Name: Charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-23T14:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 32 s
Description: Poznaj metodę tworzenia mikrożeli PEG przez fotopolimeryzację z wytrącaniem, gdzie masa cząsteczkowa kontroluje średnicę i stopień pęcznienia. Technika ta znajduje zastosowanie w inżynierii tkanek i systemach dostarczania leków.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie tego projektu pochodziło z nagrody NSF CBET Award 1061834. Autorzy dziękują CIBA za próbkę fotoinicjatora.

1. Przygotowanie roztworów do użycia w produkcji mikrożeli
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem reakcji wytrącania należy sporządzić niezbędne roztwory i ogrzać je do temperatury 37 °C. Wymagane roztwory obejmują 0,5% fotoinicjator, 1,5 M Na2SO4, roztwór buforowy, 200 mg/ml roztworu diakrylowanu PEG (PEG-DA) i 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Uwaga: Akrylować wszystkie prekursory PEG zgodnie z opublikowanymi metodami i przechowywać w temperaturze -20 °C w temperaturze -20 °C pod argonem do czasu użycia12.</li>
	<li>Odważyć fotoinicjator i rozpuścić w dejonizowanym (DI)H2Odo uzyskania 0,5% (w/v)% roztworu. Ważne jest, aby chronić roztwór przed ekspozycją na światło UV.
	<ol>
		<li>Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować przez filtr 0,22 μm. Roztwór ten można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 4 °C w ciemności. Uwaga: Skróć czas mieszania do około 1 godziny, podgrzewając roztwór do 40 °C podczas mieszania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W przypadku 1x PBS dodać 1 tabletkę PBS do 1 L DI H2O i przefiltrować przez filtr 0,22 μm. PBS można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Odmierzyć 39,4 ml roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, pH = 7,4) i dodać 612 μl trietanoloaminy (TEOA) i 260 μl 6 M kwasu solnego (HCl). Uwaga: TEOA jest bardzo lepki; przed pipetowaniem podgrzej TEOA do temperatury 37 °C.
	<ol>
		<li>Dostosuj pH buforu tak, aby wynosiło około 7,7 i przefiltruj przez filtr 0,22 μm (końcowe pH ~ 7,8). Roztwór buforowy można skalować, sporządzać z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 37 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Roztwór PEG-DA należy przygotować za każdym razem przed rozpoczęciem reakcji; zaobserwowano zmniejszoną reaktywność, jeśli roztwór był przechowywany. Odważyć PEG-DA i dodać bufor PBS/TEOA/HCl do końcowego stężenia 200 mg/ml. Uwaga: Bufor należy dodawać powoli, aby dokładnie kontrolować stężenie PEG, ponieważ PEG pęcznieje w roztworze. 
	Uwaga: To rozwiązanie jest wysoce konfigurowalne. Opcje dostosowywania mikrożeli obejmują: zmianę początkowej masy cząsteczkowej PEG w celu zmiany właściwości mikrożelu, użycie degradowalnego prekursora PEG do wytworzenia degradowalnych mikrożeli, sterylne filtrowanie wszystkich roztworów dla biologicznie sterylnych mikrożeli, zakończenie procesu tworzenia w okapie z przepływem laminarnym i wreszcie dodanie grup funkcyjnych do powierzchni poprzez włączenie ich do roztworu PEG.</li>
	<li>Odważyć Na2SO4 i rozpuścić w DIH2O do uzyskania 1,5 M roztworu. Aby uzyskać najlepsze wyniki, roztwór siarczanu sodu należy również przygotować tuż przed rozpoczęciem reakcji.
	<ol>
		<li>Podgrzej i wiruj roztwór, aż Na2SO4 całkowicie się rozpuści. W razie potrzeby przefiltrować przez filtr 0,22 μm.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Produkcja mikrożelu
<ol>
	<li>Umieść 127,5 μl buforu PBS/TEOA/HCl, 10 μl 0,5% fotoinicjatora i 25 μl 200 mg/ml roztworu PEG w probówkach, w których będą tworzyć się mikrożele; zwykle 2 ml probówek do mikrowirówek.
	<ol>
		<li>Podgrzać te rurki razem z roztworem 1,5 M Na2SO4 do temperatury 37 °C.</li>
		<li>Wymieszaj rurki podczas podgrzewania. Uwaga: Ten protokół mikrożelowy można skalować w górę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby zakapsułkować cząsteczki w mikrożelach, dodaj żądaną cząsteczkę (np. albuminę jaja kurzego) do buforu PBS/TEOA/HCl, fotoinicjatora i roztworu PEG. Po usieciowaniu cząsteczka zostanie uwięziona w sieci mikrożelu.</li>
	<li>Każdą reakcję mikrożelową należy wykonywać pojedynczo. Weź pierwszą probówkę i dodaj 87,5 μl 1,5 M Na2SO4.</li>
	<li>Wymieszaj probówkę pipetując 3-5 razy; alternatywnie odczekaj 30 sekund. Po wymieszaniu stężenie soli zostanie równomiernie rozprowadzone, a roztwór powinien być klarowny.</li>
	<li>Umieść rurkę pod światłem UV i usieciuj na 30 sekund. Po usieciowaniu na wierzchu roztworu powinna znajdować się mętna warstwa, która zawiera mikrożele. Patrz rysunek 1 dla schematu reakcji.</li>
	<li>Dodaj 750 μl PBS, aby po odwirowaniu uformować osad i dobrze wymieszaj.</li>
	<li>Przemyć mikrożele 5 razy, wirując przez 2 minuty przy 4 000 x g, aby utworzyć osad i wymieniając supernatant na PBS. Uwaga: Nie należy naruszać granulki mikrożelu podczas wymiany bufora, usunięcie całego supernatantu może nie być możliwe.</li>
</ol>
3. Rozmiar mikrożelu i polidyspersyjność
<ol>
	<li>Odpipetować 30 μl mikrożeli z osadu utworzonego z odwirowania w 1 ml DI H2O. Aby uzyskać najlepsze wyniki, należy sonikować roztwór mikrożelu w sonikatorze łaźni wodnej przez 1 godzinę (50-60 Hz i 1,4 A) lub energicznie mieszać, aby zawiesić mikrożele.</li>
	<li>Odpipetować 15 μl roztworu mikrożelu na czyste szkiełko podstawowe i nałożyć na wierzch szkiełko nakrywkowe #1.5. Odwróć szkiełko podstawowe i szkiełko nakrywkowe na chusteczkę laboratoryjną i dociśnij szkiełko, aby usunąć nadmiar roztworu i upewnić się, że mikrożele są w jednej warstwie.</li>
	<li>Zrób kilka zdjęć mikrożeli za pomocą obiektywu olejowego DIC 100X. Zazwyczaj wykonuje się 5 obrazów na próbkę i zaleca się 3 próbki na partię, co daje łącznie 15 obrazów. Uwaga: do tej pory nie zaobserwowano różnic między partiami.</li>
	<li>Zmierz mikrożele, aby uzyskać reprezentatywną średnicę.</li>
	<li>Oblicz PDI, korzystając z następującego równania opartego na objętości, w którym N to całkowita liczba mikrożeli, a Vi to objętość mikrożelu i.</li>
</ol>
4. Gęstość mikrożelu
<ol>
	<li>Przygotować roztwory dekstranu 7, 6, 5, 4, 3 i 1 (w/v)% w DIH2O, aby określić gęstość mikrożelu. Obliczono, że gęstości te wynoszą odpowiednio 1,022, 1,020, 1,018, 1,016, 1,014 i 1,010 g/cm3.</li>
	<li>Dodać 1 ml 7% roztworu dekstranu do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml.
	<ol>
		<li>Powoli odpipetować 1 ml 6% roztworu dekstranu, aby utworzyć wyraźną warstwę na wierzchu 7% dekstranu.</li>
		<li>Odczekać 5 minut, a następnie dodać 1 ml 5% roztworu.</li>
		<li>Kontynuuj, aż wszystkie roztwory dekstranu zostaną ułożone warstwami w kolejności zmniejszającego się stężenia dekstranu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ostrożnie ułóż mikrożele nad 1% roztworem dekstranu.</li>
	<li>Wirować gradient przez 10 minut przy 4 000 x g i temperaturze 5 °C. Pozycja mikrożelu po odwirowaniu pozwoliła na proste obliczenie gęstości13.</li>
</ol>
5. Obrzęk równowagi mikrożelu
<ol>
	<li>Aby zmierzyć spuchniętą masę (M, s) mikrożeli, zdefiniowaną jako masa po pęcznieniu równowagowym (48 godzin), należy najpierw przemyć mikrożele 5 razy w DI H2O i pęcznieć przez co najmniej 48 godzin w wstępnie zważonych probówkach wirówek.</li>
	<li>Odwirować mikrożele przez 10 minut przy 4 000 x g.</li>
	<li>Usunąć cały sklarowany osad i zarejestrować mokrą masę. Użyj metod filtrowania, aby upewnić się, że cały nadmiar wody został usunięty, aby uzyskać dokładniejsze wyniki.</li>
	<li>Mikrożele należy zamrozić w temperaturze -80 °C, a następnie liofilizować do stałej masy w celu uzyskania suchej masy (MD).</li>
	<li>Oblicz zawartość wody w mikrożelach według wzoru Water% = (Ms - Md) / Md x 100.</li>
	<li>Oznaczyć zawartość polimeru za pomocą Polimer% = 100 - Woda% .</li>
	<li>Wykonuj analizę statystyczną wszystkich danych za pomocą SAS z n-way ANOVA i testem post-hoc Tukeya. Różnice są zauważalne, gdy p<0,05.</li>
</ol>

