Name: Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 53 s
Description: Poznaj mikrochirurgiczną metodę tworzenia tętniaka ściany bocznej u szczurów z wykorzystaniem modelu Helsinki. Technika ta umożliwia standaryzowane badania eksperymentalne w neurochirurgii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przeprowadzenie prezentowanego badania. Dr Marbacher był wspierany przez grant ze Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (PBSKP3-123454). Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. 
Wkład autora w opracowanie i przygotowanie manuskryptu jest następujący. Koncepcja i projekt: SM, JM, JF. Pozyskiwanie danych: SM, EA, JF. Analiza i interpretacja danych: SM, JF, JM. Opracowanie artykułu: SM, JF, JM. Krytyczna korekta artykułu: JH, MN. Analiza statystyczna: SM, JF. Opieka nad badaniem: JF, JH, MN.

UWAGA: Samce szczurów rasy Wistar (średnia masa ciała: 356 ± 44 g; 10-14 tygodni) były trzymane w pomieszczeniu dla zwierząt w temperaturze 22-24 °C i dwunastogodzinnym cyklu światła/ciemności z bezpłatnym dostępem do diety granulowanej, zwykłej wody z kranu, a także otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z wytycznymi instytucji. Eksperymenty zostały ocenione i zatwierdzone przez Komitet ds. Dobrostanu Zwierząt na Uniwersytecie w Helsinkach w Finlandii.  
UWAGA: W poniższej demonstracji nasza metoda chirurgiczna jest następująca: Znieczulić szczura poprzez podskórne wstrzyknięcie chlorowodorku medetomidyny (0,5 mg/kg) i dootrzewnowe wstrzyknięcie chlorowodorku ketaminy (50 mg/kg). Przetestuj brak odruchu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że szczur jest w pełni znieczulony. Nałóż maść na oczy, przytnij miejsce operacji i oczyść skórę odpowiednim środkiem dezynfekującym, na przykład chlorheksydyną, w alkoholu lub wodzie. Umyć ręce, założyć odzież ochronną, nakrycie głowy i maskę na twarz oraz sterylne rękawiczki chirurgiczne. Mieć pomoc asystenta chirurgicznego w utrzymaniu aseptycznych warunków chirurgicznych i udokumentować charakterystykę chirurgiczną (wymienioną w Tabeli 1). Monitoruj głębokość znieczulenia co 15 minut podczas operacji, śledząc częstość oddechów, częstość akcji serca i reakcję na szkodliwą stymulację (test szczypania palców). Podskórne wstrzyknięcie buprenorfiny (0,03 mg/kg) podawano w celu znieczulenia pooperacyjnego i w razie potrzeby powtarzano co 12 godzin.
1. Sprzęt, materiały eksploatacyjne i pozycjonowanie
<ol>
	<li>Utrzymuj salę operacyjną dla małych zwierząt cicho, aseptycznie i utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 23 +/- 3 °C. Do przeprowadzenia eksperymentalnej operacji tętniaka niezbędny jest następujący minimalny sprzęt:
	<ol>
		<li>Użyj stołowego mikroskopu chirurgicznego, najlepiej wyposażonego w oscyloskop pomocniczy i kamerę mikroskopu cyfrowego. Używaj nieporowatej powierzchni operacyjnej wielokrotnego użytku i nadającej się do czyszczenia powierzchni instrumentu, aby chronić stół laboratoryjny.</li>
		<li>Przygotuj materiały eksploatacyjne, takie jak środki do dezynfekcji skóry, sól fizjologiczna, mniejsze i większe waciki z gazy oraz materiał do szycia, w tym mikroszwy 9-0, szew niewchłanialny 5-0 i szew wchłanialny 3-0.</li>
		<li>Używaj następujących standardowych narzędzi chirurgicznych: nożyczek chirurgicznych, kleszczyków do tkanek, rozsiewacza tkanek miękkich lub retraktora samozabezpieczającego oraz dwóch zacisków chirurgicznych Mosquito.</li>
		<li>Użyj podstawowego zestawu narzędzi mikrochirurgicznych, który zawiera: zakrzywiony uchwyt na mikroigłę, jeden zakrzywiony i dwa proste mikrokleszcze oraz proste lub zakrzywione mikronożyczki.</li>
		<li>Narzędzia mikrochirurgiczne należy przechowywać w naczyniu nerkowym wypełnionym sterylną solą fizjologiczną, aby narzędzie nie kleiło się i nie było czyste podczas operacji. Miska nerkowa jest wyściełana gumową matą lub rękawicą chirurgiczną, aby zapobiec uszkodzeniu końcówek mikroinstrumentów. Upewnij się, że wszystkie materiały są sterylne, a zabieg jest wykonywany z zachowaniem aseptyki, zgodnie z aktualnymi zaleceniami dotyczącymi operacji przeżycia na zwierzętach laboratoryjnych8-10.</li>
		<li>Ponadto użyj aplikatora z klipsem naczyniowym i trzech atraumatycznych tymczasowych zacisków naczyniowych. Ważne jest, aby zastosowane zaciski miały niską siłę zamykania, aby zapobiec uszkodzeniu bardzo cienkiej ścianki aorty szczura. Przygotuj również linijkę z półmilimetrowymi paskami skali, małą kolorową gumową podkładką i krótką, igłą.</li>
		<li>Umieść szczury w pozycji leżącej, unieruchamij zarówno przednie, jak i tylne łapy taśmą chirurgiczną bez rozciągania lub uciskania skóry, a następnie zegnij ich grzbiet grubym markerem lub długopisem kauteryzacyjnym, umieszczając go pod obszarem drewna na grzbiecie. Ważne jest, aby uzyskać jak największą lordozę odcinka lędźwiowego kręgosłupa, aby poprawić ekspozycję zaotrzewnową i dostęp do aorty podnerkowej, co ułatwia zespolenie mikrochirurgiczne. To ustawienie jest zalecane do tworzenia tętniaka aorty brzusznej, ale nie jest konieczne do pobrania przeszczepu klatki piersiowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Pobieranie przeszczepów
<ol>
	<li>W znieczuleniu ogólnym otwórz klatkę piersiową (rozpocznij czas niedokrwienia przeszczepu). Zastosuj szkodliwe szczypanie palca u nogi, aby potwierdzić, że szczur nie reaguje, zanim przejdziesz do kolejnych kroków. Przeciąć środkową brzuszną ścianę brzucha, zidentyfikować przeponę tuż nad wątrobą i przeciąć tkankę łączną na dole przepony, aby umożliwić dostęp do klatki piersiowej. Dużymi nożyczkami, stroną do dołu, przetnij żebra zaledwie jeden centymetr w lewo i po prawej stronie linii środkowej klatki piersiowej i otwórz jamę piersiową. Płuca są mobilizowane po prawej stronie serca. Poświęć szczury przez przedawkowanie z dosercowym wstrzyknięciem chlorowodorku ketaminy. Pień płucny, lewa żyła podobojczykowa, lewa żyła główna czaszki i żyła azygotyczna zakłócają pobieranie bliższej części aorty piersiowej.</li>
	<li>Ogonowo do wydatnych żył znajduje się dobry punkt wejścia do rozpoczęcia rozwarstwienia zstępującej aorty piersiowej za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczy.</li>
