Name: Wprowadzanie elastycznych sond neuronowych za pomocą sztywnych usztywnień przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 40 s
Description: Poznaj metodę wprowadzania elastycznych sond neuronowych z użyciem sztywnych usztywnień i rozpuszczalnego PEG. Technika umożliwia precyzyjną implantację cienkich elektrod do tkanek nerwowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez NIH NIDCD Y1-DC-8002-01. Prace te zostały wykonane pod auspicjami Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych przez Lawrence Livermore National Laboratory w ramach kontraktu DE-AC52-07NA27344.

1. Montaż sondy do usztywnienia

	Ta sekcja protokołu opisuje wytwarzanie usztywnienia krzemowego i montaż cienkowarstwowej sondy polimerowej do usztywniacza. Rysunek 1 ilustruje typową polimerową sondę neuronową wraz z proponowanym usztywnieniem. Szczegóły obliczeń żebra przedstawiono na rysunku 2. Nowatorską cechą tej konstrukcji jest płytki kanał "odprowadzający wilgoć" biegnący wzdłuż jej długości, który służy do rozprowadzania płynnego kleju podczas montażu. Szersza część usztywnienia to wypustka do przenoszenia podczas montażu i chirurgicznego wprowadzania. Zbiornik na wypustce łączy się z kanałem. Komponent jest wytwarzany z krzemu przy użyciu standardowych procesów mikrofabrykacji.
<ol>
	<li>
		Usztywnienie krzemowe z kanałem odprowadzającym wilgoć zostało wykonane z płytki krzemowo-izolacyjnej (SOI) o grubości warstwy urządzenia równej pożądanej grubości usztywnienia (rysunek 3A). Rozsądny zakres grubości usztywnienia wynosi 20-100 μm. Zaleca się, aby szerokość usztywnienia była o 20-30 μm mniejsza niż szerokość sondy, co pomaga zapobiec przelewaniu się kleju z interfejsu wiązania do górnej części sondy. Najpierw kanały odprowadzające wilgoć są trawione na sucho przy użyciu standardowego procesu Bosch (rysunek 3B). Następnie geometria usztywnienia jest definiowana przez dłuższe wytrawianie, które zatrzymuje się na zakopanej warstwie tlenku (rysunek 3C). Na koniec usztywnienia są uwalniane przez wytrawianie na mokro zakopanej warstwy tlenku w 49% kwasie fluorowodorowym (rysunek 3D). Po dokładnym wypłukaniu usztywniaczy namocz je w wodzie dejonizowanej na 15 min.</li>
	<li>
		Umieść w zbiorniku osad glikolu polietylenowego (PEG) o masie cząsteczkowej 10 000 g/mol (rysunek 4). Podgrzej usztywniacz do temperatury 65 °C, aby PEG stopił się i wniknął do kanału poprzez działanie kapilarne. Następnie ostudzić do temperatury pokojowej, aby zestalić się.</li>
	<li>
		Rysunek 5 przedstawia schemat konfiguracji bondera typu flip chip. Umieść usztywnienie do góry nogami na stopniu podstawowym klejarki typu flip chip, a następnie podnieś usztywnienie za pomocą głowicy narzędzia. Umieść sondę do góry nogami na stoliku podstawowym. Za pomocą klejarki typu flip chip wyrównaj usztywnienie i sondę, a następnie opuść usztywnienie i umieść je na sondzie.</li>
	<li>
		Podstawowy stopień spoiwa typu flip chip powinien mieć element grzejny do podgrzewania podłoża. Po umieszczeniu usztywnienia należy ponownie podgrzać zespół do temperatury 65 °C. Odczekać minutę, aż PEG ponownie się stopi i zacznie wypełniać powierzchnię styku między sondą a usztywnieniem. Chłodny do zestalenia.</li>
	<li>
		Odwróć zespół i sprawdź od góry. Podgrzej w razie potrzeby, aby PEG mógł całkowicie wypełnić interfejs między sondą a usztywnieniem. Można to ocenić wizualnie, ponieważ sonda jest przezroczysta. Ponieważ zespół znajduje się na grzałce górną stroną (sondą) do góry, ręcznie umieść 1-3 dodatkowe granulki stałego PEG na wypustce, aby stopiły się nad sondą, zapewniając dodatkowe wzmocnienie w tym obszarze (Rysunek 6). Na koniec pozwól montażowi ostygnąć, aby PEG zastygł. W tym momencie zespół jest gotowy do chirurgicznego wprowadzenia.</li>
</ol>

