Name: Ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-16T21:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: Poznaj metodę oceny zmian wrażliwości na znieczulenie u myszy po interwencjach farmakologicznych. Wykorzystuje się odruch prostowania jako wskaźnik nieprzytomności w kontrolowanych warunkach komory inhalacyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez R01 GM088156 i T32 HL007713-18. Chcielibyśmy podziękować Billowi Pennie i Michaelowi Carmanowi z University of Pennsylvania Research Instrumentation Shop za ich pomoc w montażu naszego aparatu do odruchu prostego.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt opisane tutaj zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Pensylwanii.
1. Przegląd aparatury testującej
<ol>
	<li>Aparatura badawcza składa się z 24 przezroczystych akrylowych cylindrycznych komór o długości 10 cm i średnicy 5 cm (całkowita objętość 200 ml). Ten rozmiar jest odpowiedni dla typowej dorosłej myszy o wadze 25 g. Komory mają na każdym końcu porty do wlotu i wylotu gazu. Końcówka wylotowa jest zdejmowana, dzięki czemu zwierzęta można łatwo załadować do komory. Otwory portów gazowych są starannie uszczelnione taśmą teflonową, natomiast gumowe uszczelki o-ring służą do uszczelnienia zdejmowanego końca cylindrycznych komór.</li>
	<li>Każda komora jest zamontowana na stojaku, który znajduje się w łaźni wodnej. Stojak jest zamontowany w taki sposób, że zanurzona jest tylko dolna część komór (poniżej wlotów gazu). Aby zapewnić stabilność, tylny koniec komory opiera się na wsporniku, dzięki czemu cała komora znajduje się poziomo. Zapewnia to równomierny kontakt całej komory z wanną.</li>
	<li>Rurka polietylenowa łączy butlę tlenu z parownikiem znieczulającym, a następnie przechodzi przez przepływomierz o wydajności 10 l/min. Rurka dzieli się na 25 rezystorów o małej średnicy i równej długości, aby zapewnić równomierny przepływ do każdej z 24 komór i do analizatora czynnika.</li>
	<li>Przewody podciśnieniowe wychodzą z każdej komory na przeciwległym końcu wlotu gazu. Sprzyja to jednokierunkowemu przepływowi, który eliminuje ponowne wdychanie wydychanego dwutlenku węgla. Przewody podciśnieniowe łączą się na kolektorze, aby połączyć się z wewnętrznym przewodem ssawnym. Zawór odcinający wzdłuż głównego przewodu podciśnieniowego zapewnia warunki ciśnienia atmosferycznego w każdej komorze.</li>
	<li>Wanna jest wypełniona wystarczającą ilością wody, aby w pełni stykała się z dnem każdej komory. Woda krąży w wannie i jest utrzymywana na stałym poziomie 37 oC przez pompę.</li>
</ol>
2. Sprawdź system przed ekspozycją
<ol>
	<li>Sprawdzić, czy temperatura łaźni wodnej wynosi 37 °C przez cały czas trwania kąpieli.</li>
	<li>Przepływ tlenu z szybkością 5 l/min (200 ml/min na komorę + analizator czynnika). Zanurz każdą komorę pod wodą i poszukaj bąbelków lub przedostania się wody do komory, które wskazują na nieszczelności. Uszczelnij wszelkie wycieki przed rozpoczęciem eksperymentu.</li>
	<li>Do każdej komory podłącz przepływomierz o przepływie 500 ml/min w linii za komorą, aby upewnić się, że przepływy są zrównoważone w każdym z 25 przewodów gazowych. Gwarantuje to, że wejściowe przepływy 5 l/min zostaną równomiernie rozłożone, tak aby każda komora otrzymała przepływ 200 ml/min. Każda komora, która nie otrzymuje oczekiwanego przepływu, powinna mieć sprawdzone rurki doprowadzające i odpływowe pod kątem przeszkód.</li>
	<li>Skalibruj analizator środka, aby zapewnić odczyt 0,00% izofluranu, gdy przepływa 100% tlenu.</li>
</ol>
3. Transponder temperatury implantu
<ol>
	<li>Na tydzień przed habituacją znieczulij każdą mysz 2% izofluranem.</li>
	<li>Wysterylizuj obszar szyi grzbietowej za pomocą betadyny.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie transponder temperatury między łopatki za pomocą sterylnej, fabrycznie dołączonej igły do wstrzykiwaczy.</li>
	<li>Należy codziennie monitorować miejsce wstrzyknięcia pod kątem zakażenia i migracji transpondera.</li>
</ol>
4. Przyzwyczaj zwierzęta do komór testowych
<ol>
