Name: Wizualizacja subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-18T13:45:00.000+00:00
Duration: 16 min 43 s
Description: Poznaj metodę wizualizacji subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach przy użyciu białek GFP i mikroskopii konfokalnej. Technika ta pozwala badać mobilność białek i architekturę ultrastrukturalną ER.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy są wdzięczni Fondazione Filarete za pomoc i wsparcie w publikacji tego artykułu. Chcielibyśmy również podziękować Centro Europeo di Nanomedicina za korzystanie z transmisyjnego mikroskopu elektronowego TECNAI G2.

1. Plazmid, hodowla komórkowa i transfekcja z białkami fluorescencyjnymi ER
<ol>
	<li>Plazmid użyty w tym badaniu składa się ze wzmocnionej wersji GFP połączonej na jego końcu C z regionem ogonowym izoformy ER szczurzego cytochromu b (5) (w skrócie b (5)) za pomocą sekwencji łącznikowej. Obszar ogonowy zawiera całą sekwencję (Pro94-Asp134), która pozostaje związana z błoną po rozszczepieniu trypsyny natywnego b (5), w tym 17-reszta TMD (domena transbłonowa), otoczona sekwencjami polarnymi w górę i w dół (UPS i DPS). Łącznik składa się z epitopu myc, po którym następuje [(Gly)4Ser]3, a całe cDNA jest wprowadzane do miejsc Hind3-Xba1 wektora ekspresji ssaków pCDNA3. Szczegóły budowy tego plazmidu zostały opisane w poprzedniej publikacji, w której określa się go jako GFP-ER16.</li>
	<li>Hoduj komórki COS-7 w zmodyfikowanym pożywce Eagle Medium (DMEM) firmy Dulbecco uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą, 2 mM L-glutaminy, 1% penicyliny/streptomycyny w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 10% CO2 .</li>
	<li>Transfekcja. Płytka 3 x 105 komórek na okrągłym szklanym szkiełku nakrywkowym w płytce 6-dołkowej, a następnego dnia transfekcja za pomocą systemu JetPEI zgodnie z opisem producenta. Należy pamiętać, że optymalny stosunek JetPEI/DNA został przetestowany w celu ustalenia maksymalnej wydajności transfekcji w zależności od użytego plazmidu i linii komórkowej: w naszym przypadku stosunek JetPEI:DNA wynoszący 2:1 prowadzi do 70-80% wydajności transfekcji.</li>
</ol>
2. Fluorescencyjna skaningowa mikroskopia konfokalna na żywo
<ol>
	<li>Obrazowanie żywych komórek. Umieścić szkiełko nakrywkowe, na którym wysiano transfekowane komórki, do stalowej komory hodowlanej dla szkiełek nakrywkowych o średnicy 24 mm, wypełnionej DMEM bez czerwieni fenolowej, uzupełnionej 10% FBS, 2 mM L-glutaminy, 1% pióra/paciorkowca, 25 mM HEPES, 50 μg/ml cykloheksymidu i 1:100 OxyFluor, aby zapobiec fotowybielaniu próbek. Mikroskop konfokalny SP5 wyposażony w inkubator CO2 z kontrolowaną temperaturą (37 °C i 5% CO2 ) jest używany do eksperymentów z obrazowaniem żywych komórek, przy czym dGFP-ER jest wizualizowany za pomocą lasera 488 nm i filtra emisyjnego pasma 525/50.</li>
	<li>Odzysk fluorescencji po fotowybielaniu (FRAP). Narysuj obszar zainteresowania (ROI), odpowiadający strukturze OSER, i wybiel go za pomocą 20 iteracji i kombinacji laserów 488 nm (100% lasera argonowego o mocy 30 mW, co odpowiada 5,5-6 μW w próbce) i 405 nm (60% lasera diodowego 405 o mocy 30 mW, co odpowiada 11,6 μW w próbce), które: Z naszego doświadczenia wynika, że prowadzi to do skutecznego i szybkiego fotowybielania.</li>
	<li>Zapisz odzyskiwanie fluorescencji w wybielonych ROI, wykonując pojedynczą klatkę co 10 sekund przez 10 minut (czas piksela = 1,61 μs/px).</li>
	<li>Utrata fluorescencji w fotowybielaniu (FLIP). Narysuj ROI odpowiadający strukturze OSER i wybiel zgodnie z powyższym opisem. Wybielanie jest powtarzane co 30 sekund, a obrazy po wybielaniu są rejestrowane co 10 sekund przez 30 minut (czas piksela = 1,61 μs/px).</li>
	<li>Analiza FRAP i FLIP. Wszystkie obrazy są analizowane za pomocą oprogramowania ImageJ (<a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html</a>). W eksperymentach FRAP odzysk fluorescencji wybielonego ROI jest mierzony w czasie i normalizowany do całkowitej fluorescencji bielonej komórki, która jest zawsze sprawdzana, czy jest stała w czasie.</li>
	<li>W przypadku eksperymentów FLIP narysuj ROI na zewnątrz wybielonego OSER i pokrywając całą komórkę. Zmierz jego intensywność fluorescencji w czasie i znormalizuj do poziomów fluorescencji ROI narysowanego na niebielonej komórce, aby skorygować spadek fluorescencji spowodowany samym obrazowaniem.</li>
	<li>We wszystkich eksperymentach odjęto sygnał tła (określony w obszarze poza komórkami) od intensywności fluorescencji ROI. Na koniec wykreśl wyniki za pomocą oprogramowania GraphPad Prism.</li>
</ol>
3. Analiza ultrastrukturalna za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej
Biorąc pod uwagę toksyczność wielu odczynników, wszystkie procedury powinny być przeprowadzane w odpowiednim labradorze i rękawiczkach pod wyciągiem.
<ol>
	<li>Po wyjęciu szkiełka nakrywkowego z płytki Petriego, utrwalić pozostałe komórki wyhodowane na dnie szalki jako monowarstwę za pomocą przefiltrowanego 2% aldehydu glutarowego w 0,1 M buforze kakodylowym o pH 7,4 przez 10 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Zeskrobać komórki za pomocą skrobaka teflonowego i przenieść je do probówek Eppendorfa o pojemności 1,5 ml. Granulować komórki przez odwirowanie przy 9 000 g przez 10 minut. Usunąć sklarowany osad, dodać świeży utrwalacz i pozostawić na noc w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Przemyć granulki buforem, a następnie utrwalić roztworem 1% tetratlenku osmu w buforze kakodylowym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Spłucz wodą MilliQ i zaplamij en bloc 1% octanem uranylu w wodzie destylowanej przez 20-60 minut.</li>
	<li>Odwodnić próbki w zwiększających się seriach etanolu (70%, 80%, 90%, 100% i 100% przez 10 minut każda) i krótko przemyć dwukrotnie w tlenku propylenu (15 minut każda).</li>
	<li>Próbki należy infiltrować w mieszaninie tlenku propylenu + Epon (1:1) (od 2 godzin do nocy).</li>
	<li>Zatopić w żywicy epoksydowej Epon utwardzonej w temperaturze 60 °C przez co najmniej 24 godziny.</li>
	<li>Ręcznie przycięte bloki żywicy należy podzielić na sekcje za pomocą ultramikrotomu LEICA UC6 wyposażonego w nóż diamentowy 45°, aby uzyskać skrawki o grubości 60-70 nm. Zbierz sekcje na miedzianych siatkach o siatce 300</li>.
	<li>Zabarwić skrawki na siatce nasyconym roztworem octanu uranylu (20 min) i cytrynianu ołowiu (7 min), dokładnie umyć kratki, zanurzając je w przefiltrowanej wodzie podwójnie destylowanej i pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Poplamione siatki są obserwowane za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego TECNAI G2, a obrazy są rejestrowane za pomocą zamontowanej od dołu kamery CCD przy różnych powiększeniach końcowych (zwykle w zakresie od 6 000 do 39 000X).</li>
</ol>

