Name: Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-06T13:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
Description: Poznaj metodę samodzielnego podawania wewnątrzustnego słodkich roztworów u szczurów laboratoryjnych w celu badania mechanizmów wzmacniania zachowań. Technika ta pozwala oceniać wpływ stężenia i harmonogramów wzmacniania na operantowe reagowanie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Te badania były wspierane przez granty z Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) dla F.L oraz Canadian Graduate Scholarship (CGSD) od NSERC do AM.L.

1. Opieka nad zwierzętami i ich trzymanie
Wszystkie eksperymenty są zatwierdzane przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph i są przeprowadzane zgodnie z zaleceniami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Obecne badanie obejmuje 22 dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley (Charles River, QC) o wadze 200-225 g na początku eksperymentu.
<ol>
	<li>Szczury domowe pojedyncze i utrzymuj je w odwróconym cyklu światła/ciemności (7:00 rano OFF - 7:00 PM ON) z dostępem ad libitum do pożywienia i wody, chyba że wskazano inaczej lub podczas testów behawioralnych, które mają miejsce podczas aktywnego cyklu.</li>
	<li>Przyzwyczaj szczury do pomieszczenia kolonijnego i obchodzenia się z ludźmi, ważąc je codziennie przez tydzień przed operacją.</li>
</ol>
2. Chirurgia kaniulacji wewnątrzustnej: materiały i procedury
Chirurgia wewnątrzustna (IO) i materiały opisane są w Limebeer et al.14
<ol>
	<li>Aby skonstruować kaniulę IO, należy przyciąć kawałek rurki z tworzywa sztucznego z polietylenu o długości około 130 mm (średnica wewnętrzna 0,86 mm i średnica zewnętrzna 1,27 mm).</li>
	<li>Rurka, która ma być zamocowana w jamie ustnej, wymaga końcówki z kołnierzem (o średnicy ~5 mm). Utwórz ten kołnierzowy koniec, podgrzewając koniec rurki za pomocą lutownicy przez 2-5 sekund, a następnie natychmiast spłaszcz rozgrzaną krawędź rurki do płaskiej powierzchni. Wytnij krążek z siatki chirurgicznej (o średnicy około 6-7 mm, aby pasował do średnicy kołnierzowego końca kaniuli) i nawlecz go na długość rurki, aż dysk oprze się o tylną część kołnierzowego końca kaniuli IO.</li>
	<li>Dla każdej kaniuli IO wytnij jeden dodatkowy krążek siatki chirurgicznej (o średnicy 8 mm) i trzy kwadraty elastycznej opaski (6 mm x 6 mm; patrz rysunek 1).</li>
	<li>Sterylizuj kaniulę IO, krążki z siatki chirurgicznej i elastyczne kwadraty w roztworze antybakteryjnym przez co najmniej 24 godziny przed zabiegiem.</li>
	<li>Przed zabiegiem należy autoklawować wszystkie narzędzia chirurgiczne i zdezynfekować pole operacyjne. Pomiędzy operacjami używaj sterylizatora ze szklanymi kulkami do sterylizacji narzędzi i noś siatkę na włosy, rękawiczki nitrylowe i maski chirurgiczne, aby utrzymać warunki aseptyki.</li>
</ol>
Analgezja i znieczulenie
<ol start="6">
	<li>Na około 30 minut przed zabiegiem należy podać podskórnie (SC) wstrzyknięcie antybiotyku Depocillin (0,33 mg/kg) i leku przeciwbólowego Meloxicam (5 mg/kg mc. podskórnie).</li>
	<li>Wywołać znieczulenie ogólne za pomocą izofluranu (4% indukcji i 3% leczenia podtrzymującego).</li>
	<li>Gdy szczury przestaną reagować na szczypanie palców u nóg i przed wykonaniem jakichkolwiek nacięć, użyj wacika z bawełnianą końcówką, aby podać miejscowy środek znieczulający wzdłuż wewnętrznej lewej strony policzka szczurów, gdzie ma zostać wszczepiona kaniula, i wstrzyknij znieczulenie miejscowe, takie jak HCl lidokainy, w miejsce nacięcia igły do biopsji (podstawa szyi) i czapki głowy (skóra głowy).</li>
	<li>Nałóż smarującą maść do oczu na oba oczy przed rozpoczęciem zabiegu.</li>
</ol>
Zabiegi chirurgiczne
<ol start="10">
	<li>Ogol kępkę włosów o wymiarach 10 mm x 10 mm u nasady szyi. Użyj sterylnych gaz do wymazania i oczyszczenia ogolonego obszaru w następującej kolejności: mydło antybakteryjne, alkohol izopropylowy 70% i Betadine.</li>
	<li>Włóż igłę ze stali nierdzewnej 15 G u podstawy szyi i przesuwaj ją podskórnie wokół ucha do lewego policzka. Umieścić końcówkę igły i przeciągnąć ją przez policzek za pierwszym zębem trzonowym wewnątrz jamy ustnej.</li>
	<li>Przełóż kaniulę IO przez końcówkę igły wystającą z jamy ustnej, a następnie wyjmij igłę, pozostawiając tylko kaniulę IO.</li>
	<li>Nawlecz jeden krążek z siatki chirurgicznej, a następnie trzy kwadratowe elastyczne krążki na zewnętrzną część kaniuli IO i przyciągnij je do odsłoniętej skóry z tyłu szyi, aby ją ustabilizować.</li>
	<li>Przepłucz kaniulę IO antybakteryjnym płynem do płukania jamy ustnej</li>
	<li>Przed rozpoczęciem operacji zmodyfikuj nylonową (długość 28 mm; 4 mm końcówka; 8 mm), aby usunąć jej i wyciąć rowek o średnicy 2 mm wzdłuż długości gwintu (patrz ryc. 2).</li>
	<li>Ogol pasek włosów o wymiarach 10 mm x 20 mm wzdłuż linii środkowej głowy. Użyj sterylnych gaz do wymazania i oczyszczenia ogolonego obszaru w następującej kolejności: mydło antybakteryjne, alkohol izopropylowy 70% i Betadine.</li>
	<li>Za pomocą skalpela chirurgicznego wykonaj nacięcie o długości 20 mm wzdłuż szwu strzałkowego. Użyj wiertarki ręcznej, aby zrobić 4 otwory (po 2 z każdej strony szwu) i użyj ręcznego śrubokręta, aby przymocować cztery jubilerskie do czaszki.</li>
	<li>Umieść pośrodku czterech jubilerskich tak, aby rowek był skierowany w stronę tylnej części zwierzęcia. Zamontuj do czaszki szczura, budując nasadkę z cementu dentystycznego (użyj wystarczającej ilości cementu dentystycznego, aby pokryć powierzchnię jubilerskich). Poczekaj, aż cement dentystyczny wyschnie przed usunięciem zwierzęcia z pola operacyjnego i zakończ znieczulenie.</li>
</ol>
Monitorowanie i opieka pooperacyjna
<ol start="19">
	<li>Szczury należy indywidualnie umieszczać w klatkach bezpośrednio po operacji i ściśle monitorować przez 24 godziny.</li>
	<li>Podać drugie wstrzyknięcie leku przeciwbólowego Meloksykam 24 godziny po operacji i przepłukać kaniulę IO antybakteryjnym płynem do płukania jamy ustnej raz dziennie przez trzy dni.</li>
</ol>
Daj szczurom 3-5 dni na powrót do zdrowia po operacji przed rozpoczęciem eksperymentu.
3. Procedury samodzielnego administrowania IO
Aparatura