	<li>Prześledź aortę piersiową z powrotem od grzbietowej ściany klatki piersiowej w górę do łuku aorty poprzez delikatne cofnięcie i rozcięcie za pomocą zacisku chirurgicznego Mosquito.</li>
	<li>Zaciśnij, a następnie przetnij żyły nożyczkami. Utrzymuj zaciski na żyłach i używaj jako zwijacza do odsłonięcia leżącego poniżej łuku aorty.</li>
	<li>Umieść niewchłanialną jedwabną ligaturę 6-0 tuż nad pierwszą tętnicą międzyżebrową opuszczającą aortę.</li>
	<li>Przetnij aortę zstępującą tuż poniżej lewej tętnicy podobojczykowej, a następnie poniżej ligatury. Przycinanie można wykonać w celu uzyskania prostopadłej, znormalizowanej geometrii tętniaka lub w razie potrzeby, w celu uzyskania określonego kąta między osią tętniaka a aortą. Zmierz przeszczep pod względem szerokości i długości. 
	UWAGA: Pobrane przeszczepy mogą być natychmiast przeszczepione szczurom biorcom lub dalej przetwarzane w celu uzyskania decelularyzacji ściany przeszczepu. Przeszczepy pozbawione komórek mogą być przechowywane w temperaturze -4 stopni Celsjusza do czasu ponownej implantacji w późniejszym terminie (ryc. 1). Wykazano, że decelularyzacja ściany tętniaka predysponuje tętniaka do powiększenia11.</li>
</ol>
3. Decelularyzacja przeszczepu
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Zamrozić przeszczepy dawcy w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w temperaturze -4 °C.</li>
	<li>Następnego dnia rozmrozić przeszczepy, spłukać oczyszczoną i dejonizowaną wodą o temperaturze pokojowej i inkubować przez 10 godzin w temperaturze 37 °C w 0,1% dodecylosiarczanie sodu.</li>
	<li>Na koniec umyć szczepiony dodecylosiarczanem sodu trzykrotnie, delikatnie mieszając, ponownie zamrozić w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami i przechowywać w temperaturze -4 °C do momentu użycia.</li>
</ol>
4. Powstawanie tętniaka
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Rozwarstwienie aorty brzusznej
	<ol>
		<li>Po znieczuleniu zwierzęcia należy przyciąć sierść z miejsca operacji i oczyścić skórę odpowiednim środkiem dezynfekującym. Sprawdź, czy nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed nacięciem skóry. Rozpocznij nacięcie 1 cm proksymalnie do narządów płciowych w pozycji środkowobrzusznej (czas rozpoczęcia operacji). Ostrożnie oddziel skórę od leżących pod nią mięśni. Zakończ rozwarstwienie od jednego do dwóch centymetrów poniżej mostka.</li>
		<li>Ostrożnie, ale stanowczo podciągnij leżące poniżej mięśnie brzucha, aby uniknąć uszkodzenia leżących poniżej narządów. Rozciągnij podłużne cięcie wzdłuż linii białej w górę do wyrostka mieczykowatego i zakończ w kierunku ogonowym na poziomie pęcherza moczowego.</li>
		<li>Delikatnie uciskaj pęcherz moczowy, aby go opróżnić, aby ułatwić dostęp do przestrzeni zaotrzewnowej.</li>
		<li>Przesuń jelito cienkie i wydatne jelito ślepe w prawo lub w lewo. Zidentyfikuj jelito grube, a mianowicie okrężnicę zstępującą na lewym dnie jamy brzusznej.</li>
		<li>Przeciąć więzadło między jelitem cienkim a okrężnicą zstępującą w kierunku czaszki, aby umożliwić szersze odsłonięcie grzbietowej ściany ciała. Umieść samozatrzymujący się zwijacz, aby utrzymać jelita osobno.</li>
		<li>Idealna lokalizacja zespolenia tętniaka z boku znajduje się na poziomie między żyłą nerkową a biodrowo-lędźwiową. Aorta brzuszna leży zaotrzewnowo osadzona w tkance tłuszczowej. Podczas sekcji należy zwrócić szczególną uwagę na sparowane prawie przezroczyste moczowody i naczynia jądrowe.</li>
		<li>Jeśli konieczne jest dalsze cofanie jelit, użyj większych wymiennych gaz. Lordoza kręgosłupa lędźwiowego wywołana podczas pozycjonowania poprzez umieszczenie długopisu kauteryzacyjnego lub podobnego przedmiotu pod dolną częścią pleców szczura, znacznie zmniejsza potrzebę cofania jelit</li>.
		<li>Brzuszna powierzchnia grzbietowej ściany ciała pokryta jest cienką ciemieniową otrzewną. Po otwarciu wizualizuj aortę znajdującą się tuż pod spodem. Podczas ostrożnego, ostrego i wypreparowania aorty brzusznej z sąsiednich dużych żył chwyć tylko przydankę, aby uniknąć uszkodzenia ściany naczynia.</li>
		<li>Rzadko małe tętnice lędźwiowe powstają jako naczynie segmentowe z grzbietowej powierzchni aorty brzusznej i zakłócają przygotowanie. Podwiązanie i przecięcie naczynia jest konieczne, aby uniknąć sączenia wstecznego podczas szycia tętniaka. Zastosowanie zakrzywionych mikrokleszczyków może ułatwić umieszczenie ligatury na głębokości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zespolenie z boku
	<ol>
		<li>Umieść kolorową gumową podkładkę pod aortą brzuszną i obić ją małym wacikiem z gazy. Usunąć luźną tkankę łączną i przydankę na poziomie planowanego miejsca zespolenia.</li>
		<li>Zacisnąć aortę brzuszną dystalnie do zespolenia najpierw, a następnie proksymalnie (początek czasu zaciskania aorty). Zapewnia to mocne wypełnienie naczynia i ułatwia późniejszą arteriotomię.</li>
		<li>Wykonaj arteriotomię za pomocą prostych lub zakrzywionych mikronożyczek. Mikrokleszczyki podtrzymują bardzo mały fragment ścianki naczynia, aby wyciąć eliptyczny kształt.</li>
		<li>Dokładnie przepłukać tętnicę solą fizjologiczną w obu kierunkach za pomocą igły z końcówką.</li>
		<li>Umieść pierwsze dwa szwy tego zespolenia z boku na bliższym i dalszym końcu arteriotomii (czas rozpoczęcia zespolenia). Jeśli to możliwe, unikaj chwytania ściany naczynia mikrokleszkami. Upewnij się, że każdy szew jest umieszczony przez wszystkie warstwy ściany naczynia.</li>
		<li>Szycie należy wykonywać w formie szwów ciągłych lub przerywanych. Jeśli zdecydujesz się na szycie przerywane, najpierw umieść szew na godzinie dziewiątej z tyłu. Kolejne szwy mogą być rozstawione od siebie, zaczynając od pierwszego szwu. Chwyć ostrożnie przydankę. Unikaj ściskania/chwytania błony wewnętrznej.</li>
		<li>Po wykonaniu tylnej ściany należy sprawdzić, czy w części śródświetlnej zespolenia nie ma źle założonych szwów. Wykonaj te same procedury w tej samej kolejności na przedniej stronie. Upewnij się, że pierwszy z trzech węzłów na szew jest mocny, ale nie za ciasny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Hemostaza i zamknięcie
	<ol>
