Name: Wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytyczną i łączność synaptyczną za pomocą barwienia Golgiego-Coxa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-25T09:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Poznaj metodę barwienia Golgiego-Coxa do wizualizacji zmian morfologicznych neuronów u szczurów po wczesnej stymulacji dotykowej. Technika ta pozwala analizować złożoność dendrytyczną i korelować strukturę z wynikami behawioralnymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca jest finansowana z grantów NSERC dla BK i RG. Autorzy chcieliby również podziękować Kehe Xie i Russellowi Hosainowi za ich doświadczenie w barwieniu metodą Golgiego-Coxa.

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Kanadyjską Radą Opieki nad Zwierzętami i zatwierdzone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Lethbridge.
1. Hodowla i stymulacja dotykowa
<ol>
	<li>Zamów ciężarne szczury od zwykłych dostawców zwierząt lub hoduj młode we własnym zakresie, korzystając ze standardowych procedur hodowli laboratoryjnej.</li>
	<li>Trzymanie wszystkich zwierząt w pomieszczeniu hodowlanym o kontrolowanej temperaturze (21 °C), utrzymywanym w cyklu światła i ciemności o godzinie 12:12 i zapewniającym dostęp do pożywienia i wody ad libitum.</li>
	<li>Kiedy rodzą się młode, trzymaj samice szczurów indywidualnie z ich potomstwem.</li>
	<li>Aby uniknąć dodatkowego stresu związanego z obchodzeniem się z młodymi bezpośrednio po urodzeniu, rozpocznij stymulację dotykową szczeniąt w punkcie P3.</li>
	<li>Stymulacja dotykowa powinna być przeprowadzana trzy razy dziennie (9:00, 13:00 i 16:00) od P3-P21, a młode powinny być odsadzone od matek w P21.</li>
	<li>W przypadku stosowania miotu krzyżowego, połowa szczeniąt z każdego miotu będzie poddawana stymulacji dotykowej, a druga połowa będzie służyć jako kontrola. Losowo przypisz równą liczbę szczeniąt płci męskiej i żeńskiej do każdej grupy. Aby odróżnić młode poddawane stymulacji dotykowej i kontrolom, oznacz jedną grupę szczeniąt trwałym znacznikiem na ich tylnych nogach i ogonie. Oznakowanie należy ponownie nakładać co drugi dzień.</li>
</ol>
Stymulacja dotykowa
<ol start="7">
	<li>Usuń tamy z ich domowej klatki i umieść je w tymczasowej klatce z jedzeniem i wodą. Trzymaj matkę i tymczasową klatkę w pomieszczeniu hodowlanym/inwentarskim.</li>
	<li>Zważ młode szczurów w grupie przed poranną sesją stymulacji dotykowej (9:00). Podczas każdej sesji młode szczurów są umieszczane w ich domowych klatkach do oddzielnego pomieszczenia testowego w celu stymulacji dotykowej. Umieść klatkę domową na poduszce grzewczej ustawionej na 24 °C.</li>
	<li>Użyj sztywnej deski, aby podzielić klatkę domową na dwie połowy. Umieść młode szczurów w grupie stymulacji dotykowej w jednej połowie, a szczenięta kontrolne w drugiej połowie. Ustaw minutnik na 15 minut.</li>
	<li>Używając miękkiego miotełka do kurzu przypominającego pióro, szczotkuj wszystkie szczenięta w grupie stymulacji dotykowej w tym samym czasie przez 15 kolejnych minut. Młode szczenięta szczurów (~P3-P12) zwykle tulą się do siebie i wydają się wchodzić w cykl głębokiego snu, co bardzo ułatwia stymulację wszystkich szczeniąt jednocześnie. Wraz z wiekiem szczenięta stają się bardziej aktywne, a niektóre szczenięta chodzą i badają podczas sesji. Eksperymentator powinien stale przenosić wędrujące młode do grupy, aby upewnić się, że każde szczenię otrzymuje równą stymulację.</li>
	<li>Po zakończeniu 15-minutowej sesji przetransportuj młode z powrotem do pomieszczenia hodowlanego i wróć matkę do klatki.</li>
	<li>Powtarzaj ten proces trzy razy dziennie przez 19 dni stymulacji dotykowej. Po ostatniej sesji stymulacji dotykowej w P21 młode powinny zostać odstawione od matki. Młode powinny być następnie trzymane w klatkach z 5 lub 6 innymi odsadzonymi od matki zwierzętami tej samej płci.</li>
	<li>Jeśli szczury nie są poddawane dodatkowym badaniom, należy je pozostawić w spokoju, w normalnym cyklu światło-ciemność z dostępem do jedzenia i wody ad libitm (poza regularnym czyszczeniem i obsługą klatek), aż osiągną wiek około 100 dni. W przypadku poddawania je innym manipulacjom doświadczalnym zwierzęta powinny być poddawane leczeniu lub badane zgodnie z tymi protokołami laboratoryjnymi.</li>
</ol>
2. Ofiara i barwienie Golgiego-Coxa
<ol>
	<li>W wieku około 100 lat należy podać szczurom przedawkowanie pentobarbitalu sodu we wstrzyknięciu dożylnym i wykonać perfuzję dosercową z około 100 ml 0,9% soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wyodrębnij mózgi po zakończeniu perfuzji. Usuń mózg z czaszki, przecinając nerw wzrokowy pod spodem, starając się utrzymać móżdżek w stanie nienaruszonym; Badacze mogą zdecydować o zachowaniu lub usunięciu opuszki węchowej. Umieść wyekstrahowane mózgi w nieprzezroczystej butelce Nalgene z 20 ml roztworu Golgiego-Coxa 14.</li>
	<li>Trzymaj mózgi w roztworze Golgiego-Coxa przez 14 dni. Po 14 dniach zastąp roztwór Golgiego-Coxa 30% roztworem sacharozy. Trzymaj mózgi w roztworze sacharozy przez 2-5 dni przed sekcją.</li>
</ol>
Uwaga: Jeśli mózgi nie mogą zostać podzielone na sekcje w ciągu 14 dni od przeniesienia do roztworu sacharozy, badacz musi zastąpić sacharozę nowym zapasem 30% sacharozy. Badacz może wymieniać sacharozę co dwa tygodnie przez 4 miesiące bez negatywnego wpływu na barwienie.
<ol start="4">
	<li>W celu przecięcia mózgu, mózg powinien zostać osuszony i przymocowany do etapu cięcia za pomocą kleju cyjanokrylowego. Aby zapobiec rozdarciu lub nierównemu podziałowi, badacz musi zachować ostrożność i upewnić się, że cały mózg jest mocno przymocowany do sceny.</li>
	<li>Zbiornik wibratomu musi być wypełniony 6% roztworem sacharozy do poziomu zakrywającego ostrze sekcyjne. Ustaw parametry wibratomu na prędkość i amplitudę na 5 (punkt środkowy na obu skalach). Pokrój mózg na sekcje o wielkości 200 μm i umieść je na 2% zżelowanym szkiełku mikroskopowym. Upewnij się, że sekcje są mokre w trakcie cięcia.</li>
	<li>Po zebraniu wszystkich interesujących Cię sekcji, dociśnij je do szkiełek, dociskając je zwilżonym bibulous paperem. Przechowuj szkiełka w stojaku na szkiełka w komorze wilgotnościowej, aż będą gotowe do barwienia. Powinny pozostawać w komorze wilgotnościowej przez co najmniej 12 godzin, ale nie dłużej niż 4 dni. Szkiełka muszą być wilgotne i nie powinny dopuszczać do wyschnięcia.</li>
	<li>Przygotuj pułk barwienia przed rozpoczęciem procesu barwienia. Oznacz dwanaście szklanych naczyń do barwienia (10,7 x 8,5 x 6,8 cm) i przetwórz w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Woda destylowana - 1 min</li>
		<li>Wodorotlenek amonu - 30 min (w ciemności)</li>
		<li>Woda destylowana - 1 min</li>
		<li>Kodak Fix for Film - 30 min (w ciemności)</li>
		<li>Woda destylowana - 1 min</li>
		<li>50% alkoholu - 1 min</li>
		<li>70% alkoholu - 1 min</li>
		<li>95% alkoholu - 1 min</li>
		<li>100% alkoholu - 5 min</li>
		<li>100% alkoholu - 5 min</li>
		<li>Roztwór (1/3 chloroformu, 1/3 hemody, 1/3 100% alkoholu) - 15 min</li>
		<li>HemoDe - 15 min</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
* Ksylen może być użyty zamiast HemoDe. Aby zapewnić stałą jakość barwienia, do każdego przetwarzanego stojaka na szkiełka należy stosować świeże roztwory.
<ol start="8">
	<li>Po ostatnich 15 minutach emersji w HemoDe, nakryj szkiełka za pomocą Permount.</li>
	<li>Pozostaw szkiełka do wyschnięcia na powietrzu przed badaniem pod mikroskopem.</li>
</ol>