<ol><li>Fasana, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+VAPB+mutant+linked+to+amyotrophic+lateral+sclerosis+generates+a+novel+form+of+organized+smooth+endoplasmic+reticulum%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">A VAPB mutant linked to amyotrophic lateral sclerosis generates a novel form of organized smooth endoplasmic reticulum.</a> FASEB J. 24, 1419-1430 (2010).</li>
<li>Borgese, N., Francolini, M., Snapp, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoplasmic+reticulum+architecture%3A+structures+in+flux%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Endoplasmic reticulum architecture: structures in flux.</a> Curr. Opin. Cell Biol. 18, 358-364 (2006).</li>
<li>Ronchi, P., Colombo, S., Francolini, M., Borgese, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmembrane+domain-dependent+partitioning+of+membrane+proteins+within+the+endoplasmic+reticulum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Transmembrane domain-dependent partitioning of membrane proteins within the endoplasmic reticulum.</a> J. Cell Biol. 181, 105-118 (2008).</li>
<li>Lippincott-Schwartz, J., Snapp, E., Kenworthy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+protein+dynamics+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Studying protein dynamics in living cells.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2, 444-456 (2001).</li>
<li>Lee, M. C., Miller, E. A., Goldberg, J., Orci, L., Schekman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bi-directional+protein+transport+between+the+ER+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Bi-directional protein transport between the ER and.</a> 20, 87-123 (2004).</li>
<li>Snapp, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+stacked+ER+cisternae+by+low+affinity+protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Formation of stacked ER cisternae by low affinity protein interactions.</a> J. Cell Biol. 163, 257-269 (2003).</li>
<li>Papiani, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restructured+endoplasmic+reticulum+generated+by+mutant+amyotrophic+lateral+sclerosis-linked+VAPB+is+cleared+by+the+proteasome%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Restructured endoplasmic reticulum generated by mutant amyotrophic lateral sclerosis-linked VAPB is cleared by the proteasome.</a> J. Cell Sci. 125, 3601-3611 (2012).</li>
<li>Almsherqi, Z. A., Kohlwein, S. D., Deng, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cubic+membranes%3A+a+legend+beyond+the+Flatland%2A+of+cell+membrane+organization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cubic membranes: a legend beyond the Flatland* of cell membrane organization.</a> J. Cell Biol. 173, 839-844 (2006).</li>
<li>Federovitch, C. M., Ron, D., Hampton, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamic+ER%3A+experimental+approaches+and+current+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The dynamic ER: experimental approaches and current questions.</a> Curr. Opin. Cell Biol. 17, 409-414 (2005).</li>
<li>Takei, K., Mignery, G. A., Mugnaini, E., Sudhof, T. C., De Camilli, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inositol+1%2C4%2C5-trisphosphate+receptor+causes+formation+of+ER+cisternal+stacks+in+transfected+fibroblasts+and+in+cerebellar+Purkinje+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor causes formation of ER cisternal stacks in transfected fibroblasts and in cerebellar Purkinje cells.</a> Neuron. 12, 327-342 (1994).</li>
<li>Feldman, D., Swarm, R. L., Becker, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructural+study+of+rat+liver+and+liver+neoplasms+after+long-term+treatment+with+phenobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructural study of rat liver and liver neoplasms after long-term treatment with phenobarbital.</a> Cancer Res. 41, 2151-2162 (1981).</li>
<li>Sprocati, T., Ronchi, P., Raimondi, A., Francolini, M., Borgese, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+and+reversible+restructuring+of+the+endoplasmic+reticulum+induced+by+PDMP+in+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Dynamic and reversible restructuring of the endoplasmic reticulum induced by PDMP in cultured cells.</a> J. Cell Sci. 119, 3249-3260 (2006).</li>
<li>Costantini, L. M., Fossati, M., Francolini, M., Snapp, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+tendency+of+fluorescent+proteins+to+oligomerize+under+physiologic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Traffic%22%5BJournal%5D)">Assessing the tendency of fluorescent proteins to oligomerize under physiologic conditions.</a> Traffic. 13, 643-649 (2012).</li>
<li>Pyszniak, A. M., Welder, C. A., Takei, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+surface+distribution+of+high-avidity+LFA-1+detected+by+soluble+ICAM-1-coated+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Cell surface distribution of high-avidity LFA-1 detected by soluble ICAM-1-coated microspheres.</a> J. Immunol. 152, 5241-5249 (1994).</li>
<li>Taylor, J. P., Hardy, J., Fischbeck, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxic+proteins+in+neurodegenerative+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Toxic proteins in neurodegenerative disease.</a> Science. 296, 1991-1995 (2002).</li>
<li>Winklhofer, K. F., Tatzelt, J., Haass, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+two+faces+of+protein+misfolding%3A+gain-+and+loss-of-function+in+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">The two faces of protein misfolding: gain- and loss-of-function in neurodegenerative diseases.</a> EMBO J. 27, 336-349 (2008).</li>
<li>Borgese, N., Gazzoni, I., Barberi, M., Colombo, S., Pedrazzini, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+a+tail-anchored+protein+to+endoplasmic+reticulum+and+mitochondrial+outer+membrane+by+independent+but+competing+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Targeting of a tail-anchored protein to endoplasmic reticulum and mitochondrial outer membrane by independent but competing pathways.</a> Mol. Biol. Cell. 12, 2482-2496 (2001).</li>
<li>Chudakov, D. M., Matz, M. V., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+proteins+and+their+applications+in+imaging+living+cells+and+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues.</a> Physiol Rev. 90, 1103-1163 (2010).</li>
<li>Bancaud, A., Huet, S., Rabut, G., Ellenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+perturbation+techniques+to+study+mobility+and+molecular+dynamics+of+proteins+in+live+cells+FRAP%2C+photoactivation%2C+photoconversion%2C+and+FLIP%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Fluorescence perturbation techniques to study mobility and molecular dynamics of proteins in live cells FRAP, photoactivation, photoconversion, and FLIP.</a> Cold Spring Harb. Protoc. 2010, (2010).</li>
<li>Michida, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+endothelin+1+in+hemorrhagic+shock-induced+gastric+mucosal+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of endothelin 1 in hemorrhagic shock-induced gastric mucosal injury in rats.</a> Gastroenterology. 106, 988-993 (1994).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokoły i podejścia do obrazowania opisane w tym artykule zostały wykorzystane do zbadania dystrybucji i ruchliwości transfekowanych białek fluorescencyjnych TA znajdujących się w ER żywych komórek. Przeanalizowaliśmy również wpływ nadekspresji tych białek na architekturę tego przedziału subkomórkowego za pomocą analiz ultrastrukturalnych.
Połączenie obrazowania konfokalnego żywych komórek i mikroskopii elektronowej jest bardzo skutecznym sposobem badania dynamicznych właściwości białek i mo...

