Zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt

Ogólnym celem tej procedury jest zebranie, zachowanie i identyfikacja kasków od dzikich zwierząt. Dokonuje się tego poprzez pierwszą sekcję zwłok dzikiego zwierzęcia. Następnie pobierane są hełmy z różnych narządów, a następnie hełmy są konserwowane przy użyciu różnych technik w celu późniejszej identyfikacji.

Na koniec hełmy są czyszczone, barwione i montowane, a gatunki są identyfikowane. Ostatecznie można uzyskać wyniki, które pokazują specyficzne struktury hełmów za pomocą technik oczyszczania i/lub barwienia, które mogą znacznie pomóc w identyfikacji gatunków. Chociaż ta metoda może być stosowana do identyfikacji hełmów ssaków, ptaków, i.

Może być również stosowany do innych organizmów, takich jak ryby. Na początek ułóż zwierzę na płaskiej powierzchni i użyj szkła powiększającego, aby zbadać wszystkie zewnętrzne otwory, w tym uszy, jamę ustną i oczy, pod kątem obecności nicieni, CSE, palców u nóg i przyw. Za pomocą ostrego ostrza lub noża i pary kleszczy preparacyjnych.

Wykonaj nacięcie nad jamą brzuszną, uważając, aby nie rozerwać żadnych narządów. Następnie za pomocą noży do kości lub małej piły ręcznej, jeśli to konieczne, otwórz klatkę piersiową. Zbadaj obie jamy pod kątem fal, glist i dużych przywr.

Następnie zawiąż nić w pobliżu początku przełyku, a drugą na końcu jelita grubego w celu zbadania. Pod mikroskopem stereoskopowym oddziel serce i główne naczynia krwionośne, tchawicę i płuca na poszczególne szalki Petriego. Usuń wątrobę, woreczek żółciowy i przewód trzustkowy, śledzionę, nerki i pęcherz moczowy i zbadaj je pod mikroskopem stereoskopowym.

Następnie wyjmij cały układ trawienny i umieść każdą sekcję w szklanym naczyniu. Po usunięciu narządów użyj węża lub butelki ze spryskaczem wypełnionej 0,9% solą fizjologiczną, aby umyć jamę ciała, pozwalając jej przefiltrować przez sito o oczkach 106 mikrometrów. Przepłukać zawartość sita na szalkę Petriego i zbadać zawartość pod mikroskopem stereoskopowym W przypadku robaków Fal lub przywr krwi za pomocą nożyczek otworzyć każdy odcinek przewodu pokarmowego.

Zeskrob błonę śluzową i dokładnie zbadaj ją pod kątem obecności dużych pasożytów. Psci encanto cephas są często głęboko osadzone w ścianie jelita. Dlatego, jeśli to konieczne, użyj kleszczy i/lub małych nożyczek, aby ostrożnie oderwać je od tkanki.

Umieść każdą otwartą sekcję pod bieżącą wodą i umyj zawartość na sicie o wielkości 106 mikrometrów. Następnie otwórz serce i główne naczynia krwionośne, tchawicę oraz pęcherzyki moczowe i żółciowe oraz zbadaj zawartość W ten sam sposób użyj ostrego ostrza i kleszczy, aby pokroić i rozdzielić narządy stałe, takie jak wątroba, płuca, nerki, śledziona i trzustka, a następnie umyj i zbadaj zawartość. Zapisz rodzaje pasożytów.

Znaleziono liczbę każdego typu i narządy, w których się znajdują. Oznacz fiolki lub słoiki, umieszczając je w małym kawałku zwykłej karty indeksowej opisanej ołówkiem, aby zachować hełmy do późniejszych badań genetycznych. Najpierw umieść je bezpośrednio w etanolu.

Po utrwaleniu próbki przez jeden do kilku dni, przenieś ją do pięciomililitrowej szklanej fiolki wypełnionej 70% etanolem w celu długotrwałego przechowywania. Aby zachować Trematodes, umieść żywe próbki pod szklanym mikroskopem, wsuń kroplę soli fizjologicznej, nałóż szklane szkiełko nakrywkowe i przełóż szkiełko nad płomieniem bez gotowania soli fizjologicznej. Następnie wrzuć szkiełko na szalkę Petriego zawierającą alkohol, forminę, kwas octowy lub FA i pozwól, aby szkiełko nakrywkowe odpłynęło.