<ol><li>Mychasiuk, R., Ilnystkyy, S., Kovalchuk, O., Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intensity+matters%3A+Brain%2C+behaviour%2C+and+the+epigenome+of+prenatally+stressed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Intensity matters: Brain, behaviour, and the epigenome of prenatally stressed rats.</a> Neuroscience. 180, 105-110 (2011).</li>
<li>Muhammad, A., Carroll, C., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+during+development+alters+dendritic+morphology+in+the+nucleus+accumbens+and+prefrontal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Stress during development alters dendritic morphology in the nucleus accumbens and prefrontal cortex.</a> Neuroscience. 216, 103-109 (2012).</li>
<li>Wiesel, T., Hubel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+visual+deprivation+on+morphology+and+physiology+of+cells+in+the+cat%27s+lateral+geniculate+body%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Effects of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body.</a> Journal of Neurophysiology. 26 (978), 6(1963).</li>
<li>Dwyer, J., McQuown, S., Leslie, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamic+effects+of+nicotine+on+the+developing+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">The dynamic effects of nicotine on the developing brain.</a> Pharmacology & Therapeutics. 122, 125-139 (2009).</li>
<li>Richards, S., Mychasiuk, R., Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactile+stimulation+during+development+alters+behaviour+and+neuroanatomical+organization+of+normal+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Tactile stimulation during development alters behaviour and neuroanatomical organization of normal rats.</a> Behavioural Brain Research. 231, 86-91 (2012).</li>
<li>Schanberg, S., Field, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+deprivation+stress+and+supplemental+stimulation+in+the+rat+pup+and+preterm+neonate%5BTitle%5D)+AND+%22Child+Development%22%5BJournal%5D)">Sensory deprivation stress and supplemental stimulation in the rat pup and preterm neonate.</a> Child Development. 58 (6), 1431-1447 (1987).</li>
<li>Caldji, C., Tannenbaum, J., Sharma, S., Francis, D., Plotsky, P., Meaney, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+care+during+infancy+regulates+the+development+of+neural+systems+mediating+the+expression+of+fearfulness+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Maternal care during infancy regulates the development of neural systems mediating the expression of fearfulness in the rat.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 95 (9), 5335-5340 (1998).</li>
<li>Imanaka, A., Morinobu, S., Toki, S., Yamamoto, S., Matsuki, A., Kozuru, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+tactile+stimulation+reverses+the+effect+of+neonatal+isolation+on+open-field+and+anxiety-like+behavior%2C+and+pain+sensitivity+in+male+and+female+adult+Sprague-Dawley+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Neonatal tactile stimulation reverses the effect of neonatal isolation on open-field and anxiety-like behavior, and pain sensitivity in male and female adult Sprague-Dawley rats.</a> Behavioural Brain Research. 186, 91-97 (2008).</li>
<li>Gibb, R., Gonzalez, C., Wegenast, W., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactile+stimulation+promotes+motor+recovery+following+cortical+injury+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Tactile stimulation promotes motor recovery following cortical injury in adult rats.</a> Behavioural Brain Research. 214 (1), 102-107 (2010).</li>
<li>Rodrigues, A., Artneni, N., Abel, C., Zylbersztejn, D., Chazan, R., Viola, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactile+stimulation+and+maternal+separation+prevent+hippocampal+damage+in+rats+submitted+to+neonatal+hypoxia-ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Tactile stimulation and maternal separation prevent hippocampal damage in rats submitted to neonatal hypoxia-ischemia.</a> Brain Research. 1002, 94-99 (2004).</li>
<li>Kolb, B., Gibb, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactile+stimulation+after+frontal+or+parietal+cortical+injury+in+infant+rats+facilitates+functional+recovery+and+produces+synaptic+changes+in+adjacent+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Tactile stimulation after frontal or parietal cortical injury in infant rats facilitates functional recovery and produces synaptic changes in adjacent cortex.</a> Behavioural Brain Research. 214, 115-120 (2010).</li>
<li>Muhammad, A., Hossain, S., Pellis, S., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tactile+stimulation+during+development+attenuates+amphetamine+sensitization+and+structurally+reorganizes+prefrontal+cortex+and+striatum+in+a+sex-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Tactile stimulation during development attenuates amphetamine sensitization and structurally reorganizes prefrontal cortex and striatum in a sex-dependent manner.</a> Behavioral Neuroscience. 125 (2), 161-174 (2011).</li>
<li>Golgi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sulla+struttura+della+sostanza+grigia+dell+cervello%5BTitle%5D)+AND+%22Gaz+Med+Lomb%22%5BJournal%5D)">Sulla struttura della sostanza grigia dell cervello.</a> Gaz Med Lomb. 33, 244-246 Forthcoming.</li>
<li>Glaser, E. M., van der Loos, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+thick+brain+sections+by+obverse-reverse+computer+microscopy%3A+Application+of+a+new%2C+high+clarity+Golgi-Nissl+stain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Analysis of thick brain sections by obverse-reverse computer microscopy: Application of a new, high clarity Golgi-Nissl stain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 4, 117-125 (1981).</li>
<li>Gibb, R., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+vibratome+sectioning+of+Golgi-Cox+stained+whole+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A method for vibratome sectioning of Golgi-Cox stained whole rat brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 79, 1-4 (1998).</li>
<li>Meaney, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+care%2C+gene+expression%2C+and+the+transmission+of+individual+differences+in+stress+reactivity+across+generations%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Maternal care, gene expression, and the transmission of individual differences in stress reactivity across generations.</a> Annual Review of Neuroscience. 24, 1161-1192 (2001).</li>
<li>Robinson, T. E., Kolb, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+plasticity+associated+with+exposure+to+drugs+of+abuse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Structural plasticity associated with exposure to drugs of abuse.</a> Neuropharmacology. 47, Suppl 1. 33-46 (2004).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mamy konkurencyjnych interesów finansowych.

Ze względu na jawną plastyczność rozwijającego się mózgu, ważne jest, aby procedury eksperymentalne obejmujące wczesne doświadczenia były dokładnie analizowane i podejmowane były próby kontrolowania wszystkich zmiennych pośrednich. Z tego powodu podczas procedury stymulacji dotykowej stosuje się projekt miotu krzyżowego, aby zapewnić, że młode otrzymują podobne doświadczenia we wszystkich innych dziedzinach rozwoju. Ponadto ważne jest również, aby do analizy wybierano wiele młodych z wielu miotów, aby uniknąć możliwości, że skutki wynikają z odchylenia w jednym szczenię lub miocie.
Uważa się, że stymulacja dotykowa naśladuje naturalnie występujące zachowanie matki, lizanie i pielęgnację, co uważa się za korzystne dla rozwoju potomstwa. Chociaż wcześniejsze badania podkreślały, że pierwszy tydzień życia (P0-P7) jest krytycznym okresem dla lizania i pielęgnacji 16, sama skala zmian zidentyfikowanych po 18 dniach stymulacji dotykowej może sugerować, że chociaż istnieją wrażliwe czasy, lepsza jest dłuższa ekspozycja. Ważne jest również, aby pamiętać, że szczenięta otrzymujące stymulację dotykową w tym eksperymentalnym paradygmacie doświadczają również lizania i pielęgnacji przez matki, stąd stymulacja dotykowa jest dodatkiem do normalnej stymulacji podawanej przez matkę. Wreszcie, trzeba być również świadomym zmian zależnych od regionu. Chociaż stymulacja dotykowa podczas rozwoju zwiększyła złożoność dendrytyczną w korze przedczołowej, nie gwarantuje to, że zmiany strukturalne tego rodzaju będą widoczne we wszystkich obszarach mózgu. Możliwe, że morfologia neuronów w innych obszarach mózgu, takich jak kora ciemieniowa, zareagowałaby w uderzająco różny sposób na to samo doświadczenie. Ponieważ jednak procedura stymulacji dotykowej jest łatwa do przeprowadzenia i nie stanowi zagrożenia dla potomstwa ani matek, może ona służyć jako cenne narzędzie w wielu badaniach naukowych mających na celu poprawę wyników rozwojowych.
Jeśli chodzi o barwienie tkanki mózgowej metodą Golgiego-Coxa, kluczowe etapy pomyślnej wizualizacji komórek nerwowych są następujące: 1) musi nastąpić odpowiednia perfuzja mózgu roztworem soli fizjologicznej. Niewłaściwa lub niewystarczająca perfuzja tkanki mózgowej powoduje artefakty naczyń krwionośnych, które utrudniają wizualizację komórek neuronalnych w labiryncie naczyń krwionośnych, jednocześnie komplikując możliwość fotografowania zabarwionych neuronów. 2) Perfundowane mózgi powinny być przechowywane w roztworze Golgiego-Coxa i roztworze sacharozy w ciemności. Przechowywanie tkanki mózgowej w ciemności zmniejsza zabarwienie tła tkanki, ponownie zwiększając szansę na udaną wizualizację wysokiej jakości komórek neuronalnych. 3) Tkanka mózgowa jest przechowywana w roztworze sacharozy po 14-dniowym przechowywaniu w roztworze Golgiego-Coxa. Gdy tkanka jest zanurzona w 30% roztworze sacharozy na 2-5 dni, mózgi są bardziej giętkie, co zapobiega pękaniu i rozrywaniu skrawków podczas cięcia. Ważne jest, aby zapobiec pozostawaniu tkanki mózgowej w roztworze sacharozy przez dłuższy czas (chyba że roztwór sacharozy jest stale zastępowany świeżym roztworem), ponieważ długotrwałe przechowywanie w sacharozie obniża jakość barwienia. 4) Na koniec, po zabarwieniu szkiełek i wsunięciu okładki, należy dać im odpowiedni czas na wyschnięcie przed wizualizacją pod mikroskopem. Jeśli szkiełka nie mogą odpowiednio wyschnąć na powietrzu, tkanka może ciemnieć, co utrudnia udaną wizualizację neuronów korowych.
Uważa się, że stabilne zmiany w funkcjonowaniu psychologicznym i reakcjach behawioralnych, które zachodzą w odpowiedzi na doświadczenia, są ułatwione przez reorganizację morfologii neuronów i połączeń synaptycznych 17. Ponieważ te zmiany strukturalne stanowią mierzalne źródło plastyczności zależnej od doświadczenia, ważne jest zastosowanie niezawodnej procedury barwienia. Ta procedura barwienia Golgiego-Coxa oparta na wibratomie zapewnia niezawodne barwienie drobnych gałęzi i kolców dendrytycznych, które mogą nie być widoczne w przypadku innych protokołów, takich jak osadzanie celoidyny. Wyjątkowość procedury Golgiego-Coxa wynika z jej zdolności do barwienia jedynie niewielkiej części elementów neuronalnych (1-10%), co pozwala na śledzenie pojedynczych neuronów na duże odległości. Pomimo faktu, że tylko niewielka część neuronów jest impregnowana barwnikiem, komórki, które stają się widoczne, zachowują wszystkie cechy, w tym ciało komórki, dendryty, kolce dendrytyczne i aksony. Co więcej, gdy procedura barwienia jest przeprowadzona prawidłowo, wybarwione komórki wyraźnie i wyraźnie wyróżniają się na przezroczystym tle, ponieważ inne struktury korowe pozostają niezabarwione i przezroczyste. Ze względu na uświadomienie sobie, że trwałe zmiany w funkcjonowaniu zewnętrznym muszą być związane z plastycznością układu nerwowego, tj . zdolnością neuronów do modyfikowania swojej struktury i łączności, procedura barwienia Golgiego-Coxa zapewnia naukowcom wiarygodną technikę wizualizacji i ilościowego określenia tej plastyczności.

