha komórek Streptococcus. Ciała komórkowe są obiektami fazowymi (gatunek E. coli ma współczynnik załamania światła mierzony21 jako 1,384 przy długości fali λ=589 nm; szczep Streptococcus jest prawdopodobnie podobny) i pojawiają się jako łańcuch połączonych plam o wysokiej intensywności w objętości próbki po zastosowaniu filtra gradientowego. Standardowe metody ekstrakcji progów i cech zastosowane do tego filtrowanego woluminu umożliwiają ekstrakcję pikseli wolumetrycznych (wokseli) odpowiadających obszarowi wewnątrz komórek. Szczególną zaletą tej metody jest to, że pozwala ona na jednoznaczną rekonstrukcję położenia obiektu w kierunku osiowym. Podobne metody (przynajmniej te, które rejestrują hologramy blisko obiektu, obrazowane przez obiektyw mikroskopu) cierpią z powodu niemożności określenia znaku tego przemieszczenia. Chociaż metoda rekonstrukcji Rayleigha-Sommerfelda jest również w tym sensie niezależna od znaku, operacja gradientu pozwala nam rozróżnić obiekty o słabej fazie powyżej i poniżej płaszczyzny ogniskowej.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop odwrócony Nikon Eclipse Ti-E</td><td>firmy Nikon Corp.</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Długość fali emisji LED</td><td>Thorlabs</td><td>M660L3</td><td>&lambda;=660 nm, szerokość linii około 20 nm&nbsp;</td></tr><tr><td>Zasilacz LED</td><td>Thorlabs</td><td>LEDD1B</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Adapter gwintu</td><td>Thorlabs</td><td>SM2T2</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Adapter gwintu</td><td>Thorlabs</td><td>SM1A2</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tablica Frame Grabber</td><td>EPIX</td><td>PIXCI E4</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Szybka kamera CMOS</td><td>Mikrotron</td><td>MC-1362</td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

cyfrowa mikroskopia holograficzna (dihm) obiektów o słabym rozproszeniu

Digital Inline Holographic Microscopy (DIHM) of Weakly-scattering Subjects

Słabo rozpraszające obiekty, takie jak małe cząstki koloidalne i większość komórek biologicznych, są często spotykane w mikroskopii. Rzeczywiście, opracowano szereg technik, aby lepiej wizualizować te obiekty fazowe; Kontrast fazowy i DIC to jedne z najpopularniejszych metod zwiększania kontrastu. Jednak rejestrowanie pozycji i kształtu w kierunku poza płaszczyzną obrazowania pozostaje wyzwaniem. Niniejszy raport przedstawia prostą metodę eksperymentalną do dokładnego określania lokalizacji i geometrii obiektów w trzech wymiarach przy użyciu cyfrowej mikroskopii holograficznej (DIHM). Ogólnie rzecz biorąc, dostępna objętość próbki jest określana przez rozmiar czujnika kamery w kierunku bocznym i spójność oświetlenia w kierunku osiowym. Typowe objętości próbek wahają się od 200 μm x 200 μm x 200 μm przy użyciu oświetlenia LED, do 5 mm x 5 mmx 5 mm lub więcej przy użyciu oświetlenia laserowego. To światło iluminacyjne jest skonfigurowane tak, że fale płaskie padają na próbkę. Obiekty w objętości próbki rozpraszają następnie światło, które interferuje ze światłem nierozproszonym, tworząc wzory interferencyjne prostopadłe do kierunku oświetlenia. Obraz ten (hologram) zawiera informacje o głębi wymagane do rekonstrukcji trójwymiarowej i może być uchwycony za pomocą standardowego urządzenia do obrazowania, takiego jak kamera CMOS lub CCD. Metoda wstecznej propagacji Rayleigha-Sommerfelda jest stosowana do numerycznego ponownego ogniskowania obrazów mikroskopowych, a prosta heurystyka obrazowania oparta na anomalii fazy Gouya jest używana do identyfikacji obiektów rozpraszających w zrekonstruowanej objętości. Ta prosta, ale solidna metoda pozwala na jednoznaczny, pozbawiony modeli pomiar położenia i kształtu obiektów w próbkach mikroskopowych.

