Name: Wysokoprzepustowe mikroiniekcje zygot jeżowców (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-21T21:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Poznaj technikę wysokoprzepustowych mikroiniekcji zygot jeżowców morskich do badań nad ekspresją RNA i białek w embriogenezie. Ta metoda umożliwia efektywną analizę funkcji genów we wczesnym rozwoju.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Santiago Suarezowi za krytyczne przeczytanie manuskryptu i Betty Cowgill za pomoc w fotografii. Dziękujemy również anonimowym recenzentom za ich krytyczne opinie. Prace te są wspierane przez Fundusz Badawczy Uniwersytetu Delaware.

1. Przygotowanie potraw pokrytych siarczanem protaminy (PS)
<ol>
	<li>Przygotować 1% roztwór siarczanu protaminy (PS), dodając 0,5 g PS do 50 ml dejonizowanej wody destylowanej (ddH2O) w stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Dobrze wstrząsnąć z dużą prędkością na wytrząsarce stołowej w temperaturze pokojowej przez 1-2 godziny, aby zapewnić całkowite rozpuszczenie PS. Roztwór ten można przechowywać w temperaturze 4 °C przez co najmniej 3 miesiące (przed każdym użyciem należy upewnić się, że całkowicie rozpuścił się żelowy osad)3.</li>
	<li>Weź rękaw z polistyrenowych szalek Petriego o wymiarach 60 mm x 15 mm i rozłóż zarówno pokrywki, jak i spody na ławce.</li>
	<li>Wlej 1% roztwór PS do każdego naczynia (można użyć zarówno dna, jak i pokrywek) tylko tyle, aby pokryć powierzchnię, pozostaw na co najmniej 2 minuty. Pozostały roztwór PS może być wielokrotnie używany w ciągu 3 miesięcy, jeśli jest przechowywany w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Umieścić naczynia poddane działaniu PS w zlewce wypełnionej wodą destylowaną (dH2O). Pozostawić zlewkę pod ciśnieniem dH2O na co najmniej 10 minut.</li>
	<li>Naczynia z powłoką PS mogą być używane natychmiast lub suche na powietrzu do przechowywania. Przykryj je, aby zapobiec gromadzeniu się kurzu. Można je przechowywać w temperaturze pokojowej przez 1 miesiąc3.</li>
</ol>
2. Zdobądź gamety jeżowca i unieruchamij jaja na naczyniu pokrytym PS do mikroiniekcji
<ol>
	<li>Ikrę należy przeprowadzić u jeżowców poprzez potrząsanie lub docelomiczne wstrzyknięcie do 1 ml 0,5 % KCl w celu wywołania skurczu mięśni gładkich w celu uwolnienia gamet3 (ryc. 2).</li>
	<li>Jeśli zwierzę jest samcem, na co wskazuje biały kolor plemników, należy zebrać nasienie suche z powierzchni zwierzęcia do probówki o pojemności 1,5 ml. Suche plemniki mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C przez tydzień bez znaczącej utraty funkcji biologicznych.</li>
	<li>Jeśli zwierzę jest samicą, na co wskazuje żółty kolor spowodowany zawartością żółtka jaja, zbierz jego gamety, zanurzając gonopory w zlewce pełnej wody morskiej. Jaja zostaną uwolnione z gonoporów i osiądą pod wpływem grawitacji.</li>
	<li>Przefiltruj jaja z zanieczyszczeń, takich jak kolce zwierząt, za pomocą nylonowej siatki filtracyjnej 80 μm. Najlepsze wyniki osiąga się, jeśli ikra zostanie wykorzystana w ciągu 5-7 godzin po tarle.</li>
	<li>Odjelluj jajka:
	<ol>
		<li>Przygotuj 100 ml kwaśnej wody morskiej na około 1 ml jajka. Użyj 0,5 M kwasu cytrynowego, aby dostosować pH wody morskiej z pH 8,0 do 5,1-5,2. Zbyt niskie pH zmniejszy zapłodnienie, a zbyt wysokie pH nie pozwoli jajom przyczepić się do płytek pokrytych PS.</li>
		<li>Dodać jajka (nie więcej niż 1 ml) do kwaśnej wody morskiej i pozostawić jaja do osadzenia się na lodzie na 10 minut. Alternatywnie, usunięcie galaretki może być ułatwione poprzez delikatne obracanie jaj podczas zabiegu. W ten sposób można skutecznie usunąć jaja S. purpuratus w ciągu 3-4 minut.</li>
		<li>Ostrożnie odlej kwaśną wodę morską, dodaj świeżą wodę morską i pozwól jajkom ponownie osiąść na lodzie. Jaja odgalaretowane można przechowywać na lodzie do 6 godzin bez problemów z zapłodnieniem</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Wiosłuj jajka
<ol>
	<li>Przygotować 1 M roztwór podstawowy 3-aminotriazolu (3-AT, MW = 84,08) rozpuszczając 0,84 g 3-AT w 10 ml ddH2O. Roztwór ten można przechowywać w temperaturze 4 °C przez okres do 6 miesięcy.</li>
	<li>Przygotować 1 mM roztwór roboczy 3-AT, dodając 50 μl 1 M roztworu podstawowego do 50 ml wstępnie schłodzonej wody morskiej. Utrzymuj roztwór na lodzie.</li>
	<li>Przygotować pipetę doustną (ryc. 3) do delikatnego obchodzenia się z jajami:
	<ol>
		<li>Końcówka pipety jest ręcznie pobierana ze szklanych mikropipet (100 x średnica zewnętrzna 1,09 mm). Trzymaj mikropipetę obiema rękami nad otwartym ogniem. Gdy szkło zacznie się topić, ostrożnie pociągnij końce pipety w przeciwnych kierunkach.</li>
		<li>Podłącz jedną wyciągniętą pipetę do plastikowej rurki (średnica wewnętrzna 1,14 mm), szczelnie zamknij za pomocą Parafilm. Długość rurki powinna wynosić około 50-70 cm.</li>
		<li>Włóż sterylną, filtrowaną końcówkę P20 lub P200 na końcu rurki przeciwlegle do szklanej rurki, która ma być używana jako ustnik.</li>
		<li>Przytnij koniec szklanej mikropipety nożyczkami, aby wyregulować średnicę końcówki. Optymalna średnica nieznacznie przekracza średnicę jaja (80 μm).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wlej 4 ml 1 mM 3-AT wody morskiej do każdego naczynia pokrytego PS (dna lub pokrywki).</li>
	<li>Weź pipetę do jamy ustnej, włóż końcówkę P20/P200 do jamy ustnej i zabezpiecz ją zębami. Aby zassać jaja, najpierw zasysaj niewielką ilość wody morskiej. Posiadając kolumnę płynu przed załadowaniem jaj, będzie się miało maksymalną kontrolę nad techniką pipetowania przez usta.</li>
	<li>Umieść końcówkę mikropipety w pobliżu jaj i delikatnie zassaj kilkaset jaj w pipecie. Jaja należy umieścić w szklanej mikropipecie.</li>
	<li>Ułóż jajka w dejelli w linii prostej na talerzu, delikatnie wydmuchując je z ust, pipetą, przesuwając końcówkę w linii prostej. Jaja należy wysiać tuż przed wstrzyknięciami, ponieważ mogą wystąpić problemy z zapłodnieniem z powodu długotrwałej ekspozycji na 3-AT wodę morską3. Co więcej, kleje kationowe, takie jak PS, mogą być toksyczne dla jaj i nie zaleca się wystawiania zarodków na działanie tych odczynników przez długi czas, zwłaszcza jeśli otoczki zapłodnienia zostały usunięte.</li>
	<li>Zrób zadrapanie na naczyniu w pobliżu linii rzędowych jaj za pomocą szklanej pipety. To zadrapanie będzie ważne, aby złamać igłę do wstrzykiwań, aby dostosować przepływ roztworu w razie potrzeby. Alternatywnie zadrapanie można wykonać przed wlaniem wody morskiej 3-AT do naczynia.</li>
</ol>
4. Mikroiniekcja zygot jeżowców
<ol>
	<li>Włączyć stację mikroiniekcji. Tutaj opisujemy zastosowanie systemu wtryskowego FemtoJet.</li>
	<li>Pociągnąć kapilary iniekcyjne za pomocą ściągacza igłowego. Przykład dobrej igły przedstawiono na rysunku 4. Uwaga: W przypadku wstrzyknięć RNA, naczynia włosowate do wstrzykiwań powinny być wstępnie poddane obróbce, aby uniknąć zanieczyszczenia RNAazą31:
	<ol>
		<li>Umieścić kapilary iniekcyjne w stożkowych probówkach o pojemności 50 ml i dodać 50 ml przefiltrowanego metanolu/HCl (9:1). Dobrze wstrząsnąć i pozostawić na noc nie dłużej niż 10 godzin.</li>
		<li>Odlej metanol/HCl i przepłucz naczynia włosowate 2x przefiltrowanym metanolem w tej samej probówce.</li>
		<li>Spuść metanol tak bardzo, jak to możliwe i liofilizuj naczynia włosowate przez noc, aby zapewnić całkowite usunięcie metanolu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ostrożnie zamontuj kapilarę igły na uchwycie do ładowania igły i naładuj ją <0,5 μl roztworu próbki za pomocą końcówek do mikroładowania. Roztwory próbek zawierają zwykle 20% glicerolu, w zależności od wstrzykiwanego materiału3.</li>
	<li>Umieść naczynie z rzędowymi jajkami na stoliku mikroskopu (jajka powinny być wyrównane pionowo, gdy patrzy się na nie przez okulary) i skup się na jajkach.</li>
	<li>Ostrożnie zamontuj załadowaną igłę na uchwycie do mikroiniekcji igły i wyreguluj położenie igły tak, aby końcówka była idealnie skoncentrowana na środku pola.</li>
	<li>Naciśnij przycisk, aby wywrzeć maksymalny nacisk do czyszczenia igły. Roztwór powinien wychodzić z igły. W razie potrzeby wyreguluj ciśnienie: ciśnienie wtrysku powinno mieścić się w zakresie 90-360 hPa, przy czym ciśnienie kompensacyjne powinno wynosić około 1/3 ciśnienia wtrysku.</li>
	<li>Dostosuj przepływ roztworu, wstrzykując go do niezapłodnionej komórki jajowej. Za pomocą mikromanipulatora joysticka skierować końcówkę igły do wstrzykiwań do niezapłodnionej komórki jajowej. Aby ułatwić wprowadzanie igły, wywołaj lekkie drżenie, delikatnie stukając w stolik twardym przedmiotem, takim jak śrubokręt. Należy zaobserwować bolus iniekcyjny tworzący się wewnątrz komórki jajowej (ryc. 5).</li>
	<li>Jeśli bolus iniekcyjny nie jest widoczny, lekko unieś końcówkę igły nad jaja, zlokalizuj rysę na szalce i wyreguluj ją tak, aby znajdowała się na środku pola. Delikatnie postukać końcówką igły w miejsce zadrapania, aby złamać końcówkę igły do wstrzykiwań. Wyregulować ciśnienie iniekcji i kompensacji tak, aby bolus iniekcji nie przekraczał 1/5 średnicy jaja (1-2 pm).</li>
	<li>Po skalibrowaniu bolusa iniekcyjnego należy zapłodnić komórki jajowe, dodając rozcieńczone plemniki (1:1 000) lub 1-2 μl nasienia. Dobrze dokładnie wymieszaj, aby zapobiec wysunięciu się rzędu jaj.</li>
	<li>Iniekcje należy rozpocząć natychmiast po tym, jak otoczka zapłodnienia stanie się widoczna (ryc. 5). Poruszaj się wzdłuż linii rzędowych jaj za pomocą kontrolera stolika i wstrzyknij jak najwięcej zygot, kłując je igłą sterowaną mikromanipulatorem joysticka.</li>
	<li>Po 10-15 minutach nowo zapłodnione jaja stwardnieją i nie będzie można ich już wstrzykiwać. Zdejmij naczynie ze sceny i ostrożnie odessaj plemniki w wodzie morskiej 3-AT za pomocą plastikowej pipety Pasteura.</li>
	<li>Nie pozwól, aby zygoty wyschły. Szybko dodaj świeżą, schłodzoną wodę morską, aby przykryć danie. Inkubować zarodki w temperaturze 15 °C.</li>
</ol>

<ol><li>Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+nonviral+transfection+methods+for+foreign+gene+expression+in+early+chicken+embryos+in+ovo%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo.</a> Biochem. Biophys.Res. Commun. 230, 376-380 (1997).</li>
<li>Peng, H., Wu, Y. Y., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+Delivery+of+DNA+and+Morpholinos+into+Mouse+Preimplantation+Embryos+by+Electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Efficient Delivery of DNA and Morpholinos into Mouse Preimplantation Embryos by Electroporation.</a> Plos One. 7, 13 (2012).</li>
<li>Ettensohn, C. A., Wray, G. A., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEttensohn%2C+CA+%22eds.+Development+of+sea+urchins%2C+ascidians%2C+and+other+invertebrate+deuterostomes%3A+experimental+approaches%22">eds. Development of sea urchins, ascidians, and other invertebrate deuterostomes: experimental approaches</a>. 74, Elsevier Academic Press. (2004).</li>
<li>Franks, R. R., Houghevans, B. R., Britten, R. J., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+introduction+of+cloned+DNA+into+the+sea+urchin+zygote+nucleus%2C+and+fate+of+injected+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Direct introduction of cloned DNA into the sea urchin zygote nucleus, and fate of injected DNA.</a> Development. 102, 287-299 (1988).</li>
<li>Kinsey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+signaling+pathways+in+zebrafish+development+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of signaling pathways in zebrafish development by microinjection.</a> Methods Mol. Biol. 518, 67-76 (2009).</li>
<li>Kola, I., Sumarsono, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+in+vitro+transcribed+RNA+and+antisense+oligonucleotides+in+mouse+oocytes+and+early+embryos+to+study+the+gain-+and+loss-of-function+of+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microinjection of in vitro transcribed RNA and antisense oligonucleotides in mouse oocytes and early embryos to study the gain- and loss-of-function of genes.</a> Mol. Biotechnol. 6, 191-199 (1996).</li>
<li>Mishina, T., Fuchimukai, K., Igarashi, K., Tashiro, K., Shiokawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+secondary+head-forming+activity+of+microinjected+a+dagger+beta-catenin+mRNA+by+co-injected+spermine+and+spermidine+in+Xenopus+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Amino+Acids%22%5BJournal%5D)">Modification of secondary head-forming activity of microinjected a dagger beta-catenin mRNA by co-injected spermine and spermidine in Xenopus early embryos.</a> Amino Acids. 42, 791-801 (2012).</li>
<li>O'Meara, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+silencing+in+bovine+zygotes%3A+siRNA+transfection+versus+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod.+Fertil.+Dev%22%5BJournal%5D)">Gene silencing in bovine zygotes: siRNA transfection versus microinjection.</a> Reprod. Fertil. Dev. 23, 534-543 (2011).</li>
<li>Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Nonviral gene delivery.</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2011).</li>
<li>Hiramoto, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+division+without+mitotic+apparatus+in+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Cell division without mitotic apparatus in sea urchin eggs.</a> Exp. Cell Res. 11, 630-636 (1956).</li>
<li>Wilson, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWilson%2C+L+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. 25, Elsevier. (1982).</li>
<li>Gross, J. M., McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+Brachyury+%28T%29+during+gastrulation+movements+in+the+sea+urchin+Lytechinus+variegatus%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of Brachyury (T) during gastrulation movements in the sea urchin Lytechinus variegatus.</a> Dev. Biol. 239, 132-147 (2001).</li>
<li>Yajima M, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomy+in+specification+of+primordial+germ+cells+and+their+passive+translocation+in+the+sea+urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Autonomy in specification of primordial germ cells and their passive translocation in the sea urchin.</a> Development. 139, 3786-3794 (2012).</li>
<li>Duboc, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nodal+and+BMP2%2F4+pattern+the+mesoderm+and+endoderm+during+development+of+the+sea+urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Nodal and BMP2/4 pattern the mesoderm and endoderm during development of the sea urchin embryo.</a> Development. 137, 223-235 (2010).</li>
<li>Ernst, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Offerings+from+an+Urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Offerings from an Urchin.</a> Dev. Biol. 358, 285-294 (2011).</li>
<li>McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+crossroads+in+developmental+biology%3A+sea+urchins%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Evolutionary crossroads in developmental biology: sea urchins.</a> Development. 138, 2639-2648 (2011).</li>
<li>Sodergren, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Research+article+-+The+genome+of+the+sea+urchin+Strongylocentrotus+purpuratus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Research article - The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus.</a> Science. 314, 941-952 (2006).</li>
<li>Roux, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+genomic+and+proteomic+perspective+of+sea+urchin+calcium+signaling+and+egg+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">A functional genomic and proteomic perspective of sea urchin calcium signaling and egg activation.</a> Dev. Biol. 300, 416-433 (2006).</li>
<li>Turner, P. R., Sheetz, M. P., Jaffe, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fertilization+increases+the+polyphosphoinositide+content+of+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fertilization increases the polyphosphoinositide content of sea urchin eggs.</a> Nature. 310, 414-415 (1984).</li>
<li>Voronina, E., Marzluff, W. F., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclin+B+synthesis+is+required+for+sea+urchin+oocyte+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclin B synthesis is required for sea urchin oocyte maturation.</a> Dev. Biol. 256, 258-275 (2003).</li>
<li>Wong, J. L., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+modifications+at+fertilization%3A+regulation+of+dityrosine+crosslinking+by+transamidation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix modifications at fertilization: regulation of dityrosine crosslinking by transamidation.</a> Development. 136, 1835-1847 (2009).</li>
<li>Shuster, C. B., Burgess, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transitions+regulating+the+timing+of+cytokinesis+in+embryonic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Transitions regulating the timing of cytokinesis in embryonic cells.</a> Curr. Biol. 12, 854-858 (2002).</li>
<li>Morris, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cytoskeletal+and+motility+proteins+in+the+sea+urchin+genome+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of cytoskeletal and motility proteins in the sea urchin genome assembly.</a> Dev. Biol. 300, 219-237 (2006).</li>
<li>Minc, N., Burgess, D., Chang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+Cell+Geometry+on+Division-Plane+Positioning%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Influence of Cell Geometry on Division-Plane Positioning.</a> Cell. 144, 414-426 (2011).</li>
<li>Davidson, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genomic+regulatory+network+for+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A genomic regulatory network for development.</a> Science. 295, 1669-1678 (2002).</li>
<li>Oliveri, P., Tu, Q., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+regulatory+logic+for+specification+of+an+embryonic+cell+lineage%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Global regulatory logic for specification of an embryonic cell lineage.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5955-5962 (2008).</li>
<li>Peter, I. S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+gene+regulatory+network+controlling+the+embryonic+specification+of+endoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A gene regulatory network controlling the embryonic specification of endoderm.</a> Nature. 474, (2011).</li>
<li>Nam, J. M., Dong, P., Tarpine, R., Istrail, S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+cis-regulatory+genomics+for+systems+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Functional cis-regulatory genomics for systems biology.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3930-3935 (2010).</li>
<li>Showman, R. M., Foerder, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+the+fertilization+membrane+of+sea-urchin+embryos+employing+aminotriazole%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Removal of the fertilization membrane of sea-urchin embryos employing aminotriazole.</a> Exp. Cell Res. 120, 253-255 (1979).</li>
<li>Lepage, T., Sardet, C., Gache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+expression+of+the+hatching+enzyme+gene+in+the+sea-urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Spatial expression of the hatching enzyme gene in the sea-urchin embryo.</a> Dev. Biol. 150, 23-32 (1992).</li>
<li>Jaffe, L. A., Terasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microinjection+of+oocytes%2C+eggs%2C+and+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development+of+Sea+Urchins%2C+Ascidians%2C+and+Other+Invertebrate+Deuterostomes%3A+Experimental+Approaches%22%5BJournal%5D)">Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos.</a> Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych lub innych konfliktów interesów.

Mikroiniekcja jest potężną techniką dostarczania różnych metod leczenia, takich jak DNA, mRNA, białka rekombinowane, odczynniki do utraty funkcji i wzmocnienia funkcji, barwniki i ich kombinacje do jaj, zarodków i komórek różnych organizmów1-7. Jednak podczas projektowania eksperymentu z mikroiniekcją należy pamiętać o kilku kwestiach.
Niezwykle ważne jest, aby wziąć pod uwagę rozpuszczalność dostarczonego leku i objętość wstrzyknięcia. Jeśli roztwór z mikroiniekcją ma tendencję do ...

Skuteczne i powtarzalne leczenie jest jednym z głównych wyzwań metodologicznych dla badaczy. Ustalono kilka metod przejściowego dostarczania roztworów leczniczych do komórek jajowych, zarodków i komórek. Metody te obejmują elektroporację (polegającą na generowaniu przejściowych porów w błonie za pomocą krótkich impulsów elektrycznych)1,2, lipofekcję (dostarczanie poprzez fuzję liposomów zawierających leczenie z membraną)1, bombardowanie mikrocząsteczkami1 (DNA wytrąca się na cząstkach metalu o wielkości mikronów, które są następnie wykorzystywane do penetracji komórek z dużą prędkością) i transdukcja (wirus jest używany jako nośnik transgenów). W tej chwili mikroiniekcja jest jedynym podejściem, które ma tę zaletę, że dostarcza dowolne rozwiązanie ze 100% wydajnością przy minimalnej ilości odczynników. Co więcej, pojedynczy roztwór do wstrzykiwań może składać się ze złożonego koktajlu zabiegów. Technika ta została wykorzystana do skutecznego mikrowstrzykiwania jaj i zarodków wielu gatunków, takich jak jeżowce3,4, danio pręgowany5, mysz6, żaba7 i bydło8, a także pojedyncze komórki w kulturze tkankowej9. Przeprowadzono również pojedyncze iniekcje blastomerów w późniejszych stadiach rozwojowych10-12.
Obecne metody mikroiniekcji opierają się na metodzie wtrysku ciśnieniowego, która została początkowo opisana przez Hiramoto10; jednak poczyniono znaczne postępy w kierunku optymalizacji tego procesu. Doskonałe techniki mikroiniekcji zostały opisane w innym miejscu11, a tutaj opisujemy jedną z konkretnych metod, która jest obecnie stosowana do mikrowstrzykiwania nowo zapłodnionych jaj jeżowca (Strongylocentrotus purpuratus). Przez ponad sto lat jeżowce były cennym modelem eksperymentalnym15,16. Jeżowce są ewolucyjnie blisko spokrewnione ze strunowcami (w tym z nami), a analiza ich genomu wykazała, że zawierają wszystkie główne rodziny genów, tak jak ludzki17. Wytwarzają dużą liczbę synchronicznie rozwijających się przezroczystych zarodków, którymi można łatwo manipulować. Wykorzystując jeżowca jako organizm modelowy, społeczność jeżowców przyczyniła się do naszego zrozumienia procesu zapłodnienia18-21, procesów biologicznych komórek22-24 oraz sieci regulacji genów (GRN)25-28.
Mikroiniekcja do zygot jeżowców wymaga kilku kroków. Po pierwsze, jaja muszą zostać unieruchomione przed wstrzyknięciem (opisane poniżej). Naczynia do mikroiniekcji są pokryte siarczanem protaminy (PS), który tworzy dodatnio naładowaną powierzchnię, do której mogą przylegać ujemnie naładowane jaja3. Jaja są poddawane dejelli przez inkubację w kwaśnej wodzie morskiej (pH 5,15) przez 10 minut, a następnie dwa mycia w naturalnej wodzie morskiej lub sztucznej wodzie morskiej (pH 8,0). Jaja dejelli są ostrożnie układane w linii prostej na środku naczynia pokrytego PS w obecności 1 mM 3-aminotriazolu (3-AT), który jest niezbędny do zahamowania aktywności owoperoksydazy, która jest wydzielana z ziarnistości korowych jaja w wyniku zapłodnienia29. Ten krok jest ważny, aby zapobiec stwardnieniu otoczki nawozowej i ułatwić wprowadzenie igły do mikroiniekcji. Jako alternatywę dla 1 mM 3-AT, można zastosować 10 mM kwas paraminobenzoesowy (PABA). Roztwór do wstrzykiwań jest umieszczany w igle do mikroiniekcji za pomocą specjalistycznej końcówki pipety do mikroładowania i montowany na uchwycie przymocowanym do mikromanipulatora i jednostki ciśnieniowej (ryc. 1). Każda igła może być użyta do mikroiniekcji pojedynczych zygot w wielu eksperymentach w oddzielnych dniach. Mikroiniekcję można wykonywać przez 10-15 minut, aż do stwardnienia zygot. Zygoty są następnie przemywane wodą morską i hodowane w temperaturze 15 °C. Kiedy zarodki osiągają stadium wylęgu blastuli, uwalniają enzym wylęgowy, który trawi składniki otoczki zapłodnienia30 i pozwala im naturalnie oderwać się od naczynia pokrytego PS. W razie potrzeby zarodki można delikatnie odłączyć od naczynia za pomocą pipety doustnej lub pipety Pasteura, delikatnie wdmuchując na zarodki wodę morską. Opisana metoda umożliwia wydajną i niezawodną mikroiniekcję 100-400 nowo zapłodnionych komórek jajowych na jednej szalce, zapewniając wysokoprzepustową metodę dalszych analiz.

<table><tbody><tr><td>Szklane pipety Pasteura</td><td>VWR</td><td>14673-043</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony&nbsp; Aksjowert 40 &deg; C</td> Mikroskop <td>iniekcyjny</td><td>Zeiss</td><td>4109431007990000</td></tr><tr><td>Końcówki do mikroładowarek</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td>Roztwór do wstrzykiwania obciążenia</td></tr><tr><td>Nylonowa siatka filtracyjna 80&nbsp; &mu; m</td><td>Amazon.com</td><td>03-80-37</td><td>Przefiltruj jaja, aby pozbyć się zanieczyszczeń</td></tr><tr><td>P20 lub P200 Końcówki do pipet z barierą aerozolową</td><td>Fisher Scientific</td><td>02707432 lub 02707430</td><td>Część pipety doustnej</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Fisher Scientific</td><td>13 374 12</td><td>Część pipety do ust</td></tr><tr><td>Rurka polietylenowa</td><td>Intramedic</td><td>PE-160</td><td>Część pipety do ust</td></tr><tr><td>Siarczan protaminy</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>194729</td><td>Dołącz dejellied jaja do naczyń iniekcyjnych</td></tr><tr><td>Jeżowce S. purpuratus</td><td>Pt. Laboratorium bezkręgowców morskich Loma</td><td>N/A</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Woda morska</td><td>dowolny sklep zoologiczny</td><td>Instant Ocean</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Sterylna polistyrenowa szalka Petriego 60 mm x 15 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>0875713A</td><td>Naczynia iniekcyjne</td></tr><tr><td>Trójosiowy mikromanipulator do zgrubnego pozycjonowania MMN-1</td><td>Narishige</td><td>9124</td><td>Manipuluj igłą iniekcyjną</td></tr><tr><td>Trójosiowy typ joysticka Olej Hydrauliczny drobny mikromanipulator MMO-202ND</td><td>Narishige</td><td>9212</td><td>Manipuluj igłą iniekcyjną</td></tr><tr><td>Pipety transferowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-9RANO&</td><td>nbsp;</td></tr><tr><td>Pionowy&nbsp; ściągacz igieł&nbsp;</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>Igły do wstrzykiwań ciągnionych</td></tr></tbody></table>

wysokoprzepustowe mikroiniekcje zygot jeżowców

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Mikroiniekcja do komórek i embrionów jest powszechną techniką, która jest używana do badania szerokiego zakresu procesów biologicznych. W tej metodzie niewielka ilość roztworu leczniczego jest umieszczana w igle do mikroiniekcji, która służy do fizycznego wstrzykiwania pojedynczych unieruchomionych komórek lub zarodków. Pomimo konieczności wstępnego szkolenia w celu wykonania tej procedury w celu uzyskania wysokiej przepustowości, mikroiniekcja oferuje maksymalną skuteczność i powtarzalne dostarczanie szerokiej gamy roztworów leczniczych (w tym złożonych mieszanin próbek) do komórek, komórek jajowych lub zarodków. Zastosowania mikroiniekcji obejmują dostarczanie konstruktów DNA, mRNA, białek rekombinowanych, odczynniki do wzmacniania funkcji i utraty funkcji. Barwnik fluorescencyjny lub kolorymetryczny jest dodawany do wstrzykiwanego roztworu, aby umożliwić natychmiastową wizualizację wydajnego dostarczania, a także narzędzie do niezawodnej normalizacji ilości dostarczonego roztworu. Opisana metoda umożliwia mikroiniekcję 100-400 zygot jeżowców w ciągu 10-15 min.

Konstrukty reporterowe GFP i mCherry poddano transkrypcji in vitro i wstrzyknięto mikrostrzykawką do nowo zapłodnionych jaj. Embriony inkubowano w temperaturze 15 °C przez 24 hr (do stadium blastuli) i obrazowano przy użyciu mikroskopu Zeiss Observer Z1. Wstrzyknięcie konstruktów reporterowych nie doprowadziło do żadnych wad rozwojowych (Rysunek 6). W celu kwantyfikacji sygnałów fluorescencyjnych akwizycję obrazów przeprowadzono przy niskim powiększeniu (100X), aby maksymalnie zarejestrować piks...

Mikroiniekcja jest powszechną techniką używaną do dostarczania konstruktów DNA, mRNA, oligonukleotydów antysensownych morfolino lub innych zabiegów do jaj, embrionułów i komórek różnych gatunków.

Wysokoprzepustowe mikroiniekcje zygot jeżowców

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie wysokoprzepustowych mikroiniekcji zygot jeżowców. Aby to zrobić, w jeżowcach indukuje się tarło oraz zbiera się gamety męskie i żeńskie. Jaja są następnie obrabiane przy użyciu kwaśnej wody morskiej i unieruchamiane w rzędzie na szalkach Petriego.Plemniki są następnie dodawane do komórek jajowych w celu ich zapłodnienia, a po mikrowstrzyknięciu wykonuje się mikroiniekcję pożądanej utraty funkcji, odczynników lub białek. Trzy AT woda zawierająca plemniki jest wymieniana na słodką wodę morską. Zarodki te można badać pod kątem ich morfologii oraz czasowej i przestrzennej ekspresji specyficznego RNA i białek.Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi metodami, takimi jak elektroporacja, doskonałość warg, mikrocząsteczki, bombardowanie i transdukcja, jest to, że umożliwia ona dostarczenie dowolnego roztworu ze 100% wydajnością przy użyciu minimalnej ilości odczynników. Metoda ta umożliwia wydajne i niezawodne mikroiniekcje od 100 do 400 razy na pojedynczą płytkę po tysiące x na eksperyment, zapewniając metodę o wysokiej przepustowości do dalszej analizy. Przed wykonaniem tego eksperymentu przygotuj wszystkie potrzebne roztwory podstawowe i sprzęt.Przepisy można znaleźć w dokumencie towarzyszącym, pipeta doustna będzie potrzebna do delikatnego obchodzenia się z jajami. Aby go przygotować, zacznij od trzymania szklanej mikropipety obiema rękami nad otwartym ogniem, gdy szkło zaczyna się topić, ostrożnie pociągnij końce pipety w przeciwnych kierunkach, aż pipeta rozdzieli się na dwie połówki. Następnie podłącz jedną wyciągniętą pipetę do plastikowej rurki o długości od 50 do 70 centymetrów.Zastosuj paraform, aby uzyskać szczelne uszczelnienie. Włóż sterylną końcówkę z filtrem P 20 lub P 200 do drugiego końca probówki w celu użycia, gdy ustnik na koniec przytnie koniec szklanej mikropipety nożyczkami, aby wyregulować średnicę końcówki, optymalna średnica nieznacznie przekroczy średnicę jaja, która wynosi około 80 mikrometrów. Następnie przygotuj naczynia pokryte siarczanem protaminy.Ułóż polistyrenowe szalki Petriego o wymiarach 2060 milimetrów na 15 milimetrów na blacie stołu i zdejmij pokrywki naczyń. Będą one również używane jako potrawy, do każdego naczynia wlewa się 1% roztwór siarczanu protaminy, zwany roztworem PS. Dodaj tylko tyle, aby pokryć powierzchnię i inkubować przez co najmniej dwie minuty po inkubacji.Usuń roztwór PS i zachowaj go do późniejszego wykorzystania. Pozostały roztwór PS może być ponownie wykorzystany wiele razy w ciągu trzech miesięcy, jeśli jest przechowywany w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Umieść naczynia poddane działaniu PS w zlewce wypełnionej wodą destylowaną.Następnie umieść zlewkę pod bieżącą wodą destylowaną na co najmniej 10 minut. Naczynia powlekane PS mogą być używane natychmiast lub suszone na powietrzu do przechowywania. Przykryj je, aby zapobiec gromadzeniu się kurzu.Można je przechowywać w temperaturze pokojowej do jednego miesiąca. Do wykonania naczyń włosowatych do iniekcji należy użyć ściągacza do igieł. Ustawienia ściągacza igieł muszą być empirycznie określone zgodnie z opisem w manuskrypcie.Aby złożyć ikrę jeżowca, usuń zwierzę ze zbiornika za pomocą siatki i połóż je na ręczniku papierowym. Następnie podnieś zwierzę i trzymaj je mocno. Potrząśnij nim.Alternatywnie, należy wykonać wstrzyknięcie emmiczne w następujący sposób. Po wyjęciu zwierzęcia ze zbiornika trzymaj zwierzę w jednej ręce i użyj igły o rozmiarze 20 podłączonej do 10-mililitrowej strzykawki, aby wstrzyknąć jeden mililitr 0,5-molowego chlorku potasu do błony okołobrzegowej, jedynej miękkiej części zwierzęcia. Po jednej do 10 minut płeć zwierzęcia stanie się widoczna.Samce zaczną uwalniać białe plemniki, a samice zaczną uwalniać żółte jaja. Jeśli zwierzę jest samcem, zbierz nasienie do sucha z powierzchni zwierzęcia za pomocą pipety, aby przenieść je do probówki o pojemności 1,5 mililitra. Suche plemniki można przechowywać w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez tydzień bez znaczącej utraty funkcji biologicznych.Jeśli zwierzę jest samicą, zanurz pory gno w zlewce pełnej wody morskiej, aby zebrać jego mięso. Jaja uwolnione z porów gno osiądą pod wpływem grawitacji. Po tarle przefiltruj jaja z zanieczyszczeń, takich jak kolce zwierząt, wlewając wodę morską zawierającą jaja.Przez nylonową siatkę filtracyjną o grubości 80 mikronów do czystej zlewki na lodzie. Aby deje jaja przenieś do jednego mililitra jaj do 100 mililitrów kwaśnej wody morskiej w plastikowej zlewce, delikatnie zakręć jajkami i pozwól im osiąść na lodzie przez 10 minut. Po zabiegu ostrożnie odlej kwaśną wodę morską.Następnie dodaj świeżą wodę morską i pozwól jajkom osiąść na lodzie. Znów. Jaja w galarecie można przechowywać na lodzie do sześciu godzin bez wpływu na zapłodnienie. Bezpośrednio przed wykonaniem mikroiniekcji należy wlać trzy do czterech mililitrów jednego milimola, trzy TC wody do każdego naczynia pokrytego PS.X powinien być wszelkiego rodzaju przed hospitalizacją we wstrzyknięciu Problem może wystąpić, jeśli występuje długotrwałe narażenie na trzy 80 c wody więcej lub kleje oniczne, takie jak siarczan białka, który może być toksyczny dla X.So czas ekspozycji powinien być powiązany, zwłaszcza jeśli zwierzę zapłodnienia zostały usunięte. Zabezpiecz końcówkę pipety ustnej zębami i odessaj niewielką ilość wody morskiej. Zwiększy to kontrolę nad jajami podczas ich aspiracji.Następnie umieść końcówkę mikropipety w pobliżu jaj i delikatnie zassaj kilkaset jaj, zamykając je w szklanej mikropipecie. Następnie, przesuwając końcówkę w linii prostej, delikatnie wydmuchaj je z pipety do naczynia, aby utworzyć rząd. Za pomocą szklanej pipety zrób rysę na naczyniu w pobliżu linii jaj drogowych.To zadrapanie może być później wykorzystane do złamania igły iniekcyjnej. Aby dostosować przepływ roztworu zgodnie z potrzebami podczas procesu mikroiniekcji. Włącz tutaj stację mikrowtryskową.System wtrysku femto jet jest używany ostrożnie za pomocą pary kleszczy. Zamontuj kapilę igły na uchwycie do ładowania igły. Unikać dotykania końca igły, aby zapobiec zanieczyszczeniu otworu igły.Za pomocą końcówki mikroładowarki załaduj ją 0,5 do 1,0 mikrolitrów roztworu do wstrzykiwania próbki. Umieść naczynie z jajkami drogowymi na stoliku mikroskopu i ustaw naczynie tak, aby jajka były wyrównane pionowo. Patrząc przez okulary, ustaw ostrość jaj.Ostrożnie zamontuj załadowaną igłę na uchwycie igły mikrowtryskiwacza i wyreguluj położenie igły tak, aby końcówka była idealnie wyostrzona w środku pola view. Następnie, aby wyczyścić igłę, naciśnij przycisk, aby zastosować maksymalny nacisk viewprzez mikroskop. Roztwór będzie widoczny, gdy zostanie wydalony z igły.Dostosuj ciśnienie wtrysku w zakresie od 90 do 360 KM przy ciśnieniu kompensacyjnym na poziomie około jednej trzeciej ciśnienia wtrysku. Następnie wstrzyknij niezapłodnioną komórkę jajową, aby zbadać przepływ zestawu do wstrzykiwania. Za pomocą mikromanipulatora joysticka skierować końcówkę igły do wstrzykiwań do niezapłodnionej komórki jajowej.Aby ułatwić wprowadzanie igły, wywołaj lekkie drżenie, delikatnie stukając w stolik twardym przedmiotem, takim jak śrubokręt. Naciśnij pedał nożny, aby wstrzyknąć jajko. Jeśli bolus wstrzyknięcia nie jest widoczny, przyłożyć igłę do zadrapania.Delikatnie postukać końcówką igły w miejsce zadrapania, aby złamać końcówkę igły do wstrzykiwań. Nieco szerszy otwór końcówki umożliwi łatwiejszy przepływ roztworu, a ostra krawędź złamanej końcówki ułatwia wprowadzenie igły. Zapłodnić jaja, dodając plemniki natychmiast po tym, jak otoczka zapłodnienia stanie się widoczna.Rozpocząć wstrzykiwanie za pomocą mikromanipulatora. Prawą ręką dociśnij końcówkę igły do zapłodnionej komórki jajowej, powodując niemal jednocześnie lekkie wgłębienie. Delikatnie postukaj w stolik mikroskopu śrubokrętem trzymanym lewą ręką.Poruszaj się wzdłuż linii zygot drogowych za pomocą kontrolera stopnia i wstrzyknij jak najwięcej zygot. Bolus iniekcji nie powinien przekraczać jednej piątej zygoty. Po 10 do 15 minutach nowo zapłodnione jaja stwardnieją i nie będzie można ich już wstrzykiwać.Wyjmij naczynie ze sceny i za pomocą plastikowej pipety do makaronu ostrożnie odessaj wodę o trzech A TC zawierającą plemniki. Nie pozwól, aby zygoty wyschły i szybko dodaj świeżą, wstępnie schłodzoną wodę morską. Przykryj naczynie, inkubuj w temperaturze 15 stopni Celsjusza.Po wstrzyknięciu. Monitorować zarodki pod kątem zmian fenotypowych lub molekularnych, stosownie do potrzeb eksperymentu, w celu ustalenia, czy wstrzyknięcie konstruktów reporterowych wpłynęło na rozwój. Konstrukty GFP i m cherry reporter zostały przepisane in vitro i mikrowstrzyknięte do nowo zapłodnionych komórek jajowych.Pokazane tutaj zarodki wstrzyknięte można wyraźnie odróżnić od tych niewstrzykniętych, które są oznaczone strzałkami. Zarodki inkubowano w temperaturze 15 stopni Celsjusza przez 24 godziny do stadium blastuli i zobrazowano, jak można zobaczyć tutaj. Zarodki, którym wstrzyknięto zarodki, które są kolorowe, mają taką samą morfologię jak zarodki bez wstrzyknięcia, które są szare.Sugeruje to, że wstrzykiwanie konstruktów reporterowych nie prowadzi do żadnych wad rozwojowych. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak mikrowstrzykiwać jeżowca. Mikroiniekcja zygot jest cennym narzędziem do badań w dziedzinie genetyki, biologii komórkowej i rozwoju.Korzystając z tej techniki, społeczność jeżowców wniosła znaczący wkład w nasze zrozumienie szlaków rozwojowych, takich jak specyfikacja siarczanów, regulacja genów, ekspresja genów i szlaki biochemiczne, które leżą u podstaw biologii rozwojowej.

high-throughput-microinjections-of-sea-urchin-zygotes

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Mikroiniekcja jest uznaną i skuteczną metodą wprowadzania obcych substancji do zapłodnionych embrionów danio pręgowanego. W niniejszej pracy prezentujemy niezawodną technikę mikroiniekcji służącą do przeprowadzania badań nad nadekspresją mRNA oraz wyciszaniem genów za pomocą morfolino oligonukleotydów u danio pręgowanego.

Mikroiniekcja mRNA i morfolinoowych oligonukleotydów antysensownych w embriony ryb danio pręgowanych.

W niniejszym filmie pokazano, w jaki sposób morpholino lub mRNA można wstrzyknąć do embrionów zebrafish w stadium jednej komórki, aby obniżyć lub zwiększyć poziom produktów konkretnych genów podczas dalszego rozwoju.

Mikroiniekcja embrionów ryb danio w celu analizy funkcji genów

Prezentujemy nasze podejście do wyszukiwania potencjalnych elementów enhansera w genach regulowanych rozwojowo oraz ocenę ich funkcji za pomocą mozaikowej transgenezy u rybek danio pręgowanych.

Mozaikowa transgeneza u danio pręgowanego do oceny sekwencji enhancerów

Ten film opisuje technikę mikroiniekcji zarodka w celu dostarczenia związków do woreczka z żółtkiem danio pręgowanego.

Mikroiniekcja zarodka: technika dostarczania związku do żółtka danio pręgowanego

Źródło: Shi, J. i in., Przesiewowe i identyfikacja supresorów wyciszających RNA z wydzielanych efektorów patogenów roślinnych. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje procedurę przygotowania hodowli Agrobacterium tumefaciens poprzez indukowanie ekspresji genów za pomocą acetosyringonu, a następnie usunięcie antybiotyku poprzez płukanie i ponowną zawiesinę, aby wygenerować zawieszenie gotowe do transformacji do dostarczania genów do tkanek roślinnych.

Mikrowstrzykiwanie bakterii do żyły ogonowo zarodków danio pręgowanego

Metody tworzenia morfujących zarodków są niezbędne do badania mechanizmów rozwojowych i sieci regulacji genów.  Gwiazda morska Patiria miniata jest wyłaniającym się systemem modelowym dla tych badań.  W tym miejscu przedstawiamy protokół pozyskiwania gamet, produkcji kultur zarodków oraz szybkiej mikroiniekcji zygot tego gatunku.

Metoda mikroiniekcji zygot Patiria minata

Śledzenie na żywo poszczególnych komórek progenitorowych siatkówki WT w różnych tłach genetycznych pozwala na ocenę udziału nieautonomicznej sygnalizacji komórek podczas neurogenezy. W tym celu wykorzystano kombinację knockdownu genów, generowania chimer poprzez przeszczep zarodka i poklatkowego obrazowania konfokalnego in vivo.

In vivo (in vivo)Obrazowanie ekspresji genów transgenicznych w poszczególnych progenitorach siatkówki w chimerycznych zarodkach danio pręgowanego w celu zbadania nieautonomicznych wpływów komórek

Mikroiniekcja zarodków i larw danio pręgowanego jest kluczową, ale wymagającą techniką stosowaną w wielu modelach danio pręgowanego. W tym miejscu przedstawiamy szereg narzędzi w mikroskali, które pomagają w stabilizacji i orientacji danio pręgowanego zarówno do mikroiniekcji, jak i obrazowania.

Urządzenia mikrostrukturalne do zoptymalizowanej mikroiniekcji i obrazowania larw danio pręgowanego

Tutaj prezentujemy protokół do badania wewnątrzkomórkowych właściwości mechanicznych izolowanych embrionalnych komórek zebrytanicznego danio pręgowanego w trójwymiarowym zamknięciu z bezpośrednim pomiarem siły przez pułapkę optyczną.

Bezpośrednie pomiary siły mechaniki subkomórkowej w zamknięciu za pomocą pęsety optycznej

Aby zamodelować, jak sygnały zapalne wpływają na neurorozwój u organizmów genetycznie podatnych, przedstawiamy protokół mikroiniekcji IL-6 do przewodu Cuviera (żyła główna kardynałowa) larw rybki zebra, umożliwiając kontrolowane wywołanie stanu zapalnego i ocenę jego wpływu na rozwój w kontekście zespołu stwardnienia guzowatego (TSC).

Mikrowstrzyknięcie Interleukiny-6 do krwioobiegu larw ryb cebra TSC w celu badania zachowań przypominających zaburzenia neuropsychiatryczne

Poznaj technikę wysokoprzepustowych mikroiniekcji zygot jeżowców morskich do badań nad ekspresją RNA i białek w embriogenezie. Ta metoda umożliwia efektywną analizę funkcji genów we wczesnym rozwoju.

Wysokoprzepustowe mikroiniekcje zygot jeżowców

Przeglądaj więcej filmów