Elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne pochodzące ze ścieków: wzrost, utrzymanie i podstawowa charakterystyka

Ogólnym celem tej procedury jest wyhodowanie anodowego elektroaktywnego biofilmu mikrobiologicznego z inokulatury ściekowej oraz scharakteryzowanie jego właściwości bio elektrokatalitycznych. Osiąga się to poprzez uprzednie ustawienie, zaszczepienie i uruchomienie potencjalnego, sterowanego statycznie bioelektrochemicznego reaktora wsadowego. Drugim krokiem jest monitorowanie bieżącej produkcji za pomocą Krono Pyrometry.

Następnie, po wyczerpaniu substratu, pożywka jest regularnie wymieniana, aż do osiągnięcia powtarzalnej maksymalnej gęstości prądu, co stanowi tworzenie biofilmu w stanie ustalonym. Ostatnim krokiem jest zbadanie zewnątrzkomórkowego transferu elektronów bakterii elektroaktywnych za pomocą cyklicznej telemetrii vol w czasie obecności i braku substratu. Ostatecznie analiza danych dostarcza fundamentalnych informacji na temat termodynamiki przenoszenia elektronów przez drobnoustroje i pozwala na określenie formalnego potencjału możliwych i rzeczywistych zewnątrzkomórkowych miejsc transferu elektronów.

Główną zaletą tej techniki jest to, że można uzyskać bezpośredni wgląd w transfer elektronów między mikroorganizmami a elektrodami stałymi, a tym samym uzyskać podstawowe informacje na temat zewnątrzkomórkowego transferu elektronów drobnoustrojów. Ogólnie rzecz biorąc, osoby nowe w tej metodzie będą miały problemy z właściwym doborem parametrów i prawidłową interpretacją pochodnego wykresu. Podczas pozyskiwania i analizy danych można popełnić poważne błędy.

Przed rozpoczęciem tej procedury należy przygotować odpowiednią ilość pożywki wzrostowej za pomocą buforu fosforanowego, w tym dalszych składników odżywczych zgodnie z poniższym odniesieniem. Użyj 10 milimolów octanu sodu jako substratu. Dodać jeden mililitr ścieków pierwotnych na 20 mililitrów wzrostu, pożywkę jako inokulum.

Następnie włóż igłę do podłoża i przepłucz ją azotem przez co najmniej pół godziny. Aby odpowietrzyć go podczas przepłukiwania azotem, zmierz rozmiar elektrody dla konfiguracji trzech elektrod. Włóż elektrodę roboczą, przeciwelektrodę i elektrodę odniesienia do zmodyfikowanej kolby z czterema szyjkami i okrągłym dnem o pojemności 250 mililitrów za pomocą silikonowych zatyczek.

Owiń silikonowe zatyczki paraformem, aby uszczelnić system podczas płukania azotem. Wlać 250 mililitrów mieszaniny pożywki wzrostowej i inokulum przez port pobierania próbek do reaktora. Zamknąć port pobierania próbek silikonową zatyczką i szczelnie zamknąć go perfilem.

Umieść naczynie w komorze o kontrolowanej temperaturze 35 stopni Celsjusza, aby zapewnić stałe warunki środowiskowe. Następnie podłącz elektrody do odpowiednich statystyki potencjału. Otwórz oprogramowanie, aby kontrolować potencjalną statystykę i wybierz technikę.

Chronopirometria. Ustaw elektrodę roboczą na stały potencjał 0,2 V na czas 500 godzin, nagrywając co 600 sekund, a następnie uruchom pirometrię chronograficzną i obserwuj wykres mierzonego prądu w czasie. Po obliczeniu preferencyjnych gęstości prądu należy wykreślić zmierzoną gęstość prądu w funkcji czasu.

Gdy prąd utleniający osiągnie plateau i powróci do prądu zerowego, wstrzymaj pomiar metryczny chrono amper w celu wymiany medium. Dlatego przenieś naczynie do skrzynki z przepływem laminarnym i przepłucz układ azotem. Ostrożnie rozładować pożywkę i po uzupełnieniu pożywki uzupełnić świeżą, odpowietrzoną pożywką.

Zamknąć port pobierania próbek i uszczelnić go paraformem. Powtarzaj poprzednie kroki, aż maksymalny prąd utleniania osiągnie stan ustalony Po każdym cyklu wzrostu pobrać jednomililitrową próbkę świeżych i wymienianych roztworów pożywki do analizy substratu za pomocą HPLC. Aby zbadać zewnątrzkomórkowy transfer elektronów, wybierz technikę cyklicznej telemetrii vol w oprogramowaniu do kontroli statystyk potencjałów.

Następnie ustaw początkowy potencjał EI elektrody roboczej na minus 0,5 V w stosunku do elektrody odniesienia, potencjał wierzchołkowy E od jednego do 0,3 wolta, a potencjał końcowy E od dwóch do minus 0,5 wolta. Użyj szybkości skanowania wynoszącej jeden miliwolt na sekundę. Rozpocznij eksperyment i zapisz co najmniej trzy cykle, aby uzyskać powtarzalne CV.