	2. Wkładanie i wyjmowanie
<ol>
	<li>
		Zamontuj zespół sonda-usztywnienie do mikromanipulatora, jak pokazano na rysunku 7A, przyklejając tylną część usztywnienia do ramienia mikromanipulatora w obszarze zakładki. Można to zrobić za pomocą taśmy dwustronnej lub cementu, ale należy uważać, aby nie stykać sondy z klejem. Tymczasowo przymocuj końcówkę złącza sondy do mikromanipulatora za pomocą małego kawałka szpachli samoprzylepnej, tak aby można ją było łatwo usunąć przy użyciu niewielkiej siły.</li>
	<li>
		Umieść zespół sondy nad celem i włóż sondę z żądaną prędkością wkładania. Podczas opracowywania tego protokołu wykorzystano prędkości wprowadzania 0,13-0,5 mm/s.</li>
	<li>
		Natychmiast delikatnie wyjmij końcówkę złącza sondy z mikromanipulatora i oprzyj ją na pobliskiej powierzchni, takiej jak drugie ramię manipulatora (Rysunek 7B). Należy to zrobić, zanim PEG zacznie się rozpuszczać, aby uniknąć przemieszczenia sondy.</li>
	<li>
		Poczekaj, aż PEG się rozpuści. Czas ten będzie zależał od masy cząsteczkowej PEG i obszaru kontaktu między sondą a usztywnieniem. Na przykład przy masie cząsteczkowej PEG 10 000 g/mol, sondzie mikroelektrodowej o średnicy około 6 mm i pasującym usztywnieniu o szerokości 306 μm, stwierdzono, że 15 minut to odpowiednia ilość czasu. W sekcji 3 protokołu przedstawiono metodę badania wymaganego czasu rozpuszczania. W tym czasie nałóż sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) za pomocą zakraplacza wokół wypustki i punktu wprowadzania, aby rozpuścić PEG, który znajduje się powyżej celu (Rysunek 7C).</li>
	<li>
		Za pomocą zmotoryzowanego mikropozycjonera rozpocznij ekstrakcję usztywnienia od przyłożenia przemieszczenia 100 μm z prędkością 5 mm/s. Ten początkowy szybki ruch pomaga przezwyciężyć tarcie statyczne i zminimalizować przemieszczenie sondy. Następnie zakończ wyciąganie usztywnienia z mniejszą prędkością około 0,1 mm/sekundę (Rysunek 7D).</li>
	<li>
		W przypadku rzeczywistej operacji należy kontynuować normalne procedury, aby nałożyć żel, silikon i/lub akryl dentystyczny w miejscu wprowadzenia w celu zabezpieczenia i ochrony sondy, jak pokazano w 21.</li>
</ol>

	3. Test żelu agarozowego

	W tej części protokołu opisano konfigurację i procedurę badania ekstrakcji usztywnienia w 0,6% żelu agarozowym, który przybliża właściwości mechaniczne masy, pH i zasolenie tkanki mózgowej 17,22. Ponieważ żel jest prawie przezroczysty na krótkich dystansach, można zaobserwować separację usztywnienia i przemieszczenie sondy.
<ol>
	<li>
		Przygotować roztwór 0,6% agarozy w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Mieszaj w podwyższonej temperaturze, aby całkowicie rozpuścić proszek agarozy. Wlej roztwór do płytkiego akrylowego pudełka; Żel powinien mieć głębokość 3/4-1. Pozostawić żel w temperaturze pokojowej na godzinę.</li>
	<li>
		Upewnij się, że utwardzony żel jest nasycony PBS, aby nie wysechł, i podgrzej żel do 37 °C.</li>
	<li>
		Ustaw mikromanipulator, pudełko z żelem agarozowym i mikroskopijny system kamer, jak pokazano na rysunku 8.</li>
	<li>
		Włóż szklany referencyjna rurkę referencyjną do pudełka z żelem, wsuwając ją między żel a bok pudełka (Rysunek 8). Użyj wykałaczki dentystycznej, aby wyrównać cechy na referencyjnym powierniku do pola widzenia mikroskopu cyfrowego.</li>
	<li>Zamontuj zespół sondy na mikromanipulatorze zgodnie z opisem w kroku 2.1.</li>
	<li>Umieść zespół sondy nad żelem około 1 mm za odniesieniem powiernikiem.</li>
	<li>Włóż sondę do żelu, używając kamery, aby poprowadzić ją na żądaną głębokość w polu view.</li>
	<li>Natychmiast przesuń końcówkę złącza sondy tak, aby spocząła na pobliskiej powierzchni.</li>
	<li>
		Dokonaj wszelkich wymaganych korekt obrazu z kamery, aby ustawić ostrość na sondzie (referencyjne cechy odniesienia mogą być nieco nieostre). Zrób migawkę lokalizacji sondy.</li>
	<li>
		Poczekaj, aż PEG się rozpuści (ten czas może się różnić i w rzeczywistości może być parametrem do przetestowania). Zastosuj PBS w pobliżu zakładki, aby rozpuścić PEG, który znajduje się nad żelem.</li>
	<li>
		W razie potrzeby rozpocznij przechwytywanie wideo i rozpocznij wyciąganie usztywnienia zgodnie z opisem w kroku 2.5. Po zakończeniu ekstrakcji wykonaj ostatnie zdjęcie lokalizacji sondy.</li>
	<li>
		Użyj narzędzi do przetwarzania obrazu, aby porównać obrazy przed i po wyodrębnieniu usztywnienia. Użyj funkcji referencyjnego powiernika, które są widoczne w polu widzenia, aby zarejestrować (wyrównać) obrazy. Skalibruj skalę obrazu na podstawie rozmiaru znanych obiektów na sondzie. Zmierz odległość przemieszczenia sondy.</li>
</ol>

