Name: Izolacja ludzkich hepatocytów za pomocą dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 9 s
Description: Naucz się izolować ludzkie hepatocyty dwuetapową perfuzją kolagenazową do badań nad regeneracją wątroby i farmakokinetyką. Metoda zapewnia wysoką żywotność i wydajność komórek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była możliwa dzięki Fundacji Badań nad Tkankami Ludzkimi i Komórkami, która udostępnia ludzkie tkanki do badań. Wsparcie finansowe na te prace otrzymało Federalne Ministerstwo Edukacji i Badań Naukowych (nazwa grantu: Virtual Liver Network, numer grantu: 0315759) oraz Hepacult GmbH. Podziękowania kierujemy również do asystentów technicznych z Banku Tkanek Szpitala Grosshadern za pobranie próbek wątroby oraz asystentów technicznych z Zakładu Izolacji Komórek za przeprowadzenie perfuzji wątroby i izolacji hepatocytów. W szczególności chcielibyśmy podziękować Natalji Löwen za zademonstrowanie tej procedury w filmie. Na koniec chcielibyśmy podziękować Natalji Löwen i Edeltraud Hanesch za stworzenie ilustracji do rysunku 1 oraz rysunków w schematycznym przeglądzie filmu.

1. Przygotowanie roztworów do perfuzji i izolacji
<ol>
	<li>Przygotować roztwory niezbędne do perfuzji fragmentu wątroby oraz izolacji hepatocytów zgodnie z Tabelą 1. Roztwory można przechowywać w temperaturze 4 °C do momentu użycia.</li>
	<li>Wszystkie roztwory przefiltrować sterylnie za pomocą filtra 0,22 μm.</li>
	<li>Wszystkie roztwory mające kontakt z wątrobą powinny być sterylne.</li>
</ol>
2. Przygotowanie sprzętu i roztworów do perfuzji
<ol>
	<li>Sprzęt do perfuzji fragmentu wątroby należy przygotować zgodnie z Rysunkiem 1.</li>
	<li>Kąpiel wodną należy ustawić w odpowiedniej temperaturze, zależnej od konkretnej konfiguracji eksperymentalnej, tak aby roztwory miały temperaturę 37 °C w momencie dotarcia do fragmentu wątroby. W tym przypadku kąpiel wodną ustawiono na 41 °C, aby ogrzać roztwory 1, 2 i 3 oraz płaszczowy chłodnicę szklaną. Roztwór 4 należy ogrzać do 37 °C w osobnej kąpieli wodnej przed użyciem, aby ograniczyć utratę aktywności kolagenazy.</li>
	<li>Tuż przed perfuzją wątroby należy otworzyć zawór butli z gazem 95% O2/5% CO2 w celu napowietrzenia aparatury do oksygenacji (Rysunek 1E).</li>
</ol>
3. Perfuzja wątroby
<ol>
	<li>Od patologa należy otrzymać fragment wątroby z jak największą ilością nienaruszonej torebki Glissona i idealnie z tylko jedną powierzchnią cięcia w celu przeprowadzenia perfuzji.</li>
	<li>Umieścić ten fragment wątroby na lejku Büchnera, który zawiera perforowaną dyszkę filtrującą (Rysunek 1B).</li>
	<li>Układ perfuzyjny należy przygotować (odpowietrzyć) za pomocą Roztworu 1.</li>
	<li>Przy niskim natężeniu przepływu, zakrzywione kaniule irygacyjne z oliwkowymi końcówkami należy wprowadzić do większych naczyń krwionośnych na powierzchni cięcia fragmentu wątroby. W miarę wypłukiwania krwi z wątroby, tkanka staje się jaśniejsza w obszarach o dobrej perfuzji. Liczba kaniul użytych dla różnych wielkości wątrób jest przedstawiona na Rysunku 2A. Wybrany rozmiar (gauge) powinien zapewnić ciasne dopasowanie, które utrzyma kaniule na miejscu. Mniejsze naczynia krwionośne powinny pozostać otwarte, aby bufor perfuzyjny mógł odpływać z fragmentu wątroby.</li>
	<li>Zwiększyć natężenie przepływu pompy perystaltycznej do wartości między 110-460 ml/min w zależności od wielkości wątroby (Rysunek 2B). Daje to średnie natężenie przepływu 44±16 ml/min na kaniulę (Rysunek 2C). Wybrana prędkość zależy od fragmentu wątroby i powinna prowadzić do lekkiego napęcznienia tkanki. W niektórych przypadkach może być konieczne zaklamrowanie niektórych otwartych naczyń za pomocą mikronaczyń zacisków, aby uzyskać wspomniane wyżej lekkie napęcznienie. Dobrą perfuzję można zaobserwować, gdy fragment wątroby ma jaśniejszy kolor w całej swojej objętości.</li>