Napraw martwe przywry w FA lub 10% buforowanej forminie przez 48 godzin przed przeniesieniem ich do słoika wypełnionego 70% etanolem w celu długotrwałego przechowywania. Aby naprawić estos, zrelaksuj żywe zwierzęta na szalce Petriego, zalewając je prawie wrzącą wodą, a następnie przenieś do słoika wypełnionego 70% etanolem w celu długotrwałego przechowywania. Zrelaksuj żywe encanto cephas, umieszczając je na szalce Petriego z wodą z kranu w lodówce na jedną do kilku godzin, aż trąba zostanie całkowicie odwrócona.

Przenieś je do słoika wypełnionego 70% etanolem lub FA do długotrwałego przechowywania. Zabij małe lub delikatne nicienie i gorący 70% etanol i zakonserwuj w słoiku wypełnionym 70% etanolem z 5% gliceryną, aby zabić. Nicienie średnie i duże.

Umieść je w zimnym lodowatym kwasie octowym, a po 15 minutach przenieś do słoika wypełnionego 70% etanolem i 5% gliceryną. Przygotuj hematynę Harrisa, rozpuszczając hematynę i alkohol oraz rozpuszczając siarczan amonu i glinu w przegrzanej wodzie. Wymieszaj oba roztwory i doprowadź do wrzenia.

Następnie dodaj jodan sodu i gotuj przez dwie do trzech minut. Gdy roztwór zostanie schłodzony, użyj 5 41 bibuły filtracyjnej do przefiltrowania roztworu, aby jawnie zabarwić Trematodes estos i zdekantować Cephas Place w Harris Hematin lub semicon Carmine na noc w celu zatrzymania próbek. Umieść w 70% kwaśnym etanolu, aż narządy będą widoczne.

Aby zatrzymać barwienie, przenieś próbki do 70% podstawowego etanolu na co najmniej 30 minut. Odwodnić próbki w serii etanolowej i użyć ksylenu lub salicylanu metylu do ich oczyszczenia, aby zamontować próbki na szkiełku mikroskopowym, dodać kroplę Canada Bossum i szkiełko nakrywkowe. Pozostaw do wyschnięcia na noc, wyczyść małe i średnie nicienie i encanto cephas, umieszczając je w mocowaniach lakt-fenolu na szkiełku mikroskopowym i przykrywając szkiełkiem nakrywkowym na 15 do 30 minut W przypadku dużych nicieni i encanto Cephas.

Umieść w 80% fenolu na maksymalnie 60 minut. Zbadaj pod mikroskopem świetlnym, aby sprawdzić, czy mniejsze struktury są oczyszczane do badania culex atos. Odetnij go i umieść na ilości laktofenolu.

Na szkiełku mikroskopowym. Użyj szkiełka nakrywkowego, aby zgnieść culex, aby umożliwić zmierzenie i policzenie haczyków rose stellar hooks. Odetnij przedni koniec i zamontuj na Foss pod mikroskopem.

Wsuń pod kilka kropli fenolu laktowego lub do galaretki glicerynowej w celu trwałego zamontowania. Obserwuj narządy ustne pod mikroskopem świetlnym. Po odcięciu ogonów dużych nicieni i zamontowaniu w laktofenolu, obserwuj brzuszną morfologię paoli i kolców samców pod mikroskopem świetlnym, korzystając z metod opisanych w tym filmie.

Badanie hełmów maskowców Soxów zostało przeprowadzone w hrabstwie Missoula w stanie Montana. W latach 2007-2011. W sumie 56 ryjówek zostało zebranych z pułapek i zbadanych w ciągu dwóch godzin po śmierci.

Ogólna częstość występowania infekcji wyniosła 96%Tylko dwie ryjówki były wolne od pasożytów. Zidentyfikowano 15 gatunków hełmów, w tym dziewięć gatunków estosów i sześć gatunków nicieni. Jeden gatunek z rodzaju Esto staphylo authorities był wcześniej nieopisany.

Zainfekowane narządy obejmowały jelito cienkie, żołądek, płuca i pęcherz moczowy. Całkowita intensywność infekcji wahała się od siedmiu do 234 robaków na zakażonego gatunku żywiciela, bogactwo lub liczba gatunków hełmów na zakażonego żywiciela wahała się od jednego do ośmiu, ze średnią 4,1 Po opanowaniu. Technikę tę można wykonać w ciągu jednego do dwóch R na małym ssaku, takim jak wiewiórka, i od czterech do pięciu R na większym ssaku, takim jak szop pracz.

Po obejrzeniu tego filmu powinieneś bardzo dobrze zrozumieć, jak zbierać, przechowywać i identyfikować kaski dzikich zwierząt.