<ol><li>Polikov, V., Tresco, P., Reichert, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+tissue+to+chronically+implanted+neural+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 148, 1-18 (2005).</li>
<li>Lee, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+response+of+adult+rat+brain+tissue+to+implants+anchored+to+the+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull.</a> Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).</li>
<li>Subbaroyan, J., Martic, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+finite-element+model+of+the+mechanical+effects+of+implantable+microelectrodes+in+the+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">A finite-element model of the mechanical effects of implantable microelectrodes in the cerebral cortex.</a> Journal of Neural Engineering. 2, 103-113 (2005).</li>
<li>Lacour Sun, Y., S,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+the+biocompatibility+of+photosensitive+polyimide+for+implantable+medical+device+use%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+A%22%5BJournal%5D)">Assessment of the biocompatibility of photosensitive polyimide for implantable medical device use.</a> Journal of Biomedical Materials Research A. 90 (3), 648-655 (2009).</li>
<li>Kipke, D. R., Pellinen, D. S., Vetter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neural+implants+using+thin-film+polymers%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+International+Symposium+on+Circuits+and+Systems%22%5BJournal%5D)">Advanced neural implants using thin-film polymers.</a> IEEE International Symposium on Circuits and Systems. 4, 173-176 (2002).</li>
<li>Mercanzini, A., Cheung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demonstration+of+cortical+recording+using+novel+flexible+polymer+neural+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors+and+Actuators+A%22%5BJournal%5D)">Demonstration of cortical recording using novel flexible polymer neural probes.</a> Sensors and Actuators A. 143, 90-96 (2008).</li>
<li>Stieglitz, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+biomedical+microdevices+with+double-sided+electrode+arrangements+for+neural+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Sensor+and+Actuators+A%22%5BJournal%5D)">Flexible biomedical microdevices with double-sided electrode arrangements for neural applications.</a> Sensor and Actuators A. 90, 203-211 (2001).</li>
<li>Tooker, A., Tolosa, V., Shah, K. G., Sheth, H., Felix, S., Delima, T., Pannu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polymer+neural+interface+with+dual-sided+electrodes+for+neural+stimulation+and+recording%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+International+Conference+of+the+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%22%5BJournal%5D)">Polymer neural interface with dual-sided electrodes for neural stimulation and recording.</a> Proceedings of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society. , 5999-6002 (2012).</li>
<li>Parylene microprobes with engineered stiffness and shape for improved insertion. Egert, D., Peterson, R. L., Najafi, K. Proceedings of Transducers '11, Beijing, China, , (2011).</li>
<li>Lee, K. -K., He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyimide-based+intracortical+neural+implant+with+improved+structural+stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Micromechanics+and+Microengineering%22%5BJournal%5D)">Polyimide-based intracortical neural implant with improved structural stiffness.</a> Journal of Micromechanics and Microengineering. 14, 32-37 (2004).</li>
<li>Takeuchi, S., Ziegler, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parylene+flexible+neural+probes+integrated+with+microfluidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+On+A+Chip%22%5BJournal%5D)">Parylene flexible neural probes integrated with microfluidic channels.</a> Lab On A Chip. 5, 519-523 (2005).</li>
<li>Improving mechanical stiffness of coated benzocyclobutene (bcb) based neural implant. Singh, A., Zhu, H., He, J. Proceeding of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society, , 4298-4301 (2004).</li>
<li>Lewitus, D., Smith, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrafast+resorbing+polymers+for+use+as+carriers+for+cortical+neural+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Ultrafast resorbing polymers for use as carriers for cortical neural probes.</a> Acta Biomaterialia. 7, 2483-2491 (2011).</li>
<li>An ultra-compliant, scalable neural probe with molded biodissolvable delivery vehicle. Gilgunn, P. J., Khilwani, R., et al. Proceedings of the 2012 IEEE 25th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 56-59 (2012).</li>
<li>Ware, T., Simon, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+responsive%2C+softening+neural+interfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Fabrication of responsive, softening neural interfaces.</a> Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).</li>
<li>Harris, J. P., Capadona, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanically+adaptive+intracortical+implants+improve+the+proximity+of+neuronal+cell+bodies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies.</a> Journal of Neural Engineering. 8, 1-13 (2011).</li>
<li>Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insertion+shuttle+with+carboxyl+terminated+self-assembled+monolayer+coatings+for+implanting+flexible+polymer+neural+probes+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).</li>
<li>Bjugstad, K. B., Lampe, D. S., Kern, D. S., Mahoney, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biocompatibility+of+poly%28ethylene+glycol%29-based+hydrogels+in+the+brain%3A+An+analysis+of+the+glial+response+across+space+and+time%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Biocompatibility of poly(ethylene glycol)-based hydrogels in the brain: An analysis of the glial response across space and time.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 95 (1), 79-91 (2010).</li>
<li>Greenwalk, R. B., Choe, Y. H., McGuire, J., Conover, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+drug+delivery+by+pegylated+drug+conjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Effective drug delivery by pegylated drug conjugates.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 55 (2), 217-250 (2003).</li>
<li>Effects of adsorbed proteins and an antifouling agent on the impedance of silicon-based neural microelectrodes. Sommakia, S. S., Rickus, J. L., Otto, K. J. Proceedings of the 31st Annual IEEE EMBC International Conference, , 7139-7142 (2009).</li>
<li>Gage, G. J., Stoetzner, C. R., Richner, T., Brodnick, S. K., Williams, J. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+Implantation+of+Chronic+Neural+Electrodes+for+Recording+Single+Unit+Activity+and+Electrocorticographic+Signals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals.</a> J. Vis. Exp. (60), e3565(2012).</li>
<li>Chen, Z. -J., Gillies, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+realistic+brain+tissue+phantom+for+intraparenchymal+infusion+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies.</a> Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).</li>
<li>Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Felix, S., Shah, K. G., George, D., Tolosa, V., Tooker, A., Sheth, H., Delima, T., Pannu, S. Proceedings of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society, , 871-874 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisana tutaj metoda zapewnia dobrze kontrolowany proces mocowania cienkowarstwowych sond polimerowych do oddzielnych usztywnień za pomocą biorozpuszczalnego kleju. Przedstawiono również zalecaną procedurę chirurgiczną w celu wdrożenia tych usuwalnych usztywnień oraz technikę walidacji procedury in vitro dla danej konfiguracji sonda-usztywniacz. Ponieważ usztywnienie może być dowolnie sztywne, metoda ta może ułatwić wprowadzanie stosunkowo długich sond (>3 mm). W związku z tym oczekuje się, że metoda insercji bę...