	<li>Cztery dni przed pierwszą oceną umieść wszystkie myszy w indywidualnych komorach na 2 godziny z przepływem 100% tlenu.</li>
	<li>Powtarzaj krok 4.1 codziennie przez cztery dni przed oceną, aby uniknąć zakłócających skutków stresu spowodowanego nowym środowiskiem.</li>
</ol>
5. Przeprowadź interwencję farmakologiczną, którą chcesz przetestować pod kątem wpływu na wrażliwość anestezjologiczną
<ol>
	<li>Interwencja ta może polegać na stereotaktycznym wstrzyknięciu w określoną część mózgu24, wstrzyknięciu dożylnym lub dootrzewnowym25 lub podaniu leku do określonego obszaru mózgu za pomocą kaniuli26.</li>
	<li>Ponieważ procedury te same w sobie mogą zmienić wrażliwość anestezjologiczną w porównaniu z naiwnym zwierzęciem, właściwa grupa kontrolna powinna przejść tę samą procedurę z wstrzyknięciami do nośnika.</li>
	<li>Upewnij się, że interwencja farmakologiczna ma odpowiednio długi czas działania, jeśli planujesz stopniowe zwiększanie i/lub zmniejszanie wrażliwości na znieczulenie, jak pokazano w kroku 6 poniżej; w przeciwnym razie przejdź do kroku 7.</li>
</ol>
6. Ocena wrażliwości środka znieczulającego za pomocą krokowego oznaczania EC50 dla indukcji i wynurzania
<ol>
	<li>Umieść każde zwierzę w indywidualnych komorach, w których przepływa 100% tlenu.</li>
	<li>Ustaw stężenie izofluranu na 0,4%* na 15 min. W ciągu ostatnich 2 minut tego okresu oceń odruch prostowania każdego zwierzęcia, delikatnie obracając komorę, aż mysz zostanie umieszczona na grzbiecie. Odruch prostowania uważa się za nienaruszony wtedy i tylko wtedy, gdy mysz jest w stanie przywrócić wszystkie swoje łapy na podłogę komory w ciągu 2 minut.
	<ol>
		<li>*Należy pamiętać, że 0,4% izofluranu jest dawką subhipnotyczną u myszy C57BL/6J. Jeśli któreś z myszy straci odruch prostowania w pierwszym kroku, początkowa dawka była zbyt duża i powinna być zmniejszana w kolejnych dniach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz stan odruchu prostowania dla każdej myszy i przeskanuj każdą mysz w poszukiwaniu danych o temperaturze. Rekord szablonu przedstawiono w tabeli 1.</li>
	<li>Zwiększać stężenie izofluranu o ~0,05% przez 15 minut i powtórzyć krok 7.2. Kontynuuj to, aż wszystkie zwierzęta stracą odruch prostowania.</li>
	<li>Fakultatywnie: powtórzyć tę samą procedurę dla stopniowego zmniejszania dawek izofluranu, aż wszystkie zwierzęta odzyskają odruch prostowania (patrz krok 6.3).</li>
	<li>Aby zakończyć eksperyment, wyłącz izofluran i przepłucz cały układ 100% tlenem przez 15 minut. Pomoże to zapobiec niedotlenieniu, gdy myszy dojdą do siebie przed powrotem do klatek domowych i ochroni eksperymentatora przed ekspozycją na środek znieczulający.</li>
	<li>Opcjonalnie: jeśli liczba zwierząt lub liczba stężeń środka znieczulającego są ograniczone ze względu na ograniczenia dotyczące zasobów lub czasu, oszacowania parametrów dopasowania krzywej – w szczególności nachylenia wzgórza – mogły być niedoszacowane, co skutkuje fałszywie niskim błędem. W takich przypadkach może być konieczne powtórzenie pomiaru czułości znieczulenia opisanego w krokach 6.1-6.6 w ciągu maksymalnie dwóch dodatkowych dni doświadczalnych, aby w pełni uzyskać rzeczywisty parametr nachylenia wzgórza i odpowiadające mu oszacowanie błędu.</li>
</ol>
7. Oceń krótkoterminowe zmiany wrażliwości na środki znieczulające wraz z czasem do pojawienia się
<ol>
	<li>Umieść każde zwierzę w indywidualnych komorach, w których przepływa 100% tlenu.</li>
	<li>Ustawić stężenie izofluranu na 1,2%, co odpowiada indukcji ED99 dla myszy C57BL / 6J typu dzikiego20. Utrzymać przez 30-60 minut, w zależności od przewidywanego czasu działania ostrej interwencji.</li>
	<li>Potwierdź LORR u wszystkich zwierząt, delikatnie obracając każdą komorę, aż myszy zostaną umieszczone na grzbietach.</li>
	<li>Wyłącz izofluran i płyń 100% tlenu. Zmierz czas, po którym każde zwierzę odzyska odruch prostowania. Jest to definiowane przez ułożenie wszystkich czterech łap na dnie komory i potwierdzane przez obecność trzech kolejnych testów z nienaruszonym odruchem prostującym.</li>
</ol>