		<li>Po zakończeniu zespolenia koniec do boku (czas zakończenia zespolenia) spłucz miejsce solą fizjologiczną i najpierw usuń dystalny zacisk, aby umożliwić przepływ wsteczny (czas zaciskania aorty końcowej i czas niedokrwienia przeszczepu).</li>
		<li>Jeśli wystąpi wyraźne krwawienie z przepływu wstecznego, może być potrzebny dodatkowy szew (czas rozpoczęcia hemostazy). W przypadku niewielkiego sączenia należy uzyskać hemostazę z delikatnym uciskiem na miejsce krwawienia za pomocą małego kawałka wacika z gazy.</li>
		<li>Zdjąć proksymalny zacisk naczyniowy, ponownie przepłukać miejsce zespolenia i odciąć pozostałe końce ligatury przy kopule tętniaka.</li>
		<li>Potwierdź drożność tętniaka, obserwując wzrost objętości tętniaka podczas szczytowej fali tętna tętniczego. Oceń drożność dystalnej tętnicy brzusznej za pomocą bezpośredniego "testu udojowego".</li>
		<li>Usuń plastikowy arkusz i mały wacik z gazy pod spodem. Pulsujący wir krwi w obrębie powstałego tętniaka jest wyraźnie widoczny.</li>
		<li>Zakryj linie szwów wokół zespolenia małymi kawałkami tkanki tłuszczowej lub Spongostanem w celu dodatkowej hemostazy, jeśli nadal występuje niewielki sąk (czas zakończenia hemostazy).</li>
		<li>Usuń rozsiewacz tkanek miękkich i waciki z gazy. Umieść jelito cienkie, jelito ślepe i masę tłuszczową z powrotem we właściwej pozycji.</li>
		<li>Zamknij mięśnie brzucha linii środkowej za pomocą szwów resorbowalnych lub niewchłanialnych 5-0, 4-0 lub 3-0, a następnie zamknij ranę skóry techniką ciągłego szwu za pomocą resorbowalnego szwu polifilamentowego 3-0 (czas zakończenia operacji). Uwaga: Z naszego doświadczenia wynika, że szczury lepiej tolerowały wchłanialne szwy skórne niż niewchłanialne szwy monofilamentowe.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Bouzeghrane, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+experimental+intracranial+aneurysm+models%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am+J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+bilobular%2C+bisaccular%2C+and+broad-neck+microsurgical+aneurysm+formation+in+the+rabbit+bifurcation+model+for+the+study+of+upcoming+endovascular+techniques.+AJNR%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR.</a> American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).</li>
<li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+mural+and+bone+marrow-derived+neointimal+cells+to+thrombus+organization+and+wall+remodeling+in+a+microsurgical+murine+saccular+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model.</a> Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).</li>
<li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+with+a+deletion+in+the+first+intron+of+the+Col1a1+gene+develop+dissection+and+rupture+of+aorta+in+the+absence+of+aneurysms%3A+high-resolution+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22at+4.7+T%2C+of+the+aorta+and+cerebral+arteries.+Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging.</a> at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).</li>
<li>Oyamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trans-iliac+rat+aorta+stenting%3A+a+novel+high+throughput+preclinical+stent+model+for+restenosis+and+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis.</a> The Journal of surgical research. , 166-191 (2011).</li>
<li>Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+in-stent+restenosis%3A+rat+aortic+stenting%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting.</a> Heart. 91, 393-395 (2005).</li>
<li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occlusion+of+neck+remnant+in+experimental+rat+aneurysms+after+treatment+with+platinum-+or+polyglycolic-polylactic+acid-coated+coils%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils.</a> Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((with+the+support+of+the+NC3Rs%5BTitle%5D)+AND+%22Aseptic+Technique+in+Rodent+Surgery%22%5BJournal%5D)">with the support of the NC3Rs.</a> Aseptic Technique in Rodent Surgery. , Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).</li>
<li>Bernal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+rodent+survival+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+investigative+surgery+%3A+the+official+journal+of+the+Academy+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Guidelines for rodent survival surgery.</a> Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+rodent+surgery+for+the+new%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Principles of rodent surgery for the new.</a> , (2011).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+mural+cells+leads+to+wall+degeneration%2C+aneurysm+growth%2C+and+eventual+rupture+in+a+rat+aneurysm+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model.</a> Stroke. 45, 248-254 (2014).</li>
<li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remodeling+of+saccular+cerebral+artery+aneurysm+wall+is+associated+with+rupture%3A+histological+analysis+of+24+unruptured+and+42+ruptured+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases.</a> Stroke. 35, 2287-2293 (2004).</li>
<li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saccular+intracranial+aneurysm%3A+pathology+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms.</a> Acta neuropathologica. , 123-773 (2012).</li>
<li>Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large+and+giant+bifurcation+aneurysm+model+in+canines%3A+proof+of+feasibility%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am+J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).</li>
<li>Sherif, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+venous+pouch+arterial-bifurcation+aneurysms+in+the+rabbit+model%3A+technical+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).</li>
<li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+TOF+MR+angiography+at+4.7+Tesla+for+volumetric+and+morphologic+evaluation+of+coiled+aneurysm+neck+remnants+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Radiol%22%5BJournal%5D)">High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model.</a> Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnego interesu finansowego ani komercyjnego w żadnym z użytych leków, materiałów lub sprzętu.