<ol><li>McNaught, A. D., Wilkinson, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcNaught%2C+AD+%22IUPAC+Compendium+of+Chemical+Terminology+%28The+Gold+Book%29.+2nd+edn%22">IUPAC Compendium of Chemical Terminology (The Gold Book). 2nd edn</a>. , Blackwell Scientific Publications. (1997).</li>
<li>Lu, S. X., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+behavior+of+high+molecular+weight+solutes+from+poly%28ethylene+glycol%29-based+degradable+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Release behavior of high molecular weight solutes from poly(ethylene glycol)-based degradable networks.</a> Macromolecules. 33, 2509-2515 (2000).</li>
<li>Peppas, N. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeppas%2C+NA+%22Hydrogels+in+Medicine%22">Hydrogels in Medicine</a>. 1, CRC Press, Inc. (1986).</li>
<li>West, J. L., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photopolymerized+hydrogel+materials+for+drug+delivery+applications%5BTitle%5D)+AND+%22React.+Polym%22%5BJournal%5D)">Photopolymerized hydrogel materials for drug delivery applications.</a> React. Polym. 25, 139-147 (1995).</li>
<li>Hunkeler, D., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHunkeler%2C+D+%22Theories+and+Mechanism+of+Phase+Transitions%2C+Heterophase+Polymerizations%2C+Homopolymerization%2C+Addition+Polymerization.+Advances+in+Polymer+Science%22">Theories and Mechanism of Phase Transitions, Heterophase Polymerizations, Homopolymerization, Addition Polymerization. Advances in Polymer Science</a>. 112, Springer. Berlin Heidelberg, Ch. 115-133 (1994).</li>
<li>Arshady, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suspension%2C+emulsion%2C+and+dispersion+polymerization%3A+A+methodological+survey%5BTitle%5D)+AND+%22Colloid+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Suspension, emulsion, and dispersion polymerization: A methodological survey.</a> Colloid Polym. Sci. 270, 717-732 (1992).</li>
<li>Bai, F., Yang, X. L., Huang, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+narrow+or+monodisperse+poly%28divinylbenzene%29+microspheres+by+distillation-precipitation+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Synthesis of narrow or monodisperse poly(divinylbenzene) microspheres by distillation-precipitation polymerization.</a> Macromolecules. 37, 9746-9752 (2004).</li>
<li>Bailey, F., Callard, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+properties+of+poly%28ethylene+oxide%29+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Some properties of poly(ethylene oxide) in aqueous solution.</a> J. Appl. Polym. Sci. 1, 56-62 (1959).</li>
<li>Cruise, G. M., Scharp, D. S., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+permeability+and+network+structure+of+interfacially+photopolymerized+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Characterization of permeability and network structure of interfacially photopolymerized poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels.</a> Biomaterials. 19, 1287-1294 (1998).</li>
<li>Flory, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlory%2C+P+%22Principles+in+Polymer+Chemistry%22">Principles in Polymer Chemistry</a>. , Cornell University Press. (1953).</li>
<li>Flake, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly+%28ethylene+glycol%29+microparticles+produced+by+precipitation+polymerization+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Poly (ethylene glycol) microparticles produced by precipitation polymerization in aqueous solution.</a> Biomacromolecules. 12, 844-850 (2011).</li>
<li>Sawhney, A. S., Pathak, C. P., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioerodible+hydrogels+based+on+photopolymerized+poly%28ethylene+glycol%29-co-poly%28.alpha.-hydroxy+acid%29+diacrylate+macromers%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Bioerodible hydrogels based on photopolymerized poly(ethylene glycol)-co-poly(.alpha.-hydroxy acid) diacrylate macromers.</a> Macromolecules. 26, 581-587 (1993).</li>
<li>Scott, R. A., Elbert, D. L., Willits, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+poly%28ethylene+glycol%29+scaffolds+provide+the+ability+to+decouple+the+effects+of+stiffness+and+protein+concentration+on+PC12+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Modular poly(ethylene glycol) scaffolds provide the ability to decouple the effects of stiffness and protein concentration on PC12 cells.</a> Acta Biomaterialia. 7, 3841-3849 (2011).</li>
<li>Ianeselli, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein-Protein+Interactions+in+Ovalbumin+Solutions+Studied+by+Small-Angle+Scattering%3A+Effect+of+Ionic+Strength+and+the+Chemical+Nature+of+Cations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+B%22%5BJournal%5D)">Protein-Protein Interactions in Ovalbumin Solutions Studied by Small-Angle Scattering: Effect of Ionic Strength and the Chemical Nature of Cations.</a> J. Phys. Chem. B. 114, 3776-3783 (2010).</li>
<li>Scott, R., Marquardt, L., Willits, R. K. Characterization of poly(ethylene glycol) gels with added collagen for neural tissue engineering. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aScott%2C+R+%22J.+Biomed.+Mater.+Res.+A.%22">J. Biomed. Mater. Res. A.</a>. 93, 817-823 (2010).</li>
<li>Lin, H., Kai, T., Freeman, B. D., Kalakkunnath, S., Kalika, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+Cross-Linking+on+Gas+Permeability+in+Cross-Linked+Poly%28Ethylene+Glycol+Diacrylate%29%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">The Effect of Cross-Linking on Gas Permeability in Cross-Linked Poly(Ethylene Glycol Diacrylate).</a> Macromolecules. 38, 8381-8393 (2005).</li>
<li>Mellott, M. B., Searcy, K., Pishko, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+of+protein+from+highly+cross-%3Blinked+hydrogels+of+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+fabricated+by+UV+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Release of protein from highly cross-;linked hydrogels of poly(ethylene glycol) diacrylate fabricated by UV polymerization.</a> Biomaterials. 22, 929-941 (2001).</li>
<li>Bryant, S. J., Anseth, K. S., Lee, D. A., Bader, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crosslinking+density+influences+the+morphology+of+chondrocytes+photoencapsulated+in+PEG+hydrogels+during+the+application+of+compressive+strain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Res%22%5BJournal%5D)">Crosslinking density influences the morphology of chondrocytes photoencapsulated in PEG hydrogels during the application of compressive strain.</a> J. Orthop. Res. 22, 1143-1149 (2004).</li>
<li>Padmavathi, N. C., Chatterji, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+Characteristics+and+Swelling+Behavior+of+Poly%28ethylene+glycol%29+Diacrylate+Hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Structural Characteristics and Swelling Behavior of Poly(ethylene glycol) Diacrylate Hydrogels.</a> Macromolecules. 29, 1976-1979 (1996).</li>
<li>Ross, A. E., Tang, M. Y., Gemeinhart, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+molecular+weight+and+loading+on+matrix+metalloproteinase-2+mediated+release+from+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+J%22%5BJournal%5D)">Effects of molecular weight and loading on matrix metalloproteinase-2 mediated release from poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels.</a> AAPS J. 14, 482-490 (2012).</li>
<li>Sun, G., Zhang, X. -Z., Chu, C. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+the+molecular+weight+of+polyethylene+glycol+%28PEG%29+on+the+properties+of+chitosan-PEG-poly%28N-isopropylacrylamide%29+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Materi.+Sci.+Mater.+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of the molecular weight of polyethylene glycol (PEG) on the properties of chitosan-PEG-poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels.</a> J. Materi. Sci. Mater. Med. 19, 2865-2872 (2008).</li>
<li>Zustiak, S. P., Leach, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Protein+Release+From+Hydrolytically+Degradable+Poly%28Ethylene+Glycol%29+Hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Characterization of Protein Release From Hydrolytically Degradable Poly(Ethylene Glycol) Hydrogels.</a> Biotechnol. Bioeng. 108, 197-206 (2011).</li>
<li>Ruan, G., Feng, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+characterization+of+poly%28lactic+acid%29-poly%28ethylene+glycol%29-poly%28lactic+acid%29+%28PLA-PEG-PLA%29+microspheres+for+controlled+release+of+paclitaxel%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Preparation and characterization of poly(lactic acid)-poly(ethylene glycol)-poly(lactic acid) (PLA-PEG-PLA) microspheres for controlled release of paclitaxel.</a> Biomaterials. 24, 5037-5044 (2003).</li>
<li>Loxley, A., Vincent, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equilibrium+and+kinetic+aspects+of+the+pH-dependent+swelling+of+poly%282-vinylpyridine-co-styrene%29+microgels%5BTitle%5D)+AND+%22Colloid+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Equilibrium and kinetic aspects of the pH-dependent swelling of poly(2-vinylpyridine-co-styrene) microgels.</a> Colloid Polym. Sci. 275, 1108-1114 (1997).</li>
<li>Vivaldo-Lima, E., Wood, P. E., Hamielec, A. E., Penlidis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+updated+review+on+suspension+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Ind.+Eng.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">An updated review on suspension polymerization.</a> Ind. Eng. Chem. Res. 36, 939-965 (1997).</li>
<li>Ritger, P. L., Peppas, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+equation+for+description+of+solute+release+I.+Fickian+and+non-fickian+release+from+non-swellable+devices+in+the+form+of+slabs%2C+spheres%2C+cylinders+or+discs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">A simple equation for description of solute release I. Fickian and non-fickian release from non-swellable devices in the form of slabs, spheres, cylinders or discs.</a> Journal of Controlled Release. 5, 23-36 (1987).</li>
<li>Matsumoto, A., Kitazawa, T., Murata, J., Horikiri, Y., Yamahara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+preparation+method+for+PLGA+microspheres+using+non-balogenated+solvents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">A novel preparation method for PLGA microspheres using non-balogenated solvents.</a> J. Controlled Release. 129, 223-227 (2008).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Zbadano właściwości fizyczne mikrożeli PEG pod kątem zmian warunków polimeryzacji. W tej reakcji wytrącania roztwór buforowy, 20% (w/v) roztwór diakrylanu PEG (MW 3 000, 4 600 lub 6 000 Da) i fotoinicjator zmieszano i podgrzano do 37 °C. Dodanie 1,5 M Na2SO4, soli kosmotroficznej, która zwiększa interakcje między cząsteczkami wody, spowodowało chwilowe wytrącenie się PEG po jego dodaniu. Efekt ten jest bardziej widoczny w przypadku PEG8 o wyższej masie cząsteczkowej, co sugeruje, że rzecz...