<ol><li>Meyer, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zur+theorie+der+alkoholnarkose.+I.+Mittheilung.+Welche+Eigenschaft+der+An%23228%3Bsthetica+bedingt+ihre+narkotische+Wirkung%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn+Schmiedebergs+Arch.+Exp.+Pathol.+Pharmakol%22%5BJournal%5D)">Zur theorie der alkoholnarkose. I. Mittheilung. Welche Eigenschaft der An#228;sthetica bedingt ihre narkotische Wirkung?</a> Naunyn Schmiedebergs Arch. Exp. Pathol. Pharmakol. 42, 109-137 Forthcoming.</li>
<li>Overton, C. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOverton%2C+CE+%22Studien+%C3%BCber+die+Narkose%3A+Zugleich+ein+Beitrag+zur+allgemeinen+Pharmakologie%22">Studien über die Narkose: Zugleich ein Beitrag zur allgemeinen Pharmakologie</a>. , Fischer. Jena. (1901).</li>
<li>Bignall, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ontogeny+of+levels+of+neural+organization%3A+the+righting+reflex+as+a+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Ontogeny of levels of neural organization: the righting reflex as a model.</a> Exp. Neurol. 3 (3), 566-573 (1974).</li>
<li>Franks, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+anaesthesia%3A+from+molecular+targets+to+neuronal+pathways+of+sleep+and+arousal%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">General anaesthesia: from molecular targets to neuronal pathways of sleep and arousal.</a> Nat. Rev. Neurosci. 9 (5), 370-386 (2008).</li>
<li>Smith, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+laboratory+animals+to+some+injectable+anaesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Responses of laboratory animals to some injectable anaesthetics.</a> Lab. Anim. 27 (1), 30-39 (1993).</li>
<li>Schernthaner, A., Lendl, C., Busch, R., Henke, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+evaluation+of+three+medetomidine--midazolam--ketamine+combinations+for+neutering+of+ferrets+%28Mustela+putorius+furo%29%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Berliner+und+M%C3%BCnchener+tier%C3%A4rztliche+Wochenschrift%22%5BJournal%5D)">Clinical evaluation of three medetomidine--midazolam--ketamine combinations for neutering of ferrets (Mustela putorius furo)].</a> Berliner und Münchener tierärztliche Wochenschrift. 121 (1-2), 1-10 (2008).</li>
<li>Mohammad, F. K., Zangana, I. K., Abdul-Latif, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medetomidine+sedation+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Zentralblatt+f%C3%BCr+Veterin%C3%A4rmedizin.+Reihe+A%22%5BJournal%5D)">Medetomidine sedation in sheep.</a> Zentralblatt für Veterinärmedizin. Reihe A. 40 (5), 328-331 (1993).</li>
<li>Nicholls, E. A., Louie, G. L., Prokocimer, P. G., Maze, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Halothane+anesthetic+requirements+are+not+affected+by+aminophylline+treatment+in+rats+and+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Halothane anesthetic requirements are not affected by aminophylline treatment in rats and dogs.</a> Anesthesiology. 65 (6), 637-641 (1986).</li>
<li>Tung, A., Szafran, M. J., Bluhm, B., Mendelson, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+Deprivation+Potentiates+the+Onset+and+Duration+of+Loss+of+Righting+Reflex+Induced+by+Propofol+and+Isoflurane%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Sleep Deprivation Potentiates the Onset and Duration of Loss of Righting Reflex Induced by Propofol and Isoflurane.</a> Anesthesiology. 97 (4), 906-911 (2002).</li>
<li>Pal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+Minimum+Alveolar+Concentration+for+Isoflurane+and+Sevoflurane+in+a+Rodent+Model+of+Human+Metabolic+Syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth%22%5BJournal%5D)">Determination of Minimum Alveolar Concentration for Isoflurane and Sevoflurane in a Rodent Model of Human Metabolic Syndrome.</a> Anesth. 2 (2), 297-302 (2012).</li>
<li>Eger, E. I., Saidman 2nd,, J, L., Brandstater, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+dependence+of+halothane+and+cyclopropane+anesthesia+in+dogs%3A+correlation+with+some+theories+of+anesthetic+action%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Temperature dependence of halothane and cyclopropane anesthesia in dogs: correlation with some theories of anesthetic action.</a> Anesthesiology. 26 (6), 764-770 (1965).</li>
<li>Vitez, T. S., White, P. F., Eger, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2nd+Effects+of+hypothermia+on+halothane+MAC+and+isoflurane+MAC+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">2nd Effects of hypothermia on halothane MAC and isoflurane MAC in the rat.</a> Anesthesiology. 41 (1), 80-81 (1974).</li>
<li>Antognini, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermia+eliminates+isoflurane+requirements+at+20+degrees+C%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Hypothermia eliminates isoflurane requirements at 20 degrees C.</a> Anesthesiology. 78 (6), 1152-1156 (1993).</li>
<li>McKenzie, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+temperature+on+the+anaesthetic+potency+of+halothane%2C+enflurane+and+ethanol+in+Daphnia+magna+%28Cladocera%3A+Crustacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Comp.+Biochem.+Physiol.+C%22%5BJournal%5D)">Effects of temperature on the anaesthetic potency of halothane, enflurane and ethanol in Daphnia magna (Cladocera: Crustacea).</a> Comp. Biochem. Physiol. C. 101 (1), 15-19 (1992).</li>
<li>Icaza, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane-Induced+Changes+in+Righting+Response+and+Breathing+are+Modulated+by+RGS+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth.+Analg%22%5BJournal%5D)">Isoflurane-Induced Changes in Righting Response and Breathing are Modulated by RGS Proteins.</a> Anesth. Analg. 109 (5), 1500-1505 (2009).</li>
<li>Drexler, B., Antkowiak, B., Engin, E., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+anesthetic+targets+by+mouse+molecular+genetics+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Can%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of anesthetic targets by mouse molecular genetics approaches.</a> Can. 2 (2), 178-190 (2011).</li>
<li>Wafford, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiating+the+role+of+gamma-aminobutyric+acid+type+A+%28GABAA%29+receptor+subtypes%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem%22%5BJournal%5D)">Differentiating the role of gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptor subtypes.</a> Biochem. 32 (Pt3), 553-556 (2004).</li>