Aby zademonstrować możliwości DIHM, przeprowadzono eksperymenty na łańcuchu bakterii Streptococcus. Łańcuch miał długość 10,5 mm i składał się z 6-7 komórek sferocylindrycznych (dwie komórki w łańcuchu są w fazie podziału) o średnicach w zakresie 0,6-1 μm. Rysunki 1a oraz 1b przedstawiają główny interfejs oprogramowania do rekonstrukcji i renderowania. Przykłady procedury numerycznego refocusingu widoczne są na Rysunku 2, gdzie zastosowano pasmowy filtr przestrz...

Trójwymiarowe lokalizacje słabo rozpraszających obiektów mogą być jednoznacznie zidentyfikowane za pomocą cyfrowej mikroskopii holograficznej (DIHM), która obejmuje niewielką modyfikację standardowego mikroskopu. Nasze oprogramowanie wykorzystuje prostą heurystykę obrazowania sprzężoną z propagacją wsteczną Rayleigha-Sommerfelda, aby uzyskać trójwymiarowe położenie i geometrię mikroskopijnego obiektu fazowego.

Cyfrowa mikroskopia holograficzna (DIHM) obiektów o słabym rozproszeniu

Weakly-scattering objects, such as small colloidal particles and most biological cells, are frequently encountered in microscopy. Indeed, a range of ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest rekonstrukcja trójwymiarowego położenia w przestrzeni geometrycznej łańcucha pływających komórek bakteryjnych. Cel ten osiąga się poprzez uprzednią hodowlę komórek bakteryjnych do odpowiedniego stężenia, aby zapewnić właściwy materiał do obrazowania. W drugim kroku przygotowuje się i ustawia źródło światła LED, co umożliwia uzyskanie obrazów holograficznych.Następnie wykorzystuje się oprogramowanie do rekonstrukcji w celu uzyskania współrzędnych 3D łańcucha komórek bakteryjnych. Wyniki wykazują możliwość rekonstrukcji pozycji 3D i konfiguracji komórek bakteryjnych na podstawie obrazowania holograficznego. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak mikroskopia konfokalna, jest możliwość bezznakowego obrazowania wolumetrycznego przy wysokiej częstotliwości klatek.Aby rozpocząć, zaszczepić 10 mililitrów pożywki KTY kryształkami lodu z mrożonego banku szczepu streptococcus V 4 0 5 1 1 97 i inkubować kulturę startową w inkubatorze wytrząsającym przez noc w temperaturze 35 °C i przy prędkości 150 RPM. Po namnożeniu kultury, zaszczepić 10 mililitrów świeżej pożywki KTY za pomocą 500 µL nasyconej kultury startowej. Inkubować przez 3,5 godziny w temperaturze 35 °C i przy prędkości 150 RPM, aż komórki osiągną gęstość optyczną przy długości fali 600 nm w zakresie od 0,8 do 1,0.Odpowiada to około 5 × 10⁸ komórek na mililitr. Następnie rozcieńcz komórki w świeżej pożywce w stosunku 1:400, aby uzyskać końcowe stężenie wynoszące około 1 milion komórek na mililitr. Następnie napełnij strzykawkę wazeliną i nanieś na szkiełko przedmiotowe pierścień z tłuszczu o wysokości 1 mm.Następnie nanieś kroplę roztworu próbki na środek. Delikatnie przykryj próbkę szkiełkiem podstawowym i lekko dociśnij szkło, aby uszczelnić krawędzie, upewniając się, że ciecz styka się zarówno z preparatem, jak i ze szkiełkiem nakrywnym. Powstała komora z próbką powinna mieć głębokość od 100 do 200 micrometers.Ustaw obiektyw imersyjny 60x i nanieś kroplę olejku. Następnie umieść komorę z próbką na stoliku mikroskopu szkiełkiem podstawowym skierowanym w dół. Upewnij się, że między szkiełkiem podstawowym a obiektywem nie powstały pęcherzyki powietrza.Ustaw ostrość na dolnej powierzchni komory z próbką, a następnie ustaw ostrość kondensora. Następnie wyłącz standardowe oświetlenie i umieść głowicę LED za aperturą kondensora mikroskopu. Upewnij się, że kondensor jest ustawiony w trybie jasnego pola i ustaw zasilacz LED na maksymalną moc wyjściową.Następnie całkowicie przymknij aperturę kondensora i delikatnie przesuń diodę LED w uchwycie, aż oświetlenie zostanie wycentrowane względem apertury obiektywu. Włącz komputer, a następnie przekieruj tor światła do portu kamery mikroskopu. W oprogramowaniu do akwizycji obrazu ustaw częstotliwość klatek na 30 klatek na sekundę oraz rozmiar obrazu na 512 na 512 pikseli.Sprawdź histogram intensywności obrazu, aby upewnić się, że żadna jego część nie jest nasycona ani niedoeświetlona. Czas ekspozycji klatki powinien być jak najkrótszy, przy jednoczesnym zachowaniu dobrego kontrastu. Jeśli komórki gromadzą się blisko granicy faz, ponownie ustaw ostrość mikroskopu tak, aby komórki bakteryjne były lekko rozmyte.Komórki powinny znajdować się w odległości od 10 do 30 mikronów od płaszczyzny ogniskowania, aby uzyskać optymalną rekonstrukcję. Po ponownym ustawieniu ostrości należy zarejestrować serię klatek wideo i zapisać je jako niekompresowany plik VI. Następnie należy uruchomić oprogramowanie DIHM, dostępne do bezpłatnego pobrania, aby przekonwertować klatkę wideo w cyfrowo refokusowany stos obrazów.Wraz z oprogramowaniem dostarczono przykładowe klatki w celu rozpoczęcia