Name: Barwienie przeciwciał u C. elegans za pomocą krakingu zamrażalnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-14T21:15:00.000+00:00
Duration: 13 min 10 s
Description: Naucz się barwienia przeciwciał w nicieniach C. elegans przy użyciu metody krakingu zamrażalnego. Technika ta minimalizuje obróbkę chemiczną próbek, umożliwiając skuteczną lokalizację białek w tkankach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Finansowanie zostało zapewnione przez NSF CCLI#0633618 i Uniwersytet Ohio. Niektóre szczepy zostały dostarczone przez Caenorhabditis Genetics Center. W filmie pojawia się doktorantka Reetobrata Basu.

<ol><li>Harlow, E., Lane, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHarlow%2C+E+%22Antibodies%3A+A+Laboratory+Manual%22">Antibodies: A Laboratory Manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York City, New York. (1988).</li>
<li>Mello, C., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+Transformation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">DNA Transformation.</a> Methods Cell Biol. 48, 451-482 (1995).</li>
<li>Boulin, T., Etchberger, J. F., Hobert, O. Reporter gene fusions. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBoulin%2C+T+%22WormBook%22">WormBook</a>. , WormBook. (2006).</li>
<li>Duerr, J. S. Immunohistochemistry. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDuerr%2C+JS+%22WormBook%22">WormBook</a>. , WormBook. (2006).</li>
<li>Finney, M., Ruvkun, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+unc-86+gene+product+couples+cell+lineage+and+cell+identity+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The unc-86 gene product couples cell lineage and cell identity in C. elegans.</a> Cell. 63, 895-905 (1990).</li>
<li>Garriga, G., Desai, C., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+interactions+control+the+direction+of+outgrowth%2C+branching+and+fasciculation+of+the+HSN+axons+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cell interactions control the direction of outgrowth, branching and fasciculation of the HSN axons of Caenorhabditis elegans.</a> Development. 117, 1071-1087 (1993).</li>
<li>Miller, D. M., Shakes, D. C. Immunofluorescence microscopy. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiller%2C+DM+%22Caenorhabditis+elegans%3A+Modern+Biological+Analysis+of+an+Organism%22">Caenorhabditis elegans: Modern Biological Analysis of an Organism</a>. Epstein, H. F., Shakes, D. C. , Academic Press. San Diego, California. 365-394 (1995).</li>
<li>Crittenden, S. L., Troemel, E. R., Evans, T. C., Kimble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GLP-1+is+localized+to+the+mitotic+region+of+the+C.+elegans+germ+line%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">GLP-1 is localized to the mitotic region of the C. elegans germ line.</a> Development. 120, 2901-2911 (1994).</li>
<li>Strome, S., Wood, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunofluorescence+visualization+of+germ-line-specific+cytoplasmic+granules+in+embryos%2C+larvae%2C+and+adults+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Immunofluorescence visualization of germ-line-specific cytoplasmic granules in embryos, larvae, and adults of Caenorhabditis elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 79, 1558-1562 (1982).</li>
<li>Albertson, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+the+first+cleavage+spindle+in+nematode+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Formation of the first cleavage spindle in nematode embryos.</a> Dev. Biol. 101, 61-72 (1984).</li>
<li>Harlow, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHarlow%2C+E+%22Using+Antibodies%3A+A+Laboratory+Manual%22">Using Antibodies: A Laboratory Manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York City, New York. (1999).</li>
<li>Ahringer, J. Reverse Genetics. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAhringer%2C+J+%22WormBook%22">WormBook</a>. , WormBook. (2006).</li>
</ol>

Autorka oświadcza, że nie ma konkurencyjnych interesów finansowych.

Protokół krakingu przez zamrażanie jest jedną z kilku metod barwienia przeciwciał u C. elegans. Zapewnia stosunkowo prosty sposób barwienia robaków, ale wymaga określonych odczynników i praktyki w celu uzyskania optymalnych wyników. Etapy krytyczne (przedstawione na rysunku 1) obejmują: 1) przygotowanie szkiełek (patrz kroki 1 i 2) ręczne wyciskanie nicieni (patrz kroki 2 i 3) szybkie utrwalanie (patrz krok 3). Po pierwsze, aby zmaksymalizować przyczepność nicieni do szkiełek, najlepiej jest prz...