<li>Lakhlani, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substitution+of+a+mutant+%CE%B12a-adrenergic+receptor+via+%22hit+and+run%22+gene+targeting+reveals+the+role+of+this+subtype+in+sedative%2C+analgesic%2C+and+anesthetic-sparing+responses+in%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Substitution of a mutant α2a-adrenergic receptor via "hit and run" gene targeting reveals the role of this subtype in sedative, analgesic, and anesthetic-sparing responses in.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (18), 9950-9955 (1997).</li>
<li>Sonner, J. M., Gong, D., Eger, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naturally+Occurring+Variability+in+Anesthetic+Potency+Among+Inbred+Mouse+Strains%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth%22%5BJournal%5D)">Naturally Occurring Variability in Anesthetic Potency Among Inbred Mouse Strains.</a> Anesth. 91 (3), 720-726 (2000).</li>
<li>Sun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+throughput+modular+chambers+for+rapid+evaluation+of+anesthetic+sensitivity%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Anesthesiol%22%5BJournal%5D)">High throughput modular chambers for rapid evaluation of anesthetic sensitivity.</a> BMC Anesthesiol. 6 (1), 13(2006).</li>
<li>Hu, F. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypnotic+Hypersensitivity+to+Volatile+Anesthetics+and+Dexmedetomidine+in+Dopamine+%CE%B2-Hydroxylase+Knockout+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Hypnotic Hypersensitivity to Volatile Anesthetics and Dexmedetomidine in Dopamine β-Hydroxylase Knockout Mice.</a> Anesthesiology. , (2012).</li>
<li>Kelz, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+essential+role+for+orexins+in+emergence+from+general+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">An essential role for orexins in emergence from general anesthesia.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (4), 1309-1314 (2008).</li>
<li>Moore, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Activation+of+Sleep-Promoting+VLPO+Neurons+by+Volatile+Anesthetics+Contributes+to+Anesthetic+Hypnosis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr%22%5BJournal%5D)">Direct Activation of Sleep-Promoting VLPO Neurons by Volatile Anesthetics Contributes to Anesthetic Hypnosis.</a> Curr. 22 (21), 2008-2016 (2012).</li>
<li>Kirby, E. D., Jensen, K., Goosens, K. A., Kaufer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotaxic+Surgery+for+Excitotoxic+Lesion+of+Specific+Brain+Areas+in+the+Adult+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat.</a> J. Vis. Exp. (65), e4079(2012).</li>
<li>Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+Restraint+and+Common+Compound+Administration+Routes+in+Mice+and+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats.</a> J. Vis. Exp. (67), e2771(2012).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880(2008).</li>
<li>Szymusiak, R., Alam, N., Steininger, T. L., McGinty, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-waking+discharge+patterns+of+ventrolateral+preoptic%2Fanterior+hypothalamic+neurons+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Sleep-waking discharge patterns of ventrolateral preoptic/anterior hypothalamic neurons in rats.</a> Brain Res. (1-2), 178-188 (1998).</li>
<li>Nelson, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sedative+component+of+anesthesia+is+mediated+by+GABAA+receptors+in+an+endogenous+sleep+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The sedative component of anesthesia is mediated by GABAA receptors in an endogenous sleep pathway.</a> Nat. Neurosci. 5 (10), 979-984 (2002).</li>
<li>Li, K. Y., Guan, Y., Krnjević, K., Ye, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propofol+Facilitates+Glutamatergic+Transmission+to+Neurons+of+the+Ventrolateral+Preoptic+Nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Propofol Facilitates Glutamatergic Transmission to Neurons of the Ventrolateral Preoptic Nucleus.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1271-1278 (2009).</li>
<li>Friedman, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Conserved+Behavioral+State+Barrier+Impedes+Transitions+between+Anesthetic-Induced+Unconsciousness+and+Wakefulness%3A+Evidence+for+Neural+Inertia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A Conserved Behavioral State Barrier Impedes Transitions between Anesthetic-Induced Unconsciousness and Wakefulness: Evidence for Neural Inertia.</a> PLoS ONE. 5 (7), e11903(2010).</li>
<li>Lu, J., Greco, M. A., Shiromani, P., Saper, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+lesions+of+the+ventrolateral+preoptic+nucleus+on+NREM+and+REM+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effect of lesions of the ventrolateral preoptic nucleus on NREM and REM sleep.</a> J. Neurosci. 20 (10), 3830-3842 (2000).</li>
<li>Sun, X., Whitefield, S., Rusak, B., Semba, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+analysis+of+suprachiasmatic+nucleus+projections+to+the+ventrolateral+preoptic+area+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological analysis of suprachiasmatic nucleus projections to the ventrolateral preoptic area in the rat.</a> Eur. J. Neurosci. 14 (8), 1257-1274 (2001).</li>
<li>Ma, J., Shen, B., Stewart, L. S., Herrick, I. A., Leung, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+septohippocampal+system+participates+in+general+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The septohippocampal system participates in general anesthesia.</a> J. Neurosci. 22 (2), RC200(2002).</li>
<li>Leung, L. S., Ma, J., Shen, B., Nachim, I., Luo, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medial+septal+lesion+enhances+general+anesthesia+response%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Medial septal lesion enhances general anesthesia response.</a> Exp. Neurol. , (2013).</li>
<li>Solt, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methylphenidate+Actively+Induces+Emergence+from+General+Anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Methylphenidate Actively Induces Emergence from General Anesthesia.</a> Anesthesiology. 115 (4), 791-803 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Chociaż ocena LORR u pojedynczej myszy jest pozornie prostym zadaniem, to jednak konieczne jest utrzymanie identycznych warunków fizjologicznych u badanych w celu zebrania wiarygodnych danych od grupy zwierząt. Prezentowana tutaj ściśle regulowana aparatura LORR o dużej wydajności oferuje sposób na standaryzację eksperymentów i maksymalizację wydajności. Postępując zgodnie z podstawowymi zasadami termoregulacji i równomiernego rozkładu przepływu, system ten można łatwo odtworzyć i dostosować do indywidualnych potrzeb eks...

