Name: Zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-14T20:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Naucz się zbierać i identyfikować pasożyty płazińce od dzikich zwierząt metodą nekropsji i barwienia. Protokół obejmuje ekstrakcję z narządów, konserwację oraz klasyfikację gatunkową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Dr. Joe N. Caudell, biologowi chorób w Indiana USDA APHIS Wildlife Services Program na Uniwersytecie Purdue, za dostarczenie próbek używanych do zbierania robaków pasożytniczych do produkcji tego filmu. Jennifer Serafin przygotowała wszystkie roztwory chemiczne.

Zwierzęta użyte w poniższych eksperymentach zostały znalezione martwe jako ofiary śmiertelne.
1. Sekcja zwłok zwierząt i badanie przesiewowe głównych organów do kolekcji robaków
<ol>
	<li>Ułóż zwierzę na płaskiej powierzchni i zbadaj wszystkie otwory zewnętrzne, w tym uszy, jamę ustną i oczy, za pomocą szkła powiększającego pod kątem obecności nicieni (okrągłych) i przywr (płaskich i niesegmentowanych) (patrz ryc. 1).</li>
	<li>Jeśli pracujesz z ptakami, umyj je wodą z kranu, aby zwilżyć pióra przed preparacją.</li>
	<li>Za pomocą ostrego ostrza lub noża i za pomocą kleszczy preparacyjnych wykonaj nacięcie nad jamą brzuszną, uważając, aby nie rozerwać żadnych narządów. W przypadku żółwi z twardym pancerzem użyj piły ręcznej, aby przeciąć kość w obszarze mostu między tarczami piersiowymi i brzusznymi.</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową jak wyżej; w przypadku dużych zwierząt może być potrzebne obcinacze do kości lub mała piła ręczna, aby przeciąć żebra.</li>
	<li>Jeśli pracujesz z ptakami, zbadaj worki powietrzne na miejscu przed usunięciem jakichkolwiek narządów. W razie potrzeby użyj szkła powiększającego.</li>
	<li>Zbadaj obie jamy pod kątem glisty filarialnej i dużych przywr.</li>
	<li>Przed usunięciem przewodu pokarmowego z jamy brzusznej należy zawiązać nić w pobliżu początku przełyku, a drugą na końcu jelita grubego (odbytnicy).</li>
	<li>Na szalki Petriego (lub szklane tace, jeśli narządy są zbyt duże) do badania pod mikroskopem stereoskopowym (10-30X) należy rozdzielić następujące narządy klatki piersiowej: serce i główne naczynia krwionośne, tchawica i płuca.</li>
	<li>Usunąć wątrobę, woreczek żółciowy i przewody, trzustkę, śledzionę, nerki i pęcherz moczowy i zbadać zgodnie z opisem w kroku 1.8.</li>
	<li>Wyjmij cały układ trawienny i umieść każdą sekcję w szklanych naczyniach/tacach.</li>
	<li>Po usunięciu narządów umyj jamę ciała wężem lub butelką ze spryskaczem wypełnioną 0,9% solą fizjologiczną do sita o oczkach 106 μm i zbadaj zawartość sita pod mikroskopem stereoskopowym pod kątem obecności robaków filarialnych lub trematod krwi.</li>
	<li>Otwórz nożyczkami każdy odcinek przewodu pokarmowego, zeskrob błonę śluzową i dokładnie zbadaj pod kątem obecności dużych pasożytów (>1 cm). W razie potrzeby użyj szkła powiększającego. Trąbka akantocefalanów jest często głęboko osadzona w ścianie jelita i może być konieczne ostrożne odkurzenie tkanki za pomocą kleszczy i/lub małych nożyczek.</li>
	<li>Umieść każdą otwartą sekcję pod bieżącą wodą i umyj całą zawartość na sicie 106 μm, jak opisano w kroku 1.11.</li>
	<li>Otwórz serce i główne naczynia krwionośne (płucne i aortę), tchawicę oraz pęcherzyki moczowe i żółciowe i zbadaj zawartość w ten sam sposób.</li>
	<li>Pokrój i rozdziel narządy stałe, takie jak płuca, wątroba, nerki, śledziona i trzustka, za pomocą ostrego ostrza i kleszczy. Umyj je pod bieżącą wodą na sicie o wielkości 106 μm, jak opisano w kroku 1.11.</li>
	<li>Zapisz rodzaje znalezionych pasożytów, liczbę każdego typu i narząd(y), w których się znajdują. Metody utrwalania i barwienia są wymienione poniżej.</li>
	<li>Oznacz fiolki/słoiki, umieszczając mały kawałek zwykłej karty indeksowej napisanej ołówkiem (atrament i karty indeksowe w linię będą "spływać" w próbkach alkoholu i plam</li>).
</ol>
2. Zachowanie robaków
<ol>
	<li>W przypadku robaków, które muszą zostać zachowane do późniejszych badań genetycznych, umieść je bezpośrednio w 80-90% etanolu (bez gliceryny). Etanol powinien być wytwarzany przez rozcieńczenie 95% etanolu, najlepiej odczynnika (tabela 1). Nigdy nie pozwól, aby te próbki były wystawione na działanie formaliny, ponieważ formalina degraduje DNA do stanu bezużytecznego.</li>
	<li>Umieść żywe przywry na szkiełku mikroskopowym w kropli soli fizjologicznej, umieść szklane szkiełko nakrywkowe i przełóż szkiełko nad płomieniem bez gotowania soli fizjologicznej.
	<ol>
		<li>Wrzucić szkiełko do szalki Petriego zawierającej AFA (alkohol-formalina-kwas octowy, patrz tabela 1) i pozwolić szkiełku nakrywkowemu odpłynąć.</li>
		<li>Utrwal w AFA na jeden do kilku dni, spłucz wodą z kranu i przenieś do 5 ml szklanych fiolek (lub większych szklanych fiolek / słoików w zależności od wielkości i ilości pasożytów) wypełnionych 70% etanolem do długotrwałego przechowywania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Napraw martwe przywry w AFA lub 10% buforowanej formalinie przez 48 godzin, a następnie przenieś do fiolki/słoika wypełnionego 70% etanolem w celu długotrwałego przechowywania.</li>
	<li>Zrelaksuj żywe tasiemce na szalce Petriego, zalewając je prawie wrzącą wodą, a następnie przenieś do fiolki/słoika wypełnionego 70% etanolem w celu długotrwałego przechowywania.</li>