Do samodzielnego administrowania używane są komory kondycjonujące z pleksiglasu, a każda komora jest zamknięta w większym pudełku ze sklejki tłumiącej dźwięk. Każda komora kondycjonowania instrumentalnego posiada oświetlenie domowe (28 V) i dwie wysuwane dźwignie (aktywną i nieaktywną) umieszczone po przeciwnych stronach komory, 8 cm nad podłogą. Aktywna dźwignia jest podłączona do pompy infuzyjnej umieszczonej na zewnątrz komory dźwiękochłonnej, a białe światło (28 W) znajduje się 3 cm nad nią, aby służyć jako światło stymulujące w połączeniu z podawaniem wlewów IO. Nieaktywna dźwignia służy do kontrolowania podstawowego, niewzmocnionego zachowania instrumentu; Naciśnięcie tej dźwigni nie ma żadnych konsekwencji, ale wszystkie naciśnięcia są rejestrowane.
Jedzenie
<ol>
	<li>Zapewnij szczurom standardową karmę dla szczurów (3,1 kcal/g) w ich domowej klatce.</li>
	<li>Rozcieńczyć syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozy (formuła 55%) do trzech różnych stężeń (8% = 0,026 kcal/80 μl naparu; 25% = 0,08 kcal/80 μl naparu; 50% = 0,17 kcal/80 μl naparu) za pomocą wody z odwróconej osmozy. Stężenia te są wybierane, ponieważ każde z nich wytwarza lepkość, która jest odpowiednia do dostarczania szybkich (2,5 s) infuzji IO, biorąc pod uwagę aparaturę doświadczalną (tj. średnicę strzykawek i rurek).</li>
</ol>
Deprywacja żywności
Aby ułatwić samodzielne zarządzanie IO, ale promować normalny wzrost, szczury są cyklicznie poddawane okresom pozbawienia jedzenia i dostępu ad libitum do standardowej karmy dla szczurów.
<ol start="3">
	<li>Waż szczury codziennie o godzinie 19:00 i usuwaj karmę z koryta w klatce.</li>
	<li>Następnego dnia zważ szczury o godzinie 12:00 (około 18 godzin później) i rozpocznij samodzielne podawanie IO o 13:00.</li>
	<li>Wróć szczury do ich klatek domowych o godzinie 16:00 i zapewnij ad libitum dostęp do karmy przez 3 kolejne godziny. Następnie zapisz wagę szczurów i całkowitą ilość karmy spożytej w ciągu trzech godzin. Wznów deprywację żywnościową zgodnie z opisem.</li>
</ol>
Ogólna procedura samodzielnego administrowania IO
Reakcja instrumentanta na infuzje IO HFCS jest oceniana na podstawie PR i ciągłych harmonogramów wzmacniania. Szczury są testowane w samodzielnym podawaniu IO do momentu ustabilizowania spożycia, zgodnie z definicją: 1) znacząca różnica w reagowaniu między aktywnymi i nieaktywnymi dźwigniami przez co najmniej 2 kolejne sesje; oraz 2) mniej niż 20% różnica w liczbie infuzji uzyskanych na sesję przez 2 kolejne sesje. Każda sesja rozpoczyna się po 6 godzinach w ciemnym cyklu i trwa 3 godziny. Faza akwizycji składa się z 10 kolejnych sesji samodzielnego podawania IO zgodnie z ciągłym harmonogramem wzmacniania, a szczury otrzymują pojedynczy test PR 24 godziny przed rozpoczęciem akwizycji (test PR I) i 24 godziny po ostatniej sesji akwizycji (PR Test II). W przypadku testów PR punkt przerwania (BP) definiuje się jako ostatnią infuzję otrzymaną przed ustaniem odpowiedzi na aktywną dźwignię przez co najmniej 1 godzinę18.
<ol start="6">
	<li>Przeciwwaga dla szczurów na podstawie masy ciała pobranej przez trzy dni przed rozpoczęciem eksperymentu i przypisanie szczurom samodzielnego podawania jednego z trzech stężeń HFCS: 8%, 25% lub 50%.</li>
	<li>Zważ szczury o godzinie 12:00 i przenieś je z pomieszczenia kolonijnego do pokoju testowego w ich domowych klatkach. Aby usunąć jedzenie lub pościel, które mogą gromadzić się w kaniuli IO, przepompuj powietrze przez kaniulę za pomocą strzykawki o pojemności 12 ml przymocowanej igłą 16 G z 50 mm rurką polietylenową (średnica wewnętrzna 1,14 mm i średnica zewnętrzna 1,57 mm) przymocowaną do końca.</li>
	<li>W komorze operacyjnej połącz kaniulę IO z rurką Tygon (średnica wewnętrzna 0,02 mm i średnica zewnętrzna 1,53 mm) za pomocą wału zbudowanego ze zmodyfikowanej igły 20 G (usuń plastikową piastę i skośną końcówkę). Umieść dolną część rurki (tj. bliżej zwierzęcia) w rowku. Wyższa część rurki jest połączona z krętlikiem i chroniona sprężyną. Podłącz podstawę sprężyny do gwintu zamontowanej na szczura.</li>
	<li>Daj szczurom pięć minut na aklimatyzację w komorze operacyjnej, a następnie rozpocznij sesję samodzielnego podawania IO. Sesja samodzielnego administrowania IO rozpoczyna się od aktywacji światła w domu, wprowadzenia dwóch wysuwanych dźwigni i podświetlenia bodźca świetlnego nad aktywną dźwignią na 30 sekund.</li>
	<li>W przypadku testu PR I użyj harmonogramu PR opisanego przez Richardsona i Robertsa18 (eskalacja współczynnika odpowiedzi = (5e(liczba wstrzyknięcia x 0,2)) - 5).</li>
	<li>W przypadku sesji akwizycji 1-10 należy stosować ciągły harmonogram wzmacniania, w którym każde naciśnięcie aktywnej dźwigni powoduje dostarczenie 80 μl wlewu roztworu testowego w ciągu 2,5 sekundy.</li>
	<li>Aby zapewnić wystarczającą ilość czasu na spożycie, nałóż okres przerwy wynoszący 27,5 sekundy, podczas którego aktywna dźwignia jest cofana, a światło bodźca jest aktywowane (tj. szczury mogą otrzymywać wlew IO co 30 sekund). Nie należy narzucać limitu liczby infuzji, które można uzyskać w ramach każdej sesji samodzielnego podawania dożylnego.</li>
	<li>Jeśli szczur nie zareaguje na aktywną dźwignię przez 20 kolejnych minut, zalej szczura (otwórz komorę operacyjną i ułatw szczurowi jednokrotne naciśnięcie aktywnej dźwigni). Kotlij zwierzęta co 20 minut do 5 razy na sesję tylko przez pierwsze trzy dni od pozyskania.</li>
	<li>Przeprowadź drugi test PR przy użyciu parametrów opisanych w kroku 3.10.</li>
	<li>Po sesjach samodzielnego podawania IO należy usunąć szczury z komór operacyjnych, przepłukać kaniulę IO 2,0 ml wody przy użyciu tych samych materiałów, które opisano w 3.7 i przywrócić szczury do ich klatki domowej w pomieszczeniu kolonijnym.</li>
	<li>Po trzech godzinach dostępu ad libitum do karmy dla szczurów, o godzinie 19:00 szczury ważą się, usuwają pokarm z koryta i wznawiają deprywację pokarmu.</li>
</ol>
Dane dotyczące samodzielnego administrowania są analizowane za pomocą dwuczynnikowych powtarzających się pomiarów Analizy wariancji (ANOVA). Wielokrotne porównania przy użyciu metody Studenta-Newmana-Keulsa (α=0,05) zastosowano w celu zbadania wszelkich istotnych interakcji lub głównych efektów.