Odkrycie białka zielonej fluorescencji (GFP) i jego wariantów spektralnych, a także równoległy rozwój mikroskopii fluorescencyjnej, otworzyły zupełnie nowe możliwości badania zachowania białek w komórkach. Techniki takie jak odzyskiwanie fluorescencji po fotowybielaniu (FRAP) i utrata fluorescencji w fotowybielaniu (FLIP), które są możliwe dzięki wewnętrznej zdolności fluoroforów do gaszenia ich fluorescencji pod intensywnym oświetleniem, opierają się na konfokalnym obrazowaniu żywych komórek i zastosowaniu transfekowanych fluorescencyjnych białek fuzyjnych1-3. Są one szeroko stosowane do oceny nie tylko lokalizacji białek, ale także ich ruchliwości i transportu pęcherzykowego, co może ujawnić ważne wskazówki dotyczące ich funkcji4.
Unikalną cechą komórek eukariotycznych jest obecność wewnątrzkomórkowych kompartmentów, które mają specyficzny skład lipidów i białek. Chociaż organelle są fizycznie izolowane, muszą komunikować się ze sobą i dzielić składniki molekularne, aby utrzymać homeostazę komórkową. Szlak wydzielniczy gwarantuje, że białka i lipidy zsyntetyzowane w ER docierają do właściwego miejsca docelowego, w którym pełnią swoją funkcję. Organelle wewnątrzkomórkowe mogą być również połączone dynamicznymi miejscami kontaktu, które umożliwiają bezpośrednią wymianę cząsteczek (lipidów) między przedziałami. Co więcej, wiele białek musi składać się w duże kompleksy heteromeryczne lub wiązać się z określonymi gatunkami lipidów (tratwy lipidowe/mikrodomeny), aby stać się funkcjonalnie aktywnymi lub zostać przetransportowanymi do miejsca docelowego. Wszystkie te aspekty biologiczne mają ogromny wpływ na właściwości kinetyczne białek i dlatego mogą być odpowiednio badane za pomocą technik opisanych poniżej.
Nasza grupa szeroko korzystała z FRAP i FLIP w połączeniu z mikroskopią elektronową w celu zbadania architektury ER i jego różnych poddomen. Ostry dyżur jest pierwszą stacją szlaku wydzielniczego i odgrywa kluczową rolę w sortowaniu białek i lipidów5. Jest to wysoce dynamiczna organella, której odrębne subdomeny odzwierciedlają jej wiele różnych funkcji (tj. biosyntezę i transport białek i lipidów, fałdowanie białek, magazynowanie i uwalnianie Ca2+ oraz metabolizm ksenobiotyków). Jednakże, chociaż są one morfologicznie, przestrzennie i funkcjonalnie różne, domeny te są ze sobą ciągłe, a ich względna obfitość może być modyfikowana w komórkach w warunkach fizjologicznych i patologicznych. Najbardziej znanymi i zwykle przestrzennie oddzielonymi domenami ER są otoczka jądrowa oraz gładka i szorstka ER; jednak my i inni wykazaliśmy, że w różnych typach komórek i tkankach w warunkach fizjologicznych istnieją struktury ER o bardziej skomplikowanej architekturze i trójwymiarowej organizacji, które mogą być również indukowane za pomocą stresujących bodźców, takich jak niedotlenienie, podawanie leków lub nadmierna ekspresja białek transbłonowychrezydujących w ER 2,6 (i odniesienia w nich).
Ostatnio wykazaliśmy również obecność takich struktur w modelach komórkowych chorób ludzkich1,7. Pochodzące z ułożonych cystern gładkiego ER, otrzymały zbiorczą nazwę zorganizowanej gładkiej retikulum endoplazmatycznego (OSER) w 2003roku 6, chociaż są również znane jako karmellae, blaszki i krystaloidy ER na podstawie ich architektury, która, podobnie jak ich rozmiar, może się różnić. Po transfekcji komórek GFP połączonym z regionem cytozolowym białek rezydujących w ogonie (TA) ER (dEGFP-ER), słabo dimeryzująca tendencja GFP w trans dramatycznie zmienia organizację i strukturę ER. Eksperymenty FRAP i FLIP wykazały, że dEGFP-ER może swobodnie dyfundować w obrębie OSER, a fakt, że przemieszcza się z siatkowatego ER do OSER i odwrotnie wskazuje, że agregaty są ciągłe z otaczającym je siatkowatym ER. Analiza ultrastrukturalna pozwoliła nam skorelować dane fluorescencyjne ze szczegółowym opisem architektury i organizacji OSER na poziomie nanoskali: OSER zawsze składają się ze stosów sparowanych cystern gładkiego ER, ale mogą mieć różne formy organizacji przestrzennej, takie jak regularnie ułożone sinusoidalne układy lub okółki, lub sześciokątne "krystaloidalne" układy rurowe. Te przegrupowania prowadzą do morfologii sześciennej8 , które, ponieważ zostały znalezione w komórkach w warunkach fizjologicznych9 i po stresach, takich jak niedotlenienie10, leczenie farmakologiczne11 i rak9 , mogą mieć znaczny potencjał jako markery ultrastrukturalne.
Po tej pierwszej demonstracji z użyciem białek fuzyjnych GFP, użyliśmy eksperymentów obrazowych do analizy proliferacji domen ER w odpowiedzi na leczenie farmakologiczne12, oceny tendencji białek fluorescencyjnych do oligomeryzacji w komórkach13 oraz do zbadania roli zmutowanego, połączonego z ALS białka TA w tworzeniu wewnątrzkomórkowych agregatów pochodzenia ER, które mogą być istotne dla jego patogenności1,8. Sugeruje się, że tworzenie agregatów wewnątrzkomórkowych (co występuje w wielu chorobach neurodegeneracyjnych14) może być mechanizmem ochronnym zaprojektowanym w celu zapobiegania interakcjom między toksycznymi zmutowanymi białkami a otaczającymi składnikami komórkowymi15.
Poniżej znajduje się opis kombinacji metod mikroskopii optycznej i elektronowej do badania konstrukcji, których C-końcowe domeny hydrofobowe są wstawiane do błony ER, oraz analiza ich dynamicznego zachowania i wpływu ich nadmiernej ekspresji na architekturę domeny ER w hodowanych komórkach (zobacz Rysunek 1 dla schematu blokowego protokołu eksperymentalnego).