Aby określić komórkową i subkomórkową lokalizację białek, naukowcy tradycyjnie oznaczali tkanki przeciwciałami wybranymi do specyficznego rozpoznawania określonych białek1. W niektórych organizmach modelowych, takich jak C. elegans, barwienie przeciwciałami zostało często zastąpione technikami genetyki molekularnej, które dają wyniki szybciej. Należą do nich transformujące się organizmy z konstruktami składającymi się z fuzji genów między regionami promotora i kodującymi genu będącego przedmiotem zainteresowania a zielonym białkiem fluorescencyjnym. Jednak techniki molekularne są narażone na szereg artefaktów, w tym problemy z poznaniem prawdziwego promotora i zmiany w ekspresji konstruktów przy dużej liczbie kopii (typowe techniki u C. elegans)2,3. Dlatego barwienie przeciwciałami pozostaje celem wielu naukowców badających funkcję białek in vivo.
Barwienie tkanek przeciwciałami może być trudne, ponieważ przeciwciała mogą rozpoznać swój antygen tylko w określonej konformacji1. Na przykład przeciwciała mogą rozpoznawać tylko zdenaturowany lub nienaruszony antygen utrwalony w określony sposób i mogą nie rozpoznawać antygenu in situ. Problem barwienia przeciwciałami u nicieni pogłębia fakt, że naskórek nicienia tworzy stosunkowo nieprzepuszczalną barierę, blokując dostęp przeciwciał do tkanek.
Istnieje kilka różnych metod barwienia przeciwciał u C. elegans (omówione w naszej poprzedniej pracy4). Aby zabarwić nienaruszone "robaki", opracowano metody zamrażania i rozmrażania w stosunkowo twardym utrwalaczu (formaldehyd lub aldehyd glutarowy); Cykle zamrażania i rozmrażania pomagają pęknąć naskórek, aby umożliwić szybką penetrację utrwalacza5. Po utrwaleniu naskórek został przeniknięty, aby umożliwić penetrację przeciwciała; Metody obejmowały leczenie środkami redukującymi, kolagenazą lub obiema5-7. Terapie te zachowywały morfologię, ale często zmniejszały lub niszczyły rozpoznawanie przeciwciał. Alternatywne metody obejmują preparację8, aby umożliwić penetrację przeciwciał.
"Freeze-cracking" to jeden ze sposobów na uzyskanie dostępu do wnętrza częściowo nienaruszonego robaka, aby umożliwić barwienie przeciwciał9-10. Freeze-cracking można przeprowadzić w różnych warunkach utrwalenia, unikając kolagenazy i zabiegów redukcyjnych. Nicienie umieszcza się między dwoma szkiełkami samoprzylepnymi, zamraża, a następnie szkiełka rozdziela się, pozostawiając większość nicieni na dolnym szkiełku i większość naskórka na górnym szkiełku. Dolne szkiełko można umieścić w utrwalaczu, a całe szkiełko z przylegającymi nicieniami jest przenoszone przez procedurę barwienia przeciwciałami. Metoda ta wiąże się z dwiema poważnymi trudnościami. Po pierwsze, trudno jest zastosować odpowiednią siłę nacisku niezbędną do rozszczepienia nicieni bez ich poważnego zdeformowania. Po drugie, wiele robaków nie przyklei się do żadnego szkiełka i zostanie utraconych w utrwalaczu lub płukankach. Jednak przy odpowiednich preparatach i praktyce metoda szybko da nicienie o rozsądnej morfologii, które można stosować z szeroką gamą utrwalaczy i przeciwciał.
Metoda może być nieco zróżnicowana, w zależności od celu eksperymentatora. Jeśli pożądane jest barwienie pojedynczych nicieni (np. w celu określenia, czy pojedynczy transformant ma zmienione barwienie przeciwciałami), można zastosować szkiełka o maksymalnej przyczepności (ale wyższym barwieniu tła), takie jak przygotowane laboratoryjnie szkiełka z dodatkową polilizyną (patrz poniżej). Do utrwalania formaldehydu lub aldehydu glutarowego należy stosować szkiełka o wyższej przyczepności (przygotowane laboratoryjnie szkiełka polilizynowe), ponieważ nicienie gorzej przylegają do polilizyny po tych utrwaleniach. Jeżeli nicienie typu dzikiego są utrwalane metanolem i/lub acetonem, należy stosować szkiełka o mniejszej przyczepności i niższym barwieniu tła (szkiełka komercyjne lub przygotowane laboratoryjnie). Jeśli w laboratorium stosuje się różne przeciwciała i utrwalacze, wybór preparatów może być przygotowany z wyprzedzeniem i przechowywany do czasu, gdy będą potrzebne.
Po uzyskaniu dostępu do tkanki nicienia, procedury barwienia przeciwciał są zgodne ze standardowymi metodami (z dłuższymi inkubacjami charakterystycznymi dla tkanek, a nie komórek1,11).