Z definicji, mikrożele to hydrożele o dowolnym kształcie o równoważnej średnicy około 0,1-100μm1. Ze względu na swój rozmiar i właściwości, mikrożele polimerowe stanowią wszechstronne narzędzie do rozwoju systemów dostarczania leków i inżynierii tkankowej. Podczas gdy hydrożele luzem są szeroko stosowane jako rusztowania inżynierii tkankowej i pojazdy do dostarczania leków z dużym powodzeniem2-4, niedawne przejście na kontrolę rusztowań w mikroskali stwarza wyjątkową okazję do wykorzystania mikrożeli jako materiałów bazowych do budowy rusztowań. Ponadto mikrożele mają wysoki stosunek powierzchni do objętości w interakcjach komórkowych, a w roztworze mają niską lepkość, co czyni je idealnymi do wstrzykiwań. Wreszcie, mikrożele mogą być formowane przy użyciu wielu polimerów różnymi metodami w zależności od pożądanych właściwości mikrożelu, dzięki czemu można je w dużym stopniu dostosować do różnych zastosowań.
Techniki produkcji mikrożeli obejmują polimeryzację zawiesinowy, emulsyjną, dyspersyjną lub strąceniową. Polimeryzacja emulsyjna i zawiesinowa zazwyczaj wymaga rozpuszczalników organicznych i środków powierzchniowo czynnych lub stabilizatorów do tworzenia mikrożeli. Ze względu na charakter tych metod uzyskuje się wysoce zdyspersyjny rozkład wielkości cząstek5. Reakcje dyspersji i wytrącania powodują, że cząstki mają niższą polidyspersję6; Jednak cząstki powstałe w wyniku polimeryzacji dyspersyjnej nadal wymagają stosowania środków stabilizujących6. Wyjątkowość mikrożeli powstających w reakcjach wytrącania polega na tym, że tworzą cząstki o jednolitej wielkości i kształcie bez użycia stabilizatorów czy środków powierzchniowo czynnych. Tworzenie mikrożelu uzyskuje się podczas wzrostu fazy łańcuchów polimerowych oddzielonej od fazy ciągłej przez entalpic lub entropię7. Polimeryzacja wytrącająca zachodzi często w wysokich temperaturach, które można obniżyć za pomocą soli kosmotroficznych, które zmniejszają rozpuszczalność polimeru w rozpuszczalniku8. Praca ta koncentruje się na mikrożelach utworzonych z poli(glikolu etylenowego) (PEG) w wyniku fotopolimeryzowanej reakcji wytrącania w biologicznie zgodnych warunkach, z wariacjami zmieniającymi właściwości mikrożelu i kapsułkującymi cząsteczki do zastosowań związanych z dostarczaniem leków.
Poprzednie badania nad hydrożelami PEG pokazują, że warunki polimeryzacji mają duży wpływ na właściwości fizyczne i mechaniczne hydrożeli, a mianowicie na zawartość wody w hydrożelu i moduł ściskania3,9. Te usieciowane materiały są interesujące, ponieważ związek między właściwościami strukturalnymi i fizycznymi opisanymi przez Flory10 może być wykorzystany do dostosowania usieciowanego hydrożelu do konkretnych zastosowań. Zasady te są podobne w przypadku mikrożeli. Stwierdzono, że mikrożele PEG formowane przez wytrącanie mają potencjał dla medycyny regeneracyjnej11, jednak konieczne były dalsze badania właściwości mikrożeli, aby poszerzyć ich repertuar do przyszłych zastosowań biomedycznych. W niniejszym raporcie opisano procedurę wytwarzania mikrożeli w wyniku reakcji wytrącania i zmiany cech, takich jak średnica mikrocząstek, wskaźnik polidyspersyjności (PDI), gęstość i pęcznienie, które byłyby ważne dla dalszego rozwoju tych materiałów do dostarczania leków lub medycyny regeneracyjnej.

