Name: Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę oceny sukcesu krycia u samic homara amerykańskiego Homarus americanus. Technika ta pozwala badać dynamikę rozrodczą populacji eksploatowanych i wspierać zrównoważone zarządzanie rybołówstwem.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować wszystkim komercyjnym hodowcom homarów z Nowej Anglii, z których łodzi mogliśmy pobrać próbki - ich współpraca jest bardzo doceniana. Ponadto dziękujemy Little Bay Lobster Company (Newington, NH) i Champlin's Seafood (Point Judith, RI), które umożliwiły nam przeprowadzenie próbek w ich obiektach. Następujące studentki UNH udzieliły nieocenionej pomocy podczas tego badania: Haley White, Françoise Morrison, Sarah Havener, Audra Chaput i May Grose. Projekt ten był wspierany przez granty z NH SeaGrant dla WHW (projekt # R/CFR-11) oraz grant UNH Marine Program dla JSG.

Część A: Technika pobierania prób terenowych
1. Pomiary samic
<ol>
	<li>Dla każdej samicy homara zmierz długość karapaksu (CL) oraz szerokość drugiego segmentu odwłoka z dokładnością do 1,0 mm, używając suwmiarki. 
	UWAGA: Drugi segment odwłoka jest mierzony, ponieważ szerokość odwłoka (w miejscu, gdzie samice noszą jaja) jest wskaźnikiem dojrzałości płciowej. Ponadto korzystne może być ustalenie stopnia linienia, aby później dopasować te dane do stadium rozrodczego (patrz krok 1.2).</li>
	<li>Odcięcie niewielkiego, dystalnego fragmentu jednego z pleopodów odwłoka (standardowy protokół metodyczny dla homarów) i przechowywanie pleopodu w czystej wodzie morskiej w celu późniejszej obserwacji pod mikroskopem sekcyjnym9. 
	UWAGA: Ten krok może również ujawnić obecność gruczołów cementowych na pleopodach, co wskazuje na to, że samice przygotowują się do wydalenia jaj10.</li>
</ol>
2. Wprowadzenie igły
<ol>
	<li>Wprowadź igłę strzykawki (18 G, patrz Tabela 1) na głębokość ok. 1 cm do zbiornika nasiennego, pod kątem ok. 45° w kierunku ogona (Rycina 1). 
	UWAGA: U homarów z nienaruszonymi czopami nasiennymi igła może napotkać opór podczas wprowadzania, gdyż przechodzi ona przez czop nasienny przed dotarciem do miejsca najwyższego stężenia plemników w dolnej części zbiornika nasiennego (Rycina 1). 
	UWAGA: Sama obecność czopa jest wiarygodnym wskaźnikiem tego, że homary się kopulowały. U niektórych osobników opór może być niewielki, co prawdopodobnie wynika z braku spermatoforu, jego niewielkich rozmiarów, faktu, że nie stwardniał on jeszcze w czop, lub z tego, że został już wykorzystany do zapłodnienia jednej lub więcej partii ikry.</li>
</ol>
<img alt="Schemat wstrzykiwania w anatomię kraba, badanie czopu nasiennego, badanie reprodukcji skorupiaków." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50498/50498fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50498/50498fig1.jpg" width="600px" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Wprowadzenie igły i widok zbiornika nasiennego homara. Wprowadzanie igły z tępym końcem do zbiornika nasiennego homara w celu pobrania próbki nasienia. Kąt oraz głębokość wprowadzenia igły są kluczowe dla uzyskania powtarzalnych próbek. Po prawej: Widok zdissekowanego i rozciętego pionowo zbiornika nasiennego. Czop nasienny zajmuje górną lub zewnętrzną część zbiornika, natomiast spermatozoa znajdują się na dnie (w najgłębszym punkcie) zbiornika. Należy zauważyć, że pobieranie próbek poniżej tej głębokości może doprowadzić do przebicia zbiornika i zanieczyszczenia próbki krwią. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50498/50498fig1highres.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy obraz</a>.
3. Przenikanie przez czop nasienny
<ol>
	<li>Po początkowym wprowadzeniu zwiększ kąt nachylenia igły niemal do pionu (prostopadle do osi ciała) i bardzo powoli zacznij przesuwać ją w dół w kierunku zbiorniczka.</li>
	<li>Utrzymuj igłę pod kątem tak, aby jej czubek był skierowany lekko w stronę ogona. W tej pozycji czubek igły uciska górną część zatyczki, aż w końcu przebije się do macierzy.</li>
	<li>Kontynuuj powolne wpychanie igły w dół, dopóki ponownie nie zostanie wyczuty opór – jest to dno zbiorniczka, z którego pobierana jest próbka.</li>
</ol>
4. Usuwanie plemników
<ol>
	<li>Pobrać próbkę (często w postaci stałego czopa, płynnych plemników i innych płynów) z dna zbiornika nasiennego i umieścić ją w oznakowanej plastikowej probówce o pojemności 2,0 ml.</li>
	<li>Przepłukać zbiornik około 0,1-0,5 ml zimnej wody morskiej.</li>
	<li>Pobrać około 0,3 ml płynu i umieścić w tej samej probówce.</li>
	<li>Przechowywać próbki nasienia w lodzie do czasu przeprowadzenia analizy laboratoryjnej. Część B: Badanie próbek nasienia w laboratorium 
	UWAGA: Próbki pobrane ze zbiorników nasiennych poszczególnych homarów należy zbadać w celu ustalenia obecności lub braku komórek plemników.</li>
	<li>Pobrać około 50 µl płynu z każdej plastikowej probówki, umieścić na szkiełku przedmiotowym z nakryweksem i oglądać pod powiększeniem 100X za pomocą mikroskopu złożonego.</li>
	<li>Określić stan próbek jako: plemniki nieliczne, liczne lub nieobecne (w niniejszym badaniu nie określono dokładnej liczby plemników, Rycina 2).</li>
</ol>
<img alt="Obraz mikroskopowy kryształów; analiza strukturalna; powiększenie porównawcze; tworzenie kryształów." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50498/50498fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50498/50498fig2.jpg" width="600px" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Obrazy próbek nasienia homara. Obrazy próbek nasienia homara pobranych z zbiornika nasiennego samicy, obserwowane przy użyciu mikroskopu złożonego przy powiększeniu 40X. Obraz po lewej stronie przedstawia próbkę zawierającą liczne plemniki, natomiast obraz po prawej ilustruje próbkę o niskiej gęstości plemników (pasek skali = 10 μm). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50498/50498fig2highres.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy obraz</a>.