<table><tbody><tr><td>Dulbecco' s Zmodyfikowane podłoże Eagle Medium (DMEM)</td><td>Invitrogen</td><td>41966029</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s Zmodyfikowana pożywka Eagle (DMEM) bez czerwieni fenolowej</td><td>Invitrogen</td><td>31053028</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Invitrogen</td><td>10270106</td><td></td></tr><tr><td>Pen/Strep</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamina 200 mM roztwór</td><td>Invitrogen</td><td>25030-024</td><td></td></tr><tr><td>jetPEI</td><td>Polyplus Transfekcja</td><td>PP10110</td><td></td></tr><tr><td>OxyFluor</td><td>Oxyrase Inc.</td><td>OF-0005</td><td></td></tr><tr><td>Aldehyd glutarowy klasy I</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G5882</td><td></td></tr><tr><td>Kakodylan sodu Trójwodny</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C0250</td><td></td></tr><tr><td>Tetratlenek osmu 4% roztwór</td><td>Mikroskopia elektronowa Science</td><td>19150</td><td></td></tr><tr><td>Octan uranylu Dihydrat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>73943</td><td>lekko radioaktywny</td></tr><tr><td>tlenek propylenu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>82320</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw pożywki do osadzania EPON</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>45359-1EA-F</td><td></td></tr> <tr><td>Mikroskopia elektronowa</td><td>cytrynianu ołowiu </td> Science <td>17800</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka stołowa</td><td>Eppendorf</td><td>5415 D</td><td></td></tr><tr><td>Spektralny mikroskop konfokalny </td><td>Leica Microsystems</td><td>TCS SP5</td><td></td></tr><tr><td>CO2 System inkubacji klatkowej mikroskopu </td><td>OkoLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultramicrotome </td><td>Leica Microsystems</td><td>UC6</td><td></td></tr><tr><td>Nóż diamentowy </td><td>Diatome</td><td>Ultra 45 &deg;</td><td></td></tr><tr><td>Transmisyjny mikroskop elektronowy </td><td>FEI</td><td>Tecnai G2</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie GraphPad Prism GraphPad</td><td>Software, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stalowa komora hodowlana do szkiełka nakrywkowego 24 mm</td><td>Narzędzia biologiczne</td><td>CSC-25</td><td></td></tr><tr><td>Siatki mikroskopii elektronowej</td><td>Mikroskopia elektronowa Science</td><td>G300Cu</td><td></td></tr></tbody></table>