Układy mikroelektrod są niezbędnym narzędziem w neurobiologii, a także w pojawiających się zastosowaniach klinicznych, takich jak protetyka. W szczególności penetrujące sondy mikroelektrodowe umożliwiają stymulację i rejestrację aktywności neuronalnej poprzez bliski kontakt z komórkami w mózgu, rdzeniu kręgowym i nerwach obwodowych. Głównym wyzwaniem dla wszczepianych sond neuronowych jest stabilność i długowieczność funkcji stymulacji i rejestracji. Modelowanie i badania eksperymentalne interakcji między sondami mikroelektrodowymi a tkanką nerwową sugerują, że jednym z mechanizmów degradacji jest mikrorozerwanie tkanki nerwowej spowodowane niewielkim ruchem względnym między sondą a tkanką 1-3. Jednym z rozwiązań jest wytwarzanie elastycznych sond, które lepiej odpowiadają właściwościom sztywności masowej tkanki nerwowej w celu zminimalizowania względnych mikroruchów. W związku z tym biokompatybilne polimery cienkowarstwowe, takie jak poliimid i parylen, zostały przyjęte jako korzystne podłoża dla sond mikroelektrodowych 4-8.

	Wadą elastycznych sond jest to, że trudno je wprowadzić do tkanki nerwowej. Naukowcy przyjęli różne podejścia, aby ułatwić wprowadzanie elastycznych sond przy jednoczesnym zachowaniu pożądanych właściwości mechanicznych. Jedna klasa konstrukcji modyfikuje geometrię sondy polimerowej w celu zwiększenia sztywności w niektórych sekcjach lub osiach przy jednoczesnym zachowaniu podatności w innych częściach. Osiągnięto to poprzez włączenie żeber lub warstw innych materiałów 9,10. Inne podejście polega na zintegrowaniu kanału 3D z konstrukcją sondy polimerowej, która jest wypełniona materiałem biodegradowalnym 11. Sonda ta może być czasowo usztywniona, a po włożeniu materiału do kanału rozpuszcza się i odpływa. Jednak metody takie jak te, które trwale modyfikują geometrię końcowego wszczepionego urządzenia, mogą zagrozić niektórym pożądanym cechom elastycznej sondy.

	Jedną z metod, która nie zmienia końcowej geometrii sondy, jest zamknięcie urządzenia polimerowego materiałem biodegradowalnym w celu tymczasowego usztywnienia urządzenia 12-14. Jednak typowe materiały biodegradowalne mają moduły Younga o rzędy wielkości mniejsze niż krzem i w związku z tym wymagałyby większej grubości, aby osiągnąć tę samą sztywność. Odpowiednie pokrycie sondy może skutkować bardziej zaokrągloną lub końcówką, co utrudni wkładanie. Ponadto, ponieważ rozpuszczalne powłoki są odsłonięte, istnieje ryzyko, że rozpuści się one natychmiast po kontakcie z tkanką lub nawet w bliskiej odległości.

	Inna klasa metod wykorzystuje nowatorskie materiały podłoża sondy, które zmniejszają sztywność po wszczepieniu w tkankę. Do takich materiałów należą polimery z pamięcią kształtu15 i mechanicznie adaptacyjny nanokompozyt 16. Materiały te są w stanie znacznie zmniejszyć moduł sprężystości po wprowadzeniu i mogą skutkować sondami, które bardziej odpowiadają właściwościom mechanicznym tkanki nerwowej. Jednak osiągalny zakres sztywności jest nadal ograniczony, więc mogą nie być w stanie zapewnić bardzo wysokiej sztywności odpowiadającej drutom silikonowym lub wolframowym. Tak więc w przypadku elastycznych sond, które są bardzo długie (np. >3 mm) lub mają wyjątkowo niską sztywność, nadal może być wymagana metoda tymczasowego mocowania sztywniejszego usztywnienia.