<ol><li>Avena, N. M., Bocarsly, M. E., Hoebel, B. G., Gold, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overlaps+in+the+nosology+of+substance+abuse+and+overeating%3A+the+translational+implications+of+%26%2334%3Bfood+addiction%26%2334%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Drug+Abuse+Rev%22%5BJournal%5D)">Overlaps in the nosology of substance abuse and overeating: the translational implications of &#34;food addiction&#34.</a> Curr. Drug Abuse Rev. 4 (3), 133-139 (2011).</li>
<li>Ifland, J. R., Preuss, H. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+food+addiction%3A+a+classic+substance+use+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Hyp%22%5BJournal%5D)">Refined food addiction: a classic substance use disorder.</a> Med. Hyp. 72, 518-526 (2009).</li>
<li>Volkow, N., Wise, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+can+drug+addiction+help+us+understand+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">How can drug addiction help us understand obesity.</a> Nat. Neurosci. 8 (5), 555-560 (2005).</li>
<li>Gearhardt, A. N., Davis, C., Kuschner, R., Brownell, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+addiction+potential+of+hyperpalatable+foods%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Drug+Abuse+Rev%22%5BJournal%5D)">The addiction potential of hyperpalatable foods.</a> Curr. Drug Abuse Rev. 4 (3), 140-145 (2011).</li>
<li>Gearhardt, A. N., Yokum, S., Orr, P. T., Stice, E., Corbin, W. R., Brownell, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlates+of+food+addiction%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Gen.+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Neural correlates of food addiction.</a> Arch. Gen. Psychiatry. 68 (8), 808-816 (2011).</li>
<li>Volkow, N. D., Wang, G., Fowler, J. S., Telang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overlapping+neuronal+circuits+in+addiction+and+obesity%3A+evidence+of+systems+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Philos.+Trans.+Royal+Soc%22%5BJournal%5D)">Overlapping neuronal circuits in addiction and obesity: evidence of systems pathology.</a> Philos. Trans. Royal Soc. 363, 3191-3200 (2008).</li>
<li>Alsiö, J., Olszewski, P. K., Levine, A. S., Schiöth, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feed-forward+mechanisms%3A+addiction-like+behavioral+and+molecular+adaptations+in+overeating%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neuroendocrinol%22%5BJournal%5D)">Feed-forward mechanisms: addiction-like behavioral and molecular adaptations in overeating.</a> Front. Neuroendocrinol. 33 (2), 127-139 (2012).</li>
<li>Johnson, P. M., Kenny, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+D2+receptors+in+addiction-like+reward+dysfunction+and+compulsive+eating+in+obese+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Dopamine D2 receptors in addiction-like reward dysfunction and compulsive eating in obese rats.</a> Nat. Neurosci. 13 (5), 635-644 (2010).</li>
<li>Bray, G. A., Nielsen, S. J., Popkin, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consumption+of+high-fructose+corn+syrup+in+beverages+may+play+a+role+in+the+epidemic+of+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Clin.+Nutr%22%5BJournal%5D)">Consumption of high-fructose corn syrup in beverages may play a role in the epidemic of obesity.</a> Am. J. Clin. Nutr. 79 (4), (2004).</li>
<li>Forshee, R. A., Storey, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+examination+of+the+evidence+relating+high+fructose+corn+syrup+and+weight+gain%5BTitle%5D)+AND+%22Crit.+Rev.+Food+Sci.+Nutr%22%5BJournal%5D)">A critical examination of the evidence relating high fructose corn syrup and weight gain.</a> Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 47 (6), 561-582 (2007).</li>
<li>Moeller, S. M., Fryhofer, S. A., Osbahr, A. J., Robinowitz, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+high+fructose+corn+syrup%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Nutr%22%5BJournal%5D)">The effects of high fructose corn syrup.</a> J. Am. Coll. Nutr. 28 (6), 619-626 (2009).</li>
<li>White, J. S., Foreyt, J. P., Melanson, K. J., Angelopoulos, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+fructose+corn+syrup%3A+Controversies+and+common+sense%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Lifestyle+Med%22%5BJournal%5D)">High fructose corn syrup: Controversies and common sense.</a> Am. J. Lifestyle Med. 4 (6), 515-520 (2010).</li>
<li>Grill, H. J., Norgren, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+taste+reactivity+test.+I.+Mimetic+responses+to+gustatory+stimuli+in+neurologically+normal+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The taste reactivity test. I. Mimetic responses to gustatory stimuli in neurologically normal rats.</a> Brain Res. 143 (2), 263-279 (1978).</li>
<li>Limebeer, C. L., Vemuri, V. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inverse+agonism+of+cannabinoid+CB1+receptors+potentiates+LiCl-induced+nausea+in+the+conditioned+gaping+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Inverse agonism of cannabinoid CB1 receptors potentiates LiCl-induced nausea in the conditioned gaping model in rats.</a> Br. J. Pharmacol. 161 (2), 336-349 (2010).</li>
<li>DeBold, R. C., Miller, N. E., Jensen, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+strength+of+drive+determined+by+a+new+technique+for+appetitive+classical+conditioning+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.Psychol%22%5BJournal%5D)">Effect of strength of drive determined by a new technique for appetitive classical conditioning of rats.</a> J. Comp. Physiol.Psychol. 59 (1), 102-108 (1965).</li>
<li>Panksepp, J., Trowill, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoral+self+injection%3A+I.+Effects+of+delay+of+reinforcement+on+resistance+to+extinction+and+implications+for+self-stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Psychonomic+Sci%22%5BJournal%5D)">Intraoral self injection: I. Effects of delay of reinforcement on resistance to extinction and implications for self-stimulation.</a> Psychonomic Sci. 9 (7), 405-406 (1967).</li>
<li>Panksepp, J., Trowill, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoral+self+injection%3A+II.+The+simulation+of+self-stimulation+phenomena+with+a+conventional+reward%5BTitle%5D)+AND+%22Psychonomic+Sci%22%5BJournal%5D)">Intraoral self injection: II. The simulation of self-stimulation phenomena with a conventional reward.</a> Psychonomic Sci. 9 (7), 407-408 (1967).</li>
<li>Richardson, N. R., Roberts, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+ratio+schedules+in+drug+self-administration+studies+in+rats%3A+a+method+to+evaluate+reinforcing+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Progressive ratio schedules in drug self-administration studies in rats: a method to evaluate reinforcing efficacy.</a> J. Neurosci. Methods. 66, 1-11 (1996).</li>
<li>Berridge, K. C., Robinson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parsing+reward%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parsing reward.</a> Trends Neurosci. 26 (11), 507-501 (2003).</li>