rekonstrukcji. Wprowadź klatkę zainteresowania oraz jej tło jako oddzielne pliki obrazów do odpowiednich pól. Obraz tła powinien rzetelnie reprezentować tło filmu w przypadku braku hologramu i zostanie wykorzystany do stłumienia wszelkich stałych szumów wzorca, które mogłyby zakłócać holograficzną lokalizację i analizę.Następnie wprowadź parametry stosu wyjściowego do pól ustawień globalnych. Najpierw wprowadź pozycję osiową pierwszej klatki w polu start focus. Następnie wprowadź liczbę warstw w zrekonstruowanym stosie w polu number of steps, a na koniec wprowadź rzeczywistą odległość między każdą warstwą w stosie w polu step size.Ustaw wielkość kroku tak, aby była równa bocznemu odstępowi pikseli, w celu zrekonstruowania obiektów z zachowaniem poprawnych proporcji przy użyciu przykładowych danych. Wartość ta powinna wynosić 0.233 micrometers. Następnie wprowadź oświetlenie kamery, długość fali, współczynnik załamania światła ośrodka oraz boczną częstotliwość próbkowania.W polu pikseli na mikron częstotliwość próbkowania bocznego kamery można wyznaczyć, dzieląc powiększenie obiektywu przez rozmiar piksela sensora kamery. Przy użyciu przykładowych danych obliczenie wyglądałoby następująco: 60x podzielone przez 14 µm równa się 4,29 pikseli na mikron. Następnie, jeśli środek obiektu na hologramie jest ciemny, należy nacisnąć przycisk odwrócenia gradientu Z (flip Z gradient).Zastosuje to filtr wyodrębniający obiekty znajdujące się poniżej płaszczyzny ogniskowej w oryginalnej próbce. Następnie włącz filtr pasmowo-przepustowy, który odpowiada za tłumienie szumów pikselowych w obrazie. Jest on stosowany do każdego przekroju obrazu bezpośrednio po jego wygenerowaniu.Następnie sprawdź, czy przełącznik wyjścia pośredniego jest w stanie off i upewnij się, że jest włączony. Gdy te przełączniki są włączone, zostaną utworzone dwa filmy. Pierwszym wyjściem jest stos refokusowania z nazwą pliku kończącą się na stack a V. Drugim stosem jest właściwa operacja gradientu z nazwą pliku kończącą się na gradient a VI. W idealnym przypadku ten drugi stos będzie zawierał badany obiekt wyróżniony jako jasny obiekt na ciemnym tle.Po ustawieniu wszystkich parametrów należy nacisnąć przycisk run w głównym oknie, aby wykonać polecenia. Wybrana klatka pojawi się w głównym polu programu. Następnie należy użyć narzędzia lupy znajdującego się na pasku narzędzi po lewej stronie obrazu, aby przybliżyć lub oddalić widok.Użyj narzędzia prostokąta, aby zaznaczyć obszar zainteresowania (ROI), i uchwyć wewnątrz prostokąta jak najwięcej prążków hologramu, aby zoptymalizować rekonstrukcję. Na koniec naciśnij przycisk process, aby wygenerować dwa oddzielne stosy obrazów. Przejrzyj powstałe stosy za pomocą programu Image J dostępnego na tej stronie internetowej.Jeśli obiekt zainteresowania jest wyraźnie widoczny w stosie obrazów gradientowych, przejdź do sekcji renderowania, aby wyodrębnić współrzędne obiektu. Aby rozpocząć renderowanie, naciśnij przycisk ekstrakcji cech, aby uruchomić funkcję lokalizacji współrzędnych X, Y, Z. Następnie wprowadź ścieżkę i rozszerzenie pliku wyjściowego dla współrzędnych i wybierz styl POV ray w polu stylu współrzędnych wyjściowych.Powoduje to, że program zapisuje plik obiektowy, który można zwizualizować za pomocą bezpłatnego pakietu oprogramowania do renderowania obrazów POV ray, dostępnego na tej stronie internetowej, a następnie przetworzyć obrazy w celu wyodrębnienia współrzędnych obiektów. Program dostarczy serię współrzędnych X, Y, Z w wybranym obszarze ROI, zapisanych w pliku o nazwie podanej w polu wyjściowym współrzędnych. Wyodrębnianie współrzędnych obiektów trwa znacznie dłużej niż generowanie stosów.Upewnij się, że przykładowy plik POV-Ray dostarczony wraz z kodem rekonstrukcyjnym znajduje się w tym samym folderze co plik z współrzędnymi wyjściowymi. Edytuj przykładowy plik .pov i zamień nazwę pliku w cudzysłowie w odpowiedniej linii. Wpisz nazwę pliku NC odpowiadającą nazwie pliku z danymi wygenerowanego przez kod rekonstrukcyjny.Następnie dostosuj położenie kamery, oświetlenie, teksturę i opcje renderowania w programie POV ray. Po zakończeniu kliknij przycisk uruchomienia, aby wyrenderować obraz bitmapowy. Jest to obraz łańcucha bakterii streptococcus, który został tymczasowo zorientowany.Ustaw ostrość na płaszczyznę ogniskową. Obiekty w tej konfiguracji są trudne do rekonstrukcji i zazwyczaj dają obraz w postaci plamy w pobliżu płaszczyzny ogniskowej. Przedstawiony tutaj prawidłowo wyrenderowany obraz jest reprezentatywny dla większości klatek w tej serii, w których łańcuch nie jest zorientowany bezpośrednio wzdłuż osi optycznej.Kształt i położenie obiektu zostały wiernie odwzorowane w wizualizacji przedstawionej na panelu po prawej stronie. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu kilku minut.

