Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

Obecne badanie ocenia nowatorską procedurę oceny wzmacniających efektów smacznych roztworów u szczurów laboratoryjnych: samodzielne podawanie wewnątrzustne. W tym celu mierzono reakcję instrumentalną (tj. naciskanie dźwignią) na wewnątrzustne wlewy słodkich roztworów o różnych stężeniach na podstawie ciągłych i progresywnych harmonogramów współczynników wzmocnienia.

Ogólnym celem tej procedury jest zastosowanie zasad instrumentalnego dożylnego podawania leków do badania instrumentalnego samodzielnego podawania słodkich roztworów dostarczanych w infuzji wewnątrzustnej. Osiąga się to poprzez pierwsze chirurgiczne wszczepienie szczurom kaniuli IO i nasadki na głowę. Drugim etapem procedury jest wybór interesującego nas cukru i przygotowanie odpowiednich stężeń roztworu do samodzielnego podania w komorach operacyjnych.

Trzecim krokiem procedury jest umieszczenie szczurów w komorach operacyjnych, przymocowanie ich kaniul IO do odpowiednich rurek i umożliwienie zwierzętom samodzielnego podawania wlewów IO roztworu zestawu przy użyciu różnych stężeń i różnych schematów wzmacniania. Ostatnim etapem procedury jest usunięcie szczurów z komór operacyjnych i przepłukanie ich kaniul wodą w ramach przygotowań do następnej sesji samodzielnego podawania. Ostatecznie można uzyskać wyniki, które pokazują, że szczury nabywają i utrzymują samodzielne podawanie słodkich roztworów oraz że ich zachowanie jest wrażliwe na zmiany w stężeniu roztworu i harmonogramie wzmacniania zastosowanego poprzez samodzielne podawanie IO.

Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi metodami, takimi jak picie roztworu z dziobka lub otwarta reakcja na stałe granulki, jest to, że metal ten pozwala na przetestowanie dowolnego stężenia i dowolnej objętości rozpuszczalnego w wodzie dodatku do żywności. Co ważniejsze, możemy dostarczać pasywne interwałowe infuzje kontrolne, ilości roztworów bez konieczności podejmowania jakichkolwiek działań ze strony zwierzęcia. Dzięki temu możliwe jest mierzenie sztucznych reakcji upodobań za pomocą testów aktywności.

Wszelkie badania dotyczące nawrotu choroby i infuzji interwałowych mogą być wykorzystane do zbadania przywrócenia indukowanego przez torowanie, a także potencjalnego przywrócenia krzyżowego między szwajcarskimi roztworami a lekami nadużywanymi. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie uzależnienia od jedzenia i otyłości, takie jak identyfikacja substratów neurologicznych odpowiedzialnych za nabywanie, utrzymywanie i nawrót do kompulsywnego poszukiwania słodyczy, a także identyfikacja czynników związanych z otyłością wywołaną dietą. Możliwe będzie również badanie genetycznych i epigenetycznych czynników epigenetycznych zaangażowanych w rozwój kompulsywnego poszukiwania jedzenia.

Wszystkie eksperymenty są zatwierdzone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph i są przeprowadzane zgodnie z zaleceniami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Aby skonstruować kaniulę IO, wytnij kawałek plastikowej rurki z polietylenu o długości około 130 milimetrów, aby utworzyć koniec z kołnierzem F do zamocowania w jamie ustnej. Za pomocą lutownicy podgrzej koniec rurki przez dwie do pięciu sekund, a następnie natychmiast spłaszcz rozgrzaną krawędź rurki do płaskiej powierzchni.

Wytnij krążek z siatki chirurgicznej o średnicy około sześciu do siedmiu milimetrów i nawlecz go na długość rurki, aż oprze się o tylną część końca kaniuli z kołnierzem F. Dla każdej kaniuli IO wytnij jeden dodatkowy krążek siatki chirurgicznej o średnicy około ośmiu milimetrów i trzy kwadraty elastycznej opaski o wymiarach sześć na sześć milimetrów przez co najmniej 24 godziny przed operacją. Wysterylizuj kaniulę IO, krążki siatki chirurgicznej i elastyczne kwadraty w roztworze przeciwbakteryjnym około 30 minut przed zabiegiem.

