Name: Elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne pochodzące ze ścieków: wzrost, utrzymanie i podstawowa charakterystyka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Poznaj metodę hodowli elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych ze ścieków w reaktorze fed-batch. Charakteryzuj ich właściwości bioelektrokatalityczne za pomocą woltamperometrii cyklicznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

F.H. dziękuje za wsparcie ze strony BMBF (Nagroda Badawcza "Procesy biotechnologiczne nowej generacji - Biotechnologia 2020+") oraz Helmholtz-Association (Young Investigators Group).

Ponieważ procedura wyboru w bioelektrochemicznym reaktorze wsadowym jest bardzo specyficzna ze względu na wybór substratu i warunków beztlenowych, praca w sterylnych warunkach nie jest konieczna dla pokazanego przykładu.
1. Przygotowanie podłoża wzrostowego
<ol>
	<li>Przygotować odpowiednią ilość pożywki wzrostowej, używając buforu fosforanowego zgodnie z Kimem i wsp.13 (zob. tabela 1). W tym przypadku octan sodu (10 mM) służy jako substrat. Pożywka wzrostowa użyta w tym artykule jest tylko jednym z przykładów i w zależności od celu eksperymentalnego może różnić się swoimi składnikami.</li>
	<li>Dodać 1 ml ścieków pierwotnych na 20 ml pożywki wzrostowej jako inokulum. Próbka ścieków jest pobierana z komunalnej oczyszczalni ścieków po filtracji mechanicznej (patrz np. rysunek 2) i może być przechowywana do trzech miesięcy do momentu zużycia w zamkniętym pojemniku w temperaturze 4 °C. 
	(Uwaga: W zależności od celu eksperymentu dokładna początkowa liczba komórek może być ważna, a następnie powinna zostać określona. W pokazanym przykładzie początkowa liczba komórek nie jest ważna, ponieważ biofilm osiąga warunki stanu ustalonego).</li>
	<li>Przepłukiwać pożywkę, w tym inokulum, azotem przez co najmniej 30 minut, aby je odpowietrzeć, poprzez włożenie igły do pożywki i włączenie strumienia azotu. Strumień powinien być na tyle silny, aby można było zaobserwować całkowite wymieszanie pożywki. 
	(Uwaga: W zależności od objętości pożywki należy nawet rozważyć wydłużenie czasu odpowietrzania. Podczas ustawiania odgazowywania reaktor zasilany (kroki 2.1-2.2))</li>
</ol>
2. Konfiguracja reaktora wsadowego zasilanego
<ol>
	<li>Weź odpowiednie naczynie reaktora - tutaj stosuje się zmodyfikowaną kolbę okrągłodenną o pojemności 250 ml z 4 szyjkami. 
	(Uwaga: Ogólnie rzecz biorąc, naczynie powinno mieć co najmniej cztery wloty. Są one niezbędne dla trzech elektrod oraz do pobierania próbek/wymiany mediów. Wytwarzane objętości gazu można pominąć, gdy reaktor jest regularnie otwierany z powodu pobierania próbek lub zmiany medium, alternatywnie należy zainstalować licznik pęcherzyków. Aby uniknąć niepożądanego wzrostu fototropowego, reaktory powinny być osłonięte przed bezpośrednim naświetleniem.)</li>
	<li>W przypadku konfiguracji z trzema elektrodami (szczegóły na rysunku 3 i w sekcji 3) należy umieścić elektrodę odniesienia (RE) (tutaj Ag/AgCl, sat. KCl, 0,197 V w porównaniu z SHE), elektrodę roboczą (WE) i przeciwelektrodę (CE) w kolbie przez indywidualne wloty za pomocą silikonowych zatyczek – szczelnie uszczelnić. 
	(Uwaga: Jako WE i CE stosuje się pręty grafitowe. Drut elektrod jest przeciągany przez silikonową wtyczkę i mocowany na zewnątrz. Elektroda referencyjna jest wprowadzana przez silikonową zatyczkę przez wywiercony otwór. Aby uniknąć zwarć, upewnij się, że elektrody nie stykają się fizycznie, nawet podczas mieszania lub recyrkulacji mediów. Umieść elektrody tak, aby były całkowicie pokryte roztworem medium. W celu uszczelnienia owiń silikonową zatyczkę każdego wlotu Parafilm.)</li>
	<li>Wlać pożywkę wzrostową wraz z inokulum (w tym przypadku 250 ml) przez otwór do pobierania próbek do reaktora, przepłukując go azotem.</li>
	<li>Zamknij ostatni wlot silikonową zatyczką i szczelnie go uszczelnij. Uwaga: Śladowe ilości tlenu nie zaszkodzą biofilmom mieszanych gatunków. Są w stanie wytrzymać, a nawet zużywać niski poziom tlenu, co z kolei może obniżyć CE.</li>
</ol>
3. Chronoamperometryczny wzrost biofilmu
<ol>
	<li>Podłącz elektrody do odpowiednich potencjostatu. Umieść naczynie w komorze o kontrolowanej temperaturze, tutaj stosuje się 35 °C31, w celu zapewnienia stałych warunków środowiskowych.</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie, aby sterować potencjostatem i wybierz technikę: Chronoamperometria. Ustaw parametry na przykład w następujący sposób: Stały potencjał EWE wynoszący 0,2 V (w porównaniu z Ag/AgCl) przez czas t 500 godzin (≈ 20 dni). Prąd jest rejestrowany w krokach czasowychco minutę. 
	Uwaga: Wybór zastosowanego potencjału uzależniony jest od badanego układu/mikroorganizmu. Ogólnie rzecz biorąc, procesy anodowe są badane przy potencjale dodatnim, a procesy katodowe przy potencjałach ujemnych. Odpowiedni potencjał można również wywnioskować z potencjałów standardowych donora/akceptora elektronów oraz potencjału formalnego oczekiwanego miejsca transferu elektronów drobnoustrojów, tutaj jako punkt wyjścia należy zapoznać się z najnowszą literaturą.</li>
	<li>Rozpocznij chronoamperometrię. Wykres zmierzonego prądu w czasie jest wykreślany przez oprogramowanie, obserwowany maksymalny prąd (imax) jest ważnym parametrem online, jak omówiono w sekcjach 4 i 5. </li>
</ol>
4. Utrzymanie biofilmu
<ol>
	<li>W zależności od warunków otoczenia, np. temperatury, prąd utleniający zaczyna płynąć i osiąga plateau (patrz rysunek 4). Po ponownym osiągnięciu prądu zerowego należy przerwać pomiar chronoamperometryczny i uzupełnić roztwór pożywki. Aby uzyskać szybszy wzrost biofilmu, wymień podłoże zaraz po osiągnięciu plateau maksymalnego prądu. Otworzyć port pobierania próbek i ostrożnie, nie niszcząc cienkiego biofilmu, rozładować pożywkę. Podczas uzupełniania pożywki ponownie przepłukać azotem. Zamknąć port pobierania próbek i szczelnie uszczelnić.</li>
	<li>Powtarzaj procedurę opisaną w kroku 4.1, aż maksymalny prąd utleniający osiągnie stan ustalony (patrz rysunek 4). 
	(Uwaga: Uważa się, że stała imax wskazuje na stabilne tworzenie się biofilmu w stanie ustalonym.)</li>
	<li>Pobrać 1 ml próbek świeżych i wymienianych roztworów pożywki do analizy substratu, np. za pomocą HPLC. Początkowe stężenie substratu (octanu) (c0) oraz stężenie pozostałego roztworu substratu (c1) są następnie potrzebne do obliczeń efektywności (patrz rozdział Analiza danych). 
	Uwaga: Aby uzyskać niezmienione wyniki, np. z powodu dalszego zużycia substratu, należy natychmiast przeanalizować próbki substratu. Jeżeli nie jest to możliwe, próbki należy przechowywać w zamrażarce w temperaturze co najmniej -18 °C nie dłużej niż miesiąc).</li>
</ol>
5. Zastosowanie woltamperometrii cyklicznej do badania EET
<ol>
	<li>Wykonać woltamperometrię cykliczną przy maksimach i minimach przepływu prądu, jak pokazano (rysunek 4). W zależności od interesującego nas pytania, CV jest zwykle wykonywane, gdy system osiągnął stan ustalony, aby uzyskać porównywalne wyniki. (Uwaga: Wytwarzanie prądu jest określane jako warunki obrotu i jest związane z mikrobiologicznym utlenianiem substratu i późniejszym przenoszeniem elektronów: bioelektrokataliza mikrobiologiczna; podczas gdy nieobrotowe CV są wykonywane przy (prawie) zerowym przepływie prądu w CA.)</li>
	<li>W oprogramowaniu sterującym potencjostatem wybierz technikę: Woltamperometria cykliczna i ustaw odpowiednie parametry, na przykład: Potencjał początkowy EWE do Ei -0,5 V w porównaniu z RE z szybkością skanowania v=dE/dt wynoszącą 1 mV/s do potencjału wierzchołkowego E1 wynoszącego 0,3 V w porównaniu z RE i z powrotem do potencjału początkowego E2 = Ei wynoszącego -0,5 V. 
Uwaga: W przypadku stosowania woltamperometrii cyklicznej napięcie przyłożone do WE jest zmieniane liniowo w czasie przez potencjostat (patrz rysunek 5) – ramka 2 zawiera podstawowe zasady wyboru parametrów eksperymentu i rozwiązywania problemów).</li>
	<li>Rozpocznij cykliczną woltamperometrię i zapisz tyle cykli, ile jest potrzebne do wykonania powtarzalnego CV. Zwykle potrzebne są co najmniej 3 cykle. Otrzymany wykres nazywa się cyklicznym woltammogogramem (patrz również rysunek 7). Uwaga: W zależności od warunków pomiaru można uzyskać różne informacje, jak pokazano w następnym rozdziale.</li>
</ol>
6. Wykres danych
Tutaj omawiane jest tylko wykreślanie danych. Bardziej szczegółowy traktat znajduje się w następnej sekcji. 
<ol>
	<li>Użyj odpowiedniego oprogramowania do analizy danych, tutaj wszystkie dane są eksportowane jako tekst i importowane jako plik ASCII.</li>
	<li>Obliczaj i używaj preferencyjnych gęstości prądu (j), a nie prądów bezwzględnych (i). 
	(Uwaga: Ponieważ jednak istnieją różne protokoły obliczania j, należy wyjaśnić, który z nich został użyty. Tutaj gęstość prądu na geometrię, tj. rzutowana, wykorzystywana jest powierzchnia elektrody.)</li>
	<li>Chronoamperometria: Wykreśl zmierzoną gęstość prądu w funkcji czasu.</li>
	<li>Woltamperometria cykliczna: Wykreśl zmierzoną gęstość prądu w funkcji potencjału WE Ewe.</li>
</ol>