<ol><li>FAO and Agriculture Organization of the United Nations). Fisheries and Aquaculture Department. , Available from: 
 
 <a target="_blank" href="http://www.fao.org">http://www.fao.org</a> (2012).</li>
<li>MacDiarmid, A., Butler, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sperm+economy+and+limitation+in+spiny+lobsters%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Ecol.+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Sperm economy and limitation in spiny lobsters.</a> Behav. Ecol. Sociobiol. 46, 14-24 (1999).</li>
<li>Kendall, M. S., Wolcott, D. L., Wolcott, T. G., Hines, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+male+size+and+mating+history+on+sperm+content+of+ejaculates+of+the+blue+crab+Callinectes+sapidus%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Influence of male size and mating history on sperm content of ejaculates of the blue crab Callinectes sapidus.</a> 230, 235-240 (2002).</li>
<li>Sato, T., Ashidate, M., Goshima, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+male+mating+frequency+and+male+size+on+ejaculate+size+and+reproductive+success+of+female+spiny+king+crab%2C+Parolithodes+brevipes%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">Effects of male mating frequency and male size on ejaculate size and reproductive success of female spiny king crab, Parolithodes brevipes.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 296, 251-262 (2005).</li>
<li>Sato, T., Goshima, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impacts+of+male-only+fishing+and+sperm+limitation+in+manipulated+populations+of+an+unfished+crab%2C+Hapalogaster%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Impacts of male-only fishing and sperm limitation in manipulated populations of an unfished crab, Hapalogaster.</a> 313, 193-204 (2006).</li>
<li>Rondeau, A., Sainte-Marie, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+mate-guarding+time+and+sperm+allocation+by+male+snow+crabs+%28Chionoecetes+opilio%29+in+response+to+sexual+competition%2C+and+their+impact+on+the+mating+success+of+females%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Bull%22%5BJournal%5D)">Variable mate-guarding time and sperm allocation by male snow crabs (Chionoecetes opilio) in response to sexual competition, and their impact on the mating success of females.</a> Biol. Bull. 201, 204-217 (2001).</li>
<li>Waddy, S. L., Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWaddy%2C+SL+%22Mating+and+insemination+in+the+Ameri+can+lobster%2CHomarus+americanus.+Crustacean+sexual+behavior%22">Mating and insemination in the Ameri can lobster,Homarus americanus. Crustacean sexual behavior</a>. Bauer, R. T., Martin, J. W. , Columbia University Press. NY. 126-144 (1990).</li>
<li>Johnson, K. J., Goldstein, J. S., Watson, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+methods+for+determining+the+fertility+status+in+early-stage+American+lobster%2C+Homarus+americanus%2C+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Two methods for determining the fertility status in early-stage American lobster, Homarus americanus, eggs.</a> J. Crust. Biol. 31, 693-700 (2011).</li>
<li>Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proecdysis%2C+setal+development%2C+and+molt+prediction+in+the+American+lobster+%28Homarus%29%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Proecdysis, setal development, and molt prediction in the American lobster (Homarus).</a> 30, 1337-1344 (1973).</li>