Chociaż istnieje wiele zgłoszonych i wykorzystanych technik do badania negatywnych wczesnych doświadczeń związanych z dojrzewaniem mózgu, takich jak stres okołoporodowy 1,2, deprywacja sensoryczna 3 i toksyczność narkotyków 4, istnieje bardzo niewiele metodologii stosowanych do badania efektów pozytywnych doświadczeń w tym okresie. Oprócz wzbogacenia środowiska, stymulacja dotykowa jest jedną z niewielu terapii wzmacniających mózg, której efekty zostały udowodnione 5. Stymulacja dotykowa to metoda stymulacji sensorycznej skóry, która naśladuje zachowanie szczura, lizanie i pielęgnację. Jego powszechna akceptacja jako pozytywna manipulacja wynika z badań wskazujących, że stymulacja dotykowa poprawia dojrzewanie wcześniaków i nowonarodzonych szczurów 6. Ponadto badania w laboratorium Meaney 7 wykazały, że wyższy poziom lizania i pielęgnacji przez matkę wiąże się z pozytywnymi wynikami u potomstwa. Dzięki tym pozytywnym wpływom stymulacja dotykowa szybko przekształciła się w strategię leczniczą mającą na celu zmniejszenie lęku 8, poprawę wyników związanych z uszkodzeniem mózgu 9-11 i złagodzenie uczulenia na leki 12. W związku z tym stymulacja dotykowa jest cenną techniką promowania pozytywnych wczesnych doświadczeń, z udowodnioną zdolnością do radykalnej reorganizacji morfologii neuronów i połączeń synaptycznych rozwijającego się mózgu.
Aby zbadać i określić ilościowo zmiany w morfologii neuronów, konieczne jest wizualizację nienaruszonych neuronów. Procedura barwienia Golgiego-Coxa jest modyfikacją techniki Camillo Golgiego opublikowanej pod koniec XIX wieku, która zapewnia dyskretne barwienie niewielkiej liczby kompletnych neuronów. Chociaż procedura wydaje się barwić neurony losowo, a odtwarzalność jest powszechnie wymieniana jako główna wada, mały wskaźnik zapłodnienia pozwala na wizualizację całego elementu neuronalnego, w tym ciał komórkowych, dendrytów, kolców dendrytycznych i aksonów. Podobnie, czas potrzebny do zapłodnienia danego mózgu roztworem Golgiego był również wymieniany jako upadek. Biorąc jednak pod uwagę, że po całkowitym barwieniu tkanka może być przechowywana w nieskończoność, a czas między perfuzją mózgu a wizualizacją neuronów za pomocą mikroskopu może trwać mniej niż 21 dni, okres ten nie jest nierozsądny. Ponadto, przy niewielkich modyfikacjach protokołu, barwienie Golgiego-Coxa może być skutecznie stosowane do impregnacji mózgów gryzoni ze wszystkich grup wiekowych. Ponieważ zmiany na poziomie strukturalnym zostały powiązane z trwałymi modyfikacjami funkcjonowania behawioralnego i psychologicznego, technika barwienia Golgiego-Coxa dostarcza naukowcom cennego narzędzia do pomiaru neuroplastyczności.