	<li>Podczas perfuzji należy utrzymywać fragment wątroby w stanie wilgotnym, przykrywając go kawałkiem gazy nasączonej solą fizjologiczną.</li>
	<li>Przeprowadzić perfuzję 1 L Roztworu 1, aby wypłukać pozostałą krew z fragmentu wątroby.</li>
	<li>Zmienić płyn do perfuzji na Roztwór 2 i perfundować przez 10 min.</li>
	<li>Zmienić płyn do perfuzji na Roztwór 3 i perfundować 0,5 L.</li>
	<li>Zmienić płyn do perfuzji na Roztwór 4, który zawiera 0,1-0,15% kolagenazy (Tabela 2).</li>
	<li>W tym kroku perfuzja powinna być prowadzona w trybie recyrkulacyjnym przez 9-12 min lub do momentu wystarczającego strawienia wątroby; tkanka wątroby powinna sprawiać wrażenie lekkiego rozpadania się pod torebką Glissona i być miękka w dotyku podczas badania tępą stroną skalpela.</li>
</ol>
4. Izolacja hepatocytów
<ol>
	<li>Wyłącz pompę perystaltyczną i usuń kaniule z fragmentu wątroby.</li>
	<li>Umieść fragment wątroby w naczyniu krystalizacyjnym zawierającym 100-200 ml Roztworu 5.</li>
	<li>Ostrożnie usuń torebkę Glissona i delikatnie wytrzep komórki. W przypadku obszarów, które nie zostały dobrze przepłukane, można użyć skalpela, aby przeciąć te regiony i uwolnić zawarte w nich komórki. W razie potrzeby w trakcie tego procesu dodaj więcej Roztworu 5.</li>
	<li>Dodaj więcej Roztworu 5, aż uzyskano objętość końcową 500 ml.</li>
	<li>Przefiltruj zawiesinę komórkową dwukrotnie; najpierw przez nylonowe sito 210 μm, a następnie przez nylonowe sito 70 μm. Następnie przelej zawiesinę komórkową do probówek do wirowania o pojemności 200 ml.</li>
	<li>Wirować zawiesinę komórkową przy 72 g przez 5 min w temperaturze 4 °C. Odessaj nadsącz i delikatnie resuspenduj osad komórkowy w 200 ml Roztworu 5.</li>
	<li>Powtórz etap płukania numer 4.6 trzykrotnie. Podczas ostatniego etapu wirowania resuspenduj komórki w zimnym roztworze do przechowywania (patrz lista materiałów). Stężenie komórek powinno wynosić około 2-5 milionów hepatocytów na mililitr w celu oceny wydajności i żywotności za pomocą testu wykluczania błękitu trypanu z użyciem komory countingowej (hemocytometru).</li>
	<li>Aby przeprowadzić test wykluczania błękitu trypanu, dodaj 0,1 ml odpowiednio rozcieńczonych komórek (≈2-5 milionów/ml) do probówki do mikrowirowania zawierającej 0,5 ml roztworu błękitu trypanu (0,4% błękitu trypanu rozpuszczonego w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS)) oraz 0,4 ml PBS. Po dokładnym wymieszaniu zawiesiny komórkowej, napełnij komorę countingową zawiesiną i obejrzyj pod mikroskopem przy powiększeniu 100X. Pod mikroskopem martwe komórki będą zabarwione na niebiesko, natomiast żywe komórki pozostaną niezabarwione. Policz liczbę komórek żywych i całkowitych w każdym z siatek 1 mm2 zaznaczonych na komorze countingowej. Żywotność (%), wydajność żywych komórek (miliony hepatocytów na ml zimnego roztworu do przechowywania (CSS) lub miliony hepatocytów na g wątroby) można obliczyć za pomocą poniższych wzorów.</li>
</ol>
<img alt="Wzory na żywotność i wydajność; równania do obliczeń liczby hepatocytów w analizie komórek wątroby." fo:src="/files/ftp_upload/50615/50615eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50615/50615eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"> 
Uwaga: W tym przypadku współczynnik rozcieńczenia błękitu trypanu wynosi 10, a współczynnik hemocytometru wynosi 10 000.