<li>Aiken, D. E., Waddy, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cement+gland+development%2C+ovary+maturation%2C+and+reproductive+cycles+in+the+American+lobster+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cement gland development, ovary maturation, and reproductive cycles in the American lobster Homarus americanus.</a> J. Crust. Biol. 2, 315-327 (1982).</li>
<li>Pugh, T. L., Goldstein, J. S., Lavalli, K. L., Clancy, M., Watson, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((At-sea+determination+of+female+American+lobsters+%28Homarus+americanus%29+mating+activity%3A+Patterns+vs.+expectations%5BTitle%5D)+AND+%22Fish.+Res%22%5BJournal%5D)">At-sea determination of female American lobsters (Homarus americanus) mating activity: Patterns vs. expectations.</a> Fish. Res. 147, 327-337 (2013).</li>
<li>Bauer, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+trends+in+sperm+transfer+and+storage+complexity+in+decapod+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Crust.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic trends in sperm transfer and storage complexity in decapod crustaceans.</a> J. Crust. Biol. 6, 313-325 (1986).</li>
<li>Talbot, P., Helluy, S. Reproduction and embryonic development. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTalbot%2C+P+%22Biology+of+the+Lobster%3A+Homarus+americanus%22">Biology of the Lobster: Homarus americanus</a>. Factor, J. R. , Academic Press. NY. 177-216 (1995).</li>
<li>Cooper, R. A., Uzmann, J. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCooper%2C+RA+%22Ecology+of+juvenile+and+adult+Homarus.+The+biology+and+management+of+lobsters%22">Ecology of juvenile and adult Homarus. The biology and management of lobsters</a>. Cobb, J. S. 2, Academic Press. NY. 97-142 (1980).</li>
<li>Estrella, B. T., McKiernan, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catch-per-unit-effort+and+biological+parameters+from+the+Massachusetts+coastal+lobster+%28Homarus+americanus%29+resource%3A+description+and+trends%5BTitle%5D)+AND+%22NOAA+Tech.+Rep.+NMFS%22%5BJournal%5D)">Catch-per-unit-effort and biological parameters from the Massachusetts coastal lobster (Homarus americanus) resource: description and trends.</a> NOAA Tech. Rep. NMFS. 81, (1989).</li>
<li>Waddy, S. L., Aiken, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+fertilization+and+consecutive+spawning+in+large+American+lobster%2C+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Fish.+Aquat.+Sci%22%5BJournal%5D)">Multiple fertilization and consecutive spawning in large American lobster, Homarus americanus.</a> Can. J. Fish. Aquat. Sci. 43, 2291-2294 (1986).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atlantic+States+Marine+Fisheries+Commission+%28ASMFC%29.+American+lobster+stock+assessment+report+for+peer+review%5BTitle%5D)+AND+%22ASMFC+Stock+Assessment%22%5BJournal%5D)">Atlantic States Marine Fisheries Commission (ASMFC). American lobster stock assessment report for peer review.</a> ASMFC Stock Assessment. , Washington, D.C. (2009).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Ten film i artykuł przedstawiają i demonstrują metodę określania, czy samice homarów pomyślnie się połączyły. Podejście to jest na tyle proste, że może być stosowane do pobierania próbek homarów na dużą skalę na morzu przez różnych użytkowników. Metoda opiera się na wykrywaniu obecności spermatoforu w pojemniku nasiennym, który jest przekazywany z samców do samic homarów podczas krycia. Te spermatofory częściowo twardnieją w czop plemnikowy wkrótce po zdeponowaniu w pojemniku; Tak więc obecność czopa plemnikowego również...