<table><tbody><tr><td>Dwuchromian potasu</td><td>Fisher</td><td>P188</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek rtęci</td><td>Fisher</td><td>M1561</td><td></td></tr><tr><td>Chromian potasu</td><td>Fisher</td><td>P220</td><td></td></tr><tr><td>Wodorotlenek amonu</td><td>Fisher</td><td>A669-500</td><td></td></tr><tr><td>Kodak Rapid Fix</td><td>Vistek</td><td>Kodak 146 4016</td><td></td></tr><tr><td>EtOH-95 & Bezwodne</td><td>alkohole komercyjne</td><td>Brak numerów kotów</td><td>Wszystkie inne Et-OH są rozcieńczeniami</td></tr><tr><td>Swiffers- Soft Feather-Like Dusters</td><td>Safeway</td><td></td><td>Można znaleźć w większości sklepów spożywczych</td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-9378</td><td></td></tr><tr><td>HemoDe</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences</td><td>23410</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka Permount</td><td>Fisher</td><td>Sp15</td><td></td></tr><tr><td></td><td>VWR</td><td>160004-365</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka nakrywkowe</td><td>VWR</td><td>062011-9</td><td></td></tr></tbody></table>

wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytyczną i łączność synaptyczną za pomocą barwienia golgiego-coxa

Visualizing the Effects of a Positive Early Experience, Tactile Stimulation, on Dendritic Morphology and Synaptic Connectivity with Golgi-Cox Staining

Aby generować długoterminowe zmiany w zachowaniu, doświadczenia muszą powodować stabilne zmiany w morfologii neuronów i łączności synaptycznej. Stymulacja dotykowa to pozytywne wczesne doświadczenie, które naśladuje lizanie i pielęgnację matki u szczura. Wystawienie szczeniąt szczurów na to pozytywne doświadczenie można łatwo i tanio przeprowadzić przy użyciu łatwo dostępnych materiałów, takich jak domowy odkurzacz. W przypadku miotu krzyżowego młode są głaskane lub pozostawiane w spokoju przez 15 minut, trzy razy dziennie przez cały okres okołoporodowy. Aby zmierzyć zmiany neuroplastyczne związane z tym pozytywnym wczesnym doświadczeniem, stosuje się barwienie tkanki mózgowej metodą Golgiego-Coxa. Ze względu na fakt, że impregnacja Golgiego-Coxa barwi dyskretną liczbę neuronów, a nie wszystkie komórki, barwienie mózgu gryzonia roztworem Golgiego-Coxa pozwala na wizualizację całych elementów neuronalnych, w tym ciała komórki, dendrytów, aksonów i kolców dendrytycznych. Procedura barwienia trwa kilka dni i wymaga od badacza zwrócenia szczególnej uwagi na szczegóły. Jednak po zakończeniu barwienia cały mózg został zaimpregnowany i może być zachowany w nieskończoność do ciągłej analizy. Dlatego barwienie Golgiego-Coxa jest cennym źródłem do badania plastyczności zależnej od doświadczenia.