Znieczulenie ogólne jest definiowane przez ich zdolność do wywoływania odwracalnego stanu hipnozy u wielu różnych gatunków, jednak wyjaśnienie, jak tak różnorodna klasa leków może wywołać pojedynczy punkt końcowy, pozostaje nieuchwytne. Na przestrzeni lat wysunięto wiele teorii, począwszy od korelacji Meyera-Overtona między siłą działania środka znieczulającego a rozpuszczalnością w lipidach, która sugerowała ogólne zakłócenia błon jako podstawę hipnozy1,2. Nowsze dowody sugerują, że cele białkowe wpływające na sygnalizację neuronalną przyczyniają się do efektów znieczulających. Myszy okazały się niezastąpionym modelem do badania tych teorii ze względu na homologię między reakcją myszy na znieczulenie a ludzką. Chociaż nie można zapytać myszy o jej subiektywną świadomość w znieczuleniu ogólnym, pewne prymitywne odruchy służą jako użyteczne zastępcze miary hipnozy gryzoni. W ciągu pierwszych kilku dni po urodzeniu myszy rozwijają odruchową reakcję prostowania, która uniemożliwia im bierne ułożenie w pozycji leżącej3. Dawka znieczulenia, przy której mysz traci odruch prostowania, jest dobrze skorelowana z dawkami nasennymi u ludzi4.
Ocena utraty odruchu prostowania (LORR) stała się powszechnie stosowanym standardem laboratoryjnym do testowania wrażliwości na znieczulenie u myszy, a także wielu innych gatunków, w tym szczurów, świnek morskich, królików, fretek, owiec i psów5-8. Dawka danego środka znieczulającego, przy której wystąpi LORR u przedstawicieli gatunku, jest niezwykle stała, ale może być znacznie przesunięta przez czynniki środowiskowe. Na przykład szczury pozbawione snu są bardziej wrażliwe zarówno na lotne, jak i dożylne środki znieczulające9, a szczury o wysokiej wydolności tlenowej są mniej wrażliwe na izofluran10. Wykazano również, że hipotermia zmniejsza dawkę wielu środków znieczulających wymaganych do hipnozy w szerokim spektrum gatunków11-14. Aby wiarygodnie zidentyfikować dawkę środka znieczulającego, w której LORR występuje w grupie zwierząt doświadczalnych, niezwykle ważne jest, aby środowisko oceny było dokładnie kontrolowane w celu zminimalizowania stresu, utrzymania eutermii i dostarczania równych ilości leku wszystkim uczestnikom. Nic dziwnego, że wiadomo również, że czynniki genetyczne zmieniają wrażliwość na znieczulenie15-18. W związku z tym należy również zwrócić szczególną uwagę na kontrolowanie tła genetycznego19.
Opracowaliśmy urządzenie, które zapewnia identyczne dostarczanie znieczulenia gazowego każdej z 24 myszy, utrzymując stałe środowisko o temperaturze 37 stopniCelsjusza. Przezroczysta, cylindryczna konstrukcja naszych komór naświetlających pozwala na szybką ocenę LORR i łatwą integrację telemetrycznych pomiarów fizjologicznych. Wykazano, że system ten dokładnie mierzy indukcję izofluranu, halotanu i sewofluranu EC50 oraz czas do pojawienia się u myszy typu dzikiego20. Wykorzystaliśmy również ten system do obserwacji zmian wrażliwości na środki znieczulające u myszy z mutacjami genetycznymi i celowanymi zmianami podwzgórza21-23. W tym miejscu opisujemy dwa sposoby, w jakie można ocenić wrażliwość anestezjologiczną po interwencji farmakologicznej przy użyciu naszego aparatu do kontrolowanego środowiska. Fenotypowanie w stanie stacjonarnym indukcji lotnego środka znieczulającego i wrażliwości na pojawienie się wymaga 8-10 godzin i dlatego najlepiej nadaje się do badań, w których warunki eksperymentalne nie ulegają zmianie, takich jak przewlekłe lub długo działające interwencje farmakologiczne. Jednak w przypadku krótkotrwałych terapii, których efekty znacznie rozpraszają się w czasie, przedstawiamy również prostą procedurę oceny zmian w odruchu prostowania po stereotaktycznie ukierunkowanych mikroiniekcjach lub dożylnych zabiegach lekowych, które znacząco wpływają na pojawienie się znieczulenia. Testy te stanowią niewielki podzbiór potencjalnych zastosowań tego systemu kontrolowanego środowiska, który może być dostosowany do dowolnej liczby osób z różnych gatunków, aby otrzymać dowolny rodzaj wziewnego środka terapeutycznego.