<table><tbody><tr><td>suwak poli-L-lizynowy (marka ESCO)Fisher</td><td></td> <td>12-545-78</td><td>Prowadnice marki Sigma pasują również do</td></tr><tr><td>bromowodorku poli-L-lizyny</td><td>Sigma</td><td>P1524</td><td>WAŻNE:</mocny> Marka i wysoka masa cząsteczkowa krytycznych dla polilizyny</td></tr><tr><td>szkiełek z pojedynczą matową krawędzią</td><td>Fisher</td><td>48312-002</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>azydek sodu</td><td>Sigma</td><td>S2002-25G</td><td>TOXIC, nosić rękawiczki i maskę podczas ważenia proszku, aby uzyskać 10% zapasu. Nosić rękawice podczas pipetowania roztworu podstawowego</td></tr><tr><td>słoik do barwienia coplin</td><td>VWR</td><td>47751-792</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>5-szkiełkowa koperta</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauka</td><td>71549-01</td><td>Jedna z wielu różnych marek małych uchwytów do szkiełek, odpowiednich do barwienia</td></tr><tr><td>paraformaldehydu</td><td>VWR</td><td>MK262159</td><td><mocny>WAŻNE:</mocny> Zwykłe roztwory formaliny (37% formaldehydu) NIE są odpowiednie. 1) Rozpuść paraformaldehyd krystalinowy w buforze fosforanowym i przechowuj w małych porcjach zamrożonych. Lub 2) kup paraformaldehyd klasy mikroskopii elektronowej w podwielokrotnościach. TOXIC - nosić rękawice; Nadmiar zlewu wylać wodą.</td></tr><tr><td>Roztwór aldehydu glutarowego, 25% w wodzie</td><td>Sigma</td><td>G 5882</td><td>WAŻNE: kup aldehyd glutarowy klasy do mikroskopii elektronowej w ampułkach; TOXIC - nosić rękawice; Nadmiar zlewu wylać wodą.</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>VWR</td><td>EM-9410</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej</td><td>Fisher</td><td>ICN820451</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>Serum osła, liofilizowane</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>017-000-121</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>Cy3 Donkey anty-mysie IgG wieloznakowe</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>715-165-150</td><td>Firma ta jest zalecana do produkcji wysokiej jakości przeciwciał wieloznakowych (zubożonych w powinowactwo). Wybierz odpowiedni barwnik i antygen (zwierzę używane do wytworzenia przeciwciała pierwotnego). </td></tr><tr><td>galusan n-propylu</td><td>Fisher</td><td>ICN10274750</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr><tr><td>DAPI, dichlorowodorek 4',6'-diamidino-2-fenyloindolu</td><td>Sigma</td><td>D 9542</td><td>TOXIC. Nosić rękawice i dozować do małych porcji i feeze, aby zminimalizować narażenie</td></tr><tr><td>Whatman #1 Filtry o średnicy 15 cm</td><td>Fisher</td><td>09805G</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe #1 1/2 prostokąt 24 x 60 mm</td><td>VWR</td><td>48393-252</td><td>#1 grubość 1/2 jest optycznie najlepsza</td></tr><tr><td>Teczka na szkiełka mikroskopowe</td><td>VWR</td><td>48429-092</td><td>Inne marki są odpowiednie</td></tr></tbody></table>

barwienie przeciwciał u c. elegans za pomocą "krakingu zamrażalnego"