Postęp w zrozumieniu złożonej biologii tętniaka tętnicy workowej mózgu zależy od analizy danych epidemiologicznych i klinicznych, uzupełnionych badaniami laboratoryjnymi na próbkach pobranych od pacjentów oraz pracami eksperymentalnymi na modelach zwierzęcych3,12,13.
Małe zwierzęta, takie jak szczury, są z natury związane z niższymi kosztami eksperymentów i utrzymania oraz mniejszym zapotrzebowaniem na specjalistyczny sprzęt. Średni całkowity czas operacji wynoszący mniej niż 60 min...

Pęknięcie tętniaka tętnicy mózgowej powoduje zagrażający życiu krwotok prowadzący do udaru, trwałego uszkodzenia neurologicznego lub śmierci. Pęknięciu można zapobiec poprzez mikrochirurgiczne przycinanie lub wewnątrznaczyniową niedrożność tętniaka. Leczenie zapobiegające wzrostowi i pęknięciu tętniaka nie zostało jeszcze ustalone.
Eksperymentalne modele tętniaków workowych są potrzebne do badania biologii tętniaków tętnic oraz do testowania nowych urządzeń i strategii terapeutycznych. W tym celu opracowano i opublikowano kilka różnych modeli u różnych gatunków1. Większe modele tętniaków u świń, psów i królików są korzystnie wykorzystywane do testowania innowacji wewnątrznaczyniowych w złożonej architekturze tętniaka1,2. Z drugiej strony modele tętniaków myszy pozwalają na testowanie pytań badawczych u genetycznie zmodyfikowanych gatunków3,4 i ułatwiają wyjaśnienie biologii tętniaka na poziomie komórkowym i molekularnym znacznie lepiej niżwiększe gatunki1. Chociaż wewnątrznaczyniowe zastosowanie urządzenia przezszyjnego i transbiodrowego jest ograniczone do większych szczurów (>400-500 g) i stentów mniejszych niż 2,0 mm i 1,5 mm o średnicy5,6, stenty można również umieszczać poprzez bezpośrednie wprowadzenie do segmentu aorty brzusznej, w którym znajdują się eksperymentalne tętniaki. Wcześniejsze prace z wykorzystaniem szczurzego mikrochirurgicznego modelu tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej wykazały jego wykonalność w testowaniu nowych urządzeń zatorowych i jego zastosowanie w badaniu molekularnych podstaw biologii tętniaka3,7.
Wiele z obecnie publikowanych eksperymentalnych modeli tętniaków workowatych wymaga drogiego sprzętu, specjalnych warunków (np. sterylnych sal operacyjnych z możliwością fluoroskopii), kompetencji w zakresie radiologii interwencyjnej lub użycia drogich gatunków. Wymogi te ograniczają powszechne stosowanie tych modeli i prowadzą do stosowania różnych modeli w różnych laboratoriach, co utrudnia, jeśli nie uniemożliwia, porównywanie danych i metaanalizę. Prosty, solidny i niedrogi model eksperymentalny jest potrzebny jako ustandaryzowane narzędzie, które może być używane w ustandaryzowany sposób w różnych laboratoriach w celu uzyskania porównywalnych wyników z różnych instytucji. W tym celu stworzyliśmy model tętniaka workowatego tętnicy tętniczej ze ścianą boczną aorty szczura.
Celem tego raportu jest przedstawienie krok po kroku instrukcji proceduralnych, informacji o niezbędnym sprzęcie oraz omówienie ważnych cech anatomicznych i chirurgicznych dla skutecznego mikrochirurgicznego tworzenia tętniaków ściany bocznej aorty brzusznej u szczura.