Homar amerykański (Homarus americanus) jest jednym z najbardziej produktywnych łowisk na Północnym Atlantyku (~ 56 000 ton w 2011 roku, o wartości ponad 390 milionów dolarów)1. Istnieje jednak ogólny brak zrozumienia dynamiki reprodukcyjnej tego gatunku w dzikich populacjach. Uzyskanie dokładniejszych szacunków produkcji reprodukcyjnej, w tym liczby i wielkości osobników aktywnie uczestniczących w rozrodzie, może usprawnić proces oceny stada. Na przykład samice, które nie mogą osiągnąć pełnego potencjału reprodukcyjnego z powodu ograniczenia liczby plemników, zostały zidentyfikowane jako problem dla kilku komercyjnie eksploatowanych skorupiaków morskich, w tym: homarów kolczastych2, krabów niebieskich3, krabów królewskich4, krabów kamiennych5 i krabów śnieżnych6. Ogólnym celem jest ustalenie, czy ograniczenie liczby plemników może być również czynnikiem w niektórych regionach amerykańskich połowów homarów.
Pierwsze oznaki potencjalnego problemu z ograniczeniem plemników u homarów zaobserwowano podczas prowadzenia niepowiązanego badania tagowania z jajowatymi samicami homarów (z widocznie nienaruszonymi, niedawno wytłoczonymi jajami). Raporty o odłowach od rybaków wykazały, że ~15% tych zwierząt upuściło lęgi jaj już po 1-2 miesiącach. Robocza hipoteza była taka, że niektóre homary niosły jaja, które nie zostały zapłodnione i w rezultacie "odpadły"7. Wstępne dane z późniejszego badania potwierdziły fakt, że homary będą wytłaczać jaja, nawet jeśli nie udało im się kryć, a te niezapłodnione jaja są noszone tylko przez ~ 1 miesiąc8. Dlatego, biorąc pod uwagę obserwację samic noszących niezapłodnione jaja w naturalnych populacjach, staraliśmy się określić, w jakim stopniu ograniczenie plemników może przyczyniać się do submaksymalnego poziomu reprodukcji przez dojrzałe płciowo homary. Aby osiągnąć ten cel, opracowano technikę wykrywania spermatoforu zdeponowanego przez samce podczas krycia.
Ten artykuł i film opisują nieinwazyjną, prostą metodę opracowaną w celu sprawdzenia sukcesu godowego samic homarów. Technika ta może być szybko i niezawodnie wykorzystana na morzu, zarówno na pokładach statków badawczych, jak i komercyjnych statków rybackich. Przedstawiono szczegółowe informacje na temat tej metody pobierania próbek, jak również niektóre reprezentatywne wyniki, w celu zilustrowania zastosowania tej techniki.

<table><tbody><tr><td>Suwmiarka</td><td>Mitutoyo Digimatic</td><td>500-196-20</td><td>http://www.globalindustrial.com</td></tr><tr><td>3 ml Strzykawka Luer-Lok</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>309585</td><td>www.bd.com</td></tr><tr><td>Monoject aluminiowe igły do piasty, 18 G x 1</td><td>Webster Veterinary</td><td>8881202348</td><td>www.mywebstervet.com</td></tr><tr><td>2,0 ml Plastikowe rurki do przechowywania</td><td>Eppendorf</td><td>wu-06333-72</td><td>http://www.coleparmer.com</td></tr><tr><td>Styropianowa chłodziarka z lodem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Złożony mikroskop świetlny</td><td>Olympus</td><td>BH System</td><td>http://www.olympusamerica.com</td></tr><tr><td>Szklane boki z szkiełkiem</td><td></td><td></td> nakrywkowym <td>75 mm x 25 mm, grubość ~1 mm</td></tr><tr><td>Pipetor z jednorazowymi końcówkami</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (homarus americanus)

A Noninvasive Method For In situ Determination of Mating Success in Female American Lobsters (Homarus americanus)