Przy prawidłowym przeprowadzeniu procedury barwienia uzyskuje się spójne i jednorodne barwienie dendrytów oraz kolców. Przedstawienie barwienia neuronów metodą Golgi-Cox znajduje się na Rysunku 1. Procedura ta pozwala uzyskać barwienie porównywalne z nowo opracowanymi metodami in vitro i może umożliwić wizualizację pól dendrytycznych, które pozostają niezakłócone po zatopieniu tkanki. Stwierdzono, że technika barwienia Golgi-Cox z wykorzystaniem wibratomu zapewnia bardziej rozległe barwienie gałęzi końcowych i neuronów piramidowych niż barwienie tkanki zatopionej w celloidynie i przekrojonej w kriotomie15. Ponadto, ponieważ ta metoda barwienia impregnuje cały mózg, wszystkie przekroje mogą być analizowane natychmiast lub w przyszłości. Ponieważ lokalizacja zmian morfologicznych nie zawsze jest oczywista podczas formułowania pierwotnej hipotezy, proces ten pozwala na badanie dodatkowych obszarów mózgu i zapobiega utylizacji tkanki, która może okazać się przydatna w przyszłości.
Tę metodę barwienia można stosować do niezawodnego barwienia mózgów szczurów w każdym wieku (od P0 do wieku podeszłego). Jednak w przypadku barwienia młodych mózgów (&lt;1 gram), mózg powinien pozostawać w roztworze Golgi-Cox przez 6 dni, a nie przez 14 dni zalecanych dla mózgów dorosłych; wszystkie pozostałe procedury pozostają bez zmian. Główną trudnością, z jaką można się spotkać podczas procesu barwienia metodą Golgi-Cox, jest niemożność uzyskania wysokiej jakości barwienia centralnych obszarów mózgu, w tym wzgórza. Ponieważ cały mózg jest impregnowany jednocześnie, obszary centralne mogą nie otrzymać optymalnych stężeń barwnika. Pomimo tego, technika Golgi-Cox pozwala uzyskać wyjątkowe barwienie obszarów podkorowych, takich jak hipokamp i prążkowie. Ostatnim ograniczeniem procedury jest niepełne usunięcie krwi z mózgu podczas procesu perfuzji. Krew może powodować powstawanie artefaktów w tkance mózgowej, co utrudnia fotografowanie i śledzenie neuronów.
Techniki barwienia metodą Golgi-Cox pozwalają na wiarygodny pomiar morfologii dendrytów i neuroanatomii, co jest użyteczne w szerokim zakresie badań mających na celu analizę zmian na poziomie neuronalnym. Podczas badania struktury neuronów w korze przedczołowej po stymulacji dotykowej w wczesnym okresie ponatalnym, barwienie metodą Golgi-Cox ujawniło gwałtowny wzrost złożoności dendrytów. Zmiany anatomiczne związane z wczesną stymulacją dotykową można zademonstrować wizualnie, porównując gęstość kolców neuronów piramidowych szczura z grupy kontrolnej z neuronami piramidowymi szczura poddanego stymulacji dotykowej (patrz Rycina 1). Ponadto można obliczyć i poddać analizie statystycznej parametry takie jak arboryzacja dendrytyczna, długość dendrytów oraz gęstość kolców, aby uzyskać ciągłe dane, które można porównać między zwierzętami. W celu uzyskania wiarygodnych wyników analizę należy przeprowadzić na minimum trzech zwierzętach w każdej grupie badawczej, a dla każdego analizowanego regionu mózgu należy losowo wybrać około pięciu neuronów na półkulę. Rycina 2 przedstawia złożoność dendrytów (kolce/μm x μm dendrytu) u zwierząt, które otrzymały stymulację dotykową oraz u zwierząt, które jej nie otrzymały. Zarówno w polach apikalnych, jak i bazalnych neuronów analizowanych w mPFC (Cg3), stymulacja dotykowa doprowadziła do proliferacji parametrów neuronalnych.
<img alt="Schemat dendrytu neuronalnego ze szczegółami kolców dendrytycznych, istotny dla badań nad łącznością synaptyczną." src="/files/ftp_upload/50694/50694fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. A. Reprezentatywne zdjęcie neuronu piramidowego z warstwy III obszaru Cg3 szczura, który otrzymywał stymulację dotykową podczas rozwoju, barwionego metodą Golgi-Cox. B. Reprezentatywne powiększone (1,000X) zdjęcie kolców dendrytycznych na dendrytach końcowych w polu bazalnym Cg3; jaśniejszy obraz po lewej stronie przedstawia szczura z grupy kontrolnej, a ciemniejszy obraz po prawej stronie szczura, który otrzymał stymulację dotykową.
<img alt="Wykres złożoności dendrytów; wykres słupkowy porównujący dendryty apikalne i bazalne w obszarze Cg3 podczas stymulacji dotykowej." src="/files/ftp_upload/50694/50694fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Ilustracyjne przedstawienie średniej złożoności dendrytów apikalnych i bazalnych (kolce/μm x μm) dla neuronów w obszarze Cg3 u dorosłych szczurów, które otrzymały stymulację dotykową podczas rozwoju lub jej nie otrzymały (*p &lt;0,01).

Ten artykuł opisuje procedury stymulacji dotykowej szczeniąt szczurów i późniejszego barwienia morfologii neuronów metodą Golgiego-Coxa. Stymulacja dotykowa to pozytywne doświadczenie, które podaje się w okresie okołoporodowym poprzez głaskanie szczeniąt domowym miotełkiem do kurzu. Barwienie metodą Golgiego-Coxa jest niezawodną procedurą pozwalającą na wizualizację całych neuronów.

Wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytyczną i łączność synaptyczną za pomocą barwienia Golgiego-Coxa