	Jeszcze inną obiecującą metodą jest pokrycie usztywniającego wahadłowca trwałą samoorganizującą się monowarstwą (SAM) w celu dostosowania interakcji powierzchniowej między wahadłowcem a elastyczną sondą 17. Po wyschnięciu sonda przylega elektrostatycznie do powlekanego czółenka. Po włożeniu woda migruje na powierzchnię hydrofilową, oddzielając sondę od czółenka, dzięki czemu czółenko może zostać wydobyte. Zademonstrowano ekstrakcję wahadłową ze zmniejszonym przemieszczeniem sondy (85 μm). Jednak ze względu na to, że tylko oddziaływania elektrostatyczne utrzymują sondę na czółenku, istnieje pewne ryzyko poślizgu sondy w stosunku do czółenka przed i podczas wkładania.

	Opracowaliśmy metodę, w której elastyczna sonda jest przymocowana do usztywnienia za pomocą tymczasowego biorozpuszczalnego materiału klejącego, który bezpiecznie utrzymuje sondę podczas wkładania. Zastosowane sondy zostały wykonane z poliimidu, który posiada moduł sprężystości rzędu 2-4 GPa. Usztywnienie zostało wykonane z krzemu, o module sprężystości ~200 GPa. Po zamocowaniu dominuje sztywność silikonu, ułatwiając wkładanie. Po włożeniu do tkanki materiał adhezyjny rozpuszcza się, a usztywnienie jest ekstrahowane, aby przywrócić sondzie jej początkową elastyczność. Wybraliśmy glikol polietylenowy (PEG) jako biorozpuszczalny materiał klejący. PEG jest używany w zastosowaniach implantologicznych, takich jak sondy neuronowe, inżynieria tkankowa i dostarczanie leków 11,18,19. Niektóre dowody sugerują, że PEG może osłabiać odpowiedź neurozapalną w tkance mózgowej 18,20. W porównaniu z innymi możliwymi materiałami, w tym sacharozą, kwasem polimlekowo-koglikolowym (PLGA) i alkoholem poliwinylowym (PVA), PEG ma czas rozpuszczania w płynach biologicznych, który jest odpowiedni dla wielu operacji implantologicznych (rzędu kilkudziesięciu minut, w zależności od masy cząsteczkowej). Ponadto jest w stanie stałym w temperaturze pokojowej i ciekłym w temperaturach w zakresie 50-65 °C. Ta właściwość sprawia, że nadaje się szczególnie do naszego precyzyjnego procesu montażu. Ponadto, podobnie jak SAM opisany w 17, rozpuszczony PEG jest hydrofilowy, co ułatwia ekstrakcję usztywnienia. To korzystne podejście jest możliwe dzięki nowatorskiej konstrukcji usztywnienia i metodycznemu procesowi montażu, które zapewniają równomierne pokrycie klejem oraz dokładne i powtarzalne wyrównanie. Oprócz procesu montażu przedstawiamy sposób wdrożenia wyjmowanego usztywnienia podczas zabiegu chirurgicznego, a także procedurę in vitro oceniającą ekstrakcję usztywnienia.

	Przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół zakłada, że użytkownik posiada elastyczną polimerową sondę mikroelektrodową. Część protokołu odnosząca się do produkcji usztywnienia i montażu tej sondy z usztywnieniem zakłada dostęp do typowych narzędzi znajdujących się w zakładzie mikrofabrykacji. Protokół związany z wprowadzaniem i ekstrakcją byłby prawdopodobnie wykonywany w laboratorium zorientowanym na neurobiologię.

<table><tbody><tr><td>Glikol polietylenowy, 10 000 g/mol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>309028</td><td></td></tr><tr><td>Agaroza</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9539</td><td></td></tr><tr><td>Elastyczny submikronowy klej matrycowy</td><td>Finetech Fineplace</td><td>Mikromanipulator lambda</td><td></td></tr><tr><td></td><td>KOPF</td><td>1760-61</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop cyfrowy</td><td>Hirox</td><td>KH-7700</td><td></td></tr><tr><td>Rewolwer z podwójnym oświetleniem Obiektyw zmiennoogniskowy</td><td>Hirox</td><td>MXG-2500REZ</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjny siłownik z napędem</td><td>Newport</td><td>LTA-HS</td><td>z kontrolerem CONEX-CC</td></tr></tbody></table>

wprowadzanie elastycznych sond neuronowych za pomocą sztywnych usztywnień przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju

Insertion of Flexible Neural Probes Using Rigid Stiffeners Attached with Biodissolvable Adhesive