wizualizacja subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach

Visualization of Endoplasmic Reticulum Subdomains in Cultured Cells

Lipidy i białka w komórkach eukariotycznych są stale wymieniane między przedziałami komórkowymi, chociaż zachowują one swój charakterystyczny skład i funkcje pomimo intensywnego ruchu molekularnego między organellami. Techniki opisane w tym artykule są skutecznymi metodami badania ruchliwości i transportu białek i lipidów in vivo oraz w ich środowisku fizjologicznym. Odzyskiwanie fluorescencji po fotowybielaniu (FRAP) i utrata fluorescencji w fotowybielaniu (FLIP) są szeroko stosowanymi technikami obrazowania żywych komórek do badania transportu wewnątrzkomórkowego przez szlak egzoendocytarny, ciągłości między organellami lub podprzedziałami, tworzenia kompleksów białkowych i lokalizacji białek w mikrodomenach lipidowych, z których wszystkie można zaobserwować w warunkach fizjologicznych i patologicznych. Ograniczenia tych podejść wynikają głównie z zastosowania fluorescencyjnych białek fuzyjnych, a ich potencjalne wady obejmują sztuczną nadekspresję w komórkach oraz możliwość różnic w fałdowaniu i lokalizacji białek znakowanych i natywnych. Wreszcie, ponieważ granica rozdzielczości mikroskopii optycznej (około 200 nm) nie pozwala na badanie drobnej struktury ER lub specyficznych podprzedziałów, które mogą powstawać w komórkach pod wpływem stresu (tj. niedotlenienie, podawanie leków, nadekspresja transbłonowych białek rezydujących w ER) lub w warunkach patologicznych, łączymy obrazowanie żywych komórek hodowanych transfekowanych z analizami ultrastrukturalnymi opartymi na transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

Rysunek 2 przedstawia przykład badania FRAP w celu określenia mobilności białek. Mobilność białka dEGFP-ER jest wykazana przez szybki powrót fluorescencji po fotowybielaniu w wybielonych OSERs. Do analizy ilościowej czas połowiczny oraz frakcja mobilna zostały wyznaczone z danych pomiarowych poprzez dopasowanie następującego równania monoeksponencjalnego:
F(t) = Fpost + (Frec-Fpost)(1-e-t/τ)
<p class="jove_conte...

Opisujemy metody obrazowania, których używamy do badania dystrybucji i ruchliwości transfekowanych białek fluorescencyjnych rezydujących w retikulum endoplazmatycznym (ER) za pomocą konfokalnego obrazowania żywych komórek. Analizujemy również ultrastrukturalnie wpływ ich ekspresji na architekturę tego przedziału subkomórkowego.