To generate longer-term changes in behavior, experiences must be producing stable changes in neuronal morphology and synaptic connectivity. Tactile ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykorzystanie technik barwienia złotem G Cox w celu wizualizacji zmian morfologicznych w neuronach następujących po stymulacji dotykowej we wczesnym okresie życia. Cel ten realizuje się poprzez trzykrotne codzienne poddawanie zwierząt stymulacji dotykowej od trzeciego do dwudziestego pierwszego dnia po urodzeniu. Drugim krokiem jest perfuzja zwierząt po osiągnięciu przez nie wieku badanego oraz przechowywanie ich mózgów w roztworze Goldy cos.Następnie mózgi są przecinane za pomocą Aome. Ostatnim krokiem jest impregnacja mózgów z wykorzystaniem techniki podwójnego barwienia GOGI. Ostatecznie procedura GOGI służy do wizualizacji pojedynczych neuronów, co umożliwia analizę zmian morfologicznych.Zaletą techniki Goy Cox jest to, że pozwala ona na ilościowe określenie struktury neuronów i powiązanie tych danych z efektami behawioralnymi. Zastosowania tej techniki obejmują zaburzenia rozwojowe, ponieważ wykazano, że stymulacja dotykowa jest skuteczna w regeneracji zarówno behawioralnej, jak i anatomicznej w przebiegu tych zaburzeń. Choć metoda ta umożliwia wgląd w neuroanatomię szczurów, może być ona również zastosowana w odniesieniu do innych organizmów modelowych oraz ludzkiej tkanki mózgowej.Aby pomóc nam w pogłębieniu zrozumienia plastyczności zależnej od doświadczenia, zwierzęta są utrzymywane w 12-godzinnym cyklu światła i ciemności z wolnym dostępem do pożywienia i wody po narodzinach. Każda samica szczura jest kwaterowana indywidualnie z potomstwem. Aby uniknąć dodatkowego stresu związanego z manipulacją, szczenięta otrzymują stymulację dotykową poczynając od trzeciego dnia po urodzeniu (P3).Po zważeniu szczeniąt przed poranną sesją stymulacji dotykowej, przenieś szczenięta w ich klatkach macierzystych do oddzielnego pomieszczenia testowego. Umieść klatkę macierzystą na podkładce grzewczej ustawionej na 24 °C. Gdy nadejdzie czas stymulacji dotykowej, usuń matki z klatki macierzystej i umieść je w klatce tymczasowej z jedzeniem i wodą.Samicę i tymczasową klatkę należy pozostawić w pomieszczeniu hodowlanym. Następnie należy użyć sztywnej płytki, aby podzielić klatkę domową na dwie połowy. Po tym randomly przydzielić połowę szczeniąt z każdego miotu do stymulacji dotykowej, podczas gdy pozostała połowa będzie służyć jako grupa kontrolna.Oznacz tylne łapy i ogony szczeniąt markerem permanentnym, aby odróżnić grupy, a następnie umieść szczenięta z grupy stymulacji dotykowej po jednej stronie klatki, a szczenięta z grupy kontrolnej po drugiej. Ustaw czasomierz na 15 minut i użyj miękkiego, pierzastego pędzla. Szczotkuj wszystkie szczenięta z grupy stymulacji dotykowej jednocześnie przez 15 kolejnych minut.Młode szcząta zazwyczaj tulą się do siebie i zdają się wchodzić w głęboki cykl snu, co znacznie ułatwia jednoczesną stymulację wszystkich młodych. Wraz z wiekiem szcząta stają się bardziej aktywne, a niektóre z nich zaczynają chodzić i badać otoczenie. W trakcie sesji należy przenosić wszelkie oddalające się szcząta z powrotem do grupy, aby zapewnić każdemu z nich równą stymulację.Po 15 minutach stymulacji dotykowej należy umieścić matkę z powrotem w klatce i przetransportować ją do pomieszczenia hodowlanego. Proces ten powtarza się trzy razy dziennie. Przez 19 dni po ostatniej sesji stymulacji dotykowej odsadza się młode od matek. Młode są kwaterowane w klatkach z pięcioma lub sześcioma innymi odsadzonymi zwierzętami tej samej płci; szczury pozostawia się bez ingerencji w standardowych warunkach bytowania, aż do osiągnięcia wieku badanego.Próbki pobiera się, gdy zwierzęta osiągną wiek 100 dni. Po eutanazji i perfuzji wewnątrzsercowej wyodrębnia się mózg, dbając o to, aby móżdżek pozostał nienaruszony.Umieścić mózgi w nieprzezroczystej butelce Nalgene wypełnionej 20 mililitrami roztworu Goldy Coxa, w której powinny pozostawać przez 14 dni. Po 14 dniach zastąpić roztwór 30% roztworem sacharozy. Przechowywać mózgi w roztworze sacharozy od dwóch do pięciu dni przed przystąpieniem do sekcjonowania.Osusz mózg przed przymocowaniem go do stolika do sekcjonowania za pomocą akrylowego kleju Sano, aby zapobiec rozdarciom lub nierównemu cięciu; upewnij się, że cały mózg jest stabilnie przymocowany do stolika. Następnie napełnij zbiornik Vibram 6% roztworem sacharozy, aż zakryje on ostrze sekcjonujące. Ustaw prędkość i amplitudę urządzenia Vibram na wartość pięć.Przetnij mózg na sekcje o grubości 200 micron i umieść je na szkiełku mikroskopowym z 2% żelatyną. Podczas procesu sekcjonowania należy dopilnować, aby sekcje pozostawały wilgotne, aż do momentu zebrania wszystkich interesujących nas fragmentów. Przyciśnij sekcje do szkiełek, wywierając nacisk za pomocą zwilżonego papieru zakładowego.Umieść preparaty w statywie do szkiełek i przechowuj je w komorze wilgotności przez co najmniej 12 godzin, ale nie dłużej niż cztery dni. Aby rozpocząć procedurę barwienia, opisz i przygotuj 12 szklanych kuwet do barwienia. W pierwszej kolejności zanurz preparaty w wodzie destylowanej na jedną minutę.Następnie należy umieścić preparaty w wodorotlenku amonu i przechowywać je w ciemności przez 30 minut. Po dodatkowej minucie w wodzie destylowanej preparaty umieszcza się w utrwalaczu Kodak Fix na 30 minut, chroniąc je przed światłem. Przed odwodnieniem w serii roztworów alkoholu o rosnącym stężeniu, preparaty należy ponownie przepłukać w wodzie destylowanej.Po ostatnim przemyciu alkoholem umieść preparaty w roztworze jednej trzeciej na 15 minut. Na koniec umieść preparaty w Hemo D na 15 minut. Po zakończeniu użyj środka Paramount do nałożenia szkiełek nakrywkowych na preparaty i pozostaw je do wyschnięcia przed badaniem pod mikroskopem.Oto reprezentacyjne zdjęcie neuronu parametacyjnego w mózgu szczura, który otrzymał stymulację dotykową podczas rozwoju, barwionego metodą Golgiego-Coxa. Powiększone zdjęcie przedstawia kolce dendrytyczne na dendrytach końcowych. Jaśniejszy obraz po lewej stronie pochodzi od szczura z grupy kontrolnej, a ciemniejszy obraz pochodzi od szczura, który został poddany stymulacji dotykowej.Wykres ten przedstawia średnią złożoność dendrytów apikalnych i bazalnych neuronów w obszarze CG trzech u dorosłych szczurów, które w okresie rozwoju otrzymały stymulację dotykową lub nie. Stosując tę procedurę, zyskujemy tę korzyść, że w przypadku chęci postawienia dodatkowych pytań badawczych, dzięki zabarwieniu całego mózgu, możemy powrócić do tej samej tkanki mózgowej, aby na nie odpowiedzieć. Opracowując te techniki, utorowaliśmy drogę badaczom do zbadania użyteczności stymulacji dotykowej jako terapii w leczeniu urazów głowy lub innych form uszkodzeń neurologicznych po ich wystąpieniu.Technika ta utorowała drogę badaczom w dziedzinie neuronauki do zbadania jej potencjału w leczeniu urazów mózgu oraz zaburzeń rozwojowych. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak zapewnić młodym szczurom wzbogacające doświadczenie stymulacji dotykowej, a także poznać metodę wizualizacji poszczególnych neuronów i synaps.

visualizing-effects-positive-early-experience-tactile-stimulation-on

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytów i łączność synaptyczną za pomocą barwienia Golgiego-Cox

Liczne niedawne badania zidentyfikowały mutacje w białkach synaptycznych powiązanych z patologiami mózgu. Pierwotne hodowle neuronów korowych zapewniają dużą elastyczność w badaniu wpływu tych białek związanych z chorobami na morfologię i ruchliwość kolców dendrytycznych.