<table><tbody><tr><td>Medetomidyna</td><td></td><td></td><td>Dowolna generyka</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td></td><td></td><td>Dowolna generyczka</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>Dowolna rodzajowa</td></tr> Sól <tr><td>fizjologiczna</td><td></td><td></td><td></td>buforowana</tr><tr><td>fosforanem Dodecylosiarczan sodu (0,1%)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3-0 wchłanialny szew</td><td>Ethicon Inc., USA</td><<td>a name="RANGE! C7">VCP824G</a></td><td></td></tr><tr><td>5-0 niewchłanialny szew</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>8618G</td><td></td></tr><tr><td>6-0 niewchłanialny jedwabny szew</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>C0761060</td><td></td></tr><tr><td>9-0 nylonowy mikroszew</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>G1118471</td><td></td></tr><tr><td>Spongostan</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>MS0002</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>Leica, Niemcy</td><td>Cyfrowa kamera mikroskopowa M651</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sony, Japonia</td><td>SSC-DC58AP</td><td></td></tr><tr><td>Standardowe instrumenty chirurgiczne</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>Protokół wielokrotnego</td><td>widzenia 1.4</td></tr><tr><td>Instrumenty mikrochirurgiczne</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>Protokół wielokrotnego</td><td>widzenia 1.5</td></tr><tr><td>Aplikator klipsów naczyniowych</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>FT495T</td><td></td></tr><tr><td>Tymczasowe zaciski naczyniowe</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>FT250T</td><td></td></tr><tr><td>Graph Pad Prism oprogramowanie statystyczne&nbsp;</td><td>GraphPad Software, San Diego, California, USA</td><td></td><td>V 6.02 dla Windows</td></tr></tbody></table>

mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej helsinki rat

The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Eksperymentalne modele tętniaków workowatych są niezbędne do testowania nowych opcji i urządzeń do leczenia chirurgicznego i wewnątrznaczyniowego, zanim zostaną wprowadzone do praktyki klinicznej. Ponadto potrzebne są modele eksperymentalne, aby wyjaśnić złożoną biologię tętniaka prowadzącą do pęknięcia tętniaków workowych.
Kilka różnych rodzajów eksperymentalnych modeli tętniaków workowatych zostało ustalonych u różnych gatunków. Wiele z nich wymaga jednak specjalnych umiejętności, drogiego sprzętu lub specjalnego środowiska, co ogranicza ich powszechne stosowanie. Prosty, solidny i niedrogi model eksperymentalny jest potrzebny jako ustandaryzowane narzędzie, które może być używane w ustandaryzowany sposób w różnych instytucjach.
Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej szczura łączy w sobie możliwość studiowania zarówno nowych strategii leczenia wewnątrznaczyniowego, jak i molekularnych podstaw biologii tętniaków w ustandaryzowany i niedrogi sposób. Standaryzowane przeszczepy pod względem kształtu, rozmiaru i geometrii są pobierane z zstępującej aorty piersiowej szczura dawcy, a następnie przeszczepiane szczurowi syngennemu biorcy. Tętniaki są zszywane od końca do boku za pomocą ciągłych lub przerywanych szwów nylonowych 9-0 do aorty podnerkowej brzusznej.
Przedstawiamy instrukcje proceduralne krok po kroku, informacje o niezbędnym sprzęcie oraz omawiamy ważne szczegóły anatomiczne i chirurgiczne dla udanego mikrochirurgicznego stworzenia tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej u szczura.

Seria pilotażowa obejmowała 14 szczurów. Następnie, w okresie od marca do września 2012 roku, łącznie 84 zwierzęta zostały poddane operacjom zgodnie z przedstawionym protokołem na potrzeby kilku projektów badawczych. Dodatkowe 29 zwierząt posłużyło jako dawcy tętniczych przeszczepów workowatych. Pozostałe eksperymenty przeprowadzono z wykorzystaniem wcześniej przygotowanych przeszczepów, pobranych i przechowywanych z poprzednich doświadczeń z użyciem szczurów tej samej płci, szczepu, masy ciała i wieku.
<p class="jov...