<table><tbody><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>MP Biomedyczna</td><td>2810305</td><td></td></tr><tr><td>Trietanoloamina (TEOA)</td><td>J.T. Baker</td><td>9468-01</td><td>Podgrzej do 37 & stopni; C przed pipetowaniem</td></tr><tr><td>Kwas solny (HCl)</td><td>BDH Aristar</td><td>BDH3028</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan sodu</td><td>J.T. Baker</td><td>3891-01</td><td></td></tr><tr><td>Irgacure 2959</td><td>Ciba</td><td>029891301PS04</td><td></td></tr><tr><td>Albumina jaja kurzego (OVA)</td><td>Invitrogen</td><td>34782</td><td></td></tr><tr><td>PEG 1,500</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16241</td><td></td></tr><tr><td>PEG 3,000</td><td>Fluka</td><td>03997-1KG</td><td></td></tr><tr><td>PEG 4,000</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16151</td><td></td></tr><tr><td>PEG 4,600</td><td>Sigma</td><td>373001-250G</td><td></td></tr><tr><td>PEG 6,000</td><td>Fluka</td><td>03394-1KG</td><td></td></tr><tr><td>PEG 10,000</td><td>Alfa Aesar</td><td>B21955</td><td></td></tr><tr><td>Dextran 70</td><td>TCI</td><td>D1449</td><td></td></tr></tbody></table>

charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów

Characteristics of Precipitation-formed Polyethylene Glycol Microgels Are Controlled by Molecular Weight of Reactants

Ta praca opisuje tworzenie mikrożeli z poli(glikolu etylenowego) (PEG) poprzez fotopolimeryzowaną reakcję wytrącania. Reakcje wytrącania mają kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi technikami wytwarzania mikrosfer. W przeciwieństwie do technik emulsji, zawiesiny i dyspersji, mikrożele powstające w wyniku wytrącania mają jednolity kształt i wielkość, tj. niski wskaźnik polidyspersyjności, bez użycia rozpuszczalników organicznych lub stabilizatorów. Łagodne warunki reakcji wytrącania, konfigurowalne właściwości mikrożeli i niska lepkość do iniekcji sprawiają, że mają one zastosowanie do celów in vivo. W przeciwieństwie do innych technik wytwarzania, charakterystykę mikrożelu można modyfikować poprzez zmianę wyjściowej masy cząsteczkowej polimeru. Zwiększenie wyjściowej masy cząsteczkowej PEG zwiększyło średnicę mikrożelu i współczynnik pęcznienia. Sugerowane są dalsze modyfikacje, takie jak kapsułkowanie cząsteczek podczas sieciowania mikrożelu. Badane są proste adaptacje mikrożeli do modułów budulcowych PEG pod kątem przyszłych zastosowań mikrożeli jako nośników leków i rusztowań inżynierii tkankowej.

Rozmiar mikrożelu zależy od warunków polimeryzacji. Rycina 2A ilustruje, w jaki sposób średnica mikrożelu zwiększa się wraz ze wzrostem początkowej masy cząsteczkowej PEG oraz czasu sieciowania. Reprezentatywne obrazy mikrożeli wykorzystanych do pomiaru rozmiaru dla różnych mas cząsteczkowych, sieciowanych przez 30 s, przedstawiono na Ryc. 2C-G. Dla PEG o masie cząsteczkowej 3 000 Da średnia średnica mikrożelu wzrosła z 1,65±0,26 do 2,20±0,54 μm wraz ze zwiększeniem czasu ekspozycji na U...