Wizualizacja subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach

The lipids and proteins in eukaryotic cells are continuously exchanged between cell compartments, although these retain their distinctive composition and ...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest zbadanie, w jaki sposób transfekowane białka fluorescencyjne rozmieszczają się i przemieszczają w siateczce śródplazmatycznej oraz ocena wpływu ich ekspresji na architekturę ultrastrukturalną. W tym celu hodowlane komórki poddaje się przejściowej transfekcji białkami rezydentnymi ER z kotwicą ogonową znakowanymi GFP. Po transfekcji przeprowadzana jest konfokalna analiza obrazu żywych komórek w celu oceny powrotu fluorescencji po fotobleachingu (FRAP) oraz utraty fluorescencji.W przypadku fotoblaknięcia lub techniki FLIP, analiza ultrastrukturalna jest przeprowadzana z wykorzystaniem transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Uzyskane dane wykazują, że ekspresja konstruktu B five z etykietą GFP drastycznie zmienia organizację i strukturę retikulum endoplazmatycznego, indukując tworzenie agregatów. Metoda, którą tutaj prezentujemy, może dostarczyć wiedzy na temat podstawowych procesów biologii komórki, takich jak mobilność i transport białek oraz lipidów.Można go również wykorzystać do badania odpowiedzi na leczenie farmakologiczne w celu oceny białek fluorescencyjnych, modernizacji oligonukleotydów lub badania roli patogennych białek zmutowanych w tworzeniu wewnątrzkomórkowych agregatów o pochodzeniu, które mogą mieć znaczenie dla ich patogeniczności, na przykład w stwardnieniu zanikowym bocznym. Plazmid użyty w niniejszym badaniu składa się z ulepszonej wersji GFP połączonej w jego końcu C z regionem ogonowym izoformy er szczurzego cytochromu B5 za pomocą sekwencji łącznika. Region ogonowy B5 zawiera całą sekwencję, która pozostaje związana z błoną po trawieniu trypsyną.Obejmuje to 17-resztkową domenę transbłonową, flankowaną polarnymi sekwencjami powyżej i poniżej. Łącznik składa się z epitopu M, po którym następują GLY cztery S3. Cały cDNA jest wstawiany w miejsca Hindi trzy XO jeden wektora ekspresyjnego ssaków PC DNA trzy. W celu przygotowania do transfekcji, hoduje się komórki cost siedem w uzupełnionym DMEM w temperaturze 37 °C i 5% CO2; dzień przed transfekcją wysiewa się 3 × 10⁵ komórek na okrągłe, 24 mm szklane szkiełka podstawowe w płytce sześciodołkowej następnego dnia.Przeprowadź transfekcję komórek za pomocą systemu jet PEI zgodnie z opisem producenta dostępnym tutaj, stosując stosunek jet PEI do DNA wynoszący 2:1. Zazwyczaj prowadzi to do wydajności transfekcji na poziomie 70–80%. Przechowuj komórki w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 24 godziny przed obrazowaniem. Następnie, za pomocą pęsety, przenieś szkiełko nakrywkowe z transfektowanymi komórkami do komory obrazowania.Wróć naczynie do hodowli tkankowej do inkubatora, aby zachować pozostałe komórki. W celu analizy ultrastrukturalnej za pomocą mikroskopii elektronowej lub obrazowania żywych komórek, dodaj 2 mL medium do obrazowania do stalowej komory do hodowli komórek.Do medium obrazującego dodaje się Xi Fluor, aby zapobiec fotoblaknięciu próbek. Eksperymenty muszą być przeprowadzane w obecności smide, inhibitora translacji, aby uniknąć wzrostu sygnału fluorescencji A i w konsekwencji całkowitej fluorescencji wynikającej z biosyntezy białek. Komorę obrazującą należy umieścić na stole mikroskopu konfokalnego wyposażonego w inkubator CO2 z kontrolą temperatury oraz odpowiednie lasery z właściwymi ustawieniami fotopowielaczy w celu przeprowadzenia badania regeneracji fluorescencji.Po fotowybielaniu lub frakcjonowaniu ustaw ostrość obrazu komórek i skonfiguruj parametry akwizycji tak, aby uniknąć nasycenia pikseli. Należy również upewnić się, że moc lasera jest ustawiona na jak najniższy poziom, aby zapobiec fotowybielaniu podczas obrazowania. Po ustawieniu parametrów obrazowania przejdź do nowego pola widzenia zawierającego dwie lub więcej komórek.Jedna komórka w każdym polu akwizycji powinna pozostać niewyblakła, aby można było jej użyć do normalizacji sygnału fluorescencyjnego wyblakłej komórki lub komórek. Do wyblakania: narysuj obszar zainteresowania (ROI) odpowiadający zorganizowanemu gładkiemu retikulum endoplazmatycznemu (OSER).Skonfiguruj program obrazowania na tryb wybielania, stosując odpowiednią liczbę iteracji w celu zapewnienia efektywnego i szybkiego fotowybielania. W razie potrzeby można zastosować kombinację laserów 488 nanometrów i 405 nanometrów. Ustaw oprogramowanie tak, aby rejestrowało pojedynczą klatkę co 10 sekund przez 10 minut w całym przebiegu eksperymentu. Obejmuje to okresy przed wybielaniem, wybielania oraz regeneracji.Po przygotowaniu wszystkich elementów należy rozpocząć proces wybielania i rejestracji obrazu. Po zakończeniu rejestracji należy przenieść się do nowego pola widzenia i powtórzyć tę procedurę. Dla każdego preparatu należy zarejestrować od czterech do pięciu pól widzenia.Przejdź do następnego kroku, aby zmierzyć ubytek fluorescencji podczas fotowybielania lub odwrócenia. Skonfiguruj program tak, aby przeprowadził sekwencję wybielania i obrazowania powybielanego przez 10 sekund co 30 sekund przez 10 minut, a następnie przeniósł się do nowego pola widzenia. Wyznacz ROI odpowiadające strukturze OSER i rozpocznij wybielanie oraz akwizycję obrazów w ten sam sposób co wcześniej w celu przeprowadzenia analizy.Zaimportuj obrazy FRAP i FLIP do oprogramowania ImageJ. W pierwszej kolejności, w przypadku eksperymentów FRAP, oceń odzyskiwanie fluorescencji w wybieraniu obszarze (ROI) poddanym wybieleniu w funkcji czasu, a następnie określ fluorescencję tła, wybierając obszar poza komórkami i mierząc jego średnią intensywność w czasie. Następnie odejmij sygnał tła od intensywności fluorescencji w wybranych obszarach ROI.Znormalizuj dane do całkowitej fluorescencji wybielonej komórki, która powinna pozostać stała w czasie. Następnie dopasuj pokazane tutaj równanie monoeksponencjalne, gdzie F post to sygnał fluorescencyjny po fotowybielaniu, F rec to maksymalna wartość odzysku fluorescencji osiągnięta po wybielaniu, T to końcowy czas rejestracji, a tau to czas pośredni rejestracji.W celu analizy eksperymentów flip należy wyznaczyć ROI poza wybielonym OSER, obejmujące całą komórkę, i zmierzyć intensywność jej fluorescencji