Mikrochirurgiczne tętniaki ściany bocznej u szczurów powstają w wyniku zespolenia przeszczepu aorty z boku do końca. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy szczegóły anatomiczne i chirurgiczne, aby pomyślnie stworzyć eksperymentalnego tętniaka workowatego.

Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat

Experimental saccular aneurysm models are necessary for testing novel surgical and endovascular treatment options and devices before they are introduced ...

Helsiński model tętniaka ściany bocznej u szczura stworzony metodą mikroschirurgiczną. Poniższy film zawiera szczegółowe opisy najważniejszych cech modelu mikroschirurgicznego tętniaka ściany bocznej u szczura, opracowanego w Departamencie Neurochirurgii Szpitala Uniwersyteckiego w Helsinkach w Finlandii. Przedstawiamy instrukcje procedury krok po kroku, informacje o niezbędnym sprzęcie oraz omawiamy istotne szczegóły anatomiczne i chirurgiczne niezbędne do skutecznego mikroschirurgicznego stworzenia tętniaka ściany bocznej u szczura, w tym sprzęt i materiały eksploatacyjne.Pomieszczenie do operacji małych zwierząt musi być ciche i aseptyczne, a temperatura w pomieszczeniu powinna być utrzymywana na poziomie 23 ± 3°C. Do przeprowadzenia eksperymentalnej operacji tętniaka wymagany jest następujący minimalny zestaw sprzętu. Idealnie jest, jeśli mikroskop chirurgiczny nablatowy jest wyposażony w dodatkowy okular dla asystenta oraz cyfrową kamerę mikroskopową.Nieporowata, wielorazowa powierzchnia operacyjna oraz możliwa do czyszczenia powierzchnia do instrumentów są wykorzystywane w celu ochrony blatu laboratoryjnego. Zużywalne materiały obejmują środki do dezynfekcji skóry, fizjologiczną linię komórkową, wymiatarki mniejsze i większe. Przygotowano złote wymiatarki oraz materiały szewne, w tym mikrosutury 9-0, niewchłanialne sutury 5-0 oraz wchłanialne sutury 3-0.Wymagane są następujące standardowe instrumenty chirurgiczne: nożyczki chirurgiczne, pinceta tkankowa, rozwieracz do tkanek miękkich lub retraktor samopodtrzymujący oraz dwa chirurgiczne zaciski typu mosquito. Podstawowy zestaw instrumentów mikrosurgicalnych obejmuje zakrzywiony uchwyt do mikroirygieł, jedną zakrzywioną i dwie proste mikropincety oraz proste lub zakrzywione mikronożyczki. Instrumenty mikrosurgicalne należy przechowywać w naczyniu nerce wypełnionym sterylnym roztworem linii komórkowej, aby zapobiec przywieraniu tkanek i utrzymać ich czystość.Podczas operacji. Pojemnik nerkowy wyłożono gumową matą lub rękawiczką chirurgiczną, aby zapobiec uszkodzeniu końcówek mikroinstrumentów. Dodatkowo potrzebne są aplikator do klipsów naczyniowych oraz trzy tymczasowe atraumatyczne zaciski naczyniowe.Ważne jest, aby użyte zaciski miały niską siłę docisku, aby zapobiec uszkodzeniu bardzo cienkiej ściany aorty szczura. Przygotowujemy również linijkę z podziałką 0,5 mm, małą kolorową gumową podkładkę oraz krótką tępą igłę. Znieczulonego szczura dobiera się według masy ciała, stosując podskórny wtrysk chlorowodorku meperidyny w dawce 0,4 mg/kg oraz dostrychompereatonalny wtrysk chlorowodorku ketaminy w dawce 60 mg/kg. Przed nacięciem skóry należy sprawdzić brak odruchu na uszczypnięcie, aby potwierdzić, że szczur jest w pełni znieczulony. Głębokość znieczulenia należy monitorować co 15 minut podczas operacji, śledząc częstotliwość oddechów, tętno oraz reakcję na bodźce bólowe.W celu zapewnienia przeciwbólowego działania w okresie pooperacyjnym podaje się podskórnie buprenorfinę w dawce 0,03 mg/kg, powtarzając dawkę w razie potrzeby co 12 godzin. Następnie przeprowadza się pobranie przeszczepu z aorty szczura. Szczura ustawia się w pozycji grzbietnej, a przednie i tylne kończyny unieruchamia taśmą chirurgiczną, unikając napinania lub ucisku skóry.Zastosuj dwa bodźce uciśnięcia w celu potwierdzenia, że szczur nie reaguje, zanim otworzysz jamę klatki piersiowej. Bezpośrednio po otwarciu jamy klatki piersiowej szczura utuli się poprzez podanie przedawkowanej dawki chlorowodorku ketaminy drogą wewnątrzsercową, a płuca zostaną przesunięte na prawą stronę serca. Pień płucny, lewa żyła podobojczykowa, lewa żyła głowowa, żyła CVA oraz żyła ATUs utrudniają pobranie proksymalnej części aorty piersiowej ze względu na obecność tych wyraźnych żył.Istnieje dogodny punkt wyjścia do rozpoczęcia preparowania zstępującej aorty piersiowej przy użyciu mikronożyczek i mikropincet. Należy prowadzić aortę piersiową od ściany grzbietowej klatki piersiowej w górę, w kierunku łuku aorty, stosując delikatną tępą retrakcję i preparowanie kleszczykami chirurgicznymi typu mosquito; naczynia są zaciskane, a następnie przecinane nożyczkami. Kleszczyki pozostają założone na naczyniach i służą jako retraktory do odsłonięcia leżącego pod nimi łuku aorty.Ligaturę umieszcza się tuż powyżej pierwszej tętnicy międzyżebrowej odchodzącej od aorty. Następnie aortę zstępującą przecina się tuż poniżej lewej tętnicy podobojczykowej, a potem poniżej ligatury. Można zastosować drenaż, aby uzyskać prostopadłą standaryzowaną geometrię tętniaka lub, jeśli jest to konieczne, aby uzyskać określony kąt między osią tętniaka a aortą.Pomiar szerokości i długości przeszczepu. Pobrane przeszczepy mogą zostać niezwłocznie wszczepione szczurom biorcom lub poddane dalszej obróbce w celu decelularyzacji ściany