Pomimo tego, że jest to jedno z najbardziej produktywnych łowisk na północno-zachodnim Atlantyku, wiele pozostaje niewiadomych na temat naturalnej dynamiki reprodukcji amerykańskich homarów. Niedawne prace nad eksploatowanymi populacjami skorupiaków (krabów i homarów) sugerują, że istnieją okoliczności, w których dojrzałe samice nie są w stanie osiągnąć pełnego potencjału reprodukcyjnego z powodu ograniczenia liczby plemników. Aby zbadać tę możliwość w różnych regionach amerykańskich połowów homarów, opracowano wiarygodną i nieinwazyjną metodę pobierania próbek dużej liczby samic homarów na morzu. Metoda ta polega na wprowadzeniu igły do pojemnika nasiennego samicy w celu określenia obecności lub braku czopa plemnikowego i pobrania próbki, którą można zbadać na obecność plemników. Przeprowadzono szereg badań kontrolnych w porcie i laboratorium w celu sprawdzenia niezawodności tej techniki. Wysiłki te obejmowały pobranie próbek od 294 samic homarów, aby potwierdzić, że obecność czopa nasiennego jest wiarygodnym wskaźnikiem plemników w pojemniku, a tym samym krycia. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat metodologii i wyników uzyskanych z podzbioru wszystkich samic, które pobrano od próby. Spośród 230 samic homarów pobranych z George's Bank i Cape Ann w stanie Massachusetts (zakres wielkości = 71-145 mm długości karapaksu), 90,3% było dodatnich na obecność plemników. Potencjalne wyjaśnienia braku plemników u niektórych samic obejmują: niedojrzałość (brak dojrzałości fizjologicznej), rozpad czopa plemnikowego po użyciu do zapłodnienia lęgu jaj oraz brak aktywności godowej. Badania wskazują, że ta technika badania sukcesu godowego samic homarów jest wiarygodnym wskaźnikiem zastępczym, który można wykorzystać w terenie do dokumentowania aktywności reprodukcyjnej w naturalnych populacjach.

Dane przedstawione w niniejszej pracy dotyczą podgrupy samic homarów pochodzących z obszarów przybrzeżnych oraz pełnomorskich. Grupa przybrzeżna składała się z 44 homarów złowionych w wodach przybrzeżnych w pobliżu Cape Ann w stanie Massachusetts i przetransportowanych w chłodniach do laboratorium w celu przeprowadzenia badań. Łącznie 186 homarów pełnomorskich zostało złowionych na George's Bank i pobrano z nich próbki w komercyjnym zakładzie holdingowym w stanie New Hampshire.
Próbki nasienia...

Wywołane przez rybołówstwo zmiany w eksploatowanych połowach skorupiaków, takie jak amerykańskie połowy homarów, mogą potencjalnie wpłynąć na ich dynamikę reprodukcyjną, prowadząc do zmniejszenia sukcesu godowego. Celem tego badania było opracowanie nieinwazyjnej metody ustalania sukcesu godowego samic homarów, które mogą być fizjologicznie lub funkcjonalnie dojrzałe.

Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus)

Despite being one of the most productive fisheries in the Northwest Atlantic, much remains unknown about the natural reproductive dynamics of American ...