w czasie. W przypadku eksperymentów frack należy odjąć tło, wykorzystując obszar poza komórkami. Dane należy znormalizować do poziomu fluorescencji ROI wyznaczonego na niewybielonej komórce, aby skorygować ewentualny spadek fluorescencji spowodowany samym obrazowaniem.Na koniec należy przedstawić wyniki na wykresie, korzystając z programu GraphPad Prism lub podobnego oprogramowania. Wiele z odczynników stosowanych podczas przygotowywania próbek do mikroskopii elektronowej jest toksycznych. W związku z tym poniższe kroki należy przeprowadzać w fartuchu laboratoryjnym i rękawiczkach, pracując pod wyciągiem.Po zdjęciu szkiełka nakrywki z szalki Petriego przeznaczonej do mikroskopii optycznej, utrwal pozostałe komórki wyhodowane na dnie szalki w formie monowarstwy przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Następnie, używając skrobaka teflonowego, odklej komórki i przenieś je do probówek do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml; po wirowaniu zgranuluj komórki poprzez wirowanie przy 9 000 ×g przez 10 minut. Usuń nadsącz, dodaj świeży utrwalacz i pozostaw na noc w temperaturze 4 °C.Wypłucz osady, delikatnie odsysając utrwalacz za pomocą pipety Pasteura i dodając bufor Cate. Aby nie zanieczyścić osadu, podczas dodawania buforu pozwól mu spływać po ściankach probówki. Odsyj roztwór płuczący i przeprowadź post-utrwalanie, inkubując komórki w roztworze 1% tetrótlenku osmu w buforze Cate przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej.Następnie należy przepłukać próbki wodą Milli Q i dodać 1% octanu uranylu w wodzie destylowanej bezpośrednio do probówki do mikrocentryfugi. Odbarwić preparaty przez okres od 20 minut do godziny, a następnie odwodnić próbki w szeregu roztworów etanolu o rosnącym stężeniu: 70%, 80%, 90%, 100% oraz ponownie 100%, przez 10 minut w każdym etapie. Następnie osady należy dwukrotnie przemyć tlenkiem propylenu, po 15 minut za każdym razem.Przeniknij próbki, zastępując tlenek propylenu mieszaniną tlenku propylenu i eponu w stosunku 1:1; inkubuj przez co najmniej dwie godziny, a najlepiej przez noc. Następnie, aby zatopić próbki, umieść fragmenty pelletu komórkowego w formach do zatapiania wypełnionych żywicą epoksydową epon i utwardzaj w temperaturze 60 °C przez co najmniej 24 h. Następnego dnia zamocuj blok żywicy w ultramikrotomie wyposażonym w nóż diamentowy o kącie 45 stopni.Za pomocą noża do przycinania należy ręcznie przyciąć bloki żywiczne, usuwając ich części, w których nie znajduje się zatopiona próbka. Następnie, korzystając z ultramikrotomu, należy wykonać przekroje o grubości od 60 do 70 nanometrów. Przekroje należy zebrać na miedzianych siatkach o gęstości 300 mesh w celu ich zabarwienia.Umieść siatki na kropelkach 30 µL nasyconego roztworu octanu uranylu i inkubuj przez 20 minut. Następnie wypłucz je trzykrotnie w wodzie milli Q i ponownie inkubuj siatki na małych kropelkach cytrynianu ołowiu przez siedem minut. Po inkubacji dokładnie umyj siatki, zanurzając je w wodzie milli Q, a następnie pozostaw do wyschnięcia w temperaturze pokojowej.Obserwuj barwione siatki za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego i wykonaj zdjęcia przy użyciu zamontowanej na dole kamery CCD przy końcowym powiększeniu w zakresie od 6 000 do 39 000 x, aby zbadać dyfuzję boczna D-E-G-F-P ER w zorganizowanym, gładkim retikulum endoplazmatycznym. W analizie frap, opisanej w tym filmie i przedstawionej w tej sekwencji poklatkowej, wykorzystano siedem przejściowo transfekowanych komórek z trzech szkiełek podstawowych; wybielono dwie struktury OSER i rejestrowano powrót fluorescencji w czasie. Wyraźny powrót fluorescencji stwierdzono minutę po wybieleniu, a następnie dalszy wzrost sygnału po czterech minutach, aby wyznaczyć czas połowicznego powrotu i określić frakcję mobilną D-E-G-F-P-E-R.Przeanalizowano przejęte obrazy zgodnie z opisem w tym filmie, co można zobaczyć tutaj. Intensywność fluorescencji w wybielonym obszarze wzrastała w czasie, co dowodzi, że białko fluorescencyjne jest bardzo mobilne w obrębie agregatów. Aby zbadać ciągłość między różnymi poddomenami retikulum endoplazmatycznego, przeprowadzono eksperymenty typu flip, co przedstawiono w tej sekwencji time-lapse.Ciągłe wybielanie OSER, wskazane tutaj żółtą strzałką, powoduje stopniowy spadek fluorescencji w pozostałej części ER oraz w innych strukturach OSER w obrębie tej samej komórki. Czerwona strzałka wskazuje fragment niewybielonej komórki, w której sygnał fluorescencyjny pozostaje stały w czasie. Analiza ilościowa tych danych wykazała stopniowe i szybkie opróżnianie siateczkowej ER, co dowodzi, że agregaty są fizycznie połączone z resztą ER. Aby zbadać strukturę tych agregatów, za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego obserwowano komórki wykazujące wysoki poziom ekspresji D-E-G-F-P ER.Ta mikrofotografia przedstawia widok przy małym powiększeniu cytoplazmy komórki zawierającej agregat błon. Agregat składa się ze stosów cyi oraz pofalowanych błon sinusoidalnych. Jak widać tutaj.Mitochondria można dostrzec zgrupowane wokół struktur OSER, natomiast rybosomy wskazane grotami strzał zdobią jedynie błony najbardziej zewnętrznej cyi. Należy zauważyć, że przestrzeń o grubości 11 nanometrów, gęsta elektronowo i znajdująca się między błonami, jest ciągła z cytoplazmą. OS ER może być utworzony przez lamellar er, które stanowią stosy spłaszczonych cyi er, mogących w przekrojach cienkich wyglądać na ciągłe lub pofragmentowane; okazjonalnie można zaobserwować pęcherzyki odkłębiające się z najbardziej zewnętrznej cysterny stosu, jak pokazano tutaj.Wzięte razem, dane te wykazują, że fluorescencyjne agregaty obserwowane w hodowlach komórk nowych z transfected D-E-G-F-P ER reprezentują obszary gładkich i spłaszczonych steri siateczki śródplazmatycznej, które organizują się przestrzennie w dobrze zdefiniowane geometrie 3D. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest, aby pozyskiwać wszystkie obrazy bez nasyconych pikseli, co mogłoby zmienić powrót fluorescencji, a w konsekwencji analizę mobilności białek. Należy zawsze pamiętać o normalizacji sygnału fluorescencyjnego w wyborym obszarze (ROI) względem całkowitej fluorescencji tej samej komórki, aby uwzględnić zmienność intensywności fluorescencji wynikającą z fotowybielania podczas akwizycji obrazu lub niewielkich zmian w płaszczyźnie ogniskowania.