	<li>Zrelaksuj żywe akantocefany, umieszczając je na szalce Petriego na jedną do kilku godzin w wodzie z kranu w lodówce (~4 °C), aż trąbka zostanie całkowicie usunięta (może to potrwać do 24 godzin). Przenieść do fiolki/słoika wypełnionego 70% etanolem lub AFA w celu długotrwałego przechowywania.</li>
	<li>Martwe tasiemce i akantocefany należy traktować tak samo jak martwe przywry (patrz wyżej).</li>
	<li>Uśmiercać żywe małe (<5 mm lub delikatne nicienie (np. trichostrongylidy, kapilarydy) w gorącym (prawie wrzącym) 70% etanolu i przechowywać w fiolce/słoiku wypełnionym 70% etanolem z dodatkiem 5% gliceryny (Tabela 1) w celu zachowania robaków w przypadku parowania.</li>
	<li>Usunąć (i oczyścić) średnie i duże (>5 mm) nicienie (np. glisty, spirurydy, oksyurydy, filarydy) poprzez umieszczenie na szalce Petriego z zimnym lodowatym kwasem octowym (Tabela 1) i po 15 minutach przenieść do fiolki/słoika wypełnionego 70% etanolem i 5% gliceryną. Kwas octowy może być używany w ten sposób wielokrotnie.</li>
	<li>Umieść martwe nicienie bezpośrednio w fiolce/słoiku wypełnionym 70% etanolem i 5% gliceryną.</li>
</ol>
3. Taksonomiczna identyfikacja robaków
<ol>
	<li>Przygotuj hematoksylinę Harrisa, rozpuszczając hematoksylinę w alkoholu i rozpuszczając siarczan glinowo-amonowy w wodzie z ciepłem. Wymieszaj oba roztwory i doprowadź do wrzenia.
	<ol>
		<li>Dodaj jodan sodu i gotuj przez 2-3 minuty. Roztwór filtrować (541 bibuła filtracyjna) po powrocie do temperatury pokojowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nadmiernie przebarwić przywry, tasiemce i akantokocefalany, pozostawiając je na noc w rozcieńczonej (1:10) hematoksylinie Harrisa lub karminie Semichona (patrz Tabela 1).
	<ol>
		<li>Odbarwiaj za pomocą 70% kwaśnego etanolu, aż narządy będą widoczne (może to potrwać od kilku sekund do ponad godziny i należy je uważnie obserwować).</li>
		<li>Zatrzymaj odbarwianie, przenosząc próbki do 70% podstawowego etanolu na co najmniej 30 minut. Następnie odwodnić je w serii stopniowanych etanoli (80%, 95%, 100%) i usunąć w ksylenie lub salicylanie metylu.</li>
		<li>Zamontuj próbki na szkiełku mikroskopowym po dodaniu kropli balsamu kanadyjskiego i szkiełka nakrywkowego. Pozostaw do wyschnięcia na noc.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usunąć małe i średnie nicienie i akantocefany przez 15-30 minut w tymczasowych mocowaniach laktofenolu na szkiełku mikroskopowym ze szkiełkiem nakrywkowym.
	<ol>
		<li>Stosuj 80% fenolu przez maksymalnie 60 minut w przypadku dużych nicieni (glistyków i spiruridów) i akantocefałów. Zbadaj pod mikroskopem świetlnym (40-400X) w celu oceny mniejszych struktur (męskie kolce i haczyki).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Skorzystaj z następujących podejść do badania struktur specjalnych.
	<ol>
		<li>W przypadku tasiemców odciąć skoleks i umieścić na szkiełku mikroskopowym w laktofenolu i "zgniatać" z szkiełkiem nakrywkowym do pomiaru i liczenia haczyków rostellar (patrz ryc. 1B).</li>
		<li>W przypadku nicieni odciąć przedni koniec i zamontować en face na szkiełku mikroskopowym w kilku kroplach laktofenolu (bez szkiełka nakrywkowego) lub w galaretce glicerynowej w celu trwałego montażu (z szkiełkiem nakrywkowym) i obserwować aparat gębowy pod mikroskopem świetlnym (35-400X) (patrz ryc. 1D).</li>
		<li>Odciąć ogony dużych nicieni i zamontować na szkiełku mikroskopowym w laktofenolu ze szkiełkiem nakrywkowym, aby obserwować morfologię brodawek brzusznych i kolców samców pod mikroskopem świetlnym (patrz ryc. 1D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identyfikuj pasożyty w gatunkach, korzystając z kombinacji podstawowej literatury i standardowych odniesień taksonomicznych, takich jak:
	<ol>
		<li>Trematodes: Yamaguti (1958, 1971)3,4 oraz Gibson et al. 5-7</li>
		<li>Akantocefalia: Yamaguti8</li>
		<li>Tasiemce: Yamaguti9, Schmidt10 oraz Khalil et al. 11</li>
		<li>Nicienie: Yamaguti12 i Anderson et al. 13</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Depozytariusz robaków w U.S. National Parasite Collection
<ol>
	<li>Zdeponuj reprezentatywne okazy robaków pasożytniczych w U.S. National Parasite Collection (USNPC). Jest to obowiązkowe dla większości czasopism pasożytniczych. Po złożeniu wniosku każdemu gatunkowi robaków przypisuje się numer akcesyjny w celu włączenia do manuskryptów.</li>
	<li>Przesyłając próbki, należy podać następujące informacje: 1) nazwę naukową pasożyta; 2) informacje o żywicielu (gatunek, współrzędne długości/szerokości geograficznej lub położenie geograficzne); 3) narząd znaleziony w żywicielu; 4) imię i nazwisko osoby, która pobrała okazy, oraz datę pozyskania; 5) rodzaj użytego utrwalacza, bejcy lub środka czyszczącego/montażowego; 6) lokalizacji innych zbiorów (numery muzealne i akcesyjne), jeżeli dodatkowe okazy są zgłaszane w innym miejscu; oraz 7) informacje o publikacji i czasopiśmie. Dane te powinny być również przesyłane razem z próbkami i w osobnej okładce.</li>
	<li>Zapakuj próbki w mocne pojemniki z odpornym na wstrząsy materiałem absorpcyjnym. Zaklej zakrętki taśmą/Parafilm na szklanych fiolkach i umieść każdą fiolkę w osobnej plastikowej torbie. Zawiń szkiełka w papier i umieść między nimi w pudełku na slajdy z materiałem amortyzującym.</li>
	<li>Wyślij próbki i osobny list z informacjami o okazach na adres: U.S. National Parasite Collection, USDA, ARS, ANRI, Bldg. 1180, BARC-East, 10300 Baltimore Avenue, Beltsville, MD 20705-2350.</li>
</ol>