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

Do plamy C. elegans z przeciwciałami, stosunkowo nieprzepuszczalny naskórek należy ominąć metodami chemicznymi lub mechanicznymi. "Freeze-cracking" to jedna z metod stosowanych do fizycznego wyciągania naskórka z nicieni poprzez ściskanie nicieni między dwoma przylegającymi szkiełkami, zamrażanie ich i rozsuwanie szkiełek. Freeze-cracking zapewnia prosty i szybki sposób na uzyskanie dostępu do tkanek bez obróbki chemicznej i może być stosowany z różnymi utrwalaczami. Prowadzi to jednak do utraty wielu próbek, a wymagana kompresja mechanicznie zniekształca próbkę. Wymagana jest praktyka, aby zmaksymalizować odzysk próbek o dobrej morfologii. Kraking zamrażalniczy można zoptymalizować pod kątem określonych warunków utrwalania, odzysku próbek lub niskiego niespecyficznego barwienia, ale nie dla wszystkich parametrów jednocześnie. W przypadku przeciwciał, które wymagają bardzo twardych warunków wiązania i tolerują obróbkę chemiczną potrzebną do chemicznej przepuszczalności naskórka, preferowane może być leczenie nienaruszonych nicieni w roztworze. Jeśli przeciwciało wymaga lżejszego mocowania lub jeśli optymalne warunki wiązania są nieznane, kraking zamrażalny stanowi bardzo przydatny sposób szybkiego oznaczania przeciwciała i może dostarczyć określonych informacji o lokalizacji subkomórkowej i komórkowej dla interesującego antygenu.

Gdy nicienie zostaną prawidłowo ściśnięte, rozkruszone i lekko utrwalone, praktycznie cały organizm może stać się dostępny dla barwienia przeciwciałami (patrz Rycina 2). Lokalizacja jąder wskazana przez barwienie DAPI pokazuje, które części nicienia pozostały nienaruszone. W przypadku zastosowania silniejszego utrwalacza, takiego jak formaldehyd, morfologia nicienia może ulec zniekształceniu (co widać po nienaturalnie pofalowanym wyglądzie mięśni na Rycina 3A-D). Innym częstym problemem ...

"Freeze-cracking", metoda wystawiania wewnętrznych tkanek nicienia C. elegans na działanie przeciwciał w celu lokalizacji białek.

Barwienie przeciwciał u C. elegans za pomocą "krakingu zamrażalnego"

To stain C.  elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be  bypassed by chemical or mechanical methods.  "Freeze-cracking" is one ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest przeprowadzenie barwienia przeciwciałami u C. elegans. W tym celu nicienie są płukane, rozkładane na szkiełkach i ostrożnie dociskane pomiędzy dwoma szkiełkami adhezyjnymi, które następnie są mrożone na suchym lodzie. Następnie szkiełka są rozdzielane, aby rozłamać ciała nicieni, i niezwłocznie umieszczane w utrwalaczu.Następnie nicienie są barwione przy użyciu standardowych technik barwienia przeciwciałami; analiza za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej wykazuje pomyślne barwienie przeciwciałami półzachowanych nicieni. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak fiksacja całych nicieni, jest minimalizacja obróbki chemicznej próbki. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą mogą napotkać trudności, ponieważ przygotowanie preparatów i nicieni jest dość wymagającym procesem do zaprezentowania.Procedurę przeprowadzę ja oraz RTO Basu, doktorant z mojego laboratorium. Aby przygotować płytki z nicieniami do barwienia, należy zacząć od umieszczenia płaskiego kawałka metalu na suchym lodzie w celu jego schłodzenia. Za pomocą wody destylowanej i szklanej pipety należy przepłukać nicienie wyhodowane na jednej 60 m

antibody-staining-in-c-elegans-using-freeze-cracking

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Barwienie przeciwciał w C. Elegans za pomocą „mrożenia-pękania”

Opisujemy metodę lokalizacji białek znakowanych fluorescencyjnie na mikrografiach elektronowych. Najpierw lokalizacja fluorescencji odbywa się przy użyciu mikroskopii lokalizacyjnej aktywowanej foto-indukcyjnie na ultracienkich przekrojach. Następnie obrazy te są dopasowywane do mikrografii elektronowych tego samego przekroju.

Nano-fEM: Lokalizacja białek z wykorzystaniem mikroskopii lokalizacji fotoaktywowanej i mikroskopii elektronowej

Obfitość receptorów neurotransmiterów zgromadzonych w synapsach silnie wpływa na siłę synaptyczną. Metoda ta pozwala na ilościowe określenie liczby znakowanych fluorescencyjnie receptorów neurotransmiterów w trzech wymiarach z rozdzielczością pojedynczej synapsy u C. elegans, co umożliwia szybką charakterystykę setek synaps w obrębie jednej próbki bez zniekształceń wynikających z projekcji płaszczyzny z.

Automatyczna kwantyfikacja fluorescencji synaptycznej u C. elegans

Ten film opisuje freeze-cracking, metodę umożliwiającą barwienie tkanek C. elegans do barwienia przeciwciałami poprzez naruszanie naskórka.