Homar amerykański jest ikonicznym elementem swojego obszaru występowania, rozciągającego się od kanadyjskiej części Atlantyku po Nową Anglię. W wielu regionach stanowi on cel jednego z największych połowów pojedynczego gatunku we wschodnich Stanach Zjednoczonych. Dalszy sukces tego rybołówstwa przypisuje się różnorodnym środkom zarządzania, w tym kontrolom biologicznym mającym na celu ochronę stad z jajami.Przepisy te obejmują minimalne i maksymalne limity wielkości, ochronę samic z ikrą oraz zakaz odłowu samic z nacięciem w kształcie litery V, które są uznawane za sprawdzone osobniki rozrodcze. Przyszłość połowów homarów zależy częściowo od zdrowej liczby nowych rekrutów, co jest uzależnione od sukcesu systemu rozrodczego homarów. Jednakże intensywna eksploatacja tych łowisk, podobnie jak w przypadku innych połowów skorupiaków na całym świecie, może wpływać na dynamikę rozrodczą tego gatunku.W związku z tym celem niniejszej pracy było opracowanie prostej, nieinwazyjnej metody określania sukcesu rozrodczego płciowo dojrzałych samic homarów. Płeć homara najlepiej rozpoznać, badając jego powierzchnię brzuszną; samica, widoczna po lewej stronie, charakteryzuje się przede wszystkim pierwszą parą odnóży pleopodów, które są płaskie i pierzaste. Samice posiadają również owalny zbiornik nasienny, w którym przechowują przekazany przez samca nasienie.Po prawej stronie przedstawiono samca, którego można rozpoznać po pierwszej parze pleopodów o kształcie nieco stożkowatym i stwardniałym. Gonopody te wspomagają przenoszenie spermatoforu do receptaculum seminis samicy.Przedstawiono również pory gonadalne samca, z których wydzielany jest ten metafor SPO. Podczas procesu zalotów homary płci męskiej i żeńskiej wykazują złożone zachowania, w tym komunikację zapośredniczoną chemicznie oraz wspólne korzystanie z kryjówki. Zachowanie polegające na współdzieleniu kryjówki występuje zarówno przed, jak i po linieniu samicy i może być interpretowane jako ochrona samicy przez samca; kopulacja zazwyczaj następuje w ciągu godziny po linieniu samicy i trwa jedynie bardzo krótko.Samiec obraca nowo przebraną samicę na grzbiet, aby przenieść SPM do jej zbiornika nasiennego. Samica homara jest w stanie przechowywać nasienie z jednego kopulacji przez dwa lata lub dłużej, po czym wypuszcza sprzęgło jaj. Jaja są przyczepione do pleopodów samicy na spodniej stronie jej odwłoka.Rozwój jaj trwa zazwyczaj od dziewięciu do 11 miesięcy i jest ściśle zależny od temperatury wody morskiej. Jaja wykluwają się jako larwy planktonowe wiosną i latem, przechodząc przez kilka stadiów larwalnych przed osiedleniem się na dnie w formie osobników młodzieńczych. Opisana tutaj metoda przedstawia technikę pozyskiwania próbek nasienia od dużej liczby samic homarów podczas przebywania na komercyjnych kutrach homarowych lub innych platformach badawczych na morzu.Igłę z tępym końcem wprowadza się do zbiornika nasiennego samicy, a następnie usuwa się część spermatoforu wraz z zawartymi w nim plemnikami. Próbkę plemników można następnie przechowywać i badać później w laboratorium. Ze względu na budowę zbiornika nasiennego nie odnotowano żadnych przypadków śmiertelności związanych z zastosowaniem tej techniki.Sprzęt niezbędny do pobierania prób w terenie obejmuje lodówkę z lodem do utrzymania niskiej temperatury próbek, dwumililitrowe fiolki na próbki. Użyliśmy plastikowych probówek typu Eppendorf, igły tępokierunkowej o rozmiarze 18G przymocowanej do strzykawki o pojemności 3 cc oraz zimnej, czystej wody morskiej.Warunki sterylne są idealne, lecz nie niezbędne. Będą Państwo również potrzebować suwmiarki do pomiaru cech morfometrycznych homara, takich jak długość nadgarstka, szerokość odwłoka oraz, w razie potrzeby, wymiary szczypiec. Do zapisywania tych parametrów wraz z numerem identyfikacyjnym probówek z próbkami służą wydrukowane arkusze danych.Osoba pobierająca próbki powinna również odnotować szczegóły, takie jak data, miejsce poboru oraz metoda odłowu (pułapka komercyjna). Na przykład, należy zmierzyć każdego homara z dokładnością do najbliższego milimetra za pomocą suwmiarki; długość karapaksu należy zmierzyć grzbietowo od tylnej krawędzi oczodołu do końca karapaksu. Czasami dodatkowe pomiary, takie jak szerokość odwłoka, mogą być przydatne do oszacowania wskaźnika dojrzałości.Następnie, używając suwmiarki, zmierz standardową długość pancerza (carapax length). Potem odwróć zwierzę stroną brzuszną do góry, aby zmierzyć szerokość odwłoka. Aby pobrać próbkę nasienia z zbiornika nasiennego, trzymaj samicę homara stroną brzuszną do góry, z odwłokiem skierowanym w Twoją stronę.Wprowadź igłę strzykawki do zbiornika nasiennego. Jeśli obecny jest spermatofor, pojawi się bardzo twardy czopek nasienny. Należy go ostrożnie przebić, opróżnić strzykawkę do wcześniej oznakowanej probówki, napełnić strzykawkę niewielką ilością czystej wody morskiej i wstrzyknąć ją do zbiornika nasiennego.Ułatwi to oddzielenie plemników od twardego czopa. Następnie ponownie unieś tłok i przenieś tę dodatkową próbkę do tej samej probówki. Kąt oraz głębokość wprowadzenia igły mają kluczowe znaczenie dla uzyskania powtarzalnych próbek.Na tym obrazie zbiornik nasienny został wypreparowany i rozcięty pionowo. Czop nasienny zajmuje górną część zbiornika, natomiast plemniki znajdują się na dole, w najgłębszym punkcie zbiornika. Zbiornik ma około centymetra głębokości, w zależności od wielkości samicy, a igła musi przebić stwardniały czop, aby pobrać próbkę nasienia.Należy uważać, aby nie przebić substancji przypominającej skorupkę znajdującej się na dnie naczynia. Teraz przedstawimy proces pobierania próbek w zwolnionym tempie, w warunkach laboratoryjnych.Zalecamy, aby każda osoba chcąca skorzystać z tej techniki najpierw przećwiczyła ją w laboratorium, zanim przystąpi do pobierania próbek w terenie. Ponownie: należy trzymać homara stroną brzuszną do góry, a odwłok skierować w stronę badacza. Za pomocą igły z tępym końcem, wprowadzając ją pod kątem 45 stopni z końcem skierowanym w stronę odwłoka, należy przebić zbiornik nasienny i sprawdzić obecność czopa nasiennego.Jeśli występuje korek nasienny, to właśnie w tym miejscu odczuwalny będzie opór przy stałym nacisku. Należy lekko obrócić igłę, aby ułatwić penetrację. Przesunąć igłę przez korek nasienny, wprowadzając ją na głębokość około one centimeter, co można odczytać po czarnym znaczniku referencyjnym na pokazanej igle.Opróżnij strzykawkę do probówki z próbką. Następnie napełnij strzykawkę bardzo małą ilością zimnej, świeżej wody morskiej, aby wypłukać zbiornik nasienny, i ponownie opróżnij jej zawartość do probówki z próbką pomiędzy kolejnymi homarami. Upewnij się, że strzykawka została dokładnie umyta, aby uniknąć kontaminacji.Przetrzyj igłę, a następnie kilkukrotnie napełnij i opróżnij strzykawkę, aby upewnić się, że cały materiał z próbki został wypłukany. Przed pobraniem próby od innego homara zaleca się wymianę strzykawki i igły po kilku użyciach w celu przetworzenia i identyfikacji plemników. Będą potrzebne pipeta 200 µL, jednorazowe końcówki do pipet, szkiełka przedmiotowe i nakrywkowe.Należy pobrać probówkę z próbką nasienia i odessać około 200 µL materiału ciekłego. Przedmiot ten należy nanieść pipetą na odpowiednio oznakowany szkiełko przedmiotowe z nakryweksem i, korzystając ze standardowego mikroskopu świetlnego przy powiększeniu 100 x, określić liczbę obecnych plemników. Plemniki na szkiełku mikroskopowym mogą być zorientowane w wielu różnych pozycjach, w tym w rzutach pionowych i bocznych.Jak widać na tych przykładowych obrazach, zalecamy stosowanie opisów jakościowych, takich jak „dużo”, „mało” lub „brak”, aby opisać ilość obecnych plemników. Z powodzeniem stosowaliśmy tę technikę w wielu lokalizacjach na morzu oraz poprzez pobieranie próbek homarów w portach. Przedstawione tutaj wyniki pochodzą od homarów z obszarów przybrzeżnych złowionych na George's Bank, które mogliśmy przebadać w komercyjnej placówce hodowlanej.Łącznie 84% tych samic posiadało plemniki w zbiornikach nasiennych. Co zaskakujące, osobniki, które ich nie miały, mieściły się w środkowym zakresie wielkości, a nie w mniejszych rozmiarach, sugerujących potencjalną niedojrzałość. Technika ta nie służy do ilościowego określenia rzeczywistej liczby plemników w metaforze nasiennej.Zamiast tego, zapewnia ona nieinwazyjną metodę, którą można wykorzystać na morzu, aby określić, czy samica homara odniosła sukces rozrodczy. Im więcej wiemy o sukcesie reprodukcyjnym homarów, tym lepiej możemy zrozumieć skutki eksploatacji tego gatunku, a tym samym odpowiednio zarządzać tym cennym zasobem morskim.