Układy mikroelektrod dla urządzeń interfejsu neuronowego, które są wykonane z biokompatybilnego polimeru cienkowarstwowego, powinny mieć wydłużoną żywotność funkcjonalną, ponieważ elastyczny materiał może zminimalizować niekorzystną reakcję tkanek spowodowaną mikroruchem. Jednak ich elastyczność uniemożliwia ich dokładne wprowadzenie do tkanki nerwowej. W artykule przedstawiono metodę tymczasowego mocowania elastycznej sondy mikroelektrodowej do sztywnego usztywnienia za pomocą biorozpuszczalnego glikolu polietylenowego (PEG) w celu ułatwienia precyzyjnego, chirurgicznego wprowadzenia sondy. Unikalna konstrukcja usztywnienia pozwala na równomierne rozprowadzenie kleju PEG na całej długości sondy. Bonding typu flip-chip, powszechne narzędzie stosowane w opakowaniach mikroelektronicznych, umożliwia dokładne i powtarzalne wyrównanie i zamocowanie sondy do usztywnienia. Sonda i usztywnienie są chirurgicznie wszczepiane razem, a następnie PEG pozostawia się do rozpuszczenia, aby usztywnienie można było usunąć, pozostawiając sondę na miejscu. Wreszcie, metoda testowa in vitro jest stosowana do oceny ekstrakcji usztywnienia w modelu tkanki mózgowej z żelu agarozowego. Takie podejście do implantacji okazało się szczególnie korzystne w przypadku dłuższych elastycznych sond (>3 mm). Zapewnia również wykonalną metodę wszczepiania dwustronnych elastycznych sond. Do tej pory technika ta była wykorzystywana do uzyskiwania różnych danych rejestracyjnych in vivo z kory mózgowej szczura.

Tę technikę wprowadzania zastosowano wraz z cienkowarstwowymi sondami poliamidowymi LLNL, które przeszły testy biokompatybilności zgodnie ze standardami ISO 10993 i są przeznaczone do implantacji chronicznej. Typowa cienkowarstwowa sonda poliamidowa została przedstawiona na Rysunku 1 wraz z krzemowym usztywniaczem, który w wąskim regionie ma długość około 10 mm. Usztywniacz ten posiada jeden kanał kapilarny przebiegający wzdłuż jego długości, co pokazano na Rysunku 2. Rysunek 3...

Wprowadzenie elastycznych sond mikroelektrod neuronowych jest możliwe dzięki dołączeniu sond do sztywnych usztywnień z glikolem polietylenowym (PEG). Unikalny proces montażu zapewnia jednolite i powtarzalne mocowanie. Po wprowadzeniu do tkanki PEG rozpuszcza się, a usztywnienie jest ekstrahowane. Metoda badawcza in vitro ocenia technikę w żelu agarozowym.

Wprowadzanie elastycznych sond neuronowych za pomocą sztywnych usztywnień przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju

Microelectrode  arrays for neural interface devices that are made of biocompatible thin-film  polymer are expected to have extended functional lifetime ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest implantacja elastycznych cienkowarstwowych sond neuronowych w tkankę przy użyciu tymczasowego usztywniacza. Zostaje to osiągnięte poprzez zaprojektowanie i wykonanie niestandardowych krzemowych usztywniaczy dopasowanych do sondy, posiadających kanał wypełniony rozpuszczalnym glikolem polietylenowym. Drugim krokiem jest wykorzystanie urządzenia do montażu typu flip-chip w celu połączenia usztywniacza z sondą.Następnie usztywniony zespół sondy zostaje wprowadzony do tkanki docelowej. Ostatnim krokiem jest doprowadzenie do rozpuszczenia glikolu polietylenowego i wyciągnięcie trzpienia. W rezultacie zaprezentowana metoda może być wykorzystana do implantacji elastycznych mikroelektrod w tkance neuronalnej w celu rejestracji i stymulacji in vivo.Zastosowanie tej techniki rozciąga się na kliniczne leczenie zaburzeń neurologicznych, ponieważ usuwalne usztywniacze umożliwiają stosowanie elastycznych implantów, co może ograniczyć niekorzystne reakcje tkankowe. Główną zaletą tej metody w porównaniu z istniejącymi rozwiązaniami, takimi jak stosowanie materiałów mięknących, jest możliwość precyzyjnego wprowadzania dowolnie długich i cienkich sond. Wykonaj krzemowy usztywniacz z kanałem kapilarnym z wafla krzem na izolatorze (SOI), w którym grubość warstwy urządzenia odpowiada pożądanej grubości usztywniacza.Wykonaj trawienie suche kanałów kapilarnych w trawaczu plazmowym, stosując standardowy proces Boscha. Następnie wyznacz obrys usztywniacza za pomocą dłuższego krawędziowego trawienia kończącego się na warstwie tlenku zakopanego. Teraz wytraw mokrym trawieniem warstwę tlenku zakopanego w 49% kwasie fluorowodorowym, aby uwolnić usztywniacze.Następnie namoczyć usztywniacze uwalniające w wodzie dejonizowanej przez 15 minut. Potem umieścić pellet glikolu polietylenowego w zbiorniku. Na zakładce usztywniacza.Podgrzać usztywniacz do 65 °C, aby glikol polietylenowy uległ stopieniu i wniknął do kanału dzięki działaniu kapilarnemu. Następnie schłodzić do temperatury pokojowej w celu zestalenia. Umieścić usztywniacz odwróconym do góry dnem na stole bazowym urządzenia do montażu typu flip chip.Następnie chwyć usztywniacz za pomocą głowicy narzędzia. Potem, używając urządzenia do montażu flip-chip, umieść sondę odwróconą do góry nogami na stole podstawowym. Wyrównaj usztywniacz i sondę.Następnie opuść usztywniacz na sondę. Podgrzej zespół do 65°C przez jedną minutę, aby glikol polietylenowy ponownie się stopił i połączył usztywniacz z sondą. Następnie schłodź do momentu zestalenia, odwróć zespół i sprawdź go od góry, po czym ponownie podgrzej do 65°C, aby glikol polietylenowy całkowicie wypełnił przestrzeń między sondą a usztywniaczem.Ustawiając sondę stroną górną, roztop od jednego do trzech dodatkowych granulek glikolu polietylenowego na zakładce, aby zapewnić dodatkowe wzmocnienie w tym obszarze. Na koniec pozostaw zespół do ochłodzenia, aby glikol polietylenowy stężał, a zespół był gotowy do wprowadzenia chirurgicznego. W akrylowym pudełku przygotuj żel agarozowy 0,6% w soli fosforanowej buforowanej (PBS), nasyć żel PBS i podgrzej do 37°C.Następnie przygotuj zestaw do mikromanipulacji z żelem agarowym oraz system kamery mikroskopowej. W żelu umieść szklany znacznik referencyjny. Następnie, używając zgłębnika stomatologicznego, wyrównaj cechy znacznika referencyjnego względem pola widzenia mikroskopu cyfrowego.Aby zamocować zespół usztywniający sondę do mikromanipulatora, przyklej tył wypustki usztywniacza do uchwytu, który można przytwierdzić do mikromanipulatora. Należy uważać, aby nie doprowadzić do kontaktu sondy z klejem. Tymczasowo przymocuj koniec złącza sondy do uchwytu za pomocą małego kawałka masy klejącej w taki sposób, aby można go było łatwo usunąć przy użyciu niewielkiej siły. Umieść zespół sondy nad żelem, około jednego milimetra za znacznikiem referencyjnym.Następnie wprowadź sondę do żelu, korzystając z kamery w celu naprowadzenia jej na pożądaną głębokość w polu widzenia. Bezzwłocznie odłącz koniec łącznika sondy od mikromanipulatora i przymocuj go do pobliskiej powierzchni, na przykład do ramienia drugiego manipulatora. Należy to zrobić, zanim glikol polietylenowy na zakładce zacznie się rozpuszczać.Aby uniknąć przesunięcia sondy, należy wykonać zdjęcie jej położenia. Należy pamiętać, że referencyjne punkty orientacyjne mogą być lekko nieostre. Nanieść sól fizjologiczną w pobliżu zakładki, aby rozpuścić glikol polietylenowy znajdujący się nad żelem aros, a następnie, w obrębie zakładki, rozpocząć nagrywanie wideo, jeśli jest to wymagane.Następnie rozpocznij wyciąganie usztywniacza, przykładając przemieszczenie 100 µm z prędkością 5 mm/s. Następnie dokończ wyciąganie usztywniacza z mniejszą prędkością, wynoszącą około 0,1 mm/s. Po zakończeniu wyciągania wykonaj końcowe zdjęcie położenia sondy za pomocą narzędzi do przetwarzania obrazu.Porównaj obrazy przed i po ekstrakcji usztywniacza. Wykorzystaj cechy znacznika referencyjnego widoczne w polu widzenia, aby precyzyjnie nałożyć obrazy na siebie. Kalibruj skalę obrazu na podstawie rozmiaru znanych elementów sondy.Następnie zmierz odległość przesunięcia sondy na obrazie z nałożonymi warstwami. Ta technika aplikacji była stosowana w połączeniu z cienkowarstwowymi sondami poliamidowymi LLNL, które spełniają normy biokompatybilności ISO 1 0 9 9 3 i są przeznaczone do implantacji chronicznej. Test żelu AROS został wykorzystany do ilościowego określenia średniego przesunięcia sondy dla danej kombinacji usztywniacza sondy i kleju.Na przykład te migawki z przed i po demonstrują przesunięcie sondy o 29 micrometers. Te impulsy pojedynczych neuronów zostały zarejestrowane za pomocą elastycznej sondy mikroelektrodowej zaimplantowanej z użyciem usuwalnego usztywniacza do kory szczura. Po zastosowaniu tej procedury byliśmy w stanie implantować sondy o różnych konfiguracjach, w tym urządzenia dwustronne oraz sondy z wieloma ramionami po ich opracowaniu.Technika ta utorowała drogę badaczom z dziedziny neuronauki do badania przedłużonej aktywności neuronalnej w modelach zwierzęcych podczas wykonywania określonych zachowań.

insertion-flexible-neural-probes-using-rigid-stiffeners-attached-with

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wprowadzenie elastycznych sond nerwowych z wykorzystaniem sztywnych elementów wzmacniających przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju

Opisujemy metody wielkoskalowej rejestracji wielu pojedynczych jednostek oraz lokalnych potencjałów polowych u gryzoni podczas zachowań, z wykorzystaniem sond krzemowych. Procesy wykonania napędu, mocowania sondy do napędu oraz implantacji sondy zostały przedstawione w wystarczających szczegółach, aby umożliwić łatwą replikację.