<li>Sclafani, A., Ackroff, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcement+value+of+sucrose+measured+by+progressive+ratio+operant+licking+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Reinforcement value of sucrose measured by progressive ratio operant licking in the rat.</a> Physiol. Behav. 79, 663-670 (2003).</li>
<li>Houpt, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gastrointestinal+factors+in+hunger+and+satiety%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Biobehav.+Rev%22%5BJournal%5D)">Gastrointestinal factors in hunger and satiety.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 6 (2), 145-164 (1982).</li>
<li>Mazur, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+rate+of+reinforcement+and+rate+of+change+on+choice+behaviour+in+transition%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Psychol%22%5BJournal%5D)">Effects of rate of reinforcement and rate of change on choice behaviour in transition.</a> J. Exp. Psychol. 50 (2), 111-128 (1997).</li>
<li>Samaha, A. N., Robinson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+does+the+rapid+delivery+of+drugs+to+the+brain+promote+addiction%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Pharmacol.+Sci%22%5BJournal%5D)">Why does the rapid delivery of drugs to the brain promote addiction.</a> Trends Pharmacol. Sci. 26 (2), 82-87 (2005).</li>
<li>Berridge, K. C., Kringelbach, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Affective+neuroscience+of+pleasure%3A+reward+in+humans+and+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Affective neuroscience of pleasure: reward in humans and animals.</a> Psychopharmacology. 199 (3), 457-480 (2008).</li>
<li>Kelley, A. E., Berridge, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuroscience+of+natural+rewards%3A+relevance+to+addictive+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The neuroscience of natural rewards: relevance to addictive drugs.</a> J. Neurosci. 22 (9), 3306-3311 (2002).</li>
<li>Shaham, Y., Shalev, U., Lu, L., De Wit, H., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reinstatement+model+of+drug+relapse%3A+history%2C+methodology+and+major+findings%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">The reinstatement model of drug relapse: history, methodology and major findings.</a> Psychopharmacology. 168 (1-2), 3-20 (2003).</li>
<li>de Wit, H., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+reinstatement+of+heroin-reinforced+responding+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Drug reinstatement of heroin-reinforced responding in the rat.</a> Psychopharmacology. 79 (1), 29-31 (1983).</li>
<li>Schmidt, H. D., Anderson, S. M., Famous, K. R., Kumaresan, V., Pierce, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+and+pharmacology+of+cocaine+priming-induced+reinstatement+of+drug+seeking%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Anatomy and pharmacology of cocaine priming-induced reinstatement of drug seeking.</a> Eur. J. Pharmacol. 526 (1-3), 65-76 (2005).</li>
<li>Dunnigan, M. G., Ford, J. S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+insulin+response+to+intravenous+fructose+in+relation+to+blood+glucose+levels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">The insulin response to intravenous fructose in relation to blood glucose levels.</a> J. Clin. Endocrinol. Metab. 40 (4), 629-635 (1975).</li>
<li>Crapo, P. A., Kolterman, O. G., Olefsky, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+oral+fructose+in+normal%2C+diabetic%2C+and+impaired+glucose+tolerance+subjects%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Effects of oral fructose in normal, diabetic, and impaired glucose tolerance subjects.</a> Diabetes Care. 3 (5), 575-582 (1980).</li>
<li>Lê, K. A., Tappy, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+effects+of+fructose%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Clin.+Nutr.+Metab.+Care%22%5BJournal%5D)">Metabolic effects of fructose.</a> Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 9 (4), 469-475 (2006).</li>
<li>Scheggi, M. E., Secci, G., Marchese, M. G., De Montis, C., Gambarana, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+palatability+on+motivation+to+operate+for+caloric+and+non-caloric+food+in+non+food-deprived+and+food-deprived+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Influence of palatability on motivation to operate for caloric and non-caloric food in non food-deprived and food-deprived rats.</a> Neuroscience. 236, (2013).</li>
<li>Sclafani, A., Lucas, F., Ackroff, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+taste+and+palatability+in+carbohydrate-induced+overeating+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The importance of taste and palatability in carbohydrate-induced overeating in rats.</a> Am. J. Physiol. 270 (6), 1197-1202 (1996).</li>
<li>Roberts, D. C. S., Loh, E. A., Vickers, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-administration+of+cocaine+on+a+progressive+ratio+schedule+in+rats%3A+dose-response+relationship+and+effect+of+haloperidol+pretreatment%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Self-administration of cocaine on a progressive ratio schedule in rats: dose-response relationship and effect of haloperidol pretreatment.</a> Psychopharmacology. 97 (4), 535-538 (1989).</li>
<li>Reilly, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcement+value+of+gustatory+stimuli+determined+by+progressive+ratio+Performance%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol.+Biochem.+Behav%22%5BJournal%5D)">Reinforcement value of gustatory stimuli determined by progressive ratio Performance.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 63 (2), 301-311 (1999).</li>
<li>Zittel-Lazarini, A., Cador, M., Ahmed, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+transition+in+cocaine+self-administration%3A+Behavioral+and+neurobiological+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">A critical transition in cocaine self-administration: Behavioral and neurobiological implications.</a> Psychopharmacology. 192 (3), 337-146 (2007).</li>
<li>Stanhope, K. L., Havel, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocrine+and+metabolic+effects+of+consuming+beverages+sweetened+with+fructose%2C+glucose%2C+sucrose%2C+or+high+fructose+corn+syrup+Am%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Nutr%22%5BJournal%5D)">Endocrine and metabolic effects of consuming beverages sweetened with fructose, glucose, sucrose, or high fructose corn syrup Am.</a> J. Clin. Nutr. 88 (6), 17335-17375 (2008).</li>
<li>Deroche-Gamonet, V., Belin, B., Piazza, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+addiction-like+behaviour+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Evidence for addiction-like behaviour in the rat.</a> Science. 305, 1014-1017 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Obecne badanie ilustruje nowatorskie podejście do oceny wzmacniających właściwości słodkich roztworów poprzez połączenie metod tradycyjnie stosowanych do badania zachowań motywowanych nadużywaniem narkotyków (samodzielne podawanie dożylne) oraz do oceny smakowitości degustatorów (reaktywność smaku poprzez wlewy wewnątrzustne). W tym celu, w bardzo krótkim znieczuleniu wywołanym izofluranem, szczurom wszczepia się kaniulę IO, która umożliwia dostarczanie roztworów testowych bezpośrednio do ust. Po powrocie do zdrowia po o...