Ta praca opisuje tworzenie mikrożeli z poli(glikolu etylenowego) (PEG) poprzez fotopolimeryzowaną reakcję wytrącania. Zwiększenie masy cząsteczkowej PEG zwiększyło średnicę mikrożelu i współczynnik pęcznienia. Badane są proste adaptacje do reakcji wytrącania mikrożelu PEG pod kątem przyszłych zastosowań mikrożeli jako nośników leków i rusztowań inżynierii tkankowej.

Charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów

This work describes the formation of poly(ethylene glycol) (PEG) microgels via a photopolymerized precipitation reaction. Precipitation reactions offer ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wytworzenie mikrogeli z glikolu polietylenowego za pomocą fotopolimeryzacyjnej reakcji wytrącania, aby wykorzystać je jako nośniki leków oraz rusztowania w inżynierii tkankowej. Jest to osiągane poprzez najpierw przygotowanie odczynników, w tym fotoinicjatora, buforów, trietyloaminy i roztworu PEG DL, a następnie ich ogrzanie do 37 °C. W drugim kroku odczynniki umieszcza się w probówce do mikrocentryfugi i miesza w wirówce typu vortex, utrzymując temperaturę 37 °C.Następnie dodaje się siarczan sodu, a roztwór wystawia się na działanie światła UV w celu sieciowania przez 30 sekund. Po sieciowaniu na powierzchni roztworu utworzy się mętna warstwa zawierająca mikrogele. Ostatnim krokiem jest dodanie PBS do mieszaniny i odwirowanie w celu uzyskania osadu.Ostatecznie, do pomiaru wielkości mikrogeli wykorzystuje się mikroskopię oraz dynamiczne rozpraszanie światła, natomiast gęstość mierzy się przy użyciu gradientu gęstości dekstryny. Ponadto stopień pęcznienia oblicza się poprzez pomiar masy mokrej i suchej mikrogeli. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi metodami, takimi jak techniki emulsyjne, zawiesinowe i dyspersyjne, jest fakt, że mikigele otrzymywane w reakcji precypitacji charakteryzują się niskim indeksem polidyspersyjności bez konieczności stosowania rozpuszczalników organicznych lub stabilizatorów. Łagodne warunki reakcji precypitacji, możliwość dostosowania właściwości mikrogeli oraz niska lepkość ułatwiająca iniekcje sprawiają, że są one odpowiednie do zastosowań NVivo.Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie inżynierii tkankowej i medycyny regeneracyjnej, takie jak wytwarzanie rusztowań o jednolitym rozmiarze i niskim indeksie polidyspersyjności. Zastosowanie tej techniki może rozciągać się na terapię dostarczania leków, ponieważ czynniki wzrostu zawarte w lekach mogą być łatwo enkapsulowane. Aby rozpocząć, odważ 500 milligrams fotoinicjatora i dodaj go do 100 milliliters wody dejonizowanej, aby przygotować 0.5% roztwór.Chronić roztwór przed światłem UV i podgrzewać go do 40 °C, stale mieszając przez około jedną godzinę, aby całkowicie rozpuścić fotoinicjator. Po pełnym rozpuszczeniu przefiltrować roztwór sterylnie, przepuszczając go przez filtr 0,22 µm, i przechowywać w temperaturze 4 °C w ciemności do momentu użycia. Następnie wstępnie podgrzać trietyloaminę do 37 °C w celu zmniejszenia jej lepkości.Następnie należy dodać 612 µL tego roztworu wraz z 260 µL sześciomolarnego kwasu solnego do 39,4 mL PBS i w warunkach sterylnych dostosować pH do 7,8. Końcowy roztwór należy przefiltrować przez filtr 0,22 µm i przechowywać w temperaturze 37 °C do momentu użycia. Postępując zgodnie z metodami opublikowanymi przez Sony i współpracowników, należy przygotować prekursory PEG i przechowywać gotowy produkt w temperaturze -20 °C w atmosferze argonu, a następnie bezpośrednio przed użyciem przygotować 1 mL roztworu diakrylanu PEG o stężeniu 200 mg/mL, powoli dodając 0,8 mL PBS z dodatkiem trietanolaminy i kwasu solnego do 200 mg diakrylanu PEG.Ponadto, bezpośrednio przed eksperymentem, odważ 213 mg siarczanu sodu i rozpuść go w 1 mL wody dejonizowanej. Aby przygotować roztwór 1,5 M, podgrzewaj go w temperaturze 37 °C przez 20 minut, a następnie mieszaj w wirówce vortex do całkowitego rozpuszczenia. Po rozpuszczeniu przefiltruj zarówno końcowy roztwór siarczanu sodu, jak i roztwór diakrylanu PEG w temperaturze 37 °C przez filtry 0,22 µm.Połącz 127,5 µL PBS z trietyloaminą i kwasem solnym, 10 µL 0,5% fotoinicjatora oraz 25 µL roztworu polietylenoglikolu diakrylanu o stężeniu 200 mg/mL w probówce do mikrocentryfugi o pojemności 1,6 mL. Następnie dodaj wybrane cząsteczki przeznaczone do enkapsulacji.Podgrzać te probówki wraz z 1,5 M roztworem siarczanu sodu do 37 °C. Następnie do pierwszej probówki z roztworem PEG dodać 87,5 µL uprzednio podgrzanego 1,5 M roztworu siarczanu sodu i wymieszać zawartość probówki, pipetując roztwór od trzech do pięciu razy. Po wymieszaniu stężenie soli rozłoży się równomiernie, a roztwór powinien stać się klarowny.Umieść probówkę pod światłem UV i