<ol><li>Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+isolated+rat+liver+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Preparation of isolated rat liver cells.</a> Methods in Cell Biology. 13, 29-83 (1976).</li>
<li>Schneider, W. C., Potter, V. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+assay+of+animal+tissues+for+respiratory+enzymes+II.+Succinic+dehydrogenase+and+cytochrome+oxidase%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">The assay of animal tissues for respiratory enzymes II. Succinic dehydrogenase and cytochrome oxidase.</a> J. Biol. Chem. 149, 217-227 (1943).</li>
<li>Aubin, P. M. G., Bucher, N. L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Study+of+Binucleate+Cell+Counts+in+Resting+and+Regenerating+Rat+Liver+Employing+a+Mechanical+Method+for+the+Separation+of+Liver+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec%22%5BJournal%5D)">A Study of Binucleate Cell Counts in Resting and Regenerating Rat Liver Employing a Mechanical Method for the Separation of Liver Cells.</a> Anat. Rec. 112, 797-809 (1952).</li>
<li>Anderson, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mass+Isolation+of+Whole+Cells+from+Rat+Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The Mass Isolation of Whole Cells from Rat Liver.</a> Science. 117, 627-628 (1953).</li>
<li>Jacob, S. T., Bhargava, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+Method+for+Preparation+of+Liver+Cell+Suspensions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">New Method for Preparation of Liver Cell Suspensions.</a> Experimental Cell Research. 27 (62), 453-467 (1962).</li>
<li>Berry, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+Properties+of+Cells+Isolated+from+Adult+Mouse+Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Metabolic Properties of Cells Isolated from Adult Mouse Liver.</a> Journal of Cell Biology. 15, 1-8 (1962).</li>
<li>Laws, J. O., Stickland, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolism+of+Isolated+Liver+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Metabolism of Isolated Liver Cells.</a> Nature. 178, 309-310 (1038).</li>
<li>Berry, M. N., Friend, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-yield+preparation+of+isolated+rat+liver+parenchymal+cells%3A+a+biochemical+and+fine+structural+study%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">High-yield preparation of isolated rat liver parenchymal cells: a biochemical and fine structural study.</a> The Journal of Cell Biology. 43, 506-520 (1969).</li>
<li>Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+Rat-Liver+Cells+.3.+Enzymatic+Requirements+for+Tissue+Dispersion%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Preparation of Rat-Liver Cells .3. Enzymatic Requirements for Tissue Dispersion.</a> Experimental Cell Research. 82 (73), 391-398 (1973).</li>
<li>Thasler, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Charitable+State-Controlled+Foundation+Human+Tissue+and+Cell+Research%3A+Ethic+and+Legal+Aspects+in+the+Supply+of+Surgically+Removed+Human+Tissue+For+Research+in+the+Academic+and+Commercial+Sector+in+Germany%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Banking%22%5BJournal%5D)">Charitable State-Controlled Foundation Human Tissue and Cell Research: Ethic and Legal Aspects in the Supply of Surgically Removed Human Tissue For Research in the Academic and Commercial Sector in Germany.</a> Cell and Tissue Banking. 4, 49-56 (2003).</li>
<li>Queral, A. E., DeAngelo, A. B., Garrett, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+different+collagenases+on+the+isolation+of+viable+hepatocytes+from+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Effect of different collagenases on the isolation of viable hepatocytes from rat liver.</a> Analytical Biochemistry. 138, 235-237 (1984).</li>
<li>Smedsrod, B., Pertoft, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+Pure+Hepatocytes+and+Reticuloendothelial+Cells+in+High-Yield+from+a+Single-Rat+Liver+by+Means+of+Percoll+Centrifugation+and+Selective+Adherence%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukocyte+Biol%22%5BJournal%5D)">Preparation of Pure Hepatocytes and Reticuloendothelial Cells in High-Yield from a Single-Rat Liver by Means of Percoll Centrifugation and Selective Adherence.</a> J. Leukocyte Biol. 38, 213-230 (1985).</li>
<li>Cantrell, E., Bresnick, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benzpyrene+Hydroxylase-Activity+in+Isolated+Parenchymal+and+Nonparenchymal+Cells+of+Rat-Liver%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Benzpyrene Hydroxylase-Activity in Isolated Parenchymal and Nonparenchymal Cells of Rat-Liver.</a> Journal of Cell Biology. 52, 316-321 (1972).</li>
<li>Weiskirchen, R., Gressner, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+hepatic+stellate+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of hepatic stellate cells.</a> Methods in Molecular Medicine. 117, 99-113 (2005).</li>
<li>Baccarani, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Steatotic+versus+cirrhotic+livers+as+a+source+for+human+hepatocyte+isolation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+P%22%5BJournal%5D)">Steatotic versus cirrhotic livers as a source for human hepatocyte isolation.</a> Transplant P. 33, 664-665 (2001).</li>
<li>Renz, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilization+of+extended+donor+criteria+liver+allografts+maximizes+donor+use+and+patient+access+to+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Utilization of extended donor criteria liver allografts maximizes donor use and patient access to liver transplantation.</a> Annals of Surgery. 242, 556-563 (2005).</li>
<li>Schemmer, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+donor+criteria+have+no+negative+impact+on+early+outcome+after+liver+transplantation%3A+a+single-center+multivariate+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Extended donor criteria have no negative impact on early outcome after liver transplantation: a single-center multivariate analysis.</a> Transplant Proc. 39, 529-534 (2007).</li>
<li>Alexandre, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+pre-%2C+intra-+and+post-operative+parameters+of+donor+liver+on+the+outcome+of+isolated+human+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Banking%22%5BJournal%5D)">Influence of pre-, intra- and post-operative parameters of donor liver on the outcome of isolated human hepatocytes.</a> Cell and Tissue Banking. 3, 223-233 (2002).</li>
<li>Spotnitz, W. D., Burks, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State-of-the-art+review%3A+Hemostats%2C+sealants%2C+and+adhesives+II%3A+Update+as+well+as+how+and+when+to+use+the+components+of+the+surgical+toolbox%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+applied+thrombosis%2Fhemostasis+%3A+official+journal+of+the+International+Academy+of+Clinical+and+Applied+Thrombosis%2FHemostasis%22%5BJournal%5D)">State-of-the-art review: Hemostats, sealants, and adhesives II: Update as well as how and when to use the components of the surgical toolbox.</a> Clinical and applied thrombosis/hemostasis : official journal of the International Academy of Clinical and Applied Thrombosis/Hemostasis. 16, 497-514 (2010).</li>
<li>Spotnitz, W. D., Burks, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemostats%2C+sealants%2C+and+adhesives+III%3A+a+new+update+as+well+as+cost+and+regulatory+considerations+for+components+of+the+surgical+toolbox%5BTitle%5D)+AND+%22Transfusion%22%5BJournal%5D)">Hemostats, sealants, and adhesives III: a new update as well as cost and regulatory considerations for components of the surgical toolbox.</a> Transfusion. 52, 2243-2255 (2012).</li>
<li>Toriumi, D. M., Raslan, W. F., Friedman, M., Tardy, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histotoxicity+of+cyanoacrylate+tissue+adhesives.+A+comparative+study%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+otolaryngology--head+%26+neck+surgery%22%5BJournal%5D)">Histotoxicity of cyanoacrylate tissue adhesives. A comparative study.</a> Archives of otolaryngology--head & neck surgery. 116, 546-550 (1990).</li>
<li>Vinters, H. V., Galil, K. A., Lundie, M. J., Kaufmann, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+histotoxicity+of+cyanoacrylates.+A+selective+review%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">The histotoxicity of cyanoacrylates. A selective review.</a> Neuroradiology. 27, 279-291 (1985).</li>
<li>Bhogal, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+primary+human+hepatocytes+from+normal+and+diseased+liver+tissue%3A+a+one+hundred+liver+experience%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">Isolation of primary human hepatocytes from normal and diseased liver tissue: a one hundred liver experience.</a> PloS ONE. 6, e18222(2011).</li>
<li>Olson, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concordance+of+the+toxicity+of+pharmaceuticals+in+humans+and+in+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Regul.+Toxicol.+Pharm%22%5BJournal%5D)">Concordance of the toxicity of pharmaceuticals in humans and in animals.</a> Regul. Toxicol. Pharm. 32, 56-67 (2000).</li>
<li>Koebe, H. G., Pahernik, S. A., Sproede, M., Thasler, W. E., Schildberg, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+hepatocytes+from+slaughterhouse+organs.+An+unlimited+resource+for+bioartificial+liver+devices%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine hepatocytes from slaughterhouse organs. An unlimited resource for bioartificial liver devices.</a> ASAIO Journal. 41, 189-193 (1995).</li>
<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. The principles of humane experimental technique. , Methuen. (1959).</li>
</ol>