<ol><li>Atkinson, C. T., Thomas, N. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtkinson%2C+CT+%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Birds%22">Parasitic Diseases of Wild Birds</a>. Hunter, D. B. , John Wiley & Sons, Blackwell Press. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Mammals%22">Parasitic Diseases of Wild Mammals</a>. Samuel, W. M., Pybus, M. J., Kocan, A. A. , Second Edition, Iowa State University Press. Ames, Iowa, USA. (2001).</li>
<li>Yamaguti, S. Parts 1 and 2. The Digenetic Trematodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. I, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1958).</li>
<li>Yamaguti, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Synopsis+of+Digenetic+Trematodes+of+Vertebrates%22">Synopsis of Digenetic Trematodes of Vertebrates</a>. I and II, Keigaku Publishing Company. Tokyo, Japan. (1971).</li>
<li>Gibson, D. I., Jones, A., Bray, R. A. Keys to the Trematoda. 1, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2002).</li>
<li>Jones, A., Bray, R. A., Gibson, D. I. Keys to the Trematoda. 2, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2005).</li>
<li>Bray, R. A., Gibson, D. I., Jones, A. Keys to the Trematoda. 3, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2008).</li>
<li>Yamaguti, S. Acanthocephala of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. V, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1963).</li>
<li>Yamaguti, S. The Cestodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. II, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1959).</li>
<li>D, G. Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aD%2C+G+%22CRC+Handbook+of+Tapeworm+Identification%22">CRC Handbook of Tapeworm Identification</a>. , CRC Press Inc. Boca Raton, Florida, USA. (1986).</li>
<li>Khalil, L. F., Jones, A., Bray, R. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhalil%2C+LF+%22Keys+to+the+Cestode+Parasites+of+Vertebrates%22">Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates</a>. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (1994).</li>
<li>Yamaguti, S. The Nematodes of Vertebrates. Parts 1 and 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. III, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1961).</li>
<li>Anderson, R. C., Chabaud, A. G., Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates: Archival Volume (Nos). 1-10. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2009).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia

Niezwykle trudno jest zidentyfikować pasożyty robaków pasożytniczych, nawet do rodzaju, na podstawie ubogiego materiału. W szczególności tasiemce i przywry mają tendencję do obumierania i dość szybkiego niszczenia po śmierci żywiciela. Taksonomia tasiemców zależy w dużej mierze od liczby, wielkości i kształtu haczyków rostellar , które często giną w zamrożonym materiale. To samo dotyczy niektórych przywr z kolcami wokół przyssawki ustnej, takich jak echinostom i heterofizydy, które również często są tracone. Ze względu n...

Kręgowce są pasożytowane przez cztery główne grupy robaków pasożytniczych. Dwie z tych grup, przywry lub przywry i tasiemce, należą do gromady Platyhelminthes. Pozostałe dwie grupy to nicienie lub glisty (Nematoda) i acanthocephalans, czyli robaki kolczaste (Acanthocephala). Wiele z tych pasożytów zostało udokumentowanych jako przyczyny zachorowalności i śmiertelności dzikich ptaków i ssaków1,2.
Większość robaków ma skomplikowane cykle życiowe obejmujące więcej niż jednego gospodarza1,2 . Na przykład przywry mają jednego lub dwóch żywicieli pośrednich (zwykle bezkręgowców) i żywiciela końcowego. Wszyscy żywiciele muszą być dostępni, aby cykl został zakończony, a tym samym, aby dorosłe robaki pasożytnicze były obecne w końcowych żywicielach (co jest tematem tego manuskryptu). Dlatego ważne jest, aby pamiętać, że mogą wystąpić sezonowe wahania w występowaniu i intensywności niektórych gatunków robaków pasożytniczych, a długoterminowe monitorowanie jest pożądane w celu uchwycenia pełnego robaka auna danego żywiciela.
Optymalna metoda zbierania robaków to badanie gospodarza, który został poddany eutanazji. Pozwala to na zbieranie robaków, gdy są jeszcze żywe oraz na ich właściwe rozluźnienie i utrwalenie. Materiał od żywicieli, którzy byli martwi dłużej niż 24 godziny lub zostali zamrożoni i rozmrożeni w celu zbadania, jest często gorszy i trudny do zidentyfikowania. Dziwaki i tasiemce od zamrożonych lub sformalizowanych gospodarzy są często źle przykurczone i utraciły struktury kluczowe dla identyfikacji, takie jak kolce ustne na przywrach lub haczyki na skoleksie tasiemców. Jednak rzeczywistość jest taka, że większość materiału dostępnego obecnie od kręgowców jest zamrożona lub zakonserwowana.
Bazy danych zawierające informacje o sekwencji DNA robaków szybko się rozrastają, a tym samym identyfikacja taksonomiczna jest już możliwa dla wielu gatunków. Dlatego robaki pasożytnicze powinny być w jak największym stopniu zachowane do potencjalnych analiz DNA. Jednak DNA dobrej jakości nie jest możliwe, jeśli próbki są utrwalone w formalinie. Przedstawione tutaj metody zbierania i zabijania robaków pasożytniczych pozwolą uzyskać materiał odpowiedni do ekstrakcji DNA i analiz genetycznych.
Poniżej opisujemy szczegółowe metody przeprowadzania sekcji zwłok kręgowców (,, ptaków i ssaków; monogeniczne przywry ryb nie są uwzględnione) w celu zebrania robaków, a następnie procedury dotyczące ich konserwacji i przetwarzania w celu identyfikacji taksonomicznej.

