Name: Metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-03T22:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 27 s
Description: Poznaj systematyczną metodę oceny elektrod do rejestracji neuronalnej z wykorzystaniem polimerów przewodzących i modelu szczura. Techniki elektrofizjologiczne i elektrochemiczne pozwalają określić właściwości implantów nerwowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują za wsparcie Australijskiej Rady ds. Badań Naukowych za pośrednictwem Centrum Doskonałości Nauki o Elektromateriałach.

Protokół został zatwierdzony przez komisje ds. etyki zwierząt Uniwersytetu La Trobe (09-28P) i RMIT University (1315).
1. Przygotowanie elektrod i wstępne badania in vitro
<ol>
	<li>Przygotować roztwory do osadzania powłok elektrodowych, na przykład 10 mM 3,4-etylenodioksytiofenu (EDOT) i 0,1 M para-toluenu sulfonianu sodu (Na2pTS) w celu wytworzenia poli-3,4-etylenodioksytiofenu-pTS (PEDOT-pTS).</li>
	<li>Podłącz układ elektrod do potencjostatu.</li>
	<li>Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze do osadzania i clamp na miejscu.</li>
	<li>Umieścić przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze do osadzania i podłączyć do potencjostatu.</li>
	<li>Za pomocą potencjostatu nałóż powłoki na żądane elektrody. Warunki osadzania (potencjał, prąd i czas) będą się różnić w zależności od pożądanych powłok. W przypadku powłok PEDOT-pTS zastosowano przyłożony potencjał 1 V przez 15, 30, 45 lub 60 sekund. Cztery elektrody na matrycy powinny być pokryte powłoką w konfiguracji naprzemiennej (rysