Name: Proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść LFP do skoków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Odkryj niestandardowe urządzenie stymulujące do precyzyjnych bodźców dotykowych w korze somatosensorycznej. Metoda umożliwia rejestrację potencjałów LFP i aktywności neuronowej z dokładnością do milisekund.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SN i AGZ były wspierane przez fundusze PON 01-01297 VIRTUALAB.

Oświadczenie etyczne
Aby zbadać, w jaki sposób bodźce sensoryczne są reprezentowane przez aktywność neuronalną, nie ma alternatywy dla wykorzystania zwierząt oraz podejścia in vivo. Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z włoskimi i europejskimi przepisami dotyczącymi traktowania zwierząt w badaniach naukowych (Włoski Komitet Bioetyczny, Dekret prawny o traktowaniu zwierząt w badaniach, 27 stycznia 1992 r., nr 116). Narodowa Rada Badawcza, w której przeprowadzono eksperymenty, przestrzega wytycznych Międzynarodowego Komitetu Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych (ICLAS) w imieniu Organizacji Narodów Zjednoczonych do spraw Oświaty, Nauki i Kultury (UNESCO), Rady Międzynarodowych Organizacji Nauk Medycznych (CIOMS) oraz Międzynarodowej Unii Nauk Biologicznych (IUBS). W związku z tym nie było wymagane zatwierdzenie konkretnego protokołu. Zgoda Ministerstwa Zdrowia została zarejestrowana w aktach Komitetu Etycznego Uniwersytetu w Mediolanie pod numerem „Biella 1, 3/2011”.
1. Przygotowanie zwierząt doświadczalnych
<ol>
	<li>Wybierz samce szczurów o masie ciała około 300-400 g.</li>
	<li>Zanurz szczury w znieczuleniu w celu przygotowania do eksperymentu.
		<ol>
			<li>Wstrzyknij dootrzewnowo roztwór barbituranów (pentobarbital, 50 mg/kg do indukcji, 10 mg/kg do podtrzymania znieczulenia).</li>
			<li>Sprawdź poziom znieczulenia za pomocą mechanicznych bodźców o niskim i wysokim progu na łapie, upewniając się, że nie występuje odruch cofania.</li>
			<li>Przygotuj skórę czaszki, dokładnie goląc sklepienie czaszki, a następnie wykonaj nacięcie, aby odsłonić powierzchnię czaszki.</li>
			<li>Kaniuluj tchawicę za pomocą kaniuli tchawiczej (średnica wewnętrzna 2 mm, średnica zewnętrzna 2.5 mm), mocując ją poprzez chirurgiczne podwiązanie wokół samej tchawicy.</li>
			<li>Bocznie od odcinka tchawicy odsłoń żyłę szyjną i zakaniuluj ją, wprowadzając kaniulę (PE10) połączoną ze strzykawką i mocując ją poprzez chirurgiczne podwiązanie wokół naczynia.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Umieść szczura w aparacie stereotaktycznym.
		<ol>
			<li>Zabezpiecz ciało szczura i ułóż go w pozycji grzbietowej.</li>
			<li>Ustabilizuj głowę za pomocą prętów usznych i zablokuj pysk. Przed założeniem prętów usznych zakropl do ucha szczura jedną lub dwie krople znieczulenia miejscowego (lidokaina).</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Reguluj temperaturę podkładki stereotaktycznej za pomocą elektronicznie sterowanej maty grzewczej, utrzymując temperaturę na poziomie 37.5 °C.</li>
	<li>Podłącz rurkę tchawiczą do urządzenia do znieczulenia oddechowego.
		<ol>
			<li>Ustaw urządzenie do znieczulenia oddechowego na 1 cykl/s, podając izofluran (2.5% 0.4-0.8 L/min) oraz O2 (0.15-0.2 L/min).</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Starannie oczyść sklepienie czaszki za pomocą miejscowego środka antyseptycznego na bazie powidonu z jodem.</li>
	<li>Używając sterylnego skalpela, wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej od nasady pyska do kąta kości potylicznej.
		<ol>
			<li>Rozszerz brzegi rany za pomocą rozwieraka i utrwal je za pomocą dwóch małych kleszczyków chirurgicznych przyłożonych do brzegów rany.</li>
			<li>Zidentyfikuj okostną, kierując światło na sklepienie czaszki i obserwując powierzchnię półprzezroczystą. Ostrożnie zeskrob sklepienie kostne, usuwając okostną i odsłaniając powierzchnię kości.</li>
			<li>Zapewnij hemostazę za pomocą tamponu bawełnianego lub gąbki chirurgicznej na powierzchni kości, jeśli pojawią się ogniskowe krwawienia.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą cienkopisowego pisaka wyznacz punkt stereotaktyczny bregma w miejscu przecięcia szwów pośrodkowego strzałkowego i czołowego.
		<ol>
			<li>Pod kontrolą mikroskopu chirurgicznego zidentyfikuj obszar stereotaktyczny (S1HL) nad korą somatosensoryczną po stronie przeciwnej do tylnej łapy wykorzystywanej w eksperymencie (Bregma, AP -0.5 do 1.2 mm, LL -2.3 do 2.5 mm).</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą cienkopisowego pisaka narysuj kwadratowy obrys wyznaczający otwór do wywiercenia.
		<ol>
			<li>Wywierć otwór o powierzchni 9 mm2 w wcześniej wyznaczonym niebieskim kwadracie, usuwając fragment kości.</li>
			<li>Oczyść i wchłoń ewentualne krwawienia z kości.</li>
			<li>Ostrożnie usuń dura mater i przykryj powierzchnię kory gąbką chirurgiczną nasączoną sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym utrzymywanym w temperaturze 37.5 °C.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Zamocuj macierz elektrod w uchwycie połączonym z elektronicznym mikromanipulatorem.
		<ol>
			<li>Podłącz głowicę macierzy do przedwzmacniacza za pomocą mikrołącznika.</li>
			<li>Ręcznie przesuń macierz elektrod (pod kontrolą mikroskopu chirurgicznego) do powierzchni kory (bez dotykania jej).</li>
			<li>Włącz wzmacniacze z sygnałem dźwiękowym.</li>
			<li>Za pomocą sterowania elektronicznego przesuń macierz elektrod tak, aby dotknęła powierzchni kory, aż do momentu uzyskania kontaktu, co zostanie zasygnalizowane wyraźną zmianą szumu.</li>
			<li>Wprowadź macierz elektrod w dół za pomocą elektronicznie sterowanych kroków (2 μm/krok), aż do osiągnięcia głębokości 350-400 μm (warstwa IV kory).</li>
			<li>Sprawdź reaktywność neuronów poprzez lekkie dotknięcia przeciwległej tylnej łapy.</li>
			<li>Dostosuj głębokość o kilka kolejnych kroków, aż zostanie zaobserwowana wyraźna odpowiedź w postaci impulsów (spiking response).</li>
			<li>Sparaliżuj szczura, podając dożylnie trietiodyk gallaminy (20 mg/kg/h). W trakcie eksperymentu stosuj dawki uzupełniające, aby utrzymać poziom kuraryzacji (0.2 ml/1 h).</li>
		</ol>
	</li>
</ol>
2. Przetwarzanie sygnału
<ol>
	<li>Ustaw programowy filtr pasmowoprzepustowy na [0.1 6000] Hz.
		<ol>
			<li>Zarejestruj sygnały neuronalne z 8-kanałowej macierzy mikroelektrod z częstotliwością próbkowania 32 kHz.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu akwizycji wyeksportuj zarejestrowane sygnały do formatu binarnego odpowiedniego do dalszego przetwarzania.
		<ol>
			<li>Wykonaj procedurę sortowania impulsów (spike sorting) za pomocą narzędzi Wave_clus toolbox11.</li>
		</ol>
	</li>
</ol>
3. Wykonanie i konfiguracja urządzenia stymulującego
<ol>
	<li>Zamocuj łodygę kaktusa (z zaokrągloną końcówką) prostopadle do powierzchni głośnika średniotonowego, przyklejając podstawę łodygi do membrany.</li>
	<li>Zaprogramuj mikrokontroler tak, aby wysyłał impulsy napięcia do układu sterującego głośnikiem.
		<ol>
			<li>Zaprogramuj mikrokontroler do wysyłania dwóch par impulsów prądu w każdej sekundzie (patrz Rysunek 1C).</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Połącz głośnik i mikrokontroler za pomocą mostka H L293D z podstawowymi komponentami pasywnymi (patrz Rysunek 1A).</li>
	<li>Podłącz mikrokontroler do akumulatora 12 V.</li>
</ol>
4. Protokół stymulacji
<ol>
	<li>Przyklej grzbietową stronę tylnej łapy do sztywnej ramy, eksponując powierzchnię podeszwową i unikając skręceń stawowych.</li>
	<li>Umieść końcówkę urządzenia stymulującego w wybranym miejscu na kończynie/łapie.</li>
	<li>Włącz urządzenie stymulujące.</li>
</ol>
Kroki wykonywane poza linią:
5. Ocena odpowiedzi impulsowych
<ol>
	<li>Dla każdego zarejestrowanego neuronu oblicz wzajemną informację Shannona (MI) dla aktywności impulsowej wywołanej bodźcem (kategoria bodźca to albo 1 – obecność bodźca, albo 0 – brak bodźca).
		<ol>
			<li>Oszacuj warunkowe prawdopodobieństwo odpowiedzi p(r | s), gdzie s reprezentuje kategorię bodźca, a r liczbę impulsów wygenerowanych w ustalonym oknie czasowym.</li>
			<li>Skoryguj szacowaną wartość MI, stosując procedurę tasowania (shuffling) opisaną w literaturze9.</li>
		</ol>
	</li>
</ol>
6. Ocena odpowiedzi LFP
<ol>
	<li>Przefiltrować zarejestrowany sygnał w zakresie częstotliwości [0.1 100] Hz w celu uzyskania sygnału LFP</li>
	<li>Obliczyć LFPSNR, miarę responsywności LFP, zgodnie z wyjaśnieniami w materiale referencyjnym10.</li>
</ol>
7. Estymacja modelu
<ol>
	<li>Wygeneruj model postaci 
		<img alt="Równanie równowagi statycznej, \( r_{\text{est}} = \Theta(F(x_1, x_2, x_3)) \), formuła matematyczna." fo:content-width="2in" height="24" src="/files/ftp_upload/50941/50941eq1.jpg" width="155" data-altupdatedat="1787630408000"> 
		gdzie argumenty x reprezentują trzy różne cechy LFP (x1 samo LFP, x2 jego pochodną oraz x3 fazę Hilberta jego pochodnej), a F jest wyrażone w następujący sposób 
		<img alt="Równowaga statyczna, notacja Σ, równanie reprezentujące sumowanie funkcji, koncepcja matematyczna." fo:content-width="2in" height="57" src="/files/ftp_upload/50941/50941eq2.jpg" width="187" data-altupdatedat="1787630408000"> 
		współczynniki g są wagami kombinacji liniowej, a f to operator, który przyjmuje wartość bezwzględną, potęgę lub wartość oryginalną każdego xi.</li>
	<li>Użyj algorytmu NSGAII do oszacowania parametrów i operatorów modelu, wykorzystując następujące trzy obiekty: i) lokalną miarę dopasowania w ramach pojedynczych prób <img alt="Schemat formuły równowagi statycznej; Σnr=1|rest(n)−r(n)|/2Nsp(Nr−Nsp)/Nr dla analizy danych." fo:content-width="2in" height="40" src="/files/ftp_upload/50941/50941eq3.jpg" width="149" data-altupdatedat="1787630408000">, gdzie Nsp i Nr reprezentują odpowiednio całkowitą liczbę impulsów (spikes) oraz długość wektora odpowiedzi; ii) globalną miarę dopasowania opartą na średniej odpowiedzi <img alt="Równanie równowagi statycznej dla czynnika wydajności, PF, zawierające wyrażenia PSTH(n), analiza matematyczna." fo:content-width="3in" height="45" src="/files/ftp_upload/50941/50941eq4.jpg" width="205" data-altupdatedat="1787630408000">, gdzie Nresp reprezentuje długość średniej odpowiedzi; iii) miarę złożoności modelu (patrz również)10 <img alt="Równanie chemiczne CO=1.5(1-∑^3_{i=1}g_i^2), formuła, reprezentacja matematyczna." fo:content-width="2in" height="23" src="/files/ftp_upload/50941/50941eq5.jpg" width="161" data-altupdatedat="1787630408000">.</li>
</ol>
8. Potwierdzenie histologiczne
<ol>
	<li>Uśmiercenie szczura.
		<ol>
			<li>Po zakończeniu rejestracji eksperymentalnej poddać zwierzę głębokiej narkozie gazowej (izofluran 2%, 4 L/min) i wstrzyknąć dożylnie dawkę barbituranów prowadzącą do przedawkowania (&gt;50 mg/kg, pentobarbital).</li>
			<li>Odczekać do zatrzymania akcji serca.</li>
			<li>Zdjąć szczura z aparatu stereotaktycznego.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Perfuzja.
		<ol>
			<li>Umieścić szczura na kratce nad miednicą w celu zbierania krwi i płynów z perfuzji.</li>
			<li>Otworzyć klatkę piersiową, rozcinając mostek i oddzielając go od przyczepów żeber.</li>
			<li>Zacisnąć wyrostek mieczowaty mostka kleszczykami, odchylić mostek w stronę czaszki i rozszerzyć żebra nad sercem.</li>
			<li>Zidentyfikować lewą komorę i prawy przedsionek, wprowadzić igłę tępą o rozmiarze 9 gauge (połączoną z kaniulą do perfuzji) do komory i otworzyć prawy przedsionek za pomocą drobnych nożyczek chirurgicznych.</li>
			<li>Rozpocząć perfuzję zimnym (4 °C) heparynowanym roztworem fizjologicznym (250 ml), a następnie przeprowadzić perfuzję 4% roztworem formaliny (250 ml).</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Wyjąć mózg z czaszki, otwierając sklepienie czaszki odpowiednimi kleszczykami, i umieścić mózg w 10% roztworze formaliny.</li>
	<li>Po tygodniu przygotować skrawki histologiczne za pomocą mikrotomu (grubość 10 μm).</li>
	<li>Przebarwić koronalne i sagitalne przekroje mózgu roztworem fioletu krezylowego.</li>
</ol>

<ol><li>Pesaran, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uncovering+the+Mysterious+Origins+of+Local+Field+Potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Uncovering the Mysterious Origins of Local Field Potentials.</a> Neuron. 61 (1-2), (2009).</li>
<li>Delmas, P., Hao, J., Rodat-Despoix, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Mechanisms+of+Mechanotrasduction+in+Mammalian+Sensory+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular Mechanisms of Mechanotrasduction in Mammalian Sensory Neurons.</a> Nat. Rev. Neurosci. 12, 139-153 (2011).</li>
<li>Rasch, M. J., Gretton, A., Murayama, Y., Maass, W., Logothetis, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inferring+spike+trains+from+local+field+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Inferring spike trains from local field potentials.</a> J. Neurophys. 99 (3), 1461-1476 (2008).</li>
<li>Galindo-Leon, E. E., Liu, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+stimulus-locked+single+unit+spiking+from+cortical+local+field+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comput.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Predicting stimulus-locked single unit spiking from cortical local field potentials.</a> J. Comput. Neurosci. 29 (3), 581-597 (2010).</li>
<li>Theunissen, F. E., David, S. V., Singh, N. C., Hsu, A., Vinje, W. E., Gallant, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+spatio-temporal+receptive+fields+of+auditory+and+visual+neurons+from+their+responses+to+natural+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">Estimating spatio-temporal receptive fields of auditory and visual neurons from their responses to natural stimuli.</a> Network. 12 (3), 289 (2001).</li>
<li>Victor, J. D., Purpura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metric-space+analysis+of+spike+trains%3A+theory%2C+algorithms%2C+and+application%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">Metric-space analysis of spike trains: theory, algorithms, and application.</a> Network. 8, 127-164 (1997).</li>
<li>Foffani, G., Chapin, J. K., Moxon, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computational+Role+of+Large+Receptive+Fields+in+the+Primary+Somatosensory+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Computational Role of Large Receptive Fields in the Primary Somatosensory Cortex.</a> J. Neurophysiol. 100 (1), 268-280 (2008).</li>
<li>Microcontroller website. , Duemilanove, Italy. Available: 
 
 <a target="_blank" href="http://arduino.cc">http://arduino.cc</a> (2014).</li>
<li>Panzeri, S., Senatore, R., Montemurro, M. A., Petersen, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correcting+for+the+sampling+bias+problem+in+spike+train+information+measures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Correcting for the sampling bias problem in spike train information measures.</a> J. Neurophysiol. 98, 1064-1072 (2007).</li>
<li>Storchi, R., Zippo, A. G., Caramenti, G. C., Valente, M., Biella, G. E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+Spike+Occurrence+and+Neuronal+Responsiveness+from+LFPs+in+Primary+Somatosensory+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Predicting Spike Occurrence and Neuronal Responsiveness from LFPs in Primary Somatosensory Cortex.</a> PLoS ONE. 7 (5), (2012).</li>
<li>Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unsupervised+Spike+Detection+and+Sorting+with+Wavelets+and+Superparamagnetic+Clustering%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Comput%22%5BJournal%5D)">Unsupervised Spike Detection and Sorting with Wavelets and Superparamagnetic Clustering.</a> Neural Comput. 16, 1661-1687 (2004).</li>
<li>Deb, K., Agrawal, A., Pratab, A., Meyarivan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fast+elitist+non-dominated+sorting+genetic+algorithm+for+multi-objective+optimization%3A+NSGA-II+IEEE%5BTitle%5D)+AND+%22Trans.+Evol.+Comput%22%5BJournal%5D)">A fast elitist non-dominated sorting genetic algorithm for multi-objective optimization: NSGA-II IEEE.</a> Trans. Evol. Comput. 6 (2), 181-197 (2000).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

W ramach tych prac po raz pierwszy zaprezentowano nowe, proste i tanie urządzenie umożliwiające szybkie i przestrzenne punktowe bodźce sensoryczne. Następnie zweryfikowano losowy protokół stymulacji impulsów w parach oraz zestaw analiz obliczeniowych. Ogólnym celem było stworzenie ram do oceny relacji LFP-spike w zapisach elektrofizjologicznych podczas stymulacji dotykowej.
Urządzenie, protokół i podejście analityczne wspólnie przyczyniły się do uzyskania wyniku, a mianowicie pierwszej demonst...

W kontekście przetwarzania sygnału, odpowiedź impulsowa stanowi fundamentalną charakterystykę zachowania układu dynamicznego.
Chociaż idealny bodziec impulsowy jest praktycznie nieosiągalny, możliwe jest uzyskanie jego rozsądnego przybliżenia za pomocą elementu aktywującego, który generuje przemieszczenia o wysokiej częstotliwości. Wiadomo, że ten rodzaj lekkiej stymulacji dotykowo-wibracyjnej jest ukierunkowany zarówno na głęboką skórę (np. szybko reagujące, szybko adaptujące się ciałka Paciniana)2, jak i na receptory powierzchowne (np. niskoprogowe, wolno adaptujące się dyskoidalne struktury Merkla)2.
Urządzenia do stymulacji prądu, głównie siłowniki piezoelektryczne, mają wiele wad, nie tylko rezonanse i małe przemieszczenia. Aby przezwyciężyć te wady, zaproponowano alternatywną implementację stymulacji impulsowej za pomocą końcówki (w naszym przypadku końcówki wygładzonej kaktusem) zamontowanej pionowo na środku membrany stożka głośnika średniotonowego. Zapewnia to przewagę w postaci większych przemieszczeń i szerszego spektrum częstotliwości.
Skutecznym zastosowaniem takiego urządzenia było badanie istotnego problemu neurofizjologicznego zależności LFP od skoków. Ze względu na subtelny związek czasowy między tymi zdarzeniami elektrycznymi, potrzebne było precyzyjnie regulowane urządzenie do dostarczania bodźców obwodowych. Bodźce musiały być jak najszybsze i jak najbardziej selektywne przestrzennie, aby zredukować "szum tła" i wyostrzyć interesujące sygnały. W tym celu urządzenie stymulujące i protokół dostarczania bodźca zostały wspólnie zoptymalizowane pod kątem tego zadania. W niniejszym artykule opisujemy tę technikę i przedstawiamy reprezentatywne wyniki.
Protokół stymulacji oparty na randomizowanych, sparowanych impulsach został zaprojektowany i zoptymalizowany w celu uniknięcia przyzwyczajenia. Protokół ten oferował przewagę klasycznych sparowanych impulsów i zmniejszał możliwość fałszywego blokowania między bodźcami i spontanicznych okresowych wybuchów aktywności neuronalnej.
Korzystając z tego losowo sparowanego impulsu, można było uzyskać szybkie i niezawodne odpowiedzi LFP i skoki oraz uchwycić szczególną cechę tych odpowiedzi związaną z zależnością zarówno LFP, jak i skoków od historii stymulacji. Rzeczywiście, z surowych odpowiedzi LFP wyodrębniono również zestaw trzech cech LFP (sam LFP, pierwsza pochodna LFP i faza pierwszej pochodnej) silnie skorelowanych ze średnią odpowiedzią na skok.
Zaproponowano kilka metod dopasowania modeli przewidujących skoki na podstawie LFP3,4. Ogólnie rzecz biorąc, punktem krytycznym procesu dopasowania modelu, wspólnym również dla przewidywania zdarzenia skokowego na podstawie sygnału bodźca, jest odpowiedni wybór funkcji celu w celu maksymalizacji/minimalizacji. Chociaż zaproponowano szereg obiektywnych funkcji (np. korelacja i koherencja)5, żadna z nich nie oddaje łącznie całej złożoności reakcji skoków. W związku z tym wprowadzany jest nowatorski framework oparty na optymalizacji wielocelowej. Pokazujemy, że przy użyciu proponowanej, opracowanej i tej ramy obliczeniowej możliwe jest oszacowanie zestawu modeli predykcyjnych opartych na silnych relacjach LFP do skoków.

<table><tbody><tr><td>Microstepper</td><td>AB Transvertex (Sztokholm, Szwecja)</td><td></td><td>Mikrostepper służący do ściągania matrycy elektrod</td></tr><tr><td>32-kanałowy system</td><td>Chepard Neuralynx (MT, USA)</td><td></td><td>Elektrofizjologiczny system zapisu</td></tr><tr><td>L293D h-bridge</td><td>RS Components (Cinisello Balsamo, Włochy)</td><td></td><td>Mostek służący do połączenia mikrokontrolera z głośnikiem</td></tr><tr><td>H21A3 Optical Interrupter Switch</td><td>Fairchild Semiconductor Corporation (San Jose, Kalifornia)</td><td></td><td>Fototranzystor służący do ustalania przemieszczenia końcówki</td></tr><tr><td>Arduino Uno</td><td>Arduino (Duemilanove, Włochy)</td><td></td><td>Mikrokontroler służący do dostarczania impulsu prądowego do głośnika Matryce</td></tr><tr><td>mikroelektrod GB1</td><td>FHC</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Rhodia Organique Fine Sp. z o.o.</td><td></td><td>Środek znieczulający stosowany do przygotowania zwierząt</td></tr><tr><td>Aparat stereotaktyczny</td><td>Narishighe (Tokio, Japonia)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Samce szczurów Sprague-Dawley</td><td>Charles River (Calco, LC, Włochy)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tryetiodyd galaminy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Związek stosowany do kuraryzacji zwierząt</td></tr><tr><td>Fiolet krezylowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Miejscowe środki antyseptyczne (Betadine 10%)</td><td>Meda Pharma (Mediolan, Włochy)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Odczynniki do formaldehydu</td><td>Carlo Erba (Pomigliano Milanese, Mediolan, Włochy)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść lfp do skoków

A Simple Stimulatory Device for Evoking Point-like Tactile Stimuli: A Searchlight for LFP to Spike Transitions

Obecne badania neurofizjologiczne mają na celu opracowanie metodologii badania trasy sygnału od neuronu do neuronu, a mianowicie w przejściach od impulsów do lokalnych potencjałów pola (LFP) i od LFP do skoków.
LFPs mają złożoną zależność od aktywności spike, a ich związek jest nadal słabopoznany1. Wyjaśnienie tych zależności sygnałowych byłoby pomocne zarówno w diagnostyce klinicznej (np. paradygmaty stymulacji dla Głębokiej Stymulacji Mózgu), jak i w głębszym zrozumieniu strategii kodowania neuronalnego w stanach normalnych i patologicznych (np. padaczka, choroba Parkinsona, ból przewlekły). W tym celu należy rozwiązać problemy techniczne związane z urządzeniami stymulacyjnymi, paradygmatami stymulacji i analizami obliczeniowymi. W związku z tym opracowano specjalne urządzenie stymulacyjne, aby dostarczać bodźce dobrze regulowane w przestrzeni i czasie, które nie podlegają rezonansowi mechanicznemu. Następnie, jako egzemplifikację, wyodrębniono zestaw wiarygodnych zależności LFP-spaczek.
Wydajność urządzenia została zbadana przez nagrania zewnątrzkomórkowe, łącznie skoki i reakcje LFP na zastosowane bodźce, z pierwotnej kory somatosensorycznej szczura. Następnie, za pomocą wielocelowej strategii optymalizacyjnej, oszacowano model predykcyjny występowania skoków w oparciu o LFP.
Zastosowanie tego paradygmatu pokazuje, że urządzenie jest odpowiednio przystosowane do dostarczania stymulacji dotykowej o wysokiej częstotliwości, przewyższając popularne siłowniki piezoelektryczne. Jako dowód skuteczności urządzenia przedstawiono następujące wyniki: 1) czas i wiarygodność odpowiedzi LFP dobrze pasują do odpowiedzi szczytowych, 2) LFP są wrażliwe na historię stymulacji i rejestrują nie tylko średnią odpowiedź, ale także wahania aktywności skoków między próbami i wreszcie, 3) przy użyciu sygnału LFP możliwe jest oszacowanie szeregu modeli predykcyjnych, które ujmują różne aspekty aktywność skokowa.

Charakterystyka wysuwu końcówki
W celu charakterystyki właściwości dynamicznych proponowanego urządzenia stymulującego przeprowadzono serię eksperymentów. Do oceny przemieszczenia końcówki, czasu trwania przemieszczenia oraz możliwych opóźnień przemieszczenia wykorzystano specjalistyczne urządzenie składające się z podczerwonej diody emitującej wykonanej z arsenku galu sprzężonej z fototranzystorem krzemowym. Za pomocą tego optycznego przełącznika przerywającego umieściliśmy końcówkę stymulatora ...

Aby wyjaśnić skomplikowane przejście od lokalnych potencjałów pola (LFP) do skoków, zbudowano odpowiedni stymulator dla lekkich mechanicznych bodźców peryferyjnych. Jako zastosowanie, czynności związane z impulsami zarejestrowanymi przez korę somatosensoryczną zostały przeanalizowane za pomocą wielocelowej strategii optymalizacji. Wyniki pokazały, że proponowany stymulator był w stanie dostarczać bodźce dotykowe z dokładnością do milisekund i milimetrów.

Proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść LFP do skoków

Current neurophysiological research has the aim to develop methodologies to investigate the signal route from neuron to neuron, namely in the transitions ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zaproponowanie skutecznego, niskokosztowego, wykonanego na zamówienie urządzenia do stymulacji sensorycznej, przeznaczonego do szybkich stymulacji punktowych. Realizuje się to najpierw poprzez konfigurację urządzenia stymulującego. Drugim krokiem jest przygotowanie zwierzęcia do rejestracji elektrofizjologicznych poprzez wykonanie okna kostnego nad pierwotnym obszarem somatosensorycznym, aby umożliwić pozycjonowanie macierzy wieloelektrodowej.Trzecim krokiem procedury jest umieszczenie urządzenia stymulującego na wcześniej zidentyfikowanych obszarach łapy wykazujących reakcję. Ostatnim krokiem jest znalezienie najlepszych spontanicznie generowanych oraz stymulowanych odpowiedzi LFP i impulsowych. Ostatecznie odpowiedzi impulsowe i LFP zostaną ocenione za pomocą algorytmów ad hoc.Główną zaletą naszej techniki w porównaniu do istniejących rozwiązań, takich jak stymulatory bioelektryczne, jest zdolność naszego urządzenia do generowania bardzo szybkich i punktowych stymulacji w obszarach zainteresowania. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu neurofizjologii, takie jak fundamentalna kwestia przejścia z lokalnych potencjałów płetwy w kolce i odwrotnie. Przygotowanie zwierzęcia do stymulacji bieguna zaprezentuje saini, doktorant w moim laboratorium, natomiast budowę techniczną urządzenia omówi dr Antonio Zippo wraz z moim asystentem.W tym programie procedury zaprogramuj mikrokontroler tak, aby co sekundę emitował dwie pary impulsów prądu, a następnie rozmieść mikrokontroler, płytkę stykową, głośnik średniotonowy, sterownik oraz klej na stole. Następnie zamocuj tępy grot, trzpień kaktusa, prostopadle do powierzchni głośnika średniotonowego. Połącz głośnik i mikrokontroler za pomocą mostka L 293 DH z podstawowymi komponentami pasywnymi.Następnie podłącz mikrokontroler do akumulatora 12 V na potrzeby zabiegu stereotaktycznego. Po znieczuleniu szczura poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe roztworu barbituranów i umieszczeniu zwierzęcia w aparacie stereotaktycznym, unieruchom jego głowę za pomocą prętów usznych oraz knebla. Następnie utrzymuj temperaturę podkładki stereotaktycznej na poziomie 37.5 °C za pomocą elektronicznie sterowanej mata grzewczej.Następnie należy starannie oczyścić sklepienie czaszki roztworem powidonu jodowego. Po zastosowaniu antyseptyki miejscowej wykonaj cięcie wzdłuż linii środkowej od nasady pyska do kości potylicznej, a skórę odsun i utrwal za pomocą retraktora oraz dwóch małych kleszczyków typu cocker. Następnie zidentyfikuj okostną i zdrap ją ze sklepienia kostnego za pomocą narzędzia z cienkim końcem.Zaznacz markerem punkt lambda (bgma) na przecięciu szwów strzałkowych i wieńcowych. Następnie pod mikroskopem chirurgicznym zidentyfikuj domenę somatosensoryczną kończyny tylnej, znajdującą się w obrębie kory somatosensorycznej po stronie przeciwległej do tylnej łapy wykorzystywanej w eksperymencie. Za pomocą cienkopisu narysuj kwadrat, aby wyznaczyć obszar do wywiercenia otworu.Następnie wywierć otwór o wymiarach 9 mm² w wcześniej zaznaczonym kwadracie. Usuń fragment kostny i ostrożnie odsłoń oponę twardą. Przykryj powierzchnię kory gąbką chirurgiczną nasączoną sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym o temperaturze 37,5 °C.Następnie przymocuj macierz elektrod do uchwytu połączonego z elektronicznym mikromanipulatorem. Podłącz głowicę macierzy do przedwzmacniacza za pomocą mikrołącznika. Korzystając z mikroskopu chirurgicznego, ręcznie opuść macierz elektrod do powierzchni kory mózgowej, uważając, aby jej nie dotknąć.Następnie należy włączyć wzmacniacze audio i kontynuować opuszczanie matrycy elektrod, aż dotknie ona powierzchni kory, co zostanie zasygnalizowane wyraźnym szumem. Następnie należy opuszczać matrycę elektrod w krokach sterowanych elektronicznie o wielkości 2 µm na krok, aż do osiągnięcia czwartej warstwy kory na głębokości od 350 do 400 µm. Następnie należy sprawdzić reaktywność neuronów poprzez lekkie dotykanie przeciwległej tylnej łapy.Dostosuj głębokość o kilka kolejnych kroków, aż do zaobserwowania wyraźnej odpowiedzi w postaci impulsów (spikes). Ustaw filtr pasmowo-przepustowy w oprogramowaniu na zakres od 1,0 do 6 000 hertz, a częstotliwość próbkowania na 32 kilohertz i rozpocznij rejestrację sygnału neuronalnego. Po pięciu minutach rejestracji zakończ eksperyment i wyeksportuj zapisane dane w formacie binarnym do dalszej analizy.Przeprowadź procedurę sortowania impulsów (spike sorting) za pomocą narzędzia wave_plus. W tej procedurze przyklej grzbietową stronę tylnej łapy do sztywnej ramy, eksponując powierzchnię LAR i unikając skręceń stawowych. Następnie umieść końcówkę urządzenia stymulującego w wybranej pozycji łapy P i włącz urządzenie stymulujące.Po zastosowaniu tej procedury badacze mogą analizować przetwarzanie informacji w przypadku zarówno wolnych, jak i szybkich bodźców somatycznych. Po opracowaniu tego urządzenia badacze i klinicyści będą mogli analizować i zrozumieć różnice w obliczeniach neuronalnych oraz w opracowywaniu sygnałów przy bodźcach lekkiego dotyku, zarówno u zdrowych ochotników, jak i w.

a-simple-stimulatory-device-for-evoking-point-like-tactile-stimuli

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Prosty urządzenie stymulujące do wywoływania bodźców dotykalnych punktowych: Procesor do przejść LFP do Spike

Cyfrowe urządzenia mikrolusterkowe (DMD) mogą generować złożone wzory w czasie i przestrzeni, które służą do kontrolowania pobudliwości neuronalnej. Omówiono kwestie związane z projektowaniem, konstrukcją i eksploatacją systemów DMD. Taki system umożliwił wykazanie nieliniowej integracji w obrębie dystalnych punktów rozgałęzień dendrytycznych.