Badanie neurobiologicznych i behawioralnych podstaw uzależnienia od jedzenia opiera się na obserwacjach, że, podobnie jak w przypadku narkotyków, nadmierne spożycie smacznych pokarmów sprzyja uzależnieniu behawioralnemu1-4 i wywołuje zmiany w obwodach nagrody w mózgu zarówno u ludzi5-6, jak i u zwierząt laboratoryjnych7-8. Jednak, chociaż istnieje kilka protokołów i procedur do badania uzależniających właściwości narkotyków stosowanych u szczurów laboratoryjnych, dostosowanie tych metod do oceny "uzależniających" zachowań wywołanych przez jedzenie stanowi wyjątkowe wyzwanie. Celem niniejszego badania było zastosowanie zasad instrumentalnego dożylnego (IV) podawania leków do badania instrumentalnego samodzielnego podawania słodkich roztworów dostarczanych w infuzji wewnątrzustnej (IO). Użytym słodyczem był syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozy (HFCS), ponieważ, choć kontrowersyjny, istnieją dowody na to, że HFCS może być powiązany ze współczesną epidemią otyłości9-12.
Tradycyjnie, napary IO są dostarczane w celu zbadania smakowitości smakowitych w eksperymentach z reaktywnością smaku13. Krótko mówiąc, kaniula IO jest chirurgicznie wszczepiana w policzek szczurów, a wlewy IO różnych roztworów są dostarczane pasywnie14. Celem jest zbadanie reakcji ustno-twarzowych zwierząt na degustacje. Jednak kaniule IO były również przewlekle wszczepiane do podniebienia szczurów w celu ustalenia, czy nauczą się naciskać dźwignię do samodzielnego podawania roztworów bezpośrednio do jamy ustnej; stąd termin IO samowstrzyknięcie15-17. W obecnym badaniu opisujemy procedurę, która wykorzystuje drobną operację i która umożliwia długoterminowe testowanie samodzielnego podawania instrumentów. Procedura ta ma kilka istotnych zalet w porównaniu z tradycyjnymi procedurami, które polegają na piciu roztworu z dziobka (a) lub reakcji instrumentalnej na stałe granulki (b) lub reakcji operacyjnej na krople płynu dostarczonego do pojemnika (c).
W porównaniu do (a), samodzielne podawanie IO obejmuje reakcję instrumentalną (tj. naciśnięcie dźwigni) i dlatego możliwe jest modyfikowanie harmonogramu regulującego związek między wymaganiami dotyczącymi odpowiedzi a dostarczaniem infuzji IO. Na przykład, stosując harmonogram progresywnego współczynnika (PR), w którym odpowiedzi wymagane do kolejnych infuzji rosną wykładniczo w ciągu sesji18, można ocenić, jak bardzo zwierzę "chce" następnego wlewu19. Ten ważny aspekt zachowania "poszukiwawczego" nie może być oceniony, gdy zwierzęta piją roztwór z dziobka, chybaże zastosuje się specjalne urządzenie, które kontroluje dostarczanie płynów i monitoruje reakcje. Co więcej, samodzielne zarządzanie IO zapewnia środek do porównywania zachowań motywowanych różnymi bodźcami wzmacniającymi. Oznacza to, że możliwe jest porównanie reakcji instrumentalnej podtrzymywanej przez słodycze i inne środki wzmacniające, takie jak narkotyki nadużywane, w tak zwanych "badaniach substytucyjnych".
W porównaniu do (b), samodzielne podawanie IO pozwala na testowanie dowolnego stężenia i objętości dowolnego rozpuszczalnego w wodzie dodatku do żywności. Ma to kluczowe znaczenie dla badania zachowań motywowanych słodyczami, takimi jak HFCS, ponieważ, zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, nie ma dostępnych na rynku stałych granulek fruktozy lub kombinacji fruktozy i glukozy w różnych proporcjach, które byłyby odpowiednie dla komór operacyjnych. Również znaczenie kontrolowania i manipulowania stosunkami stężenia/objętości jest obowiązkowe w eksperymentach, w których spożycie może być modulowane zarówno przez wartość kaloryczną roztworu (prowadzącą do sytości specyficznej dla składnika odżywczego), jak i przez to, ile tego roztworu można spożyć w danym okresie czasu (tj. sytości)21. Samodzielne zarządzanie IO skraca również opóźnienie między reakcją instrumentalną a dostarczeniem głównego wzmacniacza, czynnika, który odgrywa ważną rolę w nabywaniu i utrzymywaniu zachowania instrumentalnego16,22-23.
Ostatecznie, w porównaniu do (c), samodzielne podawanie IO pozwala na dostarczanie pasywnych infuzji IO kontrolowanych ilości roztworu testowego, co umożliwia zmierzenie reakcji ustno-twarzowych "lubienia" (obiektywna reakcja hedoniczna, taka jak wystające strony języka24-25) i czy te reakcje zmieniają się podczas samodzielnego podawania IO. Co więcej, możliwość podawania pasywnych wlewów IO ma istotne zastosowania w badaniu nawrotów do poszukiwania pożywienia. Oznacza to, że w badaniach nad samodzielnym podawaniem leków dożylnie, po okresach wygaszania, prime-dawki leku (tj. podanie małej dawki leku26) mogą "przywrócić" odpowiedź27-28. W związku z tym, zdolność do dostarczania infuzji IO bez żadnego działania ze strony zwierzęcia może być wykorzystana do badania przywrócenia "pokarmu", a także potencjalnego przywrócenia krzyżowego między pokarmem a narkotykami nadużywania.
IO samodzielne podawanie słodkich roztworów jest również lepsze niż samodzielne podawanie dożylne i dożołądkowe. W rzeczywistości, chociaż dożylne wlewy fruktozy zarówno u ludzi, jak i zwierząt laboratoryjnych wywołują konsekwencje fizjologiczne podobne do tych obserwowanych po spożyciu doustnym29-31, jest to kiepski model tego, jak słodycze są normalnie spożywane (tj. doustnie). Co więcej, sygnały smakowe wytwarzane przez przeżuwanie dostarczają ważnych informacji o smakowitości pokarmu, a gdy ten etap procesu trawienia zostanie pominięty, rozwój zachowań nieprzystosowawczych, takich jak przejadanie się, jest zmniejszony32-33.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reodczynniki</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim Canada Ltd.</td><td></td><td>Z apteki Ontario Veterinary College</td></tr><tr><td>Prokaina Penicylina G</td><td>Pen Wodny, Wyeth Zdrowie</td><td></td> zwierząt <td>Z apteki Ontario Veterinary College</td></tr><tr><td>Lidokaina HCl 2%</td><td></td><td></td><td>Z apteki Ontario Veterinary College</td></tr><tr><td>Marcaine 0.5 %</td><td></td><td></td><td>Z apteki Ontario Veterinary College</td></tr><tr><td>Maść</td><td></td><td></td> <td>nawilżająca do oczuProdukt można kupić w każdej aptece</td></tr><tr><td>2% Lidokaina Lepka Doustna (Znieczulenie miejscowe)</td><td>Pharmascience Inc.</td><td>CDMV # 14705</td><td>Butelka 100 ml</td></tr><tr><td>Isoflurane USP</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>CDMV # 108737</td><td>Butelka 250 ml</td></tr><tr><td>Bacti-Stat</td><td>Merck Sante Animale</td><td>CDMV # 6449</td><td>Butelka 3,785 L</td></tr><tr><td>Alkohol izopropylowy (70%)</td><td>Perdu Pharma</td><td>Fisher # MPX18404</td><td>Butelka 4 L</td></tr><tr><td>Betadine 10%</td><td>McKesson Kanada</td><td>CDMV # 104826</td><td>Butelka</td></tr> <tr><td>500 mlSuper Germiphene</td><td>Ceva Animal Health</td><td>CDMV # 103629</td><td>Butelka 454 ml</td></tr><tr><td>Chlorheksydene (Novadent)</td><td>Zoetis</td><td>CDMV # 8908</td><td>Butelka 236 ml</td></tr><tr><td>Syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozy</td><td>Natures Flavours</td><td>HFCS-55</td><td>Butelka</td></tr><tr> 1 galona<td colspan="4">Materiały</mocna></td></tr><tr><td>PE90 rurka</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>VWR # CA-63019-080A</td><td>100 stóp/cewkę</td></tr><tr><td>Rurka PE160</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>VWR # CA-63018-747</td><td>100 stóp / cewka</td></tr><tr><td>Siatka polipropylenowa</td><td>Małe części Inc.</td><td>CMP-0297-D</td><td></td></tr><tr><td>Lutownica</td><td></td><td></td><td>Produkt można kupić w każdym sklepie z narzędziami</td></tr><tr><td>#64 Gumki</td><td>Zszywki Artykuły biurowe</td><td>Pozycja # 13556</td><td>Produkt można kupić w każdym sklepie z artykułami biurowymi</td></tr><tr><td>15 G Cienkościenne igły</td><td></td> 3,5 cala <td>VWR # CABD1108</td><td>12 igieł / opakowanie</td></tr><tr><td>Elektryczna maszynka do golenia (1/2 cala szerokiego ostrza)</td><td></td><td></td><td>Produkt można kupić u każdego zwierzaka sklep zaopatrzeniowy</td></tr><tr><td>Igły Precision Glide 20 G igły (1&frac12; in)</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>Fisher # 14-826D</td><td></td></tr><tr><td>Igły Precision Glide 16 G (1&frac12; in)</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>Fisher # 14-826-5D</td><td></td></tr><tr><td>Komory kondycjonujące Instrument</td><td>Med Associates Inc.</td><td>ENV-008-CTC</td><td></td></tr><tr><td>Komora dźwiękochłonna</td><td>Med Associates Inc.</td><td>Oprogramowanie ENV-018M</td><td></td></tr><tr><td>MED PC IV Med</td><td>Associates Inc.</td><td>SOF-735</td><td></td></tr><tr><td>Pompy strzykawkowe</td><td>Razel Scientific Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowy plastikowy zestaw obrotowy</td><td>Med Associates Inc.</td><td>PHM-115I</td><td></td></tr><tr><td>Rurka Microbore Tygone</td><td>Saint Gobain Performance Plastics</td><td>Fisher # 1417015B</td><td>500 stóp / cewka</td></tr></tbody></table>

nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

A Novel Procedure for Evaluating the Reinforcing Properties of Tastants in Laboratory Rats: Operant Intraoral Self-administration

Ten artykuł opisuje nowatorską metodę badania bio-behawioralnych podstaw uzależnienia od jedzenia. Metoda ta łączy w sobie chirurgiczny komponent reaktywności smaku z behawioralnymi aspektami instrumentalnego samodzielnego podawania leków. W bardzo krótkim znieczuleniu ogólnym szczurom wszczepia się kaniulę wewnątrzustną (IO), która umożliwia podawanie roztworów testowych bezpośrednio do jamy ustnej. Zwierzęta są następnie testowane w komorach do samodzielnego podawania, w których mogą naciskać dźwignię, aby otrzymać infuzje IO roztworów testowych. Samodzielne podawanie IO ma kilka zalet w porównaniu z procedurami eksperymentalnymi, które polegają na piciu roztworu z dziobka lub instrumentu reagującego na stałe granulki lub roztwory dostarczane w pojemniku. Tutaj pokazujemy, że samodzielne podawanie IO może być wykorzystane do badania samodzielnego podawania syropu kukurydzianego o wysokiej zawartości fruktozy (HFCS). Szczury zostały najpierw przetestowane pod kątem samodzielnego podawania według harmonogramu progresywnego współczynnika (PR), który ocenia maksymalną ilość zachowań instrumentalnych, które zostaną wyemitowane dla różnych stężeń HFCS (tj. 8%, 25% i 50%). Po tym teście szczury samodzielnie podawały te stężenia w ciągłym schemacie wzmacniania (tj. jeden wlew na każde naciśnięcie dźwigni) przez 10 kolejnych dni (1 sesja/dzień; każda trwała 3 godziny), a następnie zostały ponownie przetestowane zgodnie z harmonogramem PR. Zgodnie z harmonogramem ciągłego wzmacniania, szczury przyjmowały mniej infuzji o wyższych stężeniach, chociaż najniższe stężenie HFCS (8%) utrzymywało bardziej zróżnicowane samodzielne podawanie. Ponadto testy PR wykazały, że 8% miało niższą wartość wzmocnienia niż 25% i 50%. Wyniki te wskazują, że samodzielne zarządzanie IO może być wykorzystane do badania nabywania i utrzymywania odpowiedzi na słodkie rozwiązania. Wrażliwość odpowiedzi instrumentalnej na różnice w stężeniu i harmonogramie wzmacniania sprawia, że samodzielne podawanie IO jest idealną procedurą do badania neurobiologii dobrowolnego spożywania słodyczy.

Nabywanie umiejętności samopodawania IO
Rysunek 3 przedstawia reagowanie operacyjne na dźwigniach aktywnych i nieaktywnych podczas samoadministracji 8%, 25% lub 50% HFCS przez 10 kolejnych sesji. Szczury nabywają umiejętność samoadministracji HFCS (IO) w ciągu pierwszych trzech sesji i utrzymują stabilne reagowanie na dźwigni aktywnej (opisane powyżej) przez resztę okresu nabywania. Widoczne są również różnice w reakcjach na dźwigni aktywnej zależne od stężenia: w porówn...

Obecne badanie ocenia nowatorską procedurę oceny wzmacniających efektów smacznych roztworów u szczurów laboratoryjnych: samodzielne podawanie wewnątrzustne. W tym celu mierzono reakcję instrumentalną (tj. naciskanie dźwignią) na wewnątrzustne wlewy słodkich roztworów o różnych stężeniach na podstawie ciągłych i progresywnych harmonogramów współczynników wzmocnienia.

Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

This paper describes a novel method for studying the bio-behavioral basis of addiction to food. This method combines the surgical component of taste ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zastosowanie zasad operacyjnego dożylnego samopodawania leków w badaniu operacyjnego samopodawania słodkich roztworów dostarczanych poprzez infuzję dopodobniejową. Osiąga się to najpierw poprzez chirurgiczne implantowanie szczurom kaniuli IO oraz nakładki na głowę. Drugim krokiem procedury jest wybór interesującego cukru i przygotowanie odpowiednich stężeń roztworu do samopodawania w komorach operacyjnych.Trzecim krokiem procedury jest umieszczenie szczurów w komorach operantowych, podłączenie ich kaniul IO do odpowiednich przewodów oraz umożliwienie zwierzętom samodzielnego podawania infuzji IO roztworu słodkiego w różnych stężeniach i według różnych schematów wzmocnień. Ostatnim krokiem procedury jest wyjęcie szczurów z komór operantowych i przepłukanie kaniul wodą w celu przygotowania do kolejnej sesji samopodawania. W rezultacie można uzyskać dane wykazujące, że szczury nabywają i utrzymują nawyk samopodawania roztworów słodkich, a ich zachowanie jest wrażliwe na zmiany stężenia roztworu oraz zastosowany schemat wzmocnień podczas samopodawania drogą IO.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak podawanie roztworu z dzióbka lub otwarta reakcja na pelety, jest to, że pozwala ona na testowanie dowolnego stężenia i dowolnej objętości dowolnego rozpuszczalnego w wodzie dodatku do żywności. Co ważniejsze, możemy dostarczać pasywne infuzje interwałowe kontrolowanych ilości roztworów bez konieczności podejmowania jakichkolwiek działań przez zwierzę. Umożliwia to pomiar sztucznych reakcji preferencji z wykorzystaniem testów aktywności.Wszelkie badania nad nawrotami wraz z infuzjami interwałowymi mogą być wykorzystane do analizy przywrócenia zachowań indukowanego primingiem, a także potencjalnego wzajemnego przywrócenia (cross reinstatement) między roztworami słodkimi a narkotykami. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie uzależnienia od jedzenia i otyłości, takich jak identyfikacja substratów neuronalnych odpowiedzialnych za nabywanie, utrzymywanie i nawroty kompulsywnego poszukiwania słodyczy, a także identyfikacja czynników zaangażowanych w otyłość indukowaną dietą. Możliwe będzie również badanie czynników genetycznych i epigenetycznych biorących udział w rozwoju kompulsywnego poszukiwania pożywienia.Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph i są przeprowadzane zgodnie z zaleceniami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Aby wykonać kaniulę IO, należy odciąć kawałek rurki z polietylenu o długości około 130 mm i utworzyć kołnierz na jednym z końców, który umożliwi zamocowanie jej w jamie ustnej. Za pomocą lutownicy należy podgrzewać koniec rurki przez dwie do pięciu sekund, a następnie natychmiast spłaszczyć podgrzaną krawędź rurki na płaskiej powierzchni.Wytnij krążek z siatki chirurgicznej o średnicy około sześciu do siedmiu milimetrów i nawlecz go na rurkę, aż oprze się o tylną część kołnierza kaniuli F. Dla każdej kaniuli IO wytnij jeden dodatkowy krążek z siatki chirurgicznej o średnicy około ośmiu milimetrów oraz trzy kwadraty z gumki elastycznej o wymiarach 6x6 mm co najmniej 24 godziny przed operacją. Sterylizuj kaniulę IO, krążki z siatki chirurgicznej i kwadraty z gumki w roztworze antybakteryjnym około 30 minut przed operacją.Podaj podskórnie antybiotyk dein oraz lek przeciwbólowy meloksykam. Po zastosowaniu izofluranu w celu indukcji znieczulenia ogólnego zgodnie z protokołem tekstowym i zweryfikowaniu sedacji poprzez uciśnięcie palca u nogi, użyj patyczka z watą, aby nanieść znieczulenie miejscowe na wewnętrzną stronę lewego policzka w miejscu, w którym zostanie wszczepiona kaniula. Następnie wstrzyknij środek znieczulający miejscowo, taki jak lidokaina HCL, w miejscu nacięcia dla igły do biopsji oraz nakładki na głowę.Nanieść nawilżającą maść do oczu do obu oczu. Następnie wygolić obszar o wymiarach 10 na 10 milimetrów u podstawy szyi. Za pomocą sterylnej gazy przemyć i oczyścić ten obszar mydłem antybakteryjnym, a następnie 70% alkoholem.I na koniec Betadine. Następnie wprowadź igłę ze stali nierdzewnej o rozmiarze 15G u podstawy szyi i przesuń ją podskórnie wokół ucha w kierunku lewego policzka. Ustaw końcówkę igły i przeprowadź ją przez policzek za pierwszym trzonowcem do wnętrza jamy ustnej.Przesuń kaniulę IO przez końcówkę wystającej igły, a następnie wyjmij igłę, pozostawiając jedynie kaniulę. Nawlecz na zewnętrzną część kaniuli jedną siatkę chirurgiczną w kształcie dysku, a następnie trzy kwadratowe dyski elastyczne i przesuń je do odsłoniętej skóry z tyłu szyi, aby ją ustabilizować. Następnie użyj antybakteryjnego płynu do płukania jamy ustnej, aby przepłukać kaniulę IO przed operacją na szczycie głowy. Przerób nylonową śrubę, usuwając jej łeb, a następnie wyżłob wzdłuż gwintu rowek o szerokości dwóch milimetrów.Po zgoleniu pasma włosów o wymiarach 10 na 20 milimetrów wzdłuż linii środkowej głowy, należy użyć sterylnej gazy do przemycia i oczyszczenia zgolonego obszaru, tak jak pokazano wcześniej w przypadku policzka. Następnie za pomocą skalpela chirurgicznego należy wykonać nacięcie o długości 20 milimetrów wzdłuż szwu strzałkowego. Potem za pomocą wiertarki ręcznej należy wywiercić cztery otwory, po dwa z każdej strony szwu. Na koniec, po operacji, należy użyć śrub jubilerskich i cementu dentystycznego, aby zamocować śrubę do czaszki.Umieść szczura w indywidualnej klatce i monitoruj go przez 24 godziny. W przypadku eksperymentów przeprowadzanych w komorze operantowej zapoznaj się z protokołem tekstowym w celu uzyskania dodatkowych informacji na temat opieki i czyszczenia kaniuli IO. Opisano w protokole tekstowym.Używając wody z odwróconej osmozy, przygotuj rozcieńczenia 8%, 25% i 50% z 55% syropu kukurydzianego wysokofruktozowego (HFCS) po zważeniu szczura i przeniesieniu go w jego domowej klatce do pomieszczenia testowego. Usuń pokarm lub ściółkę, które mogą gromadzić się w kaniuli IO, używając strzykawki 12 ml z zamocowaną igłą 16 G i 50 mm rurki polietylenowej, aby przepompować powietrze przez kaniulę w komorze operantowej. Jako trzpień do połączenia kaniuli IO z rurką Tigon zastosuj igłę 20 G.Przymocuj dolną część rurki w rowku paska, a górną część połącz z obrotowym łącznikiem zabezpieczonym wahadłem. Następnie przymocuj podstawę sprężyny do gwintu śruby zamontowanej na głowie szczura. Pozostaw szczura w komorze na pięć minut w celu aklimatyzacji, a następnie rozpocznij sesję samopodawania poprzez włączenie oświetlenia pomieszczenia.Wprowadzenie dwóch chowanych dźwigni oraz zapalenie światła stymulującego nad aktywną dźwignią na 30 sekund. W przypadku pierwszego oraz wszystkich kolejnych testów progresywnego stosunku (PR) należy zastosować schemat PR opisany przez Richardsona i Robertsa, w którym eskalacja stosunku reakcji jest równa pięciokrotności E podniesionego do potęgi liczby iniekcji pomnożonej przez 0,2 minus pięć. W sesjach nabywania od 1 do 10 należy zastosować ciągły schemat wzmocnienia, w którym każde naciśnięcie aktywnej dźwigni skutkuje podaniem 80 µL infuzji roztworu testowego w ciągu 2,5 sekundy, aby zapewnić wystarczający czas na spożycie; należy wprowadzić okres timeout wynoszący 27,5 sekundy, podczas którego aktywna dźwignia jest chowana, a światło stymulujące jest aktywne.Nie należy wprowadzać limitu liczby infuzji dostępnych w trakcie każdej sesji samozapodawania IO. Jeśli szczur nie reaguje na dźwignię aktywną przez 20 kolejnych minut, należy go zaktywizować, umożliwiając mu jednokrotne naciśnięcie dźwigni aktywnej. Po zakończeniu sesji samozapodawania należy wyjąć szczura z komory operantowej.Użyj dwóch mililitrów wody do przepłukania kaniuli IO i przenieś szczura z powrotem do jego klatki w pomieszczeniu hodowlanym. Stosuj harmonogram karmienia opisany w protokole tekstowym. Rysunek ten przedstawia liczbę reakcji operacyjnych na dźwigniach aktywnych i nieaktywnych podczas samopodawania 8 25 lub 50% HFCS przez 10 kolejnych sesji.Szczury opanowują mechanizm IO samodzielnego podawania HFCS w ciągu pierwszych trzech sesji i utrzymują stabilną liczbę reakcji na dźwignię aktywną przez resztę okresu nabywania nawyku. Widoczne są również różnice w liczbie reakcji na dźwignię aktywną zależne od stężenia. Na przykład w porównaniu z 25%HFCS, liczba reakcji jest znacznie niższa u szczurów samodzielnie podających 50%HFCS.Szczury utrzymują umiarkowany poziom reakcji operantowych przy podawaniu 8%HFCS oraz wykazują większą zmienność osobniczą w zakresie reakcji na dźwignię aktywną oraz punktu krytycznego (breakpoint), zdefiniowanego jako ostatnia infuzja otrzymana przed przerwą w reagowaniu na dźwignię aktywną trwającą co najmniej jedną godzinę, co przedstawiono odpowiednio na tych wykresach. W pierwszym teście PR zaobserwowano umiarkowaną częstotliwość reakcji dla wszystkich stężeń HFCS. Jednak w drugim teście pojawiają się różnice między grupami, w którym wyższe stężenia wywołują więcej reakcji i wyższe punkty krytyczne.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest częste sprawdzanie zwierząt pod kątem gromadzenia się płynu na nakładce głownej oraz wycieków podczas sesji samopodawania. Ponadto ubytek zwierząt w tych eksperymentach powinien być minimalny, ponieważ operację kaniulacji IO można przeprowadzić po raz drugi, jeśli zwierzęta wyciągnęłyby kaniulę lub odgryzły ją pomiędzy sesjami samopodawania. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat modyfikacji procedur chirurgicznych i otwartych komór w celu przeprowadzenia eksperymentów z wewnątrzustnym samopodawaniem u szczurów laboratoryjnych.