<table><tbody><tr><td>Nazwa firmy odczynnikowej</td><td></td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Tlen</td><td>Airgas</td><td>OX300</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Butler Schein</td><td></td><td>Można zastąpić dowolnym lotnym środkiem znieczulającym, który Cię</td></tr> interesuje <tr><td>Nazwa materiału</td><td></td><td>Firma Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Przepływomierz masowy - 10 SLPM</td><td>Omega Engineering</td><td>FMA-A2309</td><td></td></tr><tr><td>Przepływomierz masowy - 500 SCCM</td><td>Omega Engineering</td><td>FMA-A2305</td><td></td></tr><tr><td>Analizator środka znieczulającego / wskaźnik gazu</td><td>AM Bickford</td><td>FI-21 Riken</td><td></td></tr><tr><td>Pompa wody grzewczej</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-175</td><td></td></tr><tr><td>Transpondery temperatury</td><td>BMDS</td><td>IPTT-300</td><td></td></tr><tr><td>Czytnik temperatury RF</td><td>BMDS</td><td>DAS-6007</td><td></td></tr></tbody></table>

ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

Jednym z pożądanych punktów końcowych znieczulenia ogólnego jest stan nieprzytomności, znany również jako hipnoza. Zdefiniowanie stanu hipnotycznego u zwierząt jest mniej proste niż u ludzi. Szeroko stosowanym behawioralnym substytutem hipnozy u gryzoni jest utrata odruchu prostowania (LORR), czyli punkt, w którym zwierzę nie reaguje już na swój wrodzony instynkt, aby uniknąć podatności na leżenie grzbietowe. Opracowaliśmy system do jednoczesnej oceny LORR u 24 myszy, jednocześnie uważnie kontrolując potencjalne zakłócenia, w tym wahania temperatury i zmienne przepływy gazów. Komory te umożliwiają wiarygodną ocenę wrażliwości znieczulenia mierzonej opóźnieniem do powrotu odruchu prostującego (RORR) po utrwalonej ekspozycji na środek znieczulający. Alternatywnie, stosując stopniowe zwiększanie (lub zmniejszanie) stężenia środka znieczulającego, komory umożliwiają również określenie wrażliwości populacji na indukcję (lub pojawienie się) mierzoną za pomocą EC50 i nachylenia Hilla. Wreszcie, opisane tutaj kontrolowane komory środowiskowe mogą być przystosowane do różnych alternatywnych zastosowań, w tym do wziewnego dostarczania innych leków, badań toksykologicznych i jednoczesnego monitorowania parametrów życiowych w czasie rzeczywistym.

Rysunek 1 demonstruje użyteczność stopniowego testu LORR w określaniu długofalowych skutków interwencji farmakologicznej. Kwas ibotenowy (IBA) jest agonistą glutaminergicznego receptora N-metylo-D-asparaginianu (NMDA), który jest często stosowany jako ekskytotoksyna w celu wywołania trwałych uszkodzeń neuronalnych. W tym przypadku wstrzyknięto 10 nl 1% IBA obustronnie do brzuszno-bocznego obszaru przedwzrokowego (VLPO) u myszy C57BL/6J na tydzień przed testami. Większość neuronów w tym jądrze wykazuje ni...

Utrata odruchu prostowania od dawna służy jako standardowy substytut behawioralny dla utraty przytomności, zwany również hipnozą, u zwierząt laboratoryjnych. Zmiany wrażliwości na lotne środki znieczulające spowodowane interwencjami farmakologicznymi można wykryć za pomocą starannie kontrolowanego systemu oceny o wysokiej przepustowości, który może być dostosowany do dostarczania dowolnego wziewnego środka terapeutycznego.

Ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Ogólnym celem tej procedury jest ocena zmian w wrażliwości na środki znieczulające po interwencji farmakologicznej. Jest to realizowane poprzez wstępne, dokładne sprawdzenie komór ekspozycyjnych w celu zapewnienia jednorodnego przepływu gazu oraz temperatury. Drugim krokiem jest habituacja zwierząt do komór.Następnie przeprowadza się interesującą interwencję farmakologiczną. Ostatnim krokiem jest ocena zmian w wrażliwości na anestetyk poprzez analizę odruchu piszącego zwierzęcia w odpowiedzi na ekspozycję na środek znieczulający. Ostatecznie testy odruchu piszącego służą do wykazania różnic w wrażliwości na anestetyki spowodowanych długo- lub krótkodziałającymi interwencjami farmakologicznymi.Choć system ten pozwala na analizę zmian w wrażliwości myszy na środki znieczulające, może być on również stosowany u różnych gatunków do badania efektów działania dowolnych substancji terapeutycznych podawanych drogą wziewną. Aparatura testowa składa się z 24 przezroczystych akrylowych komór cylindrycznych o długości 10 centymetrów i średnicy pięciu centymetrów. Taki rozmiar jest odpowiedni dla typowej dorosłej myszy o masie 25 gramów.Każda komora posiada port na obu końcach dla wlotu i wylotu gazu. Końcowy otwór wylotowy jest uszczelniony gumowymi uszczelkami, aby ułatwić jego zdejmowanie. W celu wprowadzenia zwierząt należy zamontować każdą komorę na statywie umieszczonym w kąpieli wodnej.Umieść statyw w taki sposób, aby zanurzona była tylko dolna część komór. Wspornik na tylnym końcu komory zapewnia stabilność i utrzymuje komory w pozycji poziomej, co gwarantuje równomierny kontakt każdej z nich z kąpielą. Po podłączeniu butli z tlenem do parownika i przepływomierza za pomocą rurek polietylenowych, podziel rurkę na 25 rezystorów o małej średnicy i równej długości.Zapewnia to dostarczanie równomiernego przepływu do każdej komory po ich połączeniu. Następnie należy podłączyć linie próżniowe wychodzące z każdej komory po przeciwnej stronie w stosunku do wlotu gazu. Linie próżniowe łączą się w kolektorze, który jest podpięty do stacjonarnej linii ssącej.Zawór bezpieczeństwa (pop-off valve) na głównej linii próżni zapewnia warunki ciśnienia atmosferycznego wewnątrz każdej komory. Po podłączeniu wszystkich elementów napełnij kąpiel taką ilością wody, aby w pełni stykała się ona z dnem każdej komory. Włącz pompę w celu cyrkulacji wody i utrzymania stałej temperatury 37 °C.Przed przystąpieniem do testowania sprawdzane jest szczelność komór oraz prawidłowy przepływ powietrza. Najpierw ustawiono przepływ tlenu na poziomie pięciu litrów na minutę. Każdą komorę zanurzono w wodzie, obserwując pojawianie się pęcherzyków powietrza lub wnikanie wody, co w obu przypadkach wskazuje na nieszczelności.Przed rozpoczęciem eksperymentu należy wymienić wszystkie nieszczelne komory. Przy każdej komorze, w linii przed nią, należy podłączyć przepływomierz o zakresie 500 ml/min, aby upewnić się, że przepływy we wszystkich liniach są zrównoważone. W przypadku każdej komory, do której nie dociera oczekiwany przepływ, należy sprawdzić rurki pod kątem obecności zatorów.Na koniec, na tydzień przed habituacją, skalibruj analizator czynnika, aby zapewnić odczyt 0,0% fluoru podczas przepływu 100% tlenu. W celu monitorowania temperatury ciała podczas testów należy wszczepić transpondery. Po osiągnięciu odpowiedniej głębokości znieczulenia zdezynfekuj obszar grzbietu szyi Betadyną.Następnie za pomocą sterylnej igły wstrzyknij podskórnie transpondery temperatury pomiędzy łopatki. Codziennie monitoruj miejsce wstrzyknięcia pod kątem infekcji oraz przemieszczania się transpondera. Na cztery dni przed pierwszą oceną wszystkie zwierzęta testowe są habituowane do komór, aby zredukować skutki stresu wynikającego z przebywania w nowym środowisku.Aby to zrobić, umieść zwierzę w każdej komorze z przepływem 100% tlenu przez dwie godziny. Powtarzaj tę ekspozycję codziennie aż do dnia testowania. Po czterech dniach habitacji dzień testowania rozpoczyna się od ekspozycji na interesującą interwencję farmakologiczną.Interwencja ta może polegać na wstrzyknięciu stereotaksyjnym do konkretnego obszaru mózgu, wstrzyknięciu dożylnym lub wstrzyknięciu dosytnawnowym w przypadku interwencji farmakologicznych. W przypadku długiego czasu działania przeprowadza się stopniowe określanie wrażliwości na środek znieczulający. Po umieszczeniu wszystkich zwierząt w osobnych komorach z przepływem 100% oxygen, rozpoczyna się testowanie.Ustaw stężenie izofluranu na 0,4% na 15 minut. W ciągu ostatnich dwóch minut tego okresu oceń odruch prostowania u każdego zwierzęcia, delikatnie przechylając komorę, aż mysz znajdzie się na grzbiecie. Odruch prostowania uznaje się za zachowany, jeśli mysz jest w stanie ponownie oprzeć wszystkie łapy o dno komory.W ciągu dwóch minut należy zarejestrować stan odruchu pisania u każdej myszy oraz przeskanować każdą mysz w celu uzyskania danych o temperaturze. Następnie należy zwiększyć stężenie izofluranu o około 0,05% przez 15 minut i ocenić odruch pisania w sposób opisany wcześniej. Kontynuuj zwiększanie stężenia środka anestetycznego, aż wszystkie zwierzęta utracą odruch pisania.Opcjonalnie można zmierzyć wybudzanie z anestezji, powtarzając stopniową ocenę odruchu pisania w miarę miareczkowania stężenia anestetyku w dół. Aby zakończyć eksperyment, w przypadku interwencji o krótszym czasie trwania, należy wyłączyć izofluran i przemyć cały system 100% tlenem przez 15 minut. Następnie wykonuje się test czasu wybudzania.Po umieszczeniu każdego zwierzęcia w oddzielnych komorach z przepływem 100%tlenu, ustaw stężenie izofluranu na 1,2%. Po kilku minutach ekspozycji na anestetyk, delikatnie obracaj każdą komorę, aż każda mysz znajdzie się w pozycji na plecach. Po potwierdzeniu utraty odruchu prostowania, utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 1,2% przez okres od 30 minut do jednej godziny, w zależności od przewidywanego czasu trwania interwencji ostrej. Po wyłączeniu przepływu izofluranu podawaj 100%tlenu i mierz czas, aż każde zwierzę oprze wszystkie cztery łapy o podłoże.Odruch pisania uznaje się za zachowany, gdy zwierzę potrafi trzykrotnie z rzędu postawić wszystkie cztery łapy na podłodze. W tym przypadku odruch pisania testowano tydzień po wstrzyknięciu kwasu ibotanowego do brzuszno-bocznego jądra przedwzrokowego. Przewidywano, że uszkodzenie tego obszaru mózgu zmniejszy wrażliwość na środki znieczulające.Nie stwierdzono jednak istotnych różnic w stopniowej wrażliwości na środki znieczulające ani podczas indukcji, ani podczas wybudzania. W tym przykładzie test czasu wybudzenia przeprowadzono bezpośrednio po obustronnej mikroiniekcji kwasu I botanicznego. W przypadku iniekcji do VLPO odnotowano znacznie przedłużoną hipnozę w porównaniu z iniekcjami do pobliskiego przegrody przyśrodkowej oraz grupą kontrolną, której podano nośnik.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać wiedzę na temat oceny wrażliwości na środki znieczulające przy użyciu testu indukcji stopniowej lub testu czasu wybudzenia, zapewniając jednocześnie, że każde zwierzę jest poddawane identycznym przepływom gazów oraz temperaturom.