przeszczepu. Decelularyzowane przeszczepy można przechowywać w temperaturze minus cztery stopni Celsjusza do czasu reimplantacji.W późniejszym terminie. Wykazano, że decelularyzacja ściany tętniaka predysponuje do powiększania tętniaka w procesie tworzenia tętniaka. Po znieczuleniu zwierzęcia, należy wygolić sierść z miejsca operacyjnego i oczyścić skórę odpowiednim środkiem dezynfekcyjnym, następnie ułożyć szczura w pozycji na plecach, unieruchamiając obie przednie i tylne kończyny za pomocą taśmy chirurgicznej, nie wywierając przy tym rozciągania ani ucisku na skórę, oraz wygiąć grzbiet, umieszczając pod odcinkiem lędźwiowym gruby marker lub pisak. Ważne jest uzyskanie jak największej lordozy kręgosłupa lędźwiowego, aby poprawić ekspozycję przestrzeni zaotzewnowej oraz dostęp do aorty podnerkowej, co ułatwia mikroschirurgiczne zespolenie; należy sprawdzić brak odruchu na podwójne uszczypnięcie, aby potwierdzić, że szczur jest w pełni znieczulony przed nacięciem skóry.Po nacięciu linii środkowej jelita cienkie oraz wyraźnat saum są przesuwane w prawo lub w lewo. Więzadło znajdujące się pomiędzy jelitem cienkim a okrężnicą zstępującą jest przecinane w kierunku kranialnym. Aby uzyskać szerszy dostęp do grzbietowej ściany ciała, stosuje się rozwierak samopodtrzymujący, który odsuwa pętle jelitowe.Idealne miejsce anastomozy tętniaka wewnątrz naczyniowej znajduje się na poziomie między żyłą nerkową a żyłą biodrowo-lędźwiową. Podczas preparacji aorta brzuszna znajduje się w przestrzeni zaotrzewnowej, zanurzona w tkance tłuszczowej. Szczególną uwagę należy zwrócić na parzyste, niemal przezroczyste moczowody oraz naczynia jawodowe.Wymagane jest dalsze odsuniecie jelit. Można użyć większych gazików typu ghost swab. Brzuszną powierzchnię grzbietowej ściany ciała pokrywa cienki otrzewna ścienna.Po otwarciu można zwizualizować aortę, przeprowadzając ostrożną preparację ostrą i tępą aorty brzusznej. Aby uniknąć uszkodzenia ściany naczynia, należy chwytać wyłącznie tkankę okołonaczyniową. Często z grzbietowej powierzchni aorty brzusznej odchodzą małe tętnice lędźwiowe jako naczynia segmentowe, co może utrudniać preparację.Zastosowanie zakrzywionych mikropincet może ułatwić ligature. Podwiązanie i przecięcie naczynia w głębi jest konieczne, aby uniknąć cofającego się przesiąkania krwi. Podczas szycia tętniaka pod aortę brzuszną kładzie się kolorową gumową podkładkę, którą wyściela się małym tamponem z luźnej tkanki łącznej, a następnie usuwa się AIA na poziomie planowanego miejsca anastomozy.Tętnicę brzuszną zakładamy najpierw dystalnie od miejsca anastomozy, a następnie proksymalnie. Zapewnia to pełne wypełnienie naczynia i ułatwia późniejszą arteriotomię. Arteriotomię wykonuje się za pomocą prostych lub zakrzywionych mikronożyczek.Mikropinceta podtrzymuje niewielki fragment ściany naczynia, aby wyciąć kształt eliptyczny. Tętnica zostaje dokładnie przepłukana linią komórkową w obu kierunkach przy użyciu igły o tępym zakończeniu. Pierwsze dwa szwy tego zespolenia koniec-do-boku zostają umieszczone na proksymalnym i dystalnym końcu arteriotomii.W tym momencie wykonuje się szwy, stosując technikę szwu ciągłego lub przerywanego. W przypadku wyboru szwów przerywanych, najpierw zakłada się szew na godzinie dziewiątej od strony tylnej. Należy unikać chwytania ściany naczynia mikropincetą.W miarę możliwości należy upewnić się, że każdy szew przechodzi przez wszystkie warstwy ściany. Kolejne szwy mogą być rozmieszczone w odstępach, zaczynając od miejsca sąsiadującego z pierwszym szwem w obrębie ścian. AIA jest chwytać ostrożnie, unikając ściskania lub pochwycenia błony wewnętrznej.Po zakończeniu szycia ściany tylnej sprawdzana jest część endoluminalna anastomozy. W przypadku niewłaściwie umieszczonych szwów, te same czynności w tej samej kolejności wykonuje się teraz na przedniej stronie anastomozy, zwracając szczególną uwagę na pierwszy z trzech węzłów. Procedurę należy przeprowadzać pewnie, lecz bez nadmiernego dociągania.Po zakończeniu endocytozy miejsce to płucze się linią komórkową, a następnie w pierwszej kolejności usuwa się zacisk dystalny, aby umożliwić cofanie się krwi. W przypadku wystąpienia wyraźnego krwawienia w wyniku cofania się krwi może być konieczne założenie dodatkowego szwu. W razie niewielkiego przesiąkania krwi hemostazę można uzyskać poprzez delikatny ucisk w miejscu krwawienia.Użyto małego kawałka zamiennika naczyniowego. Następnie usunięto proksymalny zacisk naczyniowy. Stronę anastomozy przepłukano raz jeszcze, a pozostałe końce ligatury w kopule tętniaka odcięto. Prześwit dystalnej tętnicy brzusznej oceniono za pomocą bezpośredniego testu uciskania (milking test).Arkusz plastiku oraz znajdujący się pod nim mały tampon z gazika zostają usunięte. Pulsująca krew wewnątrz stworzonego tętniaka jest wyraźnie widoczna. Linie szwów wokół anastomozy można przykryć małymi fragmentami tkanki tłuszczowej lub gąbką kolagenową w celu dodatniej hemostazy.Jeśli nadal występuje niewielkie przesiąkanie, usuwa się rozwieracz tkanek miękkich oraz gaziki. Podsumowując, helsiński model tętniaka u szczura jest szybką, niedrogą i powtarzalną metodą tworzenia eksperymentalnych tętniaków, które są standaryzowane pod względem wielkości, kształtu i konfiguracji geometrycznej tętniaka w stosunku do tętnicy macierzystej.