Podać podskórne wstrzyknięcie antybiotyku deiny i przeciwbólowego meloksykamu. Po użyciu izofluoru do wywołania znieczulenia ogólnego zgodnie z protokołem tekstowym i sprawdzeniu sedacji za pomocą uszczypnięcia palca u nogi, użyj wacika z bawełnianą końcówką, aby podać miejscowy środek znieczulający wzdłuż wewnętrznej strony lewego policzka, gdzie zostanie wszczepiona kaniula. Następnie wstrzyknij środek znieczulający miejscowo, taki jak lidokaina HCL, w miejsce nacięcia igły do biopsji i nasadki na głowę.

Nałóż nawilżającą maść do oczu na oba oczy. Następnie ogol kępkę włosów o wymiarach 10 na 10 milimetrów u podstawy szyi. Użyj sterylnej gazy do przetarcia i oczyszczenia obszaru mydłem antybakteryjnym, a następnie 70% alkoholem.

I wreszcie Betadine. Następnie włóż igłę ze stali nierdzewnej o rozmiarze 15 u podstawy szyi i przesuwaj ją podskórnie wokół ucha do lewego policzka. Umieścić końcówkę igły i przeciągnąć ją przez policzek za pierwszym zębem trzonowym w jamie ustnej.

Przełóż kaniulę IO przez końcówkę wystającej igły, a następnie wyjmij igłę, pozostawiając tylko kaniulę Nawlecz jeden krążek siatki chirurgicznej, a następnie trzy kwadratowe elastyczne krążki na zewnętrzną część kaniuli i wsuń je na odsłoniętą skórę z tyłu szyi, aby ją ustabilizować. Następnie użyj antybakteryjnego płynu do płukania jamy ustnej, aby przepłukać kaniulę IO przed zabiegiem na czubku głowy. Zmodyfikuj nylonową, usuwając jej, a następnie wytnij dwumilimetrowy rowek wzdłuż długości gwintu.

Po ogoleniu paska włosów o wymiarach 10 na 20 milimetrów wzdłuż linii środkowej głowy, użyj sterylnej gazy do przetarcia i oczyszczenia ogolonego obszaru, jak pokazano wcześniej, dla policzka za pomocą skalpela chirurgicznego, wykonaj nacięcie o długości 20 milimetrów wzdłuż strzałki. Następnie za pomocą wiertarki ręcznej wykonaj cztery otwory, po dwa z każdej strony szwu. Na koniec użyj jubilerskich i cementu dentystycznego, aby przymocować do czaszki po operacji.

Trzymaj szczura w indywidualnej klatce i monitoruj przez 24 godziny. Zapoznaj się z protokołem tekstowym, aby uzyskać informacje na temat dodatkowej pielęgnacji i czyszczenia kaniuli IO w przypadku eksperymentów przeprowadzanych w komorze operacyjnej. Opisane w protokole tekstowym.

Używając wody z odwróconej osmozy, wykonaj 8%25% i 50% rozcieńczenia 55% syropu kukurydzianego o wysokiej zawartości fruktozy lub HFCS po zważeniu szczura i przeniesieniu go w klatce domowej do pomieszczenia testowego. Usuń jedzenie lub ściółkę, które mogą gromadzić się w kaniuli IO za pomocą 12-mililitrowej strzykawki Mocowanej za pomocą igły o rozmiarze 16 i 50 milimetrów rurki polietylenowej do pompowania powietrza przez kaniulę w komorze operacyjnej. Użyj igły o rozmiarze 20 jako trzonka, aby połączyć kaniulę IO z rurką tigon.