przeprowadź sieciowanie przez 30 sekund. Po sieciowaniu na powierzchni roztworu zawierającego mikrożele powinna pojawić się zmętniała warstwa. Następnie dodaj do probówki 750 µL PBS i dokładnie wymieszaj roztwór za pomocą wortexa.Następnie odwiruj mieszaninę przy 4 000 ×g przez dwie minuty, aby uzyskać osad. Po odwirowaniu ostrożnie usuń nadsącz, uważając, aby nie naruszyć osadu, a następnie zawieś mikrogela w świeżym PBS. Przemyj mikrogela łącznie pięć razy świeżym PBS, odwirugując je po każdym etapie.Po ostatnim przemyciu należy usunąć nadsącz i pipetować 30 µL mikrogeli z osadu do 1 mL wody dejonizowanej. Następnie roztwór mikrogeli należy poddać sonikacji w kąpieli ultradźwiękowej przez jedną godzinę przy częstotliwości od 50 do 60 Hz i mocy 1,4 A. Następnie należy nanieść 15 µL roztworu mikrogeli na czyste, trawione kwasem szkiełko przedmiotowe i przykryć je trawionym kwasem szkiełkiem nakrywnym nr 1,5.Odwrócić preparat na chusteczkę laboratoryjną i delikatnie docisnąć szkiełko, aby usunąć nadmiar roztworu i upewnić się, że mikrogela tworzą pojedynczą warstwę. Następnie, używając mikroskopu optycznego, wykonać kilka zdjęć mikrogeli przy użyciu obiektywu olejowego 100 x z kontrastem DIC. Zmierzyć mikrogela, aby wyznaczyć reprezentatywną średnicę.Oblicz wskaźnik polidyspersyjności, korzystając z przedstawionego tutaj równania opartego na objętości, w którym N oznacza całkowitą liczbę mikrogeli, a VI objętość mikrogela. Aby zmierzyć średnią gęstość mikrogeli, należy najpierw przygotować roztwory dekstryny o stężeniach 7, 6, 5, 4, 3 i 1% w wodzie dejonizowanej; gęstości roztworów dekstryny przedstawiono tutaj. Następnie dodaj 2 mL 7% roztworu dekstryny do probówki wirówkowej o pojemności 15 mL.Następnie powoli pipetuj dwa mililitry 6% roztworu dekstryny, aby utworzyć wyraźną warstwę na powierzchni 7% dekstryny. Po pięciu minutach dodaj dwa mililitry kolejnej warstwy składającej się z 5% dekstryny i kontynuuj w ten sposób, aż każda koncentracja dekstryny zostanie nałożona warstwowo w kolejności malejącego stężenia dekstryny. Następnie ostrożnie nanieś mikrożele na roztwór 1% dekstryny i wiruj gradient w temperaturze pięciu stopni Celsius w 4 000 ×g przez 10 minut.Następnie należy zwizualizować rozmieszczenie mikrogeli i obliczyć ich gęstość w zależności od położenia pomiędzy warstwami. Aby zmierzyć masę spęcznionych mikrogeli, należy najpierw zważyć pustą probówkę do mikrocentryfugi, a następnie dodać do niej 1 mL mikrogeli. Mikrogele należy przemyć pięciokrotnie wodą dejonizowaną, wykonując odpowiednie etapy płukania.Odwiruj próbkę przez 10 minut przy 4 000 ×g, aby osadzić mikrogela po ostatnim przemyciu. Zawiesić je ponownie w wodzie dejonizowanej i pozostawić do napęcznienia na minimum 48 godzin. Po 48 godzinach odwiruj napęczniałe mikrogela przez 10 minut przy 4 000 ×g, a następnie usuń cały nadsącz.Następnie zważ próbkę i zapisz masę mokrą. Po uzyskaniu dokładnej masy mokrej zamroź mikrogela w temperaturze -80 °C, a następnie poddaj je liofilizacji w celu usunięcia wody i uzyskania masy suchej. Po sublimacji całej wody oblicz zawartość wody i polimeru w mikrogelach, korzystając z przedstawionych tutaj równań, gdzie MS to masa mokra mikrogeli, a MD to masa sucha.Tutaj przedstawiono średnicę mikrogeli PEG utworzonych z zastosowaniem różnych mas cząsteczkowych 20%PEG. Wydłużenie czasu naświetlania promieniami UV również miało wpływ na średnicę mikrogeli. Wraz ze wzrostem czasu naświetlania UV zwiększały się średnice trzech przedstawionych tutaj formulacji.Gęstość mierzona za pomocą gradientów dekstryny malała wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej cząsteczek prekursorowych peg. Potwierdzono to również na wykresie zawartości wody w procentach, gdzie stwierdzono, że peg o wyższej masie cząsteczkowej posiada większą ilość wody na gram polimeru. Na koniec, aby wykazać, że mikrogels mogą być obciążone białkiem sprzężonym fluorescencyjnie, do mieszaniny przed polimeryzacją dodano albuminę, która została uwięziona wewnątrz sfer.Zwiększenie stężeń białka znakowanego fluorescencyjnie spowodowało wzrost wskaźnika polidyspersyjności sfer, jednak średnia wielkość pozostała stała. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o podgrzaniu wszystkich roztworów do 37 °C oraz dokładnym wymieszaniu mikrogeli w wirówce typu vortex w celu rozbicia ewentualnych agregatów podczas płukania i przygotowywania preparatów do obrazowania. Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić dodatkowe metody enkapsulacji leku, aby odpowiedzieć na kolejne pytania dotyczące efektu uwalniania leku.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tworzenia mikrogeli peg DA w łagodnych warunkach za pomocą reakcji strącania.

