Zbieranie i identyfikacja robaków od dzikich zwierząt

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pobranie, konserwacja i identyfikacja helmintów u dzikich zwierząt. Cel ten osiąga się poprzez przeprowadzenie sekcji zwłok dzikiego zwierzęcia, a następnie pobranie helmintów z różnych organów i ich konserwację z wykorzystaniem różnych technik w celu późniejszej identyfikacji.

Na koniec preparaty są przejaśniane, barwione i montowane, a następnie identyfikuje się gatunki. W rezultacie można uzyskać obrazy wykazujące specyficzne struktury hełmów dzięki technikom przejaśniania i/lub barwienia, co może znacznie pomóc w identyfikacji gatunkowej. Metodę tę można zastosować do identyfikacji hełmów ssaków, ptaków, gadów i płazów.

Metodę tę można zastosować również w przypadku innych organizmów, np. ryb. Na początek należy umieścić zwierzę na płaskiej powierzchni i za pomocą lupy zbadać wszystkie otwory zewnętrzne, w tym uszy, jamę ustną oraz oczy, w celu wykrycia nicieni, CSE, palców i trematod. Należy użyć ostrego ostrza lub noża oraz pęsety sekcyjnej.

Wykonaj nacięcie nad jamą brzuszną, uważając, aby nie uszkodzić żadnego z narządów. Następnie, używając przecinaka do kości lub, w razie potrzeby, małej piły ręcznej, otwórz jamę klatki piersiowej. Przebadaj obie jamy pod kątem obecności tasiemców, nicieni i dużych przykrewników.

Następnie zawiąż nitkę blisko początku przełyku oraz drugą na końcu jelita grubego w celu przeprowadzenia badania. Pod mikroskopem stereoskopowym oddziel serce i główne naczynia krwionośne, tchawicę i płuca, umieszczając je w osobnych szalkach Petriego. Usuń wątrobę, pęcherzyk żółciowy i przewód trzustkowy, śledzionę, nerki oraz pęcherz moczowy i obejrzyj je pod mikroskopem stereoskopowym.

Następnie usunąć cały układ pokarmowy i umieścić każdą jego część w szklanym naczyniu. Po usunięciu organów użyć węża lub butelki z atomizerem wypełnionej 0,9% roztworem soli fizjologicznej, aby wypłukać jamę ciała, przepuszczając płuczynkę przez sito o oczkach 106 µm. Zawartość sita przepłukać wstecznie do szalki Petriego i zbadać pod stereomikroskopem w poszukiwaniu nicieni Fal lub trematod krwi. Za pomocą nożyczek otworzyć każdy odcinek przewodu pokarmowego.

Zeskrob śluzówkę i dokładnie zbadaj ją pod kątem obecności dużych pasożytów. Odnóża encanto cephas są często głęboko zatopione w ścianie jelita. W związku z tym, w razie potrzeby, użyj pęsety i/lub małych nożyczek, aby ostrożnie oddzielić je od tkanki.

Każdą otwartą sekcję należy umieścić pod bieżącą wodą i wypłukać zawartość przez sito o oczkach 106 µm. Następnie należy otworzyć serce i główne naczynia krwionośne, tchawicę oraz pęcherz moczowy i woreczek żółciowy, a następnie zbadać ich zawartość. W ten sam sposób, używając ostrego ostrza i pęsety, należy pokroić i rozdzielić organy lite, takie jak wątroba, płuca, nerki, śledziona i trzustka, a następnie wypłukać i zbadać ich zawartość. Należy odnotować rodzaje występujących pasożytów.

Określ liczbę osobników każdego typu oraz organy, w których się znajdują. Oznacz probówki lub słoiki, wkładając do nich mały kawałek zwykłej karty indeksowej z opisem wykonanym ołówkiem, aby zachować hełmy do późniejszych badań genetycznych. Najpierw umieść je bezpośrednio w etanolu.

Po utrwaleniu próbki przez jeden do kilku dni, przenieś ją do szklanej fiolki o pojemności 5 ml wypełnionej 70% etanolem w celu długoterminowego przechowywania. Aby zakonserwować Trematoda, umieść żywe okazy na szklanym preparacie mikroskopowym w kropli soli fizjologicznej, nałóż szkiełko cover slip i przejdź preparatem nad płomieniem, uważając, aby nie doprowadzić do wrzenia soli fizjologicznej. Następnie wrzuć preparat do czerpaka Petriego zawierającego alkohol, formalinę, kwas octowy lub FA i pozwól, aby szkiełko cover slip oddzieliło się i wypłynęło.