assessing-changes-volatile-general-anesthetic-sensitivity-mice-after

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ocena zmian w zmiennej wrażliwości myszy na lotne środki znieczulające ogólnie po miejscowym lub ogólnoustrojowym działaniu farmakologicznym

Elektroniczne pomiary von Freya są skuteczną i ulepszoną alternatywą dla klasycznych filamentów von Freya, ponieważ pozwalają na szybki i precyzyjny pomiar zmian w progach mechanicznego wycofywania gryzoni do stale stosowanych bodźców ciśnieniowych przed i po zdarzeniu zapalnym.

Pomiar zmian wrażliwości dotykowej w tylnej łapie myszy za pomocą elektronicznego aparatu von Freya

Opisujemy protokół do badania rozwoju hiperalgezji i tolerancji wywołanej opioidami u myszy. Opierając się na pomiarze termicznych i mechanicznych reakcji nocyceptywnych zwierząt nieleczonych morfiną i leczonych morfiną, pozwala na ilościowe określenie wzrostu wrażliwości na ból (hiperalgezja) i spadku analgezji (tolerancji) związanego z przewlekłym podawaniem opiatów.

Ocena hiperalgezji wywołanej morfiną i tolerancji przeciwbólowej u myszy przy użyciu termicznych i mechanicznych modalności nocyceptywnych

Reakcje alergiczne, charakteryzujące się aktywacją komórek tucznych i bazofilów, są napędzane przez sieciowanie IgE i uwalnianie mediatorów prozapalnych. Ilościową ocenę reakcji alergicznych można uzyskać, stosując barwnik Evans Blue do monitorowania zmian przepuszczalności naczyń krwionośnych po prowokacji alergenem.

Pomiar miejscowej anafilaksji u myszy

Ten protokół ma na celu umożliwienie badaczom przeprowadzania eksperymentów mających na celu przetestowanie tych aspektów uzależnienia za pomocą testów warunkowej preferencji miejsca i uwrażliwienia lokomotorycznego.

Ocena uczulenia behawioralnego wywołanego kokainą i uwarunkowanej preferencji miejsca u myszy

Tutaj prezentujemy protokół do bezpieczniejszego i skuteczniejszego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie, wykorzystującego napędzany strzykawką parownik do bezpośredniego wtrysku.

Stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów

Stymulacja nerwu błędnego okazała się skuteczna w zmniejszaniu obwodowego stanu zapalnego. W niniejszym artykule przedstawiamy zmodyfikowany protokół stymulacji nerwu błędnego, który pozwala na dalsze badania cholinergicznych mechanizmów przeciwzapalnych w ograniczonych odpowiedziach zapalnych.

Wydłużony czas rekonwalescencji i zmniejszone podawanie LPS w celu zbadania mechanizmów stymulacji nerwu błędnego w ograniczonych reakcjach zapalnych

Opracowaliśmy protokół oceny samopoczucia myszy podczas zabiegów z użyciem znieczulenia ogólnego. Przeanalizowano szereg parametrów behawioralnych wskazujących na poziom dobrostanu, a także metabolity glikokortykosteroidów. Protokół może służyć jako ogólna pomoc w oszacowaniu stopnia ciężkości w sposób naukowy, skoncentrowany na zwierzętach.

Systematyczna ocena dobrostanu myszy przed zabiegami ze względu na znieczulenie ogólne

Wycinki mózgu ex vivo mogą być używane do badania wpływu lotnych środków znieczulających na wywołane reakcje na bodźce aferentne. Optogenetyka jest wykorzystywana do niezależnej aktywacji aferentów wzgórzowo-korowych i korowo-korowych do niepierwotnej kory nowej, a odpowiedzi synaptyczne i sieciowe są modulowane izofluranem.

Optogenetyczna aktywacja szlaków aferentnych w wycinkach mózgu i modulacja odpowiedzi za pomocą lotnych środków znieczulających

Ten artykuł opisuje metodę modelowania całkowitego znieczulenia dożylnego (TIVA) podczas operacji resekcji raka u myszy. Celem jest odtworzenie kluczowych cech podawania znieczulenia pacjentom z rakiem. Metoda pozwala na zbadanie, jak technika anestezjologiczna wpływa na nawrót nowotworu po operacji resekcji.

Mysi model in vivo całkowitego znieczulenia dożylnego podczas operacji resekcji raka

Muszka owocowa (Drosophila melanogaster) jest szeroko stosowana do badań biologicznych i toksykologicznych. Aby zwiększyć użyteczność much, opracowaliśmy instrument, seryjną matrycę anestezjologiczną, która jednocześnie wystawia wiele próbek much na działanie lotnych środków znieczulających ogólnie (VGA), umożliwiając zbadanie skutków ubocznych (toksycznych i ochronnych) VGA.

Szeregowy zestaw anestezjologiczny do wysokoprzepustowego badania czynników lotnych z użyciem Drosophila melanogaster

Poznaj metodę oceny zmian wrażliwości na znieczulenie u myszy po interwencjach farmakologicznych. Wykorzystuje się odruch prostowania jako wskaźnik nieprzytomności w kontrolowanych warunkach komory inhalacyjnej.

Ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej

Przeglądaj więcej filmów