characteristics-precipitation-formed-polyethylene-glycol-microgels

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Charakterystyka mikrożeli polietylenglikolowych utworzona przez opady jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów

Niniejszy artykuł opisuje metodę nanoprecypitacji do syntezy nanocząsteczek polimerowych z wykorzystaniem kopolimerów diblokowych. Omówimy syntezę kopolimerów diblokowych, technikę nanoprecypitacji oraz potencjalne zastosowania.

Formułowanie diblokowych nanocząstek polimerowych za pomocą techniki nanoprecypitacji

Ten film zilustruje szybką, efektywną metodę metakrylanowania poli(glikolu etylenowego), umożliwiając polimeryzację łańcuchową i syntezę hydrożelu. Pokaże, w jaki sposób w podobny sposób wprowadzić funkcje metakryloamidu do peptydów, szczegółowo omówi typowe metody analityczne do oceny wydajności funkcjonalizacji, przedstawi sugestie dotyczące rozwiązywania problemów i zaawansowanych modyfikacji oraz zademonstruje typowe techniki charakteryzacji hydrożelu.

Wspomagana mikrofalami funkcjonalizacja peptydów poli(glikolu etylenowego) i żywicy do stosowania w polimeryzacji łańcuchowej i tworzeniu hydrożelu

Przedstawiamy protokół syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się całkowicie z tego samego materiału bazowego, poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAAm), z wyraźnie podzieloną strukturą opartą na separacji faz przesyconego roztworu monomeru NIPAAm. Zsyntetyzowane mikrohydrożele Janus wykazują unikalne właściwości, takie jak anizotropowa termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

Polimeryzacja wytrącająca bez mieszania zapewnia szybkie, powtarzalne podejście do prototypowania syntezy wrażliwych na bodźce mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych) o wąskim rozkładzie rozmiarów. W tej syntezie protokołu demonstruje się charakterystykę rozpraszania światła i śledzenie fluorescencji pojedynczych cząstek tych mikrożeli w mikroskopii szerokokątnej.

Kontrolowana synteza i śledzenie fluorescencji wysoce jednorodnych mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych)

Kluczowe etapy żywej anionowej polimeryzacji eteru fenyloglicydylowego (PheGE) na glikolu metoksy-polietylenowym (mPEG-b-PPheGE) są opisane. Otrzymane micele kopolimeru blokowego (BCM) obciążono doksorubicyną w 14% (wag.) i uzyskano trwałe uwalnianie leku przez 4 dni w fizjologicznie istotnych warunkach.

Polimeryzacja anionowa kopolimeru amfifilowego do otrzymywania miceli kopolimeru blokowego stabilizowanego oddziaływaniami π-π stacking

Opisane są protokoły wytwarzania degradowalnych termoresponsywnych hydrożeli opartych na sieciowaniu hydrazonów polimerowych oligomerów na skalę masową, mikroskalową i nanoskalę, przy czym ta ostatnia służy do przygotowania zarówno nanocząstek żelowych, jak i nanowłókien.

Wytwarzanie degradowalnych termoczułych hydrożeli w różnych skalach długości za pomocą wytłaczania reaktywnego, mikrofluidyki, samoorganizacji i elektroprzędzenia

Tutaj prezentujemy protokół ilustrujący procesy produkcji i eksperymenty weryfikacyjne pół-trójwymiarowego (pół-3D) mikroprzepływowego chipa skupiającego przepływ do tworzenia kropel.

Wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu

Mikrożelowe pręty z komplementarnymi grupami reaktywnymi są produkowane za pomocą mikrofluidyki z możliwością łączenia się w roztworze wodnym. Anizometryczne mikrożele zacinają się i łączą w stabilne konstrukcje z większymi porami w porównaniu z systemami sferycznymi. Mikrożele modyfikowane za pomocą GRGDS-PC tworzą makroporowate konstrukcje 3D, które można wykorzystać do hodowli komórkowych.

Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych

Ten protokół opisuje zestaw metod syntezy mikrożelowych bloków budulcowych dla mikroporowatych rusztowań z wyżarzonymi cząstkami, które mogą być używane do różnych zastosowań medycyny regeneracyjnej.

Synteza mikroprzepływowa mikrożelowych bloków budulcowych do rusztowania cząstek wyżarzonych mikroporowato

Minimalizacja zmienności frakcji cząstek w granulowanych rusztowaniach ułatwia powtarzalne eksperymenty. W pracy opisano metody generowania rusztowań ziarnistych o kontrolowanych frakcjach cząstek do zastosowań w inżynierii tkankowej in vitro.

Kontrolowanie frakcji cząstek w mikroporowatych rusztowaniach z wyżarzonymi cząstkami do hodowli komórek 3D

Poznaj metodę tworzenia mikrożeli PEG przez fotopolimeryzację z wytrącaniem, gdzie masa cząsteczkowa kontroluje średnicę i stopień pęcznienia. Technika ta znajduje zastosowanie w inżynierii tkanek i systemach dostarczania leków.

Charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów (Wideo) | JoVE Journal

Charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów

Przeglądaj więcej filmów