Utrwal martwe trematody w FA lub 10% buforowanym formalinie przez 48 godzin przed przeniesieniem ich do słoika wypełnionego 70% etanolem w celu długoterminowego przechowywania. Aby utrwalić te organizmy, należy najpierw uspokoić żywe zwierzęta w czalce Petriego, zalewając je wodą o temperaturze bliskiej wrzenia, a następnie przenieść je do słoika wypełnionego 70% etanolem do długotrwałego przechowywania. Żywe osobniki z rodzaju Encanto należy uspokoić, umieszczając je w czalce Petriego z wodą z kranu w lodówce od jednej do kilku godzin, aż do pełnego wciągnięcia proboscis.

Przenieś je do słoika wypełnionego 70% ethanol lub do FA w celu długotrwałego przechowywania. Małe lub delikatne nicienie uśmierć w gorącym 70% ethanol i zakonserwuj w słoiku wypełnionym 70% ethanol z 5% glycerin w celu uśmiercenia nicieni średnich i dużych.

Umieść je w zimnym lodowatym kwasie octowym, a po 15 minutach przenieś do słoika wypełnionego 70% etanolem i 5% gliceryną. Przygotuj hematynę według metody Harrisa, rozpuszczając hematynę w alkoholu oraz rozpuszczając siarczan glinu i amonu w przegrzanej wodzie. Wymieszaj oba roztwory i doprowadź do wrzenia.

Następnie dodać jodczan sodu i gotować przez dwie do trzech minut. Po ochłodzeniu roztworu przefiltrować go przez papier filtracyjny nr 5 41, aby wyłowić i zabarwić trematody, a następnie zlać nadosad. Umieścić próbki w hematynie Harrisa lub karnaminie półsyntetycznej na noc w celu utrwalenia. Przechowywać w 70% etanolu zakwaszonym, aż organy staną się widoczne.

Aby zatrzymać proces odbarwiania, przenieś preparaty do 70% etanolu podstawowego na co najmniej 30 minut. Odwodnij próbki w serii etanolowej, a następnie użyj ksylenu lub salicylanu metylu do przejaśniania w celu osadzenia preparatów na szkiełku mikroskopowym; dodaj kroplę Canada Balsam i przykryj szkiełkiem nakrywką. Pozostaw do wyschnięcia na noc. Przejaśnij małe i średnie nicienie oraz Encolestoma cephas, umieszczając je w montażu z laktofenolu na szkiełku mikroskopowym i przykrywając szkiełkiem nakrywką na 15 do 30 minut w przypadku dużych nicieni i Encolestoma cephas.

Umieścić w 80% fenolu na maksymalnie 60 minut. Sprawdzić pod mikroskopem świetlnym, czy mniejsze struktury zostały przejaśnione w celu zbadania culex atos. Odciąć i umieścić w odpowiedniej ilości laktofenolu.

Na szkiełku mikroskopowym. Użyj szkiełka nakrywki, aby rozgnieść culexa, co umożliwi pomiar i policzenie haczyków gwieździstych (rose stellar hooks). Odetnij przednią część i zamocuj na podłożu Foss pod mikroskopem.

Podłóż pod preparat kilka kropel laktofenolu lub użyj galaretki glicerynowej do wykonania preparatu trwałego. Obserwuj aparat gębowy pod mikroskopem świetlnym. Po odcięciu ogonów dużych nicieni i ich zamontowaniu w laktofenolu, obserwuj morfologię papili brzusznych oraz spikul samców pod mikroskopem świetlnym, stosując metody opisane w tym filmie.

W hrabstwie Missoula w stanie Montana przeprowadzono badanie czaszek kretowca maskowego w różnych scenariuszach. W latach 2007–2011 łącznie 56 kretowców odłowiono w pułapkach wnękowych i poddano badaniu w ciągu dwóch godzin po śmierci.

Ogólna częstość występowania zakażeń wyniosła 96%. Tylko dwa ryjówki były wolne od pasożytów. Zidentyfikowano 15 gatunków helminthów, w tym dziewięć gatunków esto i sześć gatunków nicieni. Jeden gatunek z rodzaju Esto staphylo authorities nie został wcześniej opisany.

Organy, w których stwierdzono zakażenie, obejmowały jelito cienkie, żołądek, płuca oraz pęcherz moczowy. Całkowita intensywność zakażenia wynosiła od 7 do 234 osobników na zakażonego gospodarza; bogactwo gatunkowe lub liczba gatunków tasiemców per zakazony gospodarz wahała się od 1 do 8, przy średniej wynoszącej 4,1. Po opanowaniu technika ta może być wykonana w ciągu 1–2 godzin u małych ssaków, takich jak wiewiórka, oraz w ciągu 4–5 godzin u większych ssaków, takich jak szop pracz.

Po obejrzeniu tego filmu powinieneś posiadać bardzo dobrą wiedzę na temat tego, jak pobierać, konserwować i identyfikować hełmy u dzikich zwierząt.