Przymocuj dolną część rurki w rowku paska, a górną część połącz z krętlikiem zabezpieczonym huśtawką. Następnie połącz podstawę sprężyny z gwintem zamontowanej na szczura. Pozwól szczurowi zaaklimatyzować się w komorze przez pięć minut, a następnie rozpocznij sesję samodzielnego podawania, aktywując światło w domu.

Wprowadzenie dwóch wysuwanych dźwigni i podświetlenie bodźca świetlnego nad aktywną dźwignią na 30 sekund. Dla testu współczynnika postępowego lub testu PR pierwszego i wszystkich kolejnych testów PR należy użyć harmonogramu PR opisanego przez Richardsona i Robertsa, w którym eskalacja współczynnika odpowiedzi jest równa pięciokrotności E podniesionej do liczby wstrzyknięć razy 0,2 minus pięć. W przypadku sesji akwizycji od pierwszej do dziesiątej należy stosować ciągły harmonogram wzmacniania, w którym każde naciśnięcie aktywnej dźwigni powoduje dostarczenie 80 mikrolitrów infuzji roztworu testowego w ciągu 2,5 sekundy, aby zapewnić wystarczającą ilość czasu na spożycie, narzucić okres czasu wynoszący 27,5 sekundy, podczas którego aktywna dźwignia jest cofana i aktywowane jest światło bodźca.

Nie należy narzucać limitu liczby infuzji dostępnych w ramach każdej sesji samodzielnego podawania IO. Jeśli szczur nie reaguje na aktywną dźwignię przez 20 kolejnych minut, zalej szczura, ułatwiając mu jednokrotne naciśnięcie aktywnej dźwigni. Po sesjach samodzielnego podawania należy usunąć szczura z komory operacyjnej.

Użyj dwóch mililitrów wody, aby przepłukać kaniulę IO i przywróć szczura do jego domowej klatki w pomieszczeniu kolonijnym. Postępuj zgodnie z harmonogramem karmienia znajdującym się w protokole tekstowym. Ten rysunek pokazuje reakcję operacji na aktywne i nieaktywne dźwignie podczas samodzielnego podawania 8, 25 lub 50% HFCS przez 10 kolejnych sesji.

Szczury nabywają IO samodzielnego podawania HFCS w ciągu pierwszych trzech sesji i utrzymują stabilną aktywną reakcję dźwigni przez pozostałą część nabycia. Widoczne są również zależne od stężenia różnice w reakcjach dźwigni aktywnej. Na przykład, w porównaniu do 25% reakcji HFCS, odpowiedź jest znacznie niższa u szczurów samodzielnie stosujących 50% HFCS.

Szczury utrzymują pośredni poziom odpowiedzi instrumentalnej po podaniu 8% HFCS i wykazują większą indywidualną zmienność reakcji aktywnej dźwigni po spożyciu, a punkt przerwania, który definiuje się jako ostatnią infuzję otrzymaną z powodu braku odpowiedzi na aktywną dźwignię przez co najmniej jedną godzinę, przedstawiono odpowiednio na tych wykresach. W pierwszym teście PR występuje umiarkowana częstotliwość odpowiedzi dla wszystkich stężeń HFCS. Jednak różnice grupowe pojawiają się w drugim teście, w którym wyższe stężenia wywołują więcej odpowiedzi i wyższe punkty przerwania.

Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby często sprawdzać, czy zwierzęta nie nagromadziły się płyny na nasadce głowy i nie przeciekają podczas sesji samodzielnego podawania. Ponadto wyczerpanie w tych eksperymentach powinno być minimalne, ponieważ operację kaniulacji IO można wykonać po raz drugi, jeśli zwierzęta wyciągną kaniulę lub przeżują ją między sesjami samodzielnego podawania. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak modyfikować procedury chirurgiczne i otwierać komory do przeprowadzania eksperymentów z samodzielnym podawaniem wewnątrzustnym na szczurach laboratoryjnych.