<ol><li>Rabaey, K., Angenent, L., Schröder, U., Keller, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRabaey%2C+K+%22Integrated+Environmental+Technology+Series%22">Integrated Environmental Technology Series</a>. Lens, P. , IWA Publishing. London, New York. (2010).</li>
<li>Logan, B. E., Rabaey, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conversion+of+wastes+into+bioelectricity+and+chemicals+using+microbial+electrochemical+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Conversion of wastes into bioelectricity and chemicals using microbial electrochemical technologies.</a> Science. 337, 686-690 (2012).</li>
<li>Rabaey, K., Rozendal, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+electrosynthesis+-+revisiting+the+electrical+route+for+microbial+production%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Microbial electrosynthesis - revisiting the electrical route for microbial production.</a> Nat. Rev. Microbiol. 8, 706-716 (2010).</li>
<li>Harnisch, F., Rabaey, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Diversity+of+Techniques+to+Study+Electrochemically+Active+Biofilms+Highlights+the+Need+for+Standardization%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">The Diversity of Techniques to Study Electrochemically Active Biofilms Highlights the Need for Standardization.</a> ChemSusChem. 5, 1027-1038 (2012).</li>
<li>Logan, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+Fuel+Cells%3A+Methodology+and+Technology%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Microbial Fuel Cells: Methodology and Technology.</a> Environ. Sci. Technol. 40, 5181-5192 (2006).</li>
<li>Harnisch, F., Schröder, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+MFC+to+MXC%3A+chemical+and+biological+cathodes+and+their+potential+for+microbial+bioelectrochemical+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">From MFC to MXC: chemical and biological cathodes and their potential for microbial bioelectrochemical systems.</a> Chem. Soc. Rev. 39, 4433-4448 (2010).</li>
<li>TerAvest, M. A., Li, Z., Angenent, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria-based+biocomputing+with+Cellular+Computing+Circuits+to+sense%2C+decide%2C+signal%2C+and+act%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ+Sci%22%5BJournal%5D)">Bacteria-based biocomputing with Cellular Computing Circuits to sense, decide, signal, and act.</a> Energy Environ Sci. 4, 4907-4916 (2011).</li>
<li>Lovley, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bug+juice%3A+harvesting+electricity+with+microorganisms%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Bug juice: harvesting electricity with microorganisms.</a> Nat. Rev. Microbiol. 4, 12 (2006).</li>
<li>Lovley, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reach+out+and+touch+someone%3A+potential+impact+of+DIET+%28direct+interspecies+energy+transfer%29+on+anaerobic+biogeochemistry%2C+bioremediation%2C+and+bioenergy%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Environ.+Sci.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Reach out and touch someone: potential impact of DIET (direct interspecies energy transfer) on anaerobic biogeochemistry, bioremediation, and bioenergy.</a> Rev. Environ. Sci. Biotechnol. 10, 101-105 (2011).</li>
<li>Rosenbaum, M., Aulenta, F., Villano, M., Angenent, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cathodes+as+electron+donors+for+microbial+metabolism%3A+Which+extracellular+electron+transfer+mechanisms+are+involved%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresource+Technol%22%5BJournal%5D)">Cathodes as electron donors for microbial metabolism: Which extracellular electron transfer mechanisms are involved.</a> Bioresource Technol. 102, 324-333 (2011).</li>
<li>Schröder, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anodic+electron+transfer+mechanisms+in+microbial+fuel+cells+and+their+energy+efficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Chem.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Anodic electron transfer mechanisms in microbial fuel cells and their energy efficiency.</a> Phys. Chem. Chem. Phys. 9, 2619-2629 (2007).</li>
<li>Harnisch, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revealing+the+electrochemically+driven+selection+in+natural+community+derived+microbial+biofilms+using+flow-cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci%22%5BJournal%5D)">Revealing the electrochemically driven selection in natural community derived microbial biofilms using flow-cytometry.</a> Energy Environ. Sci. 4, 1265 (2011).</li>
<li>Kim, J. R., Min, B., Logan, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+procedures+to+acclimate+a+microbial+fuel+cell+for+electricity+production%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of procedures to acclimate a microbial fuel cell for electricity production.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 68, 23-30 (2005).</li>
<li>Liu, Y., Harnisch, F., Fricke, K., Sietmann, R., Schröder, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+the+anodic+bioelectrocatalytic+activity+of+mixed+culture+biofilms+by+a+simple+consecutive+electrochemical+selection+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">Improvement of the anodic bioelectrocatalytic activity of mixed culture biofilms by a simple consecutive electrochemical selection procedure.</a> Biosens. Bioelectron. 24, 1006-1011 (2008).</li>
<li>Torres, C. sI., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selecting+Anode-Respiring+Bacteria+Based+on+Anode+Potential+Phylogenetic%2C+Electrochemical%2C+and+Microscopic+Characterization%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Selecting Anode-Respiring Bacteria Based on Anode Potential Phylogenetic, Electrochemical, and Microscopic Characterization.</a> Environ. Sci. Technol. 43, 9519-9524 (2009).</li>
<li>Virdis, B., Harnisch, F., Batstone, D. J., Rabaey, K., Donose, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+characterization+of+electrochemically+active+microbial+biofilms+using+confocal+Raman+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci%22%5BJournal%5D)">Non-invasive characterization of electrochemically active microbial biofilms using confocal Raman microscopy.</a> Energy Environ. Sci. 5, 7017-7024 (2012).</li>
<li>Scholz, F., Bond, A. M. Electroanalytical Methods: Guide to experiments and applications. 2, edn,(2010).</li>
<li>Marsili, E., Rollefson, J. B., Baron, D. B., Hozalski, R. M., Bond, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+biofilm+voltammetry%3A+direct+electrochemical+characterization+of+catalytic+electrode-attached+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Microbial biofilm voltammetry: direct electrochemical characterization of catalytic electrode-attached biofilms.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74, 7329-7337 (2008).</li>
<li>Harnisch, F., Freguia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Basic+Tutorial+on+Cyclic+Voltammetry+for+the+Investigation+of+Electroactive+Microbial+Biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry%22%5BJournal%5D)">A Basic Tutorial on Cyclic Voltammetry for the Investigation of Electroactive Microbial Biofilms.</a> Chemistry. 7, 466-475 (2012).</li>
<li>Marsili, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shewanella+secretes+flavins+that+mediate+extracellular+electron+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Shewanella secretes flavins that mediate extracellular electron transfer.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 3968-3973 (2008).</li>
<li>Bard, A. J., Inzelt, G., Scholz, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBard%2C+AJ+%22Electrochemical+Dictionary%22">Electrochemical Dictionary</a>. , Springer. (2008).</li>
<li>Kim, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrochemical+activity+of+an+Fe%28III%29-reducing+bacterium%2C+Shewanella+putrefaciens+IR-1%2C+in+the+presence+of+alternative+electron+acceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Tech%22%5BJournal%5D)">Electrochemical activity of an Fe(III)-reducing bacterium, Shewanella putrefaciens IR-1, in the presence of alternative electron acceptors.</a> Biotechnol. Tech. 13, 475-478 (1999).</li>
<li>Fricke, K., Harnisch, F., Schröder, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+use+of+cyclic+voltammetry+for+the+study+of+anodic+electron+transfer+in+microbial+fuel+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci%22%5BJournal%5D)">On the use of cyclic voltammetry for the study of anodic electron transfer in microbial fuel cells.</a> Energy Environ. Sci. 1, 144 (2008).</li>
<li>Marsili, E., Sun, J., Bond, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltammetry+and+Growth+Physiology+of+Geobacter+sulfurreducens+Biofilms+as+a+Function+of+Growth+Stage+and+Imposed+Electrode+Potential%5BTitle%5D)+AND+%22Electroanalysis%22%5BJournal%5D)">Voltammetry and Growth Physiology of Geobacter sulfurreducens Biofilms as a Function of Growth Stage and Imposed Electrode Potential.</a> Electroanalysis. 22, 865-874 (2010).</li>
<li>Busalmen, J. P., Esteve-Núñez, A., Berná, A., Feliu, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C-Type+Cytochromes+Wire+Electricity-Producing+Bacteria+to+Electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem%22%5BJournal%5D)">C-Type Cytochromes Wire Electricity-Producing Bacteria to Electrodes.</a> Angew. Chem. 120, 4952-4955 (2008).</li>
<li>Millo, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Situ+Spectroelectrochemical+Investigation+of+Electrocatalytic+Microbial+Biofilms+by+Surface-Enhanced+Resonance+Raman+Spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.+Int.+Edn.+Engl%22%5BJournal%5D)">In Situ Spectroelectrochemical Investigation of Electrocatalytic Microbial Biofilms by Surface-Enhanced Resonance Raman Spectroscopy.</a> Angew. Chem. Int. Edn. Engl. 50, 2625-2627 (2011).</li>
<li>Hamelers, H. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+applications+and+performance+of+bioelectrochemical+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">New applications and performance of bioelectrochemical systems.</a> Applied Microbiol. Biotechnol. 85, 1673-1685 (2010).</li>
<li>Richter, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+voltammetry+of+biofilms+of+wild+type+and+mutant+Geobacter+sulfurreducens+on+fuel+cell+anodes+indicates+possible+roles+of+OmcB%2C+OmcZ%2C+type+IV+pili%2C+and+protons+in+extracellular+electron+transfer.%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci.%22%5BJournal%5D)">Cyclic voltammetry of biofilms of wild type and mutant Geobacter sulfurreducens on fuel cell anodes indicates possible roles of OmcB, OmcZ, type IV pili, and protons in extracellular electron transfer.</a> Energy Environ. Sci.. 2, 506 (2009).</li>
<li>Torres, C. I., Kato Marcus, A., Rittmann, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proton+transport+inside+the+biofilm+limits+electrical+current+generation+by+anode-respiring+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Proton transport inside the biofilm limits electrical current generation by anode-respiring bacteria.</a> Biotechnol. Bioeng. 100, 872-881 (2008).</li>
<li>Torres, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+kinetic+perspective+on+extracellular+electron+transfer+by+anode-respiring+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">A kinetic perspective on extracellular electron transfer by anode-respiring bacteria.</a> FEMS Microbiol. Rev. 34, 3-17 (2010).</li>
<li>Patil, S. A., Harnisch, F., Kapadnis, B., Schröder, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroactive+mixed+culture+biofilms+in+microbial+bioelectrochemical+systems%3A+The+role+of+temperature+for+biofilm+formation+and+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">Electroactive mixed culture biofilms in microbial bioelectrochemical systems: The role of temperature for biofilm formation and performance.</a> Biosens. Bioelectron. 26, 803-808 (2010).</li>
<li>Kim, J. R., Min, B., Logan, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+procedures+to+acclimate+a+microbial+fuel+cell+for+electricity+production%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of procedures to acclimate a microbial fuel cell for electricity production.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 68, 23-30 (2005).</li>
<li>Balch, W. E., Fox, G. E., Magrum, L. J., Woese, C. R., Wolfe, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methanogens%3A+Reevaluation+of+a+unique+biological+group%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Methanogens: Reevaluation of a unique biological group.</a> Microbiol. Rev. 43, 260-296 (1979).</li>
<li>He, Z., Mansfeld, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+use+of+electrochemical+impedance+spectroscopy+%28EIS%29+in+microbial+fuel+cell+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci%22%5BJournal%5D)">Exploring the use of electrochemical impedance spectroscopy (EIS) in microbial fuel cell studies.</a> Energy Environ. Sci. 2, 215-219 (2009).</li>
<li>Ter Heijne, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+charge+and+mass+transfer+resistances+of+an+oxygen+reducing+biocathode%5BTitle%5D)+AND+%22Energy+Environ.+Sci%22%5BJournal%5D)">Identifying charge and mass transfer resistances of an oxygen reducing biocathode.</a> Energy Environ. Sci. 4, 5035-5043 (2011).</li>
<li>Logan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaling+up+microbial+fuel+cells+and+other+bioelectrochemical+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Scaling up microbial fuel cells and other bioelectrochemical systems.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 85, 1665-1671 (2010).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Przedstawiony protokół pokazuje łatwy i prosty sposób hodowli elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych z inokulacji ścieków przy użyciu układu trzech elektrod w reaktorze zasilanym wsadowo. Chronoamperometria umożliwia wzrost i selekcję elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych z różnych inokulantów, a także podstawową charakterystykę biofilmów pod względem maksymalnej gęstości prądu i wydajności kulombowskiej. Woltamperometria cykliczna, jako technika nieinwazyjna, pozwala na wykonywanie podstawowych badań nad termodynamiką EET biofilmu drobnoustrojów, a tym samym na identyfikację możliwych i rzeczywistych miejsc transferu EET. Łącznie parametry te pozwalają i) scharakteryzować i porównać różne biofilmy mikrobiologiczne w identycznych warunkach, a także ii) zbadać wpływ różnych warunków pracy na identyczne elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne. Jednak te eksperymenty mogą być tylko punktem wyjścia. Z jednej strony wieloaspektowa dziedzina bioelektrochemii drobnoustrojów wymaga dalszego i dogłębnego wykorzystania metod i protokołów elektrochemicznych. Obejmuje to na przykład modele do ekstrakcji danych kinetycznych i mechanistycznych, a także inne metody, takie jak elektrochemiczna spektroskopia impedancyjna34,35. Z drugiej strony metody elektrochemiczne nie mogą dostarczyć żadnych informacji na temat natury molekularnej, składu mikrobiologicznego, przestrzennej organizacji drobnoustrojów itp. W tym przypadku potrzebne są dalsze techniki, które są albo nieinwazyjne i sprzężone z elektrochemią, albo inwazyjne4. Ramka 2 zawiera krótkie omówienie krytycznych etapów przeprowadzania eksperymentów, jak również wstępnego rozwiązywania problemów.

Z inżynierskiego punktu widzenia należy wziąć pod uwagę, że elektroaktywna anoda biofilmu jest tylko jednym ze składników obecnych mikrobiologicznych systemów bioelektrochemicznych, a dla pełnych systemów należy przeanalizować wiele innych czynników36. Mamy jednak nadzieję, że ten artykuł wideo pomoże w przyszłości zrozumieć i dostosować podstawowe elementy BES, tj. elektrody mikrobiologiczne.

Wyjaśnienie podstaw mikrobiologicznego zewnątrzkomórkowego transferu elektronów (EET) i jego wykorzystania w systemach inżynieryjnych to ważne i szybko rozwijające się pole badań i rozwoju1-3. Badanie tych elektroaktywnych (lub bioelektrokatalitycznych lub elektrochemicznie aktywnych) mikroorganizmów, w tym czystych szczepów, a także określonych kokultur i złożonych konsorcjów, wymaga złożonego arsenału technik, metod i protokołów4. Metody te wywodzą się z różnych dyscyplin naukowych, np. elektrochemii, materiałoznawstwa, mikrobiologii, i dostarczają wglądu na różnych poziomach hierarchii, tj.: od całego biofilmu drobnoustrojów do pojedynczych cząsteczek. W związku z tym elektrochemia i metody elektrochemiczne stanowią podstawę wszystkich działań.
Tradycyjnie, zestawy typu ogniwa paliwowego były często używane do wzrostu i utrzymania elektroaktywnych kultur mikrobiologicznych w archetypie tych systemów inżynieryjnych: mikrobiologiczne ogniwa paliwowe (MFC)5. Niestety, tego typu MFC często nie pozwalały na monitorowanie lub nawet kontrolowanie potencjału pojedynczej elektrody, a co za tym idzie, możliwy był jedynie ograniczony wgląd w procesy elektrodowe – podawano tylko napięcie ogniwa. Obecnie coraz częściej uznaje się, że indywidualne monitorowanie i kontrola potencjałów pojedynczych elektrod w MFC stanowi wyraźną zaletę, nie tylko dla badań podstawowych, ale także dla inżynierii. Ponadto, wraz z dywersyfikacją zastosowań mikrobiologicznych technologii elektrochemicznych, które obecnie obejmują np. remediację, odsalanie, syntezy, a nawet biokomputery, w tak zwanych mikrobiologicznych systemach bioelektrochemicznych (BES)2,6,7 zewnętrzna kontrola potencjałów poszczególnych elektrod jest często znacząca. Sterowanie to odbywa się zwykle za pomocą zewnętrznych źródeł zasilania lub potencjostatów. W ten sposób zastosowanie potencjostatów pozwala - w przeciwieństwie do innych typów konfiguracji - na dokładną regulację potencjału poszczególnych elektrod. Ma to duże znaczenie, ponieważ elektroda reprezentuje końcowy mikrobiologiczny akceptor elektronów (dla anod) lub donor elektronów (dla katod) zewnątrzkomórkowego transferu elektronów. Rysunek 1 przedstawia obecny stan wiedzy na temat mikrobiologicznego EET na anodach – szczegóły patrz np. 2,4,6,8,9 EET na katodzie jest nadal w większości niewykorzystany10.
Tak więc kontrola potencjału elektrody umożliwia nie tylko wykorzystanie powtarzalnych warunków hodowli mikrobiologicznej, ale także dostosowanie jej do termodynamiki EET11. W artykule pokazano, w jaki sposób można wyodrębnić charakterystyczne parametry elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych z eksperymentów w reaktorze z zasilaniem wsadowym przy użyciu chronoamperometrii (CA) i woltamperometrii cyklicznej (CV). Obejmuje to parametry wydajności: maksymalną gęstość prądu (jmax) i sprawność kulombowską (CE), a także charakterystykę EET. W tym przypadku nacisk zostanie położony na identyfikację potencjałów formalnych (Ef) możliwych i rzeczywistych miejsc transferu elektronów. Ekstrakcja tych parametrów jest pokazana na przykładzie biofilmów mieszanych pochodzących ze ścieków, które są zdominowane przez Geobacter spec. 12 Te biofilmy pochodzące ze ścieków są uzyskiwane za pomocą prostej procedury selekcji elektrochemicznej, jak wykazały liczne grupy badawcze na całym świecie13-16.
Dynamiczne techniki elektrochemiczne do badania zewnątrzkomórkowego transferu elektronów przez mikroorganizmy
Do termodynamicznej charakterystyki EET elektroaktywnych kultur mikrobiologicznych potrzebne są dynamiczne techniki elektrochemiczne. Ogólnie rzecz biorąc, techniki te obejmują sterowane potencjałem, tj. woltamperometryczne, oraz sterowane prądem, tj. Galwanodynamika, Techniki17. W związku z tym techniki kontrolowane potencjałem są bardziej rozpowszechnione i obejmują na przykład woltamperometrię falową prostokątną i woltamperometrię liniową18. Najpopularniejsza jest jednak woltamperometria cykliczna (CV)19,20. CV jest dobrze znana i szeroko rozpowszechniona w różnych dziedzinach elektrochemii, począwszy od badań nad bateriami, poprzez materiałoznawstwo, aż po bioelektrochemię enzymów21. Jego zastosowanie w żywych komórkach drobnoustrojów można datować dopiero na ponad dekadęwstecz 22 i znacznie wzrosło w ciągu ostatnich lat23,24. W szczególności połączenie metod CV i spektroskopowych dostarczyło bezprecedensowych spostrzeżeń na temat mechanizmów EET i jego molekularnej natury, np.25,26 Równolegle poszerzono i pogłębiono ramy teoretyczne ekstrakcji termodynamicznych i teoretycznych cech mikrobiologicznego EET27-30. Z drugiej jednak strony, niewłaściwe postępowanie z doświadczeniami lub nieodpowiednia analiza danych często utrudniają właściwe zastosowanie CV w dziedzinie bioelektrochemii drobnoustrojów. W związku z tym, oprócz warsztatów (np. podczas EU-ISMET 2012) i samouczków19, niniejszy artykuł wideo zawiera podstawowy przewodnik dotyczący przeprowadzania cyklicznych eksperymentów woltamperometrycznych na bakteriach elektroaktywnych. W związku z tym koncentruje się na podstawowych etapach eksperymentalnych i podstawowej analizie danych i nie ma na celu dostarczenia najnowszych protokołów analizy kinetycznej. Najważniejsze terminy poniższego omówienia podsumowano w ramce 1 (zaadaptowanej z Harnisch i Freguia19 i zmodyfikowanej).