the-helsinki-rat-microsurgical-sidewall-aneurysm-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model mikrochirurgicznego tętniaka ściany bocznej szczura w Helsinkach

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Modyfikacje histologiczne i biochemiczne po wykluczeniu endoprzeszczepu tętniaka są nadal niejasne. Opisujemy nowy model implantacji endprzeszczepu na tętniaku myszy. Dzięki analizie skrzepliny z utrzymującym się interfejsem krążącego krwiobiegu i bez niego oraz ocenie nowych biomateriałów wewnątrznaczyniowych, model ten pomoże lepiej zrozumieć patobiologię wykluczenia tętniaka wewnątrznaczyniowego.

Nowy mysi model wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaka aorty

Opisany poniżej model uszkodzenia balonu szyjnego u szczura pozwala badaczom ocenić leki lub terapie, które negują przerost tętnic wywołany urazem. Opisano szczegółowe przygotowanie przedoperacyjne, zabieg chirurgiczny i opiekę pooperacyjną nad zwierzęciem.

Model uszkodzenia balonu szyjnego szczura do testowania terapii przeciwnaczyniowej

Wprowadzenie cewnika poliuretanowego do światła aorty i podwiązanie szwem aorty powoduje przewlekłe niedotlenienie z powodu hipoperfuzji naczynia krwionośnego przybyszowego. W artykule opisano nowy zwierzęcy model tętniaka aorty brzusznej (AAA) o charakterystyce podobnej do AAA u ludzi.

Stworzenie modelu tętniaka aorty brzusznej u gryzoni poprzez zablokowanie przybyszowej perfuzji naczynia krwionośnego

Powtarzalne eksperymentalne modele zwierzęce są potrzebne do testowania nowych materiałów embolizacyjnych, które zostały zaprojektowane do leczenia wewnątrznaczyniowej niedrożności tętniaków wewnątrzczaszkowych (IA). Niniejsze badanie ma na celu opracowanie bezpiecznej i ustandaryzowanej techniki chirurgicznej embolizacji tętniaków worka w stentach w modelu zwierzęcym szczura.

Biodegradowalny stent magnezowy Leczenie tętniaków worka workowego na modelu szczurzym - wprowadzenie techniki chirurgicznej

Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Tutaj tworzymy nowatorski szczurzy model zakrzepicy zatoki strzałkowej (SSS) metodą Sprague'a-Dawleya (SD) za pomocą metody embolizacji nici, a stabilność i niezawodność modelu zostały zweryfikowane.<br...

Ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej

Przeprowadziliśmy jednopunktowe, lipofilowe wstrzyknięcie znacznika komórkowego w celu śledzenia komórek śródbłonka, a następnie arteriotomię i zszycie tętniaków ściany bocznej na aorcie szczura w jamie brzusznej. Tworzenie się neointima wydawało się zależne od tętnicy macierzystej w tętniakach pozbawionych komórek i było promowane przez rekrutację z komórek ściany tętniaka w ważnych ścianach bogatych w komórki.

Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Niniejszy protokół opisuje standaryzowaną metodę chirurgiczną indukcji tętniaków szyjnych w modelu mysim poprzez pojedynczą operację chirurgiczną.

Model myszy powstawania tętniaka szyjnego

Poznaj mikrochirurgiczną metodę tworzenia tętniaka ściany bocznej u szczurów z wykorzystaniem modelu Helsinki. Technika ta umożliwia standaryzowane badania eksperymentalne w neurochirurgii.

Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat

Przeglądaj więcej filmów