Analiza morfologii kolców dendrytycznych w hodowlanych neuronach OUN

Opisujemy dwie metody wizualizacji i kwantyfikacji arboryzacji dendrytycznej w hipokampie modeli mysich: obrazowanie w czasie rzeczywistym i rozszerzoną głębię ostrości. Podczas gdy pierwsza metoda pozwala na zaawansowane śledzenie topograficzne i ilościowe określenie zakresu rozgałęzień, druga pozwala na szybką wizualizację drzewa dendrytycznego.

Ocena arboryzacji dendrytycznej w zakręcie zębatym okolicy hipokampa u myszy

Ten film pokazuje procedurę kraniotomii, która umożliwia przewlekłe obrazowanie neuronów w korze zaśledziony myszy za pomocą mikroskopii dwufotonowej in vivo w linii transgenicznej Thy1-GFP. Podejście to łączy się z wstrzyknięciem do grzbietowego hipokampa wirusa związanego z ekspresją mCherry. Techniki te pozwalają na długoterminowe monitorowanie plastyczności strukturalnej zależnej od doświadczenia w RSC.

Jednoczesne dwufotonowe obrazowanie in vivo wejść synaptycznych i celów postsynaptycznych w korze zaśledzinowej myszy

Przedstawiamy protokół do użycia metody barwienia Golgiego-Coxa w grubych fragmentach mózgu, w celu wizualizacji neuronów z długimi drzewami dendrytycznymi zawartymi w pojedynczych próbkach tkanek. Przedstawiono również dwa warianty tego protokołu, które obejmują barwienie przeciwstawne fioletem krezylowym i zamrażanie nieprzetworzonych mózgów w celu długotrwałego przechowywania.

Obrazowanie neuronów w grubych sekcjach mózgu metodą Golgiego-Coxa

Tutaj prezentujemy szczegółowo protokół Golgi-Cox. Ta niezawodna metoda barwienia tkanek pozwala na wysokiej jakości ocenę cytoarchitektury w hipokampie i w całym mózgu, przy minimalnym rozwiązywaniu problemów.

Ocena złożoności dendrytycznej hipokampa u starszych myszy przy użyciu metody Golgiego-Coxa

Ten protokół opisuje metodę jednoczesnego obrazowania rozgałęzień aksonów wzgórza i tworzenia synaps w organotypowych kokulturach wzgórza i kory mózgowej. Poszczególne aksony wzgórzowo-korowe i ich zakończenia presynaptyczne są wizualizowane za pomocą techniki elektroporacji pojedynczej komórki z synaptofizyną znakowaną DsRed i GFP.

Wizualizacja rozgałęzień aksonów wzgórzowo-korowych i tworzenia synaps w kokulturach organotypowych

Połączenie transmisyjnej mikroskopii elektronowej i transdukcji in utero jest potężnym podejściem do badania zmian morfologicznych w ultrastrukturze układu nerwowego podczas rozwoju. Ta połączona metoda pozwala na dogłębny wgląd w zmiany w szczegółach strukturalnych leżących u podstaw neuroplastyczności w odniesieniu do ich reprezentacji topograficznej.

Ocena ultrastrukturalnych parametrów neuroplastyczności po transdukcji in utero rozwijającego się mózgu myszy i rdzenia kręgowego

Tutaj opisujemy metodę wizualizacji synaptogenezy ziarnistych neuronów w móżdżku myszy w trakcie poporodowego rozwoju mózgu, kiedy te komórki udoskonalają swoje struktury synaptyczne i tworzą synapsy, aby zintegrować się z ogólnym obwodem mózgu.

Wykorzystanie elektroporacji poporodowej in vivo do badania morfologii neuronów ziarnistych móżdżku i rozwoju synaps

Protokół opisuje modyfikację szybkiej metody Golgiego, która może być dostosowana do dowolnej części układu nerwowego, do barwienia neuronów w hipokampie i przyśrodkowej korze przedczołowej szczura.

Szybkie barwienie Golgiego do wizualizacji dendrytycznego kręgosłupa w hipokampie i korze przedczołowej

Opisujemy tutaj metody indukowania i analizowania zależnej od doświadczenia węchowego przebudowy synaptycznych kłębuszków nerkowych płata czułkowego w mózgu młodocianych Drosophila.

Zależna od doświadczenia przebudowa połączeń synaptycznych neuronów czuciowych młodzieńczych neuronów czuciowych we wczesnym okresie życia

Poznaj metodę barwienia Golgiego-Coxa do wizualizacji zmian morfologicznych neuronów u szczurów po wczesnej stymulacji dotykowej. Technika ta pozwala analizować złożoność dendrytyczną i korelować strukturę z wynikami behawioralnymi.

Wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytyczną i łączność synaptyczną za pomocą barwienia Golgiego-Coxa (Wideo) | JoVE Journal

Wizualizacja wpływu pozytywnego wczesnego doświadczenia, stymulacji dotykowej, na morfologię dendrytyczną i łączność synaptyczną za pomocą barwienia Golgiego-Coxa

Przeglądaj więcej filmów