digital-inline-holographic-microscopy-dihm-weakly-scattering

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Cyfrowa mikroskopia holograficzna w linii (DIHM) obiektów o słabym rozproszeniu

Niniejszy protokół przedstawia zasady i praktyczne zastosowania mikroskopii fazowo-kontrastowej oraz mikroskopii kontrastu interferencyjnego...

Mikroskopia kontrastowa fazowa i mikroskopia kontrastowa interferencyjna (DIC)

Opisujemy użycie standardowego mikroskopu optycznego do wykonywania ilościowych pomiarów masy, objętości i gęstości komórek poprzez kombinację jasnego pola i różnicowego kontrastu interferencyjnego.

Ilościowa mikroskopia optyczna: pomiar cech biofizycznych komórek za pomocą standardowego mikroskopu optycznego

Prezentujemy kompaktowy cyfrowy system holograficzny (CDHM) do inspekcji i charakteryzacji urządzeń MEMS. Zademonstrowano konstrukcję bez soczewek wykorzystującą rozbieżną falę wejściową zapewniającą naturalne powiększenie geometryczne. Prezentowane są zarówno badania statyczne, jak i dynamiczne.

Kompaktowy cyfrowy mikroskop holograficzny bez soczewek do kontroli i charakteryzacji MEMS

Dokładna ocena efektów przeciwzapalnych ma ogromne znaczenie dla oceny potencjalnych nowych leków do leczenia nieswoistych zapaleń jelit. Cyfrowa mikroskopia holograficzna umożliwia ocenę stanu zapalnego w próbkach tkanki mysiej i ludzkiej okrężnicy, a także zautomatyzowaną multimodalną ocenę gojenia się ran nabłonkowych in vitro.