visualization-of-endoplasmic-reticulum-subdomains-in-cultured-cells

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Wizualizacja subdomen siateczki śródplazmatycznej w hodowlach komórkowych

Tutaj opisujemy metodę wizualizacji mRNA związanych z retikulum endoplazmatycznym w komórkach hodowli tkanek ssaków. Technika ta polega na selektywnej przepuszczalności błony plazmatycznej digitoniną w celu usunięcia zawartości cytoplazmatycznej, a następnie fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ w celu wykrycia masowych mRNA poli(A) lub specyficznych transkryptów.

Wizualizacja mRNA zlokalizowanych w retikulum endoplazmatycznym w komórkach ssaków

Endocytoza za pośrednictwem klatryny, szybki i bardzo dynamiczny proces internalizuje wiele białek, w tym receptory sygnałowe. Opisany tutaj protokół bezpośrednio wizualizuje kinetykę poszczególnych zdarzeń endocytarnych. Ma to zasadnicze znaczenie dla zrozumienia, w jaki sposób rdzeniowi członkowie maszynerii endocytarnej koordynują się ze sobą i jak ładunek białka wpływa na ten proces.

Wizualizacja endocytozy receptorów sprzężonych z białkiem G za pośrednictwem klatryny w rozdzielczości pojedynczego zdarzenia za pomocą mikroskopii TIRF

Tutaj opisujemy procedurę wizualizacji i ilościowego określania z dużą czułością endogennych interakcji między retikulum endoplazmatycznym a mitochondriami w komórkach stałych. Protokół zawiera zoptymalizowany test ligacji zbliżeniowej in situ ukierunkowany na receptor 1,4,5-trifosforanu inozytolu / białko regulowane glukozą 75 / zależny od napięcia kanał anionowy / kompleks cyklofiliny D na granicy faz błony związanej z mitochondriami.

Badanie interakcji retikulum endoplazmatycznego i mitochondriów za pomocą testu ligacji zbliżeniowej in situ w komórkach utrwalonych

Znakowanie domeny zewnątrzkomórkowej białka błonowego za pomocą wrażliwego na pH fluoroforu, superekliptycznej pHluoryny (SEP), pozwala na określenie subkomórkowej lokalizacji, ekspresji i transportu. Obrazowanie białek znakowanych SEP za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z całkowitym wewnętrznym odbiciem (TIRFM) umożliwia ilościowe określenie poziomów białek w obwodowej ER i błonie plazmatycznej.

Wykorzystanie receptorów znakowanych pHluoryną do monitorowania lokalizacji subkomórkowej i transportu

Przedstawiamy protokół do badania rozkładu mitochondriów i retikulum endoplazmatycznego w całych komórkach po modyfikacji genetycznej za pomocą korelacyjnej mikroskopii elektronowej światła i objętości, w tym barwienia peroksydazą askorbinianową 2 i peroksydazy chrzanowej, seryjnego cięcia komórek z i bez genu docelowego w tej samej sekcji oraz seryjnego obrazowania za pomocą mikroskopii elektronowej.

Obrazowanie mitochondriów i retikulum endoplazmatycznego za pomocą korelacyjnej mikroskopii świetlnej i objętościowej

Ten protokół opisuje metodę cryoAPEX, w której białko błonowe oznaczone znacznikiem APEX2 może być zlokalizowane za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej w optymalnie zachowanej ultrastrukturze komórki.

Metoda CryoAPEX do analizy mikroskopii elektronowej lokalizacji białek błonowych w komórkach zachowanych ultrastrukturalnie

Prosty i wszechstronny protokół do pozyskiwania trójwymiarowych szczegółów miejsc kontaktu błony między organellami w hepatocytach z wątroby lub komórek w innych tkankach.

Trójwymiarowa charakterystyka miejsc kontaktu między organellami w hepatocytach przy użyciu mikroskopii elektronowej o przekroju szeregowym

Potrzeba nowych podejść do badania miejsc kontaktu z błoną (MCS) wzrosła ze względu na rosnące zainteresowanie badaniem tych struktur komórkowych i ich składników. W tym miejscu przedstawiamy protokół, który integruje wcześniej dostępne technologie mikroskopowe w celu identyfikacji i ilościowego określenia kompleksów białkowych wewnątrz organelli i między organellami, które znajdują się w MCS.

Wizualizacja i kwantyfikacja endogennych interakcji białek wewnątrz organelli w miejscach kontaktu ER-mitochondria za pomocą testów ligacji zbliżeniowej

Tomografia krio-STEM umożliwia wizualizację organelli nienaruszonych komórek bez osadzania, cięcia lub innych inwazyjnych przygotowań. Uzyskana rozdzielczość 3D mieści się obecnie w zakresie kilku nanometrów, przy polu widzenia kilku mikrometrów i dostępnej grubości rzędu 1 μm.

Wizualizacja organelli in situ za pomocą tomografii krio-STEM

Oznaczanie liczby komórek w hodowli jest istotne dla standaryzacji warunków hodowli oraz przeprowadzania dokładnych eksperymentów ilościowych. W tym filmie demonstrujemy sposób zliczania komórek przy użyciu hemacytometru.

Liczenie i określanie żywotności hodowli komórkowych

Poznaj metodę wizualizacji subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach przy użyciu białek GFP i mikroskopii konfokalnej. Technika ta pozwala badać mobilność białek i architekturę ultrastrukturalną ER.

Wizualizacja subdomen retikulum endoplazmatycznego w hodowanych komórkach

Przeglądaj więcej filmów