<table><tbody><tr><td>Ścieki pierwotne</td><td>Oczyszczalnia</td><td></td> ścieków <td>Pobrane po filtracji mechanicznej</td></tr><tr><td>250 ml Kolby okrągłodenne z trzema dodatkowymi wlotami</td><td>Th.Geyer Berlin GmbH, Niemcy</td><td>9.011 845</td><td>Dodatkowe wloty zostały zamontowane przez naszą własną dmuchawę do szkła</td></tr><tr><td>Elektroda referencyjna Ag/AgCl (sat. KCl, 0,195 V vs. SHE) z membraną ceramiczną</td><td>Sensortechnik Meinsberg, Niemcy</td><td>SE 11</td><td></td></tr><tr><td>Pręty grafitowe (&Oslash;=1 cm, l=3 i 5 cm)</td><td>CP-Handels-GmbH, Wachtberg, Niemcy</td><td></td><td>Używany jako materiał elektrody</td></tr><tr><td>Stal nierdzewna, nr 1.4301, Drut Fe/Cr18/Ni10</td><td>Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Niemcy</td><td>155-923-05</td><td></td></tr><tr><td>Zatyczki silikonowe</td><td>Th.Geyer Berlin GmbH, Niemcy</td><td>9.230 512 i</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>neoLab, Heidelberg, Niemcy</td><td>3-1011</td><td>Do uszczelniania w celu utrzymania warunków beztlenowych</td></tr><tr><td>Potencjostat/ Galwanostat Model MPG2</td><td>BioLogic Science Instruments, Francja</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EC-Lab</td><td>BioLogic Science Instruments, Francja</td><td></td><td>Oprogramowanie do wykonywania pomiarów elektrochemicznych</td></tr><tr><td>Origin 8.6</td><td>Oprogramowanie do analizy danych</td> <td>OriginLab</td><td></td></tr></tbody></table>

elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne pochodzące ze ścieków: wzrost, utrzymanie i podstawowa charakterystyka

Waste Water Derived Electroactive Microbial Biofilms: Growth, Maintenance, and Basic Characterization

Wzrost anodowych elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych z inokulacji ścieków w reaktorze z zasilaniem partiowym jest demonstrowany przy użyciu konfiguracji trzech elektrod kontrolowanych przez potencjostat. W ten sposób zastosowanie potencjostatów pozwala na dokładną regulację potencjału elektrody i zapewnia powtarzalne warunki hodowli drobnoustrojów. W okresie wzrostu bieżąca produkcja jest monitorowana za pomocą chronoamperometrii (CA). Na podstawie tych danych omówiono maksymalną gęstość prądu (jmax) i sprawność kulombową (CE) jako miary charakterystyki wydajności bioelektrokatalitycznej. Woltamperometria cykliczna (CV), woltamperometria nieniszcząca, tj. nieinwazyjna, metoda, służy do badania zewnątrzkomórkowego transferu elektronów (EET) bakterii elektroaktywnych. Pomiary CV wykonuje się na anodowych elektrodach biofilmu w obecności substratu mikrobiologicznego, tj. warunki obrotu, a w przypadku braku substratu, tj. warunki bez obrotu, przy użyciu różnych szybkości skanowania. Następnie przedstawiono analizę danych oraz wyprowadzono i wyjaśniono podstawowe parametry termodynamiczne mikrobiologicznego EET: potencjał szczytowy (Ep), szczytową gęstość prądu (jp), potencjał formalny (Ef) i separację pików (ΔEp). Dodatkowo omówiono ograniczenia metody i najnowocześniejszą analizę danych. W związku z tym ten artykuł wideo będzie stanowił przewodnik po podstawowych krokach eksperymentalnych i podstawowej analizie danych.

Pokazano chronoamperometryczny wzrost anodowych elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych w reaktorze z zasilaniem przy użyciu układu trzech elektrod, kontrolowanego przez potencjostat. Zewnątrzkomórkowy transfer elektronów charakteryzuje się za pomocą woltamperometrii cyklicznej w obecności donora elektronów i pod nieobecność donora elektronów. Pokazano analizę danych fundamentalnych.

Elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne pochodzące ze ścieków: wzrost, utrzymanie i podstawowa charakterystyka

The growth of anodic electroactive microbial biofilms from waste water inocula in a fed-batch reactor is demonstrated using a three-electrode setup ...