Wielkoskalowa rejestracja neuronów za pomocą ruchomych sond krzemowych u gryzoni podczas zachowań

Źródło: Lefevre, M. C., et al., Flexible Organic Electronic Devices for Pulsed Electric Field Therapy of Glioblastoma. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje wszczepienie elastycznej, biokompatybilnej sondy w mysim modelu glejaka w celu zapewnienia ukierunkowanej terapii pulsacyjnym polem elektrycznym do zastosowań neuroterapeutycznych.

Implantacja elastycznej biokompatybilnej sondy w mysim modelu glejaka

Ten film pokazuje wykonanie płaskiej elektrody do owijania nerwów. Prezentuje integrację metalu ekranującego i precyzyjnych warstw polimeru w celu uzyskania efektywnej powierzchni nagrywania. Proces ten polega na łączeniu, utwardzaniu, przycinaniu i cięciu warstw polimerowych w celu uzyskania optymalnego kontaktu nerwowego i dokładnego rejestrowania sygnału.

Wytwarzanie elektrod nerwowych z płaskim interfejsem do rejestrowania aktywności neuronalnej

Ten artykuł zawiera szczegółowy opis procesu produkcji płaskiej elektrody nerwowej o wysokiej gęstości kontaktu (FINE). Elektroda ta jest zoptymalizowana pod kątem selektywnego rejestrowania i stymulowania aktywności neuronalnej w nerwach obwodowych.

Wytwarzanie elektrod nerwowych o płaskim interfejsie o dużej gęstości kontaktowej do zastosowań związanych z rejestracją i stymulacją

Sondy elektroniczne Mesh bezproblemowo integrują się i zapewniają stabilny, długoterminowy zapis na poziomie pojedynczego neuronu w mózgu. Protokół ten wykorzystuje elektronikę siatkową do eksperymentów in vivo, obejmujących wytwarzanie elektroniki siatkowej, ładowanie do igieł, wstrzykiwanie stereotaktyczne, łączenie wejść / wyjść, eksperymenty rejestracyjne i histologię tkanki zawierającej sondy siatkowe.

Elektronika siatkowa do wstrzykiwania strzykawki dla stabilnej elektrofizjologii przewlekłych gryzoni

Opisana poniżej jest metoda implantacji wielu układów elektrod polimerowych w anatomicznie odległych obszarach mózgu w celu przewlekłego zapisu elektrofizjologicznego u swobodnie poruszających się szczurów. Przygotowanie i implantacja chirurgiczna są szczegółowo opisane, z naciskiem na zasady projektowania, które mają pomóc w adaptacji tych metod do stosowania u innych gatunków.

Przewlekła implantacja wielu elastycznych matryc elektrod polimerowych

Prezentowany tutaj jest protokół produkcji wszczepialnego systemu do chronologicznego zapisu in vivo wywołanych i spontanicznych potencjałów elektromiograficznych. System jest stosowany do badania unerwienia mięśni krtani po uszkodzeniu nerwów.

Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

Ta praca opisuje rozwój elastycznych elektrod międzypalcowych do implementacji w modelach 3D guzów mózgu, a mianowicie w hodowli in vitro, modelu in ovo i modelu mysim in vivo. Proponowana metoda może być wykorzystana do oceny wpływu pulsacyjnych pól elektrycznych na nowotwory na różnych poziomach złożoności.

Elastyczne organiczne urządzenia elektroniczne do terapii pulsacyjnym polem elektrycznym glejaka

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Ten protokół szczegółowo opisuje procedurę chirurgiczną przeprowadzania operacji rdzenia kręgowego oraz wszczepiania i zabezpieczania trzonu optycznego nad rdzeniem kręgowym u gryzoni.

Implantacja urządzeń optoelektronicznych w rdzeniu kręgowym gryzoni

Opracowaliśmy uproszczone i opłacalne podejście do produkcji elektrod i przeprowadziliśmy zapisy sygnałów w wielu regionach u swobodnie poruszających się myszy. Wykorzystanie optogenetyki, wraz z elektrofizjologią wieloregionalną i rejestracją sygnału wapnia, umożliwiło ujawnienie aktywności neuronalnej w różnych regionach w modelu rozpalania napadów.

Zintegrowana metoda tworzenia elastycznych i wygodnych optymór elektrofizjologicznych do wieloregionalnego zapisu in vivo

Poznaj metodę wprowadzania elastycznych sond neuronowych z użyciem sztywnych usztywnień i rozpuszczalnego PEG. Technika umożliwia precyzyjną implantację cienkich elektrod do tkanek nerwowych.

Wprowadzanie elastycznych sond neuronowych za pomocą sztywnych usztywnień przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju

Przeglądaj więcej filmów