Multimodalne ilościowe obrazowanie fazowe z cyfrową mikroskopią holograficzną dokładnie ocenia stan zapalny jelit i gojenie się ran nabłonkowych

Użycie hipersoczewki zostało uznane za nowatorską technikę obrazowania w superrozdzielczości ze względu na jej zalety w obrazowaniu w czasie rzeczywistym i jej prostą implementację za pomocą konwencjonalnej optyki. W tym miejscu przedstawiamy protokół opisujący wytwarzanie i obrazowanie zastosowań hipersoczewki sferycznej.

Demonstracja mikroskopu zintegrowanego z hipersoczewkami i obrazowania superrozdzielczego

Cyfrowa mikroskopia holograficzna (DHM) to technika wolumetryczna, która pozwala na obrazowanie próbek 50-100 razy grubszych niż mikroskopia jasnego pola w porównywalnej rozdzielczości, z ogniskowaniem wykonywanym po przetworzeniu. W tym przypadku DHM służy do identyfikacji, liczenia i śledzenia mikroorganizmów o bardzo niskiej gęstości i porównywania z pomiarami gęstości optycznej, liczeniem płytek i liczeniem bezpośrednim.

Oznaczanie ilościowe mikroorganizmów w niskich stężeniach za pomocą cyfrowej mikroskopii holograficznej (DHM)

Szczegółowa instrukcja jest opisana, jak zbudować mikroskop HIST (o dużym nachyleniu) i jego zastosowanie do obrazowania pojedynczych molekuł.

Przewodnik po budowie mikroskopu z dużymi nachylonymi płytkami do obrazowania pojedynczych cząsteczek w rozszerzonym polu widzenia

Przedstawiamy protokół wytwarzania metahologramów widzialnych z multipleksami spinowymi i kierunkowymi, a następnie przeprowadzamy eksperyment optyczny w celu sprawdzenia ich funkcji. Te metahologramy mogą łatwo wizualizować zakodowane informacje, dzięki czemu mogą być używane do projekcji wolumetrycznej i szyfrowania informacji.

Demonstracja wszystkich dielektrycznych widzialnych metahologramów z multipleksem spinowym i kierunkowym

Artykuł skupia się przede wszystkim na połączonej mocy metod optycznych (liniowych i nieliniowych) oraz holograficznych używanych do ujawniania zjawisk w nanoskali. Wyniki uzyskane z badań biofotonicznych i oscylacyjnych reakcji chemicznych są podane jako reprezentatywne przykłady, podkreślające zdolność holografii do ujawniania dynamiki w nanoskali.

Odkrywanie ukrytej dynamiki naturalnych struktur fotonicznych za pomocą obrazowania holograficznego

Opracowaliśmy dwufotonowy mikroskop holograficzny, który może wizualizować, oceniać i manipulować aktywnością neuronalną przy użyciu wysokiej rozdzielczości czasoprzestrzennej, w celu wyjaśnienia patogenezy zaburzeń neuropsychiatrycznych, które są związane z nieprawidłową aktywnością neuronalną.

Ocena i manipulacja aktywnością neuronalną za pomocą dwufotonowej mikroskopii holograficznej

Multimodalny, szybki system obrazowania hiperspektralnego został opracowany w celu uzyskania szerokopasmowych obrazów generowania oscylacyjnej sumy częstotliwości (VSFG), wraz z modalnościami obrazowania jasnego pola i generacji drugiej harmonicznej (SHG). Ze względu na to, że częstotliwość podczerwieni rezonansuje z drganiami molekularnymi, ujawnia się mikroskopijna wiedza o morfologii strukturalnej i mezoskopowej próbek dopuszczonych do symetrii.

Multimodalne nieliniowe hiperspektralne obrazowanie chemiczne przy użyciu mikroskopii generacji drgań i częstotliwości ze skanowaniem liniowym

Poznaj cyfrową mikroskopię holograficzną DIHM do rekonstrukcji trójwymiarowej pozycji i geometrii pływających komórek bakteryjnych. Ta metoda umożliwia bezbarwną obrazowanie objętościowe z dużą prędkością klatek.

Cyfrowa mikroskopia holograficzna (DIHM) obiektów o słabym rozproszeniu

Przeglądaj więcej filmów