a-noninvasive-method-for-situ-determination-mating-success-female

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Nieinwazyjna metoda na miejscowo Określania Sukcesu Rozrodczego U Samiczek Amerykańskiego Homara (Homarus americanus)

Ten protokół wideo demonstruje metodę badania wpływu płynu nasiennego na ślimaki, przy użyciu hermafrodytycznego ślimaka słodkowodnego Lymnaea stagnalis.

Wpływ produktów z męskich gruczołów dodatkowych na składanie jaj u ślimaków

Celem tego protokołu jest dostarczenie użytkownikom zestawu metod do wysokoprzepustowej dekapsulacji zarodków i larw Lymnaea stagnalis w ramach przygotowań do hybrydyzacji in situ całego wierzchowca oraz do późniejszych zabiegów przed i po hybrydyzacji.

Cała metoda hybrydyzacji in situ dla ślimaka Lymnaea stagnalis

Tutaj prezentujemy protokół do izolacji i charakterystyki struktury, siły węchowej i reakcji behawioralnej domniemanych związków feromonów minogów morskich.

Identyfikacja feromonów minoga morskiego za pomocą frakcjonowania pod kontrolą testów biologicznych

Tutaj prezentujemy protokół do indywidualnego śledzenia zwierząt przez długi okres czasu. Wykorzystuje metody przetwarzania obrazów do identyfikowania zestawu ręcznie skonstruowanych znaczników przy użyciu grupy homarów jako studium przypadku, jednocześnie dostarczając informacji o tym, jak trzymać, manipulować i oznaczać homary.

Długoterminowe śledzenie wideo zwierząt wodnych trzymanych w jednym pomieszczeniu: studium przypadku dziennej aktywności lokomotorycznej homarca norweskiego (Nephrops norvegicus)

W tym protokole, metody przeprowadzania krzyżówek wsobnych i oceny sukcesu tych krzyżówek, są opisane dla mrówki Vollenhovia emeryi. Protokoły te są ważne dla eksperymentów mających na celu zrozumienie genetycznych podstaw systemów determinacji płci u błonkoskrzydłych.

Indukcja i ocena krzyżówek wsobnych z wykorzystaniem mrówki, Vollenhovia emeryi

Ten artykuł ilustruje procedurę wszczepienia mikroakustycznego znacznika młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu. Nasza aplikacja opiera się na badaniach laboratoryjnych, które wskazują, że znaczniki akustyczne mogą być z powodzeniem wszczepiane bez widocznego wpływu na zdolność pływania lub przeżywalność oraz minimalnej utraty znaczników.

Wszczepienie nowego znacznika mikroakustycznego młodemu minogowi pacyficznemu i węgorzowi amerykańskiemu

Celem tego protokołu jest genotyp ukwiału Nematostella vectensis podczas gastrulacji bez poświęcania zarodka.

Genotypowanie ukwiałów morskich we wczesnym okresie rozwoju

Plemnik musi pomyślnie przejść przez jajowód, aby zapłodnić oocyt. W tym miejscu opisujemy test do pomiaru migracji plemników w obrębie macicy hermafrodyty C. elegans. Test ten może dostarczyć danych ilościowych na temat rozmieszczenia plemników w macicy po kryciu, a także na temat prędkości, prędkości kierunkowej i częstotliwości odwrócenia.

Pomiar przewodnictwa i ruchliwości plemników w hermafrodytowym układzie rozrodczym Caenorhabditis elegans

Ochrona małży słodkowodnych zależy od monitorowania wzorców i procesów reprodukcyjnych gatunków. Badanie to standaryzuje nieśmiertelny protokół pobierania próbek zawartości skrzeli, charakteryzowania rozwoju larwalnego i zapewnienia cyfrowego repozytorium zebranych danych. Ten pakiet protokołów i baz danych będzie ważnym narzędziem dla badaczy małży w odbudowie zagrożonych gatunków.

Standaryzacja nieletalnej metody charakterystyki stanu rozrodczego i rozwoju larwalnego małży słodkowodnych (Bivalvia: Unionida)

Pomiar tętna podczas wyzwania termicznego dostarcza wglądu w fizjologiczne reakcje organizmów w wyniku nagłej zmiany środowiska. Wykorzystując homara amerykańskiego (Homarus americanus) jako organizm modelowy, protokół ten opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej jako stosunkowo nieinwazyjnego i nieśmiertelnego podejścia do pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium.

Pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju

Tutaj prezentujemy ogólną metodę określania żywotności embrionalnej i całkowitej liczby wyprodukowanych zarodków (czerwiu) za pomocą organizmu modelowego C. elegans.

Pomiar żywotności zarodka i wielkości lęgu u Caenorhabditis elegans

Poznaj nieinwazyjną metodę oceny sukcesu krycia u samic homara amerykańskiego Homarus americanus. Technika ta pozwala badać dynamikę rozrodczą populacji eksploatowanych i wspierać zrównoważone zarządzanie rybołówstwem.

Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus)

Przeglądaj więcej filmów