Kraking zamrażalny nicieni: metoda wystawiania wewnętrznych tkanek robaków do barwienia

Opisujemy zwięzłą procedurę fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) w gonadzie i zarodkach Caenorhabditis elegans w celu obserwacji i ilościowego określenia powtarzających się sekwencji. Z powodzeniem zaobserwowaliśmy i określiliśmy ilościowo dwie różne powtarzające się sekwencje, powtórzenia telomerów i szablon alternatywnego wydłużania telomerów (TALT).

Obserwacja i kwantyfikacja telomerów i powtarzających się sekwencji za pomocą fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) z sondami PNA w Caenorhabditis elegans

Prezentujemy metodę obrazowania immunofluorescencyjnego opartą na przestrzennej i czasowej lokalizacji aktywnego ERK w wypreparowanej gonadzie C. elegans. Opisany tutaj protokół może być dostosowany do wizualizacji dowolnego białka sygnalizacyjnego lub strukturalnego w gonadzie C. elegans, pod warunkiem, że dostępny jest odpowiedni odczynnik przeciwciała.

Analiza przestrzenna i czasowa aktywnego ERK w linii rozrodczej C. elegans

Przezroczyste jelito C. elegans może służyć jako "komora tkankowa in vivo" do badania biogenezy błony wierzchołkowej i światła na poziomie pojedynczej komórki i subkomórkowej podczas tubulingenezy wielokomórkowej. Protokół ten opisuje, w jaki sposób połączyć standardowe znakowanie, genetykę utraty funkcji/RNAi i podejścia mikroskopowe w celu przeanalizowania tych procesów na poziomie molekularnym.

Jelito C. elegans jako model morfogenezy światła międzykomórkowego i biogenezy błony spolaryzowanej in vivo na poziomie pojedynczej komórki: znakowanie przez barwienie przeciwciałami, analiza utraty funkcji RNAi i obrazowanie

Ten protokół pokazuje, jak śledzić translokację jądra białka pod wpływem stresu cieplnego, używając białka fuzyjnego białka zielonej fluorescencji (GFP) jako markera i barwienia 4',6-diamidino-2-fenyloindolem (DAPI). Protokół barwienia DAPI jest szybki i zachowuje sygnały lokalizacji subkomórkowej GFP i białka.

Wykrywanie lokalizacji subkomórkowej białka poprzez znakowanie białek zielonej fluorescencji i barwienie 4',6-diamidino-2-fenyloindolem w Caenorhabditis elegans

Ten protokół demonstruje użycie testu ligacji zbliżeniowej do badania interakcji białko-białko in situ w linii zarodkowej C. elegans.

Wykrywanie in situ składania kompleksów rybonukleoproteinowych w linii zarodkowej C. elegans przy użyciu testu ligacji zbliżeniowej

Poniższy protokół opisuje rozwój i optymalizację wysokoprzepustowego przepływu pracy dla hodowli robaków, obrazowania fluorescencyjnego i automatycznego przetwarzania obrazów w celu ilościowego określenia agregatów poliglutaminy jako oceny zmian w proteostazie.

Automatyzacja zagregowanej kwantyfikacji u Caenorhabditis elegans

To jest powszechnie stosowana metoda do sekcji gonad C. elegans, po której następuje pęknięcie zamrażające, która wytwarza próbki linii zarodkowej do immunofluorescencji poprzez barwienie przeciwciał, lub do prostego barwienia DAPI w celu wizualizacji DNA. Protokół ten okazał się skuteczny w przypadku studentów studiów licencjackich w laboratorium badawczym i w ramach badań licencjackich opartych na kursach.

C. elegans (C. elegans) Rozwarstwienie gonad i pęknięcie zamrażające do barwienia immunofluorescencyjnego i DAPI

Mikroskopia superrozdzielcza może dostarczyć szczegółowych informacji na temat organizacji komponentów w kompleksie synaptonemalnym w mejozie. Tutaj demonstrujemy protokół rozwiązywania poszczególnych białek kompleksu synaptonemalnego Caenorhabditis elegans.

Mikroskopia superrozdzielcza kompleksu synaptonemalnego w obrębie linii zarodkowej Caenorhabditis elegans

Naucz się barwienia przeciwciał w nicieniach C. elegans przy użyciu metody krakingu zamrażalnego. Technika ta minimalizuje obróbkę chemiczną próbek, umożliwiając skuteczną lokalizację białek w tkankach.

Barwienie przeciwciał u C. elegans za pomocą "krakingu zamrażalnego"

Przeglądaj więcej filmów