<table><tbody><tr><td>Fixing</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alkohol-formalina-kwas octowy (AFA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) F75F-1GAL (formaldehyd) BP2401500 (lodowaty kwas octowy)</td><td>Etanol 85% (85 ml) + formaldehyd 37% (10 ml) + lodowaty kwas octowy (5 ml)</td></tr><tr><td>Etanol do zabijania i długotrwałej konserwacji</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Etanol 100% (70 ml) + woda destylowana (30 ml)</td></tr><tr><td>Etanol do utrwalania i badań DNA</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC61511-0010</td><td>Etanol 80-90% (80-90 ml) + woda destylowana (20-10 ml), odpowiednio</td></tr><tr><td>Buforowany formaliną</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Formalina 10% (10 ml) + woda destylowana (90 ml)</td></tr><tr><td>Alkohol glicerynowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) AC15365-1000 (gliceryna)</td><td>Etanol 70% (95 ml) + gliceryna (5 ml)</td></tr><tr><td>Oczyszczanie, barwienie i montaż</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol do odwadniania podczas barwienia</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Etanol 80%, 95%, 100% (80 ml, 95 ml, 100 ml) + woda destylowana (20 ml, 5 ml, 0 ml)</td></tr><tr><td>Laktofenol</td><td>Fisher Scientific</td><td>R400-27-Phenol</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>A931I-1 (fenol) A407-1 (etanol)</td><td>Fenol 100% (80 ml) + etanol 100% (20 ml)</td></tr><tr><td>Harris' Hematoxylin</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25347 (hematoksylina) A407-1 (etanol) A567-500 (siarczan glinowo-amonowy) S25553 (jodan sodu)</td><td>Hematoksylina (5 g) + etanol 100% (50 ml) + siarczan glinowo-amonowy (100 g) + jodan sodu (0,37 g) + woda destylowana (1 000 ml)&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Semichon' s octowo-karminowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2401500 (lodowaty kwas octowy) S25236 (karmin A407-1 (etanol)</td><td>Lodowaty kwas octowy (100 ml) + karmin (1,5 g) + woda destylowana (100 ml). Podgrzewać we wrzącej łaźni wodnej przez 15 minut i ostudzić. Przefiltruj, aby uzyskać roztwór podstawowy. Wymieszaj 1:2 z 70% alkoholem do barwienia.</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Fisher Scientific</td><td>X4-4</td><td>Stosować tylko pod wyciągiem chemicznym.</td></tr><tr><td>Salicylan metylu</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25437-Etanol</td><td></td></tr> <tr><td>basic</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) S25159A (stężony wodorotlenek amonu)</td><td>Etanol 70% (100 ml) + wodorotlenek amonu (0,1 ml)</td></tr><tr><td>Kwas etanolowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (etanol) SA9233-100 (kwas solny)</td><td>Etanol 70% (99,5 ml) +&nbsp; kwas solny (0,5 ml)</td></tr><tr><td>Balsam kanadyjski</td><td>Fisher Scientific</td><td>B10-100</td><td>-</td></tr></tbody></table>

zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Dzikie zwierzęta są często pasożytowane przez szeroką gamę robaków. Cztery główne typy robaków pasożytniczych to "glisty" (nicienie), "robaki kolczaste" (acanthocephalans), "przywry" (przywry) i "tasiemce" (tasiemce). Optymalną metodą zbierania robaków pasożytniczych jest zbadanie żywiciela, który był martwy krócej niż 4-6 godzin, ponieważ większość robaków będzie nadal żywa. Należy przeprowadzić dokładną sekcję zwłok i zbadać wszystkie główne narządy. Narządy przemywa się na sicie o średnicy 106 μm pod bieżącą wodą, a zawartość bada się pod mikroskopem stereoskopowym. Wszystkie robaki są liczone i ustalana jest reprezentatywna liczba (albo w 70% etanolu, 10% buforowanej formalinie, albo w kwasie alkoholowo-formalinowym-octowym). W celu identyfikacji gatunku robaki pasożytnicze są albo oczyszczane w laktofenolu (nicienie i małe akantocefany), albo barwione (przywry, tasiemce i duże akantogonafany) za pomocą hematoksyliny Harrisa lub karminu Semichona. Robaki pasożytnicze są wybierane przez badanie różnych struktur (np. męskich kolców u nicieni lub rostellum u tasiemców). Przedstawione tutaj protokoły można zastosować do każdego zwierzęcia kręgowego. Wymagają pewnej wiedzy specjalistycznej w zakresie rozpoznawania różnych narządów i umiejętności odróżniania robaków pasożytniczych od innych resztek tkanek lub zawartości jelit. Zbieranie, konserwowanie i barwienie to proste techniki, które wymagają minimalnego sprzętu i odczynników. Identyfikacja taksonomiczna, zwłaszcza w odniesieniu do gatunków, może być bardzo czasochłonna i może wymagać poddania próbek ekspertowi lub analizie DNA.

Stosując opisane powyżej metody, w latach 2007-2011 w hrabstwie Missoula w stanie Montana przeprowadzono badanie helmintów ryjówki maskowanej, Sorex cinereus. Łącznie z pułapek zapadkowych odłowiono 56 ryjówek, które zbadano w ciągu 2 hr po śmierci. Ogólna częstość występowania zakażeń wyniosła 96%; tylko 2 ryjówki były wolne od pasożytów. Zidentyfikowano piętnaście gatunków helmintów, w tym 9 gatunków tasiemców (cestod) i 6 gatunków nicieni (nematod). Jeden gatunek tasiemca z rodzaju Staphylocystoides ...

Dzikie zwierzęta są często pasożytowane przez szeroki zakres robaków. Cztery główne typy robaków to "glisty" (nicienie), "robaki o kolczastych głowach" (acanthocephalans), "przywry" (przywry) i "tasiemce" (tasiemce). Tutaj opisujemy, w jaki sposób robaki są zbierane od kręgowców oraz jak są one zachowywane i identyfikowane taksonomicznie.

Zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pobranie, konserwacja i identyfikacja helmintów u dzikich zwierząt. Cel ten osiąga się poprzez przeprowadzenie sekcji zwłok dzikiego zwierzęcia, a następnie pobranie helmintów z różnych organów i ich konserwację z wykorzystaniem różnych technik w celu późniejszej identyfikacji.Na koniec preparaty są przejaśniane, barwione i montowane, a następnie identyfikuje się gatunki. W rezultacie można uzyskać obrazy wykazujące specyficzne struktury hełmów dzięki technikom przejaśniania i/lub barwienia, co może znacznie pomóc w identyfikacji gatunkowej. Metodę tę można zastosować do identyfikacji hełmów ssaków, ptaków, gadów i płazów.Metodę tę można zastosować również w przypadku innych organizmów, np. ryb. Na początek należy umieścić zwierzę na płaskiej powierzchni i za pomocą lupy zbadać wszystkie otwory zewnętrzne, w tym uszy, jamę ustną oraz oczy, w celu wykrycia nicieni, CSE, palców i trematod. Należy użyć ostrego ostrza lub noża oraz pęsety sekcyjnej.Wykonaj nacięcie nad jamą brzuszną, uważając, aby nie uszkodzić żadnego z narządów. Następnie, używając przecinaka do kości lub, w razie potrzeby, małej piły ręcznej, otwórz jamę klatki piersiowej. Prz

helminth-collection-and-identification-from-wildlife

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Zbieranie i identyfikacja robaków pasożytniczych z dzikich zwierząt

Niniejszy artykuł opisuje różne procedury przesiewowe u szczurów i myszy w celu wykrycia endo- lub ektopasożytnictwa. Przedstawiono kilka testów diagnostycznych, zarówno tych odpowiednich do stosowania u żywych zwierząt, jak i tych wykonywanych po eutanazji zwierzęcia. Dołączono zdjęcia pomagające w identyfikacji pasożytów szczurów i myszy.