Optymalizacja tego protokołu została częściowo sfinansowana z grantu firmy Hepacult GmbH. Dr Wolfgang Thasler jest jednym z założycieli Hepacult GmbH i pozostaje jednym z członków zarządu tej firmy. Zatrudnienie Maresy Demmel jest częściowo przez Hepacult. Maria Hauner jest zatrudniona w Hepacult GmbH. Hepacult to firma biotechnologiczna typu spin-off z Uniwersytetu, która oferuje ludzkie hepatocyty za zgodą i otwartym dostępem do celów badawczych.

Protokół ten skutkuje izolacją ludzkich hepatocytów o wysokiej żywotności i czystości. Aby osiągnąć te wyniki, ważne jest, aby zacząć od odpowiedniego kawałka wątroby. Kawałek wątroby powinien mieć nienaruszoną torebkę Glissona na wszystkich powierzchniach z wyjątkiem 1 powierzchni cięcia. Innym ważnym czynnikiem jest konkretna partia użytej kolagenazy, ponieważ różne partie mogą powodować znaczne różnice w żywotności hepatocytów po trawieniu 11. Dlatego należy badać różne partie kolagenazy, a partię, która wy...

A correction was made to: <a href="http://www.jove.com/video/50615/isolation-human-hepatocytes-two-step-collagenase-perfusion">Isolation of Human Hepatocytes by a Two-step Collagenase Perfusion Procedure </a>
The changes listed below have been made to Table 1.
1). In the recipe for Solution 2, the Final Concentration of EGTA has been changed from:
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>EGTA&#160;</td>
			<td>0.1mM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
to:
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>EGTA&#160;</td>
			<td>1mM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
2). In the recipes for Solution 3 and 4, the Final Concentration of Calcium chloride dihydrate has been changed from:
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Calcium chloride dihydrate&#160;</td>
			<td>0.5&#181;M</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
to:
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Calcium chloride dihydrate&#160;</td>
			<td>5mM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

A correction was made to: Isolation of Human Hepatocytes by a Two-step Collagenase Perfusion Procedure.
The Final Concentration of EGTA in Solution 2 and the Final Concentration of Calcium chloride dihydrate in solutions 3 and 4 have been updated in Table 1.

Erratum: Isolation of Human Hepatocytes by a Two-step Collagenase Perfusion Procedure