Ogólnym celem tej procedury jest wyhodowanie anodowego elektroaktywnego biofilmu mikrobiologicznego z inokulatury ściekowej oraz scharakteryzowanie jego właściwości bio elektrokatalitycznych. Osiąga się to poprzez uprzednie ustawienie, zaszczepienie i uruchomienie potencjalnego, sterowanego statycznie bioelektrochemicznego reaktora wsadowego. Drugim krokiem jest monitorowanie bieżącej produkcji za pomocą Krono Pyrometry.Następnie, po wyczerpaniu substratu, pożywka jest regularnie wymieniana, aż do osiągnięcia powtarzalnej maksymalnej gęstości prądu, co stanowi tworzenie biofilmu w stanie ustalonym. Ostatnim krokiem jest zbadanie zewnątrzkomórkowego transferu elektronów bakterii elektroaktywnych za pomocą cyklicznej telemetrii vol w czasie obecności i braku substratu. Ostatecznie analiza danych dostarcza fundamentalnych informacji na temat termodynamiki przenoszenia elektronów przez drobnoustroje i pozwala na określenie formalnego potencjału możliwych i rzeczywistych zewnątrzkomórkowych miejsc transferu elektronów.Główną zaletą tej techniki jest to, że można uzyskać bezpośredni wgląd w transfer elektronów między mikroorganizmami a elektrodami stałymi, a tym samym uzyskać podstawowe informacje na temat zewnątrzkomórkowego transferu elektronów drobnoustrojów. Ogólnie rzecz biorąc, osoby nowe w tej metodzie będą miały problemy z właściwym doborem parametrów i prawidłową interpretacją pochodnego wykresu. Podczas pozyskiwania i analizy danych można popełnić poważne błędy.Przed rozpoczęciem tej procedury należy przygotować odpowiednią ilość pożywki wzrostowej za pomocą buforu fosforanowego, w tym dalszych składników odżywczych zgodnie z poniższym odniesieniem. Użyj 10 milimolów octanu sodu jako substratu. Dodać jeden mililitr ścieków pierwotnych na 20 mililitrów wzrostu, pożywkę jako inokulum.Następnie włóż igłę do podłoża i przepłucz ją azotem przez co najmniej pół godziny. Aby odpowietrzyć go podczas przepłukiwania azotem, zmierz rozmiar elektrody dla konfiguracji trzech elektrod. Włóż elektrodę roboczą, przeciwelektrodę i elektrodę odniesienia do zmodyfikowanej kolby z czterema szyjkami i okrągłym dnem o pojemności 250 mililitrów za pomocą silikonowych zatyczek.Owiń silikonowe zatyczki paraformem, aby uszczelnić system podczas płukania azotem. Wlać 250 mililitrów mieszaniny pożywki wzrostowej i inokulum przez port pobierania próbek do reaktora. Zamknąć port pobierania próbek silikonową zatyczką i szczelnie zamknąć go perfilem.Umieść naczynie w komorze o kontrolowanej temperaturze 35 stopni Celsjusza, aby zapewnić stałe warunki środowiskowe. Następnie podłącz elektrody do odpowiednich statystyki potencjału. Otwórz oprogramowanie, aby kontrolować potencjalną statystykę i wybierz technikę.Chronopirometria. Ustaw elektrodę roboczą na stały potencjał 0,2 V na czas 500 godzin, nagrywając co 600 sekund, a następnie uruchom pirometrię chronograficzną i obserwuj wykres mierzonego prądu w czasie. Po obliczeniu preferencyjnych gęstości prądu należy wykreślić zmierzoną gęstość prądu w funkcji czasu.Gdy prąd utleniający osiągnie plateau i powróci do prądu zerowego, wstrzymaj pomiar metryczny chrono amper w celu wymiany medium. Dlatego przenieś naczynie do skrzynki z przepływem laminarnym i przepłucz układ azotem. Ostrożnie rozładować pożywkę i po uzupełnieniu pożywki uzupełnić świeżą, odpowietrzoną pożywką.Zamknąć port pobierania próbek i uszczelnić go paraformem. Powtarzaj poprzednie kroki, aż maksymalny prąd utleniania osiągnie stan ustalony Po każdym cyklu wzrostu pobrać jednomililitrową próbkę świeżych i wymienianych roztworów pożywki do analizy substratu za pomocą HPLC. Aby zbadać zewnątrzkomórkowy transfer elektronów, wybierz technikę cyklicznej telemetrii vol w oprogramowaniu do kontroli statystyk potencjałów.Następnie ustaw początkowy potencjał EI elektrody roboczej na minus 0,5 V w stosunku do elektrody odniesienia, potencjał wierzchołkowy E od jednego do 0,3 wolta, a potencjał końcowy E od dwóch do minus 0,5 wolta. Użyj szybkości skanowania wynoszącej jeden miliwolt na sekundę. Rozpocznij eksperyment i zapisz co najmniej trzy cykle, aby uzyskać powtarzalne CV.Po obliczeniu preferencyjnych gęstości prądu należy wykreślić zmierzoną gęstość prądu w funkcji potencjału elektrody roboczej. Na podstawie pomiarów metrycznych chronoamper można zmierzyć maksymalną gęstość prądu i sprawność Kuli. Pokazana tutaj jest typowa chronometryczna krzywa wzrostu biofilmu składająca się z kilku cykli wzrostu przy użyciu zasilanego reaktora wsadowego.Po początkowej fazie opóźnienia rozpoczyna się pierwsza maksymalna gęstość prądu, a następnie prąd spada do prawie zera przepływu prądu z powodu zubożenia substratu. Po uzupełnieniu substratu. Gęstość prądu ponownie wzrasta wraz z wyższą maksymalną gęstością prądu.Po kilku cyklach wzrostu maksymalna gęstość prądu jest stała, co wskazuje na tworzenie się biofilmu w stanie ustalonym. Jako maksimum stanu ustalonego. Aktualna wartość gęstości zależy od kilku parametrów.Jest często uważany za cechę charakterystyczną elektroaktywnych systemów elektrod biofilmu mikrobiologicznego. Drugą cechą operacyjną jest sprawność omiczna, która jest liczbą elektronów rejestrowaną jako przepływ prądu elektrycznego na zasilany cykl wsadowy w stosunku do teoretycznej maksymalnej liczby elektronów. Zobacz protokół tekstowy, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat obliczania wydajności połączenia, przepływu prądu elektrycznego i teoretycznej maksymalnej liczby pokazanych elektronów.Oto typowe CV dla warunków niezwiązanych z rotacją. Przy dużej szybkości skanowania obrazowane jest CV biofilmu dla dużych szybkości skanowania, w którym można zidentyfikować tylko jedną parę pików, a tym samym jeden formalny potencjalny EF. Tu. Ogólnie rzecz biorąc, potencjał formalny pary redoks można obliczyć na podstawie potencjału szczytowego piku utleniania EPA i piku redukcji odpowiedniego rodzaju EPC.Tworząc średnią arytmetyczną, zapoznaj się z protokołem tekstowym, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat obliczania potencjału formalnego. Po zastosowaniu wystarczająco niskiej szybkości skanowania do identycznego biofilmu można zidentyfikować do czterech par redoks. Jednak CV bez obrotu pokazuje wszystkie związki aktywne redoks tylko na elektrodzie, a tym samym EF możliwych zewnątrzkomórkowych miejsc transferu elektronów.Tylko analiza CV obrotu zapewnia EF rzeczywistych witryn EET podczas dalszej analizy CV bez obrotu. Można analizować inne charakterystyczne parametry, takie jak separacja pików, maksymalny prąd szczytowy i minimalna szczytowa gęstość prądu. Parametry te, zwłaszcza gdy są rejestrowane dla różnych szybkości skanowania, mogą być wykorzystywane do analiz mechanistycznych i kinetycznych procesów przenoszenia elektronów na elektrodach.Jednak ta analiza kinetyczna, która jest dobrze znana dla systemów chemicznych, nie jest prosta dla elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych. Wykonując pomiar CV w obecności substratu, uzyskuje się CV obrotu. Po wykreśleniu danych obserwuje się typową krzywą bioelektrokatalityczną w kształcie litery S.Podczas dalszej analizy danych, maksimum pierwszej pochodnej lub punkt przegięcia krzywej zapewnia formalny potencjał EF rzeczywistych miejsc EET. W przypadku cienkiego biofilmu zdominowanego przez współczynnik geobacter można zaobserwować dwa punkty przegięcia. Następnie pochodna wykazuje dwa maksima odpowiadające potencjałowi formalnemu bio elektrokatalitycznych aktywnych miejsc EET, które są oznaczone odpowiednio jako EF dwa i EF trzy.Odkrycie to pokazuje również, że procesy redoks związane z potencjałami formalnymi EF jeden i EF 4 nie są związane z bioelektrolizą. W miarę jak biofilm rośnie i staje się grubszy, CV pokazuje tylko jeden punkt przegięcia. Ten formalny potencjał EEF ujemny 0,32 wolta w porównaniu ze srebrem, chlorek srebra jest w przybliżeniu równy średniej arytmetycznej dwóch formalnych potencjałów przypisanych do EET cienkiego biofilmu.Wynik ten pokazuje, że fundamentalna analiza CV dostarcza wglądu w termodynamikę EET w szybki i nieinwazyjny sposób. Po opanowaniu technika ta może być łatwo dostosowana do różnych systemów zainteresowania i w zależności od danych pozwala na różną głębokość analizy danych, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Postępując zgodnie z tą procedurą i ucząc się podstaw geometrii biofilmu mikrobiologicznego, można łatwo nauczyć się innych metod, takich jak telemetria fal prostokątnych lub elektrochemiczna spektroskopia impedancji, a także dogłębnej analizy danych.