Po obliczeniu preferencyjnych gęstości prądu należy wykreślić zmierzoną gęstość prądu w funkcji potencjału elektrody roboczej. Na podstawie pomiarów metrycznych chronoamper można zmierzyć maksymalną gęstość prądu i sprawność Kuli. Pokazana tutaj jest typowa chronometryczna krzywa wzrostu biofilmu składająca się z kilku cykli wzrostu przy użyciu zasilanego reaktora wsadowego.

Po początkowej fazie opóźnienia rozpoczyna się pierwsza maksymalna gęstość prądu, a następnie prąd spada do prawie zera przepływu prądu z powodu zubożenia substratu. Po uzupełnieniu substratu. Gęstość prądu ponownie wzrasta wraz z wyższą maksymalną gęstością prądu.

Po kilku cyklach wzrostu maksymalna gęstość prądu jest stała, co wskazuje na tworzenie się biofilmu w stanie ustalonym. Jako maksimum stanu ustalonego. Aktualna wartość gęstości zależy od kilku parametrów.

Jest często uważany za cechę charakterystyczną elektroaktywnych systemów elektrod biofilmu mikrobiologicznego. Drugą cechą operacyjną jest sprawność omiczna, która jest liczbą elektronów rejestrowaną jako przepływ prądu elektrycznego na zasilany cykl wsadowy w stosunku do teoretycznej maksymalnej liczby elektronów. Zobacz protokół tekstowy, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat obliczania wydajności połączenia, przepływu prądu elektrycznego i teoretycznej maksymalnej liczby pokazanych elektronów.

Oto typowe CV dla warunków niezwiązanych z rotacją. Przy dużej szybkości skanowania obrazowane jest CV biofilmu dla dużych szybkości skanowania, w którym można zidentyfikować tylko jedną parę pików, a tym samym jeden formalny potencjalny EF. Tu. Ogólnie rzecz biorąc, potencjał formalny pary redoks można obliczyć na podstawie potencjału szczytowego piku utleniania EPA i piku redukcji odpowiedniego rodzaju EPC.

Tworząc średnią arytmetyczną, zapoznaj się z protokołem tekstowym, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat obliczania potencjału formalnego. Po zastosowaniu wystarczająco niskiej szybkości skanowania do identycznego biofilmu można zidentyfikować do czterech par redoks. Jednak CV bez obrotu pokazuje wszystkie związki aktywne redoks tylko na elektrodzie, a tym samym EF możliwych zewnątrzkomórkowych miejsc transferu elektronów.

Tylko analiza CV obrotu zapewnia EF rzeczywistych witryn EET podczas dalszej analizy CV bez obrotu. Można analizować inne charakterystyczne parametry, takie jak separacja pików, maksymalny prąd szczytowy i minimalna szczytowa gęstość prądu. Parametry te, zwłaszcza gdy są rejestrowane dla różnych szybkości skanowania, mogą być wykorzystywane do analiz mechanistycznych i kinetycznych procesów przenoszenia elektronów na elektrodach.

Jednak ta analiza kinetyczna, która jest dobrze znana dla systemów chemicznych, nie jest prosta dla elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych. Wykonując pomiar CV w obecności substratu, uzyskuje się CV obrotu. Po wykreśleniu danych obserwuje się typową krzywą bioelektrokatalityczną w kształcie litery S.

Podczas dalszej analizy danych, maksimum pierwszej pochodnej lub punkt przegięcia krzywej zapewnia formalny potencjał EF rzeczywistych miejsc EET. W przypadku cienkiego biofilmu zdominowanego przez współczynnik geobacter można zaobserwować dwa punkty przegięcia. Następnie pochodna wykazuje dwa maksima odpowiadające potencjałowi formalnemu bio elektrokatalitycznych aktywnych miejsc EET, które są oznaczone odpowiednio jako EF dwa i EF trzy.

Odkrycie to pokazuje również, że procesy redoks związane z potencjałami formalnymi EF jeden i EF 4 nie są związane z bioelektrolizą. W miarę jak biofilm rośnie i staje się grubszy, CV pokazuje tylko jeden punkt przegięcia. Ten formalny potencjał EEF ujemny 0,32 wolta w porównaniu ze srebrem, chlorek srebra jest w przybliżeniu równy średniej arytmetycznej dwóch formalnych potencjałów przypisanych do EET cienkiego biofilmu.

Wynik ten pokazuje, że fundamentalna analiza CV dostarcza wglądu w termodynamikę EET w szybki i nieinwazyjny sposób. Po opanowaniu technika ta może być łatwo dostosowana do różnych systemów zainteresowania i w zależności od danych pozwala na różną głębokość analizy danych, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Postępując zgodnie z tą procedurą i ucząc się podstaw geometrii biofilmu mikrobiologicznego, można łatwo nauczyć się innych metod, takich jak telemetria fal prostokątnych lub elektrochemiczna spektroskopia impedancji, a także dogłębnej analizy danych.