Zawiesina komórek wątroby może być przygotowana z wątroby metodami mechanicznymi lub enzymatycznymi. Metody mechaniczne stosowane do przygotowania całych komórek wątroby obejmują przetłaczanie wątroby przez gazę 2, potrząsanie kawałkiem wątroby szklanymi kulkami w wytrząsarce Kahna 3, używanie homogenizatorów szklanych z luźnymi tłuczkami 4,5 itp. Z biegiem lat metody mechaniczne wypadły z łask z powodu uszkodzenia błon komórkowych i utraty funkcji izolowanych hepatocytów 6,7. W związku z tym zastosowanie metody enzymatycznej jest obecnie główną metodą izolacji hepatocytów.
Izolacja hepatocytów metodą enzymatyczną została znacznie ulepszona, gdy Berry i Friend 8 przeprowadzili perfuzję kolagenazy i hialuronidazy przez wątrobę przez żyłę wrotną u szczurów. Ten proces perfuzji wykorzystywał naczynia krwionośne, aby umożliwić enzymom bliski kontakt z większością komórek, co doprowadziło do 6-krotnego wzrostu wydajności hepatocytów 8. Co więcej, metoda ta pozwoliła uzyskać komórki, które zachowały swoją integralność strukturalną, praktycznie bez transformacji retikulum endoplazmatycznego w izolowane pęcherzyki i bez uszkodzenia mitochondriów 8.
Ta metoda została zmodyfikowana przez Seglen 1, który był pionierem dwuetapowej procedury perfuzji do izolacji komórek wątroby. W tej procedurze wątroba szczura jest perfundowana za pomocą wolnego buforu Ca2 +, a następnie perfuzji za pomocą buforu kolagenazy zawierającego Ca2 + 1. Usunięcie Ca2+ w pierwszym etapie pomaga rozbić desmosomy, podczas gdy dodanie Ca2+ w drugim etapie jest wymagane dla optymalnej aktywności kolagenazy 1,9.
Biorąc pod uwagę, że opublikowana praca opisana powyżej została wykonana na szczurach, ten artykuł ma na celu zademonstrowanie zmodyfikowanej procedury, która może być wykorzystana do izolacji hepatocytów o wysokiej żywotności z ludzkich wątrob. Wykorzystanie ludzkich hepatocytów pozostaje ważne dla badań translacyjnych i walidacji eksperymentów z wykorzystaniem modeli zwierzęcych. Fragmenty ludzkiej wątroby użyte w tym badaniu zostały pozyskane za zgodą na zarządzanie za pośrednictwem Human Tissue and Cell Research Foundation, kontrolowanej przez państwo fundacji non-profit 10. Po tym, jak patolog usunął to, co było wymagane do diagnozy, fragmenty wątroby zostały pobrane z pozostałej tkanki. Tkanka wycięta przez patologa była morfologicznie zdrową tkanką uzyskaną z marginesów resekcji po resekcji wątroby.

<table><tbody><tr><td>Pułapka bąbelkowa</td><td>Ga&szlig; ner Glastechnik</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Skraplacz z płaszczem szklanym</td><td>Ga&szlig; ner Glastechnik</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>41 &stopnie; C Łaźnia wodna</td><td>Julabo</td><td>35723-H24/EG&</td><td>nbsp;</td></tr><tr><td>37 &stopnie; C Łaźnia wodna</td><td>GFL</td><td>1083</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Butla ze sprężonym gazem (95 % O2/5 % CO2)</td><td>Linde</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Rurka przepuszczająca gaz</td><td>Neolab</td><td>2-4440</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna</td><td>Ismatec</td><td>IP65</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td></td><td>Skalpel Pióro</td><td>320010</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Omnilab</td><td>5171014</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kolby stożkowe 1 L</td><td>Schott Duran</td><td>2121654</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kolby stożkowe 5 L</td><td>Schott Duran</td><td>2121673</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Zlewki</td><td>Schott Duran</td><td>2110654</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Probówki wirówkowe 200 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>352075</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Naczynie krystalizujące</td><td>Omnilab</td><td>5144063</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Zakrzywione kaniule irygacyjne z końcówkami kulowymi</td><td>Ernst Kratz GmbH</td><td>1464LL/ 1465LL A+B/ 1472LL</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Zaciski mikronaczyniowe</td><td>Ernst Kratz GmbH</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>B&uuml; Lejek kanałowy</td><td>Carl Roth</td><td>HT38.1</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Siatka nylonowa 210 &mu; m</td><td>Neolab</td><td>4-1413</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Siatka nylonowa 70 &mu; m</td><td>Neolab</td><td>4-1419</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>0,22 &m; m filtry sterylne</td><td>Peske</td><td>99505</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Butelki 500 ml</td><td>Schott Duran</td><td>2180144</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Butelki 1 L</td><td>Schott Duran</td><td>2180154</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>Peske</td><td>06-0001</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Probówki 1,5 ml</td><td>Eppendorf</td><td>0030 120,086</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Probówki stożkowe 50 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>352070</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Wiadro na lód</td><td>Neolab</td><td>1508454</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Sterylne pipety Pasteura</td><td>Marka</td><td>747715</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Zmotoryzowany napełniacz do pipet (Pipette boy acu)</td><td>Integra</td><td>155017</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Wirówka chłodnicza</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td>&nbsp;</td></tr><tr>Sejf <td>Kendro</td> Hera <td>z przepływem laminarnym-KS9</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Aspirator (chirurgiczna pompa ssąca o niskim przepływie)</td><td>Atmos</td><td>C361</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Laboratoryjny palnik</td><td>gazowy Integra</td><td>Fire Boy eco</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Jednorazowy fartuch laboratoryjny</td><td>Paperlynen GmbH</td><td>MD0202414</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Maska chirurgiczna z przyłbicą</td><td>Kimberly-Clark</td><td>48247</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kaptur chirurgiczny</td><td>Barrier</td><td>42072</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Rękawice lateksowe</td><td>Semper Care</td><td>CE0321</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kolagenaza (numer partii NB 4G)</td><td>Serva</td><td>17465</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Chlorek wapnia dwuwodny</td><td>Merck</td><td>2382</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E4378</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Roth</td><td>9265.2</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Hepes</td><td>Roth</td><td>9105.3</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Serva</td><td>26868</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Albumina</td><td>Biomol</td><td>01400-2</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td></td><td>Glukoza Serva</td><td>22700</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Wodorowęglan sodu</td><td>Serva</td><td>30180</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>0,4% roztwór błękitu trypanowego</td><td>Lonza</td><td>17-942E</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Rozwiązanie do przechowywania w chłodni</td><td>Hepacult GmbH</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

izolacja ludzkich hepatocytów za pomocą dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy

Isolation of Human Hepatocytes by a Two-step Collagenase Perfusion Procedure

Wątroba, organ o wyjątkowej zdolności regeneracji, pełni szeroki zakres funkcji, takich jak detoksykacja, metabolizm i homeostaza. W związku z tym hepatocyty są ważnym modelem dla wielu różnych pytań badawczych. W szczególności wykorzystanie ludzkich hepatocytów jest szczególnie ważne w dziedzinie farmakokinetyki, toksykologii, regeneracji wątroby i badań translacyjnych. W związku z tym metoda ta przedstawia zmodyfikowaną wersję dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy w celu wyizolowania hepatocytów, jak opisano w Seglen 1.
Poprzednio, hepatocyty były izolowane metodami mechanicznymi. Wykazano jednak, że metody enzymatyczne są lepsze, ponieważ hepatocyty zachowują swoją integralność strukturalną i funkcję po izolacji. Przedstawiona tutaj metoda dostosowuje metodę opracowaną wcześniej dla wątroby szczurów do kawałków wątroby ludzkiej i skutkuje dużą wydajnością hepatocytów o żywotności 77±10%. Główną różnicą w tej procedurze jest proces kaniulacji naczyń krwionośnych. Co więcej, opisana tutaj metoda może być również zastosowana do wątroby innych gatunków o porównywalnych rozmiarach wątroby lub naczyń krwionośnych.

Konfiguracja perfuzji
Sprzęt wymagany do perfuzji wątroby należy przygotować zgodnie z Rysunkiem 1.
Żywotność i wydajność wyizolowanych hepatocytów ludzkich
Średnia żywotność izolowanych ludzkich hepatocytów wynosiła 77±10%, a średnia wydajność hepatocytów wynosiła 13±11 milionów hepatocytów/g wątroby, przy czym wartości wyrażono jako średnia ± odchylenie standardowe. Liczba przeprowadzonych izolacji hepatocytów w celu uzyskani...

Opisana jest zmodyfikowana dwuetapowa procedura perfuzji kolagenazy do izolacji ludzkich hepatocytów. Metodę tę można również zastosować do wątroby innych ssaków. Wyizolowane hepatocyty są dostępne w wysokiej wydajności i żywotności, co czyni je odpowiednim modelem do badań naukowych w takich dziedzinach jak regeneracja wątroby, farmakokinetyka i toksykologia.

Izolacja ludzkich hepatocytów za pomocą dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy

The liver, an organ with an exceptional regeneration capacity, carries out a wide range of functions, such as detoxification, metabolism and homeostasis. ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest izolacja ludzkich hepatocytów z wykorzystaniem dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazą. Osiąga się to poprzez najpierw wprowadzenie kaniuli irygacyjnej do naczyń krwionośnych w fragmencie wątroby. Następnie przeprowadza się perfuzję i trawienie fragmentu wątroby przy użyciu kolagenazy.Trzecim krokiem jest usunięcie kapsuły Glissona, co uwalnia zdysocjowane komórki wątroby. Ostatnim etapem jest wirowanie z niską prędkością w celu wyizolowania hepatocytów. Ostatecznie hepatocyty można zidentyfikować za pomocą mikroskopii fazowo-kontrastowej lub poprzez barwienie albuminy z wykorzystaniem immunocytochemii, natomiast żywotność i wydajność hepatocytów określa się za pomocą testu wykluczania błękitu trypanu.Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ etapy kaniulacji i trawienia są trudne do opanowania. Wynika to z faktu, że kaniulacja wymaga pewnej precyzji, a moment zakończenia trawienia może być trudny do zidentyfikowania. Procedurę tę zaprezentuje Natalie Lun, technik z mojego laboratorium, z myślą o osobach rozpoczynających pracę z tą techniką.W tym pokazie wykorzystamy fragment wątroby owczej zamiast fragmentu wątroby ludzkiej. Przygotuj sprzęt do perfuzji fragmentu wątroby w następujący sposób: ustaw kąpiel wodną na odpowiednią temperaturę, aby roztwory miały 37 °C w momencie dotarcia do fragmentu wątroby. Temperatura 41 °C jest odpowiednia dla roztworów jeden, dwa i trzy, natomiast w przypadku chłodnicy szklanej z płaszczem roztwór cztery powinien mieć 37 °C, aby ograniczyć utratę aktywności kolagenazy. Krótko przed perfuzją włącz regulator gazu. Od patologa pobierz fragment wątroby, który w idealnym przypadku posiada w większości lub w całości nienaruszoną torebkę Glissona i tylko jedną powierzchnię cięcia.Kawałek wątroby umieszczono na lejku Büchnera z perforowanym dyskiem filtrującym; teraz należy zaprwać system perfuzyjny roztworem jeden, stosując niski przepływ. Zakrzywioną kaniulę irygacyjną z oliwkowym zakończeniem należy wprowadzić do większych naczyń krwionośnych na przekroju kawałka wątroby. W miarę wypłukiwania krwi z wątroby, tkanka w obszarach o dobrej perfuzji staje się jaśniejsza. Liczba użytych kaniul zależy od wielkości wątroby.Zasadniczo w przypadku wątrób o masie od poniżej 20 g do ponad 80 g należy zastosować od czterech do ośmiu kaniul. Wybrać rozmiar kaniuli zapewniający szczelne i bezpieczne dopasowanie. Pozostawić mniejsze naczynia krwionośne otwarte, aby umożliwić odpływ buforu z tkanki.Następnie zwiększ prędkość przepływu w pompie perystaltycznej do poziomu od 110 do 460 ml/min. Prawidłową perfuzję rozpoznaje się po jaśniejszym zabarwieniu fragmentu wątroby w całym zakresie stosowanego przepływu. Wartość ta zależy od wielkości wątroby, przy czym w przypadku większych organów stosuje się wyższe prędkości perfuzji.Ogólnie rzecz biorąc, dla różnych mas wątroby idealna jest średnia prędkość perfuzji wynosząca 44 ml/min na kaniulę. Wybrana szybkość przepływu powinna spowodować lekkie napęcznienie fragmentu wątroby. Podczas perfuzji należy utrzymać fragment wątroby w stanie wilgotnym, przykrywając go kawałkiem gazy nasączonej solą fizjologiczną.Po przepłukaniu tkanki jednym litrem roztworu jeden, aby usunąć pozostałą krew z fragmentu wątroby, należy zmienić płyn perfuzyjny na roztwór dwa i prowadzić perfuzję przez 10 minut. Następnie należy zmienić płyn perfuzyjny na roztwór trzy i przeprowadzić perfuzję przy użyciu pół litra.Następnie należy zmienić płyn perfuzyjny na roztwór numer cztery, który zawiera kolagenazę. Perfuzję tę należy przeprowadzić w obiegu zamkniętym przez 9 do 12 minut lub do momentu wystarczającego strawienia wątroby. Tkanka wątroby powinna sprawiać wrażenie lekkiego rozpadu pod lśniącą torebką.Wątroba powinna być również miękka w dotyku podczas badania tępą stroną skalpela. Ważne jest, aby trawić fragment wątroby przez odpowiedni czas, ponieważ nadmierna digestia może prowadzić do niskiej żywotności hepatocytów, a niewystarczająca digestia do niskiej wydajności ich pozyskania. Należy rozpocząć od wyłączenia pompy perystaltycznej i usunięcia kaniuli z fragmentu wątroby.Następnie należy umieścić tkankę w naczyniu do krystalizacji zawierającym od 100 do 200 mililitrów roztworu. Pięć. Ostrożnie usunąć torebkę i delikatnie wytrząsnąć komórki. W przypadku obszarów słabo unaczynionych można użyć skalpela, aby przeciąć te regiony i uwolnić znajdujące się w nich komórki.W razie potrzeby dodaj więcej roztworu pięć w trakcie procesu, a na koniec uzupełnij objętość roztworu pięć do 500 mililitrów. Następnie przefiltruj zawiesinę komórkową dwukrotnie. Najpierw przefiltruj komórki przez nylonowe sito o oczkach 210 mikronów do kolby stożkowej o pojemności jednego litra.Następnie przefiltruj komórki przez nylonowe sito o oczkach 70 µm do kolby stożkowej o pojemności jednego litra. Przelej dwie równe objętości zawiesiny komórkowej do probówek wirówkowych o pojemności 200 mL. Następnie wiruj przefiltrowaną zawiesinę komórkową z prędkością 72 ×g przez pięć minut w temperaturze 4 °C.Odssać nadsącz i delikatnie resuspender osad komórkowy w około 200 mililitrach roztworu. Pięć. Powtórzyć wirowanie i resuspensję trzy razy; po ostatnim wirowaniu resuspender komórki w zimnym roztworze do przechowywania, aby uzyskać końcowe stężenie od 2 do 5 milionów hepatocytów na mililitr. Do dokładnego pomiaru liczby komórek za pomocą cytomierza hematologicznego można zastosować test z błękitem trypanu.Przedstawiono tutaj hepatocyty barwione błękitem trypanem z 648 izolacji. Średnia żywotność wyizolowanych ludzkich hepatocytów wynosiła 77 ± 10%. Średnia wydajność hepatocytów wynosiła 13 ± 11 milionów hepatocytów na gram wątroby. W celu określenia czystości hepatocytów zastosowano immunofluorescencję; wyizolowane hepatocyty, które barwiły się dodatnio na albuminę w kolorze zielonym, wykazały czystość na poziomie 94 ± 1%.Barwienie immunofluorescencyjne przeprowadzono czterokrotnie, z pięcioma powtórzeniami w każdej próbie. Mikroskopia kontrastowa pokazuje cechy morfologiczne hepatocytów, takie jak ich duży rozmiar oraz wieloboczny kształt. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak izolować ludzkie hepatocyty przy użyciu dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazą.

isolation-human-hepatocytes-two-step-collagenase-perfusion

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Izolacja ludzkich hepatocytów metodą dwuetapowej perfuzji kolagenazą

Badania nad śródbłonkiem sinusoidalnym wątroby (SECs) muszą być prowadzone z wykorzystaniem komórek pierwotnych pobranych od zwierząt, ponieważ nie istnieją linie komórkowe tego typu. Metoda ta opiera się na trawieniu wątroby i centryfugacji różnicowej w celu oczyszczenia SECs do późniejszej hodowli i przeprowadzania eksperymentów.