a-novel-procedure-for-evaluating-reinforcing-properties-tastants

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Nowa procedura oceny właściwości wzmacniających stymulantów smakowych u szczurów laboratoryjnych: operacyjna samodzielna podawanie doustne

Procedury operacyjnego samopodawania leków oraz uwarunkowanej preferencji miejsca (CPP) są szeroko stosowane w badaniach do modelowania różnych komponentów wzmocnienia narkotykowego, konsumpcji i uzależnienia u ludzi. W niniejszym raporcie połączyliśmy tradycyjne metody CPP i samopodawania jako nowatorskie podejście do badania wzmocnienia i uzależnienia od leków u szczurów.

Nowoczesne urządzenie i metoda wzmacniania działania leku

W niniejszym protokole opisujemy metodę uczenia operacyjnego u myszy, w której w roli wzmocnienia wykorzystuje się bodźce sensoryczne. Metoda ta nie wymaga wcześniejszego treningu ani ograniczeń pokarmowych i umożliwia badanie zachowań motywowanych bez użycia wzmocnień farmakologicznych lub naturalnych, takich jak pokarm.

Poszukiwanie doznań w warunkowaniu instrumentalnym u myszy

Reagowanie na sygnały powiązane z pokarmem lub lekiem nasila się w czasie okresu abstynencji, co może wiązać się ze zwiększoną podatnością na zachowania nawrotowe. W niniejszym materiale szczegółowo opisujemy procedurę oceny tej „inkubacji głodu” (ang. incubation of craving) u szczurów, które podawały sobie samodzielnie sacharozę.

Ogólna metoda oceny inkubacji głodu sacharozy u szczurów

Gwałtowne wahania dopaminy zewnątrzkomórkowej (DA) pośredniczą zarówno w przetwarzaniu nagrody, jak i w motywowanym zachowaniu u ssaków. Manuskrypt ten opisuje połączone zastosowanie szybkiej woltamperometrii cyklicznej (FSCV) i doustnej dawki degustacyjnej w celu określenia, w jaki sposób degustatory zmieniają szybkie uwalnianie dopaminy u obudzonych, swobodnie poruszających się szczurów.

Badanie szybkiej dynamiki dopaminy za pomocą cyklicznej woltamperometrii Fast Scan podczas doustnej dawki degustacyjnej u obudzonych szczurów

Ten protokół opisuje nowatorską i efektywną metodę szybkiego inicjowania reakcji instrumentalnej na etanol u szczurów, która, w przeciwieństwie do standardowych metod, nie wymaga pozbawienia wody ani zaniku sacharyny/sacharozy, aby zainicjować odpowiedź.

Metoda oceny wzmacniających właściwości etanolu u szczurów bez niedoboru wody, blaknięcia sacharyny lub szkolenia o przedłużonym dostępie

Celem tego badania jest zidentyfikowanie rozproszonych sieci mózgowych związanych z nagrodą poprzez nakreślenie niezawodnej techniki immunohistologicznej wykorzystującej komórkową aktywację c-fos do pomiaru jednoczesnych zmian w szlakach dopaminy i miejscach końcowych po nowym spożyciu tłuszczu i cukru u szczurów.

Jednoczesne wykrywanie aktywacji c-FOS z mezolimbicznych i mezokortykalnych miejsc nagrody dopaminy po naiwnym spożyciu cukru i tłuszczu u szczurów

Ten protokół opisuje metodę badania możliwości metapamięci, czyli świadomości pamięci, u gryzoni. Paradygmat opóźnionego dopasowania do próbki oparty na zapachu jest nowatorskim, ekologicznie istotnym testem behawioralnym, przydatnym do określenia zakresu, w jakim gryzonie mogą reagować adaptacyjnie w oparciu o poznawcze monitorowanie siły ich stanów pamięci.

Testowanie odpowiedzi metapoznawczej za pomocą testu opóźnionego dopasowania do próbki opartego na zapachu u szczurów

Przedstawiamy trzy protokoły, które oceniają różne formy impulsywności u szczurów i innych małych ssaków. Procedury wyboru międzyokresowego oceniają tendencję do dyskontowania wartości opóźnionych wyników. Zróżnicowane wzmocnienie niskich wskaźników i dyskryminacja cechowo-negatywna oceniają zdolność hamowania reakcji odpowiednio z karą i bez kary za niewłaściwe reakcje.

Trzy procedury laboratoryjne do oceny różnych objawów impulsywności u szczurów

Prezentowany tutaj jest protokół do badania zachowań podobnych do depresji i anhedonów u szczurów. Łączy dwie dobrze znane metody behawioralne, preferencję sacharozy i testy hipofagii wywołanej nowością, z automatycznym systemem monitorowania spożycia żywności i płynów, aby pośrednio badać zachowanie gryzoni przy użyciu parametrów zastępczych.

Testy preferencji sacharozy i hipofagii wywołanej nowością u szczurów przy użyciu zautomatyzowanego systemu monitorowania spożycia pokarmu

Ten protokół opisuje ocenę mechanicznej nadwrażliwości w modelu szczura neuropatycznego bólu ustno-twarzowego przy użyciu instrumentalnego urządzenia do oceny bólu ustno-twarzowego.

Ocena nadwrażliwości mechanicznej wywołanej uszkodzeniem nerwów u szczurów za pomocą operacyjnego testu bólu ustno-twarzowego

Poznaj metodę samodzielnego podawania wewnątrzustnego słodkich roztworów u szczurów laboratoryjnych w celu badania mechanizmów wzmacniania zachowań. Technika ta pozwala oceniać wpływ stężenia i harmonogramów wzmacniania na operantowe reagowanie.

Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne (Wideo) | JoVE Journal

Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

Przeglądaj więcej filmów