Diagnostyka ektopasożytów i endopasożytów u laboratoryjnych szczurów i myszy

Źródło: Morgan, E. i in. Selektywne oczyszczanie dzikich nicieni Caenorhabditis w celu wzbogacenia bakterii mikrobiomu jelitowego. J. Vis. Exp. (2021)Ten film pokazuje protokół izolowania interesujących bakterii jelitowych od dzikich robaków Caenorhabditis . Robaki są najpierw głodzone i myte, aby wyeliminować pozostałości bakterii żerujących z ich powierzchni i światła jelit, jednocześnie zachowując docelowe mikroorganizmy. Po oczyszczeniu powierzchni i kilku etapach pełzania robaki są...

Selektywne oczyszczanie robaków wywołanych chorobą piersiową w celu wzbogacenia mikrobioty jelitowej

Nicienie entomopatogeniczne to glisty zamieszkujące glebę, które pasożytują na szerokiej gamie owadów.  Pokazujemy metody pobierania próbek stosowane do izolacji tych nicieni z gleby przy użyciu dwóch technik: przynęty na owady i zmodyfikowanej białej pułapki, do odzyskiwania nicieni odpowiednio z próbek gleby i zakażonych zwłok owadów.

Pobieranie próbek z gleby i izolacja nicieni entomopatogenicznych (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Protokoły szybkiej oceny biologicznej wykorzystujące makrobezkręgowce bentosowe są często używane do monitorowania i oceny jakości wody. Skuteczny protokół obejmuje kolekcje wysięków poczwarkowych Chironomidae unoszących się na powierzchni (SFPE). Opisano tu techniki zbierania w terenie, obróbki laboratoryjnej, montażu szkiełek i identyfikacji Chironomidae SFPE.

Wykorzystanie pływających powierzchniowo wysięków poczwarkowych Chironomidae (Dipterae) jako protokołu szybkiej oceny biologicznej zbiorników wodnych

Ten protokół przedstawia metodę efektywnego wydobywania żywych nicieni z naturalnych substratów w terenie.

Szybka izolacja dzikich nicieni za pomocą lejka Baermanna

Ten protokół może być używany do przeprowadzania badań ekologicznych na dużą skalę nicieni Caenorhabditis. Podstawową zaletą tej metody jest sprawna organizacja i analiza danych ekologicznych i molekularnych związanych z nicieniami zebranymi z natury.

Wysoce skalowalne podejście do przeprowadzania badań ekologicznych nicieni Caenorhabditis

Opisujemy metodę skutecznego zbierania mierzalnych hemolimfów od małych stawonogów do późniejszej analizy.

Precyzyjna i wymierna metoda zbierania hemolimfy z małych stawonogów

Ta praca opisuje użycie metody flotacji do identyfikacji Toxocara canis i Ancylostoma spp. wykrytych w próbkach kału pobranych od psów w Meksyku w latach 2017 do 2021 w warunkach polowych.

Prosta metoda flotacji kału do diagnozowania nicieni odzwierzęcych w warunkach polowych i laboratoryjnych

Tutaj przedstawiamy kluczowe kroki w procesie tworzenia wysokiej jakości stawonogów osadzonych w żywicy, przeznaczonych do nauczania i popularyzacji.

Przezroczyste odlewy stawonogów z żywicy do wykorzystania w edukacji, popularyzacji i badaniach

Ten artykuł opisuje nowatorski protokół, który łączy farmakologiczne manipulacje pamięcią i telemetrią radiową w celu udokumentowania i ilościowego określenia roli poznania w nawigacji.

Wykorzystanie manipulacji farmakologicznej i precyzyjnej telemetrii radiowej do badania poznania przestrzennego u zwierząt żyjących na wolności

Naucz się zbierać i identyfikować pasożyty płazińce od dzikich zwierząt metodą nekropsji i barwienia. Protokół obejmuje ekstrakcję z narządów, konserwację oraz klasyfikację gatunkową.

Zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt

Przeglądaj więcej filmów