In vivo endocytoza w wątrobie z następującą puryfikacją komórek wątroby poprzez perfuzję wątroby

Opisano technikę izolacji fibroblastów wrotnych z wątroby szczura. Wątroby poddano perfuzji oraz trawieniu in situ kolagenazą, a następnie trawieniu ex vivo zawiesiny wątrobowej i selekcji komórek pod względem wielkości. Metoda ta pozwala na uzyskanie czystej populacji fibroblastów wrotnych bez konieczności pasażowania w hodowli.

Izolacja fibroblastów wrotnych szczura poprzez perfuzję wątroby in situ

Opisano technikę izolowania ludzkich hepatocytów i niemiąższowych komórek wątroby od tego samego dawcy. Różne typy komórek wątroby stanowią podstawę funkcjonalnych modeli wątroby i inżynierii tkankowej. Ta nowa metoda ma na celu wyizolowanie komórek wątroby w celu uzyskania wysokiej wydajności i żywotności.

Protokół izolacji pierwotnych ludzkich hepatocytów i odpowiadających im głównych populacji niemiąższowych komórek wątroby

Celem tego protokołu jest uzyskanie wysokiej żywotności i wysokiej wydajności hepatocytów i komórek śródbłonka sinusoidalnego z wątroby. Osiąga się to poprzez perfuzję wątroby roztworem kolagenazy typu IV przez żyłę wrotną, a następnie wirowanie różnicowe w celu uzyskania hepatocytów i sinusoidalnych komórek śródbłonka.

Oczyszczanie hepatocytów i sinusoidalnych komórek śródbłonka z perfuzji wątroby myszy

To jest protokół izolowania tkankowych pęcherzyków zewnątrzkomórkowych (EV) od wątroby. Protokół opisuje dwuetapowy proces obejmujący perfuzję kolagenazy, po której następuje różnicowe ultrawirowanie w celu wyizolowania EV tkanki wątroby.

Izolacja tkankowych pęcherzyków zewnątrzkomórkowych z wątroby

Prezentowany tutaj jest protokół izolacji hepatocytów myszy z wątroby dorosłych myszy przy użyciu zmodyfikowanej techniki perfuzji kolagenazy. Opisano również długoterminową hodowlę hepatocytów w warstwie kolagenowej 3D, a także znakowanie immunologiczne składników cytoszkieletu w celu zbadania tworzenia kanałów żółciowych i ich odpowiedzi na leczenie.

Izolacja i hodowla kanapkowa kolagenu 3D pierwotnych hepatocytów myszy w celu zbadania roli cytoszkieletu w tworzeniu kanałów żółciowych in vitro

Ten protokół szczegółowo opisuje użycie specjalnego cewnika dożylnego, standaryzowanego sterylnego jednorazowego wężyka, kontroli temperatury uzupełnionej monitorowaniem w czasie rzeczywistym, oraz systemu alarmowego dla dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy w celu poprawy spójności żywotności, wydajności i funkcjonalności izolowanych pierwotnych hepatocytów szczurów.

Izolacja pierwotnych hepatocytów szczura z wieloparametrową kontrolą perfuzji

Utlenianie β kwasów tłuszczowych jest niezbędnym szlakiem metabolicznym odpowiedzialnym za wytwarzanie energii w wielu różnych typach komórek, w tym w hepatocytach. W tym miejscu opisujemy metodę pomiaru β-oksydacji kwasów tłuszczowych w świeżo wyizolowanych hepatocytach pierwotnych przy użyciu 14znakowanych C kwasów palmitynowych.

Pomiar β-oksydacji kwasów tłuszczowych w zawiesinie świeżo wyizolowanych hepatocytów myszy

Tutaj przedstawiamy i demonstrujemy protokół izolacji pierwotnych komórek śródbłonka sinusoidalnego wątroby myszy (LSEC). Protokół opiera się na perfuzji kolagenazy wątrobowej, oczyszczaniu komórek niemiąższowych przez wirowanie z niską prędkością oraz selekcji kulek magnetycznych CD146. Zajmujemy się również fenotypowaniem i charakteryzacją tych izolowanych LSEC za pomocą cytometrii przepływowej i skaningowej mikroskopii elektronowej.

Izolacja i charakterystyka pierwotnych sinusoidalnych komórek śródbłonka wątroby myszy

Hepatocyty bogate w lipidy są nieodłącznym elementem regeneracji wątroby, ale zazwyczaj są tracone po odwirowaniu w gradiance gęstości. W tym miejscu przedstawiamy zoptymalizowany protokół izolacji komórek, który zachowuje stłuszczeniowe hepatocyty, uzyskując reprezentatywne populacje regenerujących się hepatocytów po częściowej hepatektomii u myszy.

Izolacja regenerujących się hepatocytów po częściowej hepatektomii u myszy

Ten protokół przedstawia zoptymalizowaną dwuetapową technikę perfuzji wątroby kolagenazy w modelu szczurzym i pokazuje użycie izolowanych hepatocytów do długoterminowej hodowli organoidów 3D in vitro.

Perfuzja wątroby szczura i izolacja pierwotnych hepatocytów: stara procedura kluczowa dla najnowocześniejszej hodowli organoidów 3D

Naucz się izolować ludzkie hepatocyty dwuetapową perfuzją kolagenazową do badań nad regeneracją wątroby i farmakokinetyką. Metoda zapewnia wysoką żywotność i wydajność komórek.

Izolacja ludzkich hepatocytów za pomocą dwuetapowej procedury perfuzji kolagenazy

Przeglądaj więcej filmów