Wzorcowa fotostymulacja z wykorzystaniem cyfrowych urządzeń mikrolustrzanych do badania integracji dendrytycznej w obrębie punktów rozgałęzień

Neurony powstałe w wieku dorosłym wykazujące ekspresję ChR2 mogą być manipulowane w preparatach elektrofizjologicznych w plastrach tkankowych w celu zbadania ich wkładu w funkcjonowanie węchowych obwodów neuronalnych.

Wykorzystanie przystępnych cenowo mat LED do fotostymulacji neuronów

Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.

Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Źródło: Zhao, Z. i wsp. Inwazyjna metoda aktywacji zakrętu zębatego myszy poprzez stymulację o wysokiej częstotliwości. J. Vis. Exp. (2018)Ten film demonstruje protokół dostarczania głębokiej stymulacji mózgu o wysokiej częstotliwości do zakrętu zębatego hipokampa myszy, szczegółowo opisując jego wpływ na aktywację neuronów, plastyczność synaptyczną i neurogenezę.

Stymulacja o wysokiej częstotliwości w celu zwiększenia aktywacji neuronów i neurogenezy w zakręcie zębatym myszy

Ten film demonstruje działanie stymulacji w pętli zamkniętej u szczura z chirurgicznie wszczepionym urządzeniem do rejestrowania aktywności neuronalnej. Sygnały neuronalne są najpierw rejestrowane i analizowane. Następnie przesyłane są przebiegi szablonowe, a parametry są definiowane w celu wyzwolenia stymulacji w pętli zamkniętej.

Wyzwalanie stymulacji w pętli zamkniętej przez aktywność neuronów

Ten film demonstruje procedurę badania efektywności synaptycznej w bocznej korze śródwęchowej (LEC) poprzez optogenetyczną stymulację aksonów przyśrodkowej kory przedczołowej (mPFC) i rejestrowanie odpowiedzi neuronów piramidowych w LEC. Metoda ta łączy zapisy patch-clamp z aktywacją synaptyczną przez stymulację światłem w celu zbadania plastyczności synaptycznej.

Stymulacja optogenetyczna i elektrofizjologiczny zapis zdarzeń synaptycznych w wycinkach mózgu szczura

Opisujemy metodę charakteryzowania funkcjonalnej topografii i właściwości synaptycznych obwodów przodomózgowia za pomocą podejścia optogenetycznego do fotostymulacji populacji neuronów in vitro.

Fotostymulacja optogenetycznie ukierunkowana obwodów przodomózgowia ze skaningiem laserowym

Przedstawiamy protokół do oceny równowagi między uwalnianiem glutaminianu a klirensem w pojedynczych synapsach glutaminergicznym korowo-prążkowych w ostrych wycinkach od dorosłych myszy. Protokół ten wykorzystuje czujnik fluorescencyjny iGluu do wykrywania glutaminianu, kamerę sCMOS do akwizycji sygnału oraz urządzenie do ogniskowego oświetlenia laserowego.

Wskaźniki uwalniania i wychwytu glutaminianu w pojedynczych synapsach w ostrych wycinkach mózgu od myszy normalnych i myszy z chorobą Huntingtona

Tutaj prezentujemy protokół opisujący transdukcję wirusa w dyskretnych obszarach mózgu za pomocą konstruktów optogenetycznych, które umożliwiają specyficzną dla synaps charakterystykę elektrofizjologiczną w ostrych wycinkach mózgu gryzoni.

Ex vivo Badanie optogenetyczne transmisji synaptycznej dalekiego zasięgu i plastyczności od przyśrodkowej kory przedczołowej do bocznej kory śródwęchowej

Ciało migdałowate odgrywa kluczową rolę w padaczce skroniowej, która wywodzi się z tej struktury i z niej się rozprzestrzenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy opis wytwarzania głębokich elektrod mózgowych z funkcjami zarówno rejestrującymi, jak i stymulującymi. Wprowadza model padaczki przyśrodkowego płata skroniowego wywodzącej się z ciała migdałowatego.

Użycie elektrody bipolarnej do stworzenia mysiego modelu padaczki skroniowej poprzez elektryczne rozppalenie ciała migdałowatego

Prezentujemy metodę elastycznej chemicznej i multimodalnej stymulacji oraz rejestrowania jednoczesnej aktywności neuronalnej wielu robaków Caenorhabditis elegans. Metoda ta wykorzystuje mikrofluidykę, sprzęt i oprogramowanie typu open source oraz nadzorowaną automatyczną analizę danych, aby umożliwić pomiar zjawisk neuronalnych, takich jak adaptacja, hamowanie czasowe i przesłuchy bodźców.

Zautomatyzowana stymulacja multimodalna i jednoczesna rejestracja neuronów z wielu małych organizmów

Odkryj niestandardowe urządzenie stymulujące do precyzyjnych bodźców dotykowych w korze somatosensorycznej. Metoda umożliwia rejestrację potencjałów LFP i aktywności neuronowej z dokładnością do milisekund.

Proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść LFP do skoków

Przeglądaj więcej filmów