waste-water-derived-electroactive-microbial-biofilms-growth

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Źródło: Tokunou, Y . i in., Elektrochemiczne wykrywanie efektu izotopu kinetycznego deuteru na transport elektronów zewnątrzkomórkowych w Shewanella oneidensis MR-1. J. Vis. Exp. (2018)Ten film demonstruje montaż i działanie modelu reaktora elektrochemicznego zaprojektowanego do symulacji powstawania biofilmu na powierzchniach elektrod. Kontrolowana stymulacja elektrochemiczna sprzyja przyczepności mikroorganizmów, prowadząc do stopniowego powstawania bakteryjnego monowarstwowego biofilmu.

Opracowywanie bakteryjnego monowarstwowego biofilmu z użyciem reaktora elektrochemicznego

Odpady przemysłowe mogą być zbierane i modyfikowane w celu analizy rozwoju mikroorganizmów. Techniki ekstrakcji lignocelulozy dostarczają składników do analizy określonej zdolności biodegradacji. Chromatografia gazowa ze spektrometrią mas identyfikuje produkty fermentacji mikroorganizmów wyhodowanych na odpadach z roztwarzania. Metody te określają zdolność metaboliczną mikroorganizmów do rozkładu odpadów z roztwarzania.

Metody ułatwiania rozwoju mikroorganizmów w strumieniach odpadów z celulozowni i charakterystyka potencjału biodegradacji drobnoustrojów hodowlanych

Pokazujemy ekstrakcję amoniaku ze strumienia bogatego w amoniak za pomocą systemu elektrochemicznego i bioelektrochemicznego. Omówiono konfigurację reaktora, jego działanie i analizę danych.

Elektrochemicznie i bioelektrochemicznie indukowany odzysk amonu

Celem tego artykułu jest opisanie użycia systemu mikroprzepływowego do tworzenia wielogatunkowych biofilmów, które zawierają gatunki typowo identyfikowane w ludzkiej naddziąsłowej płytce nazębnej. Podkreślono metody opisu architektury biofilmu, żywotności biofilmu oraz podejścia do zbierania biofilmu do analiz zależnych od kultury lub niezależnych od kultury.

Zastosowanie wysokowydajnego systemu mikroprzepływowego in vitro do tworzenia wielogatunkowych biofilmów w jamie ustnej

Nowatorski projekt reaktora, nazwany bioreaktorem o wysokiej gęstości (HDBR), jest prezentowany do hodowli i badania społeczności drobnoustrojów o dużej gęstości. W tym przypadku HDBR jest z powodzeniem stosowany w konfiguracji fotobioreaktora (PBR) do badania metabolizmu azotu przez mieszaną społeczność glonów o dużej gęstości.

Nowatorski bioreaktor do hodowli o dużej gęstości różnych zbiorowisk mikroorganizmów

Przedstawiono protokół pomiaru przewodnictwa elektrycznego żywych biofilmów mikrobiologicznych w fizjologicznie istotnych warunkach.

Charakterystyka transportu elektronów przez żywe biofilmy

Cytometria przepływowa w połączeniu z wizualnym grupowaniem oferuje łatwą w użyciu i szybką metodę badania biofilmów wodnych. Może być stosowany do charakteryzowania biofilmu, wykrywania zmian w strukturze zbiorowiska biofilmu oraz wykrywania cząstek abiotycznych osadzonych w biofilmie.

Charakterystyka biofilmów wodnych za pomocą cytometrii przepływowej

Ten artykuł szczegółowo opisuje metody, które demonstrują trzy popularne techniki zbierania i dezagregacji biofilmu na dwóch typach powierzchni, testowanie odporności metody zbierania oraz minimum informacji do rozważenia przy wyborze i optymalizacji technik zbioru i dezagregacji w celu zwiększenia odtwarzalności.

Zbiór i dezagregacja: pomijany krok w badaniach nad metodami biofilmu

Ten protokół przedstawia metodologię wykonywania pomiarów wzrostu biofilmu i biomasy przy użyciu samodzielnie zmontowanych urządzeń do płytek PCR z głębokiej studni do wysokoprzepustowego 96-dołkowego statycznego przesiewania biofilmu z pokrywą potwierdzoną.

Wytwarzanie większej biomasy biofilmu bakteryjnego za pomocą urządzeń do mikropłytek głębinowych PCR-Plate

Metoda EPA 1615 wykorzystuje filtr elektrododatni do koncentracji enterowirusów i norowirusów w środowisku i wodach pitnych. Niniejszy manuskrypt opisuje procedurę pobierania próbek do analiz metodą 1615.

Metoda EPA 1615. Pomiar występowania enterowirusów i norowirusów w wodzie za pomocą hodowli i RT-qPCR. I. Pobieranie próbek wirusów

Poznaj metodę hodowli elektroaktywnych biofilmów mikrobiologicznych ze ścieków w reaktorze fed-batch. Charakteryzuj ich właściwości bioelektrokatalityczne za pomocą woltamperometrii cyklicznej.

Elektroaktywne biofilmy mikrobiologiczne pochodzące ze ścieków: wzrost, utrzymanie i podstawowa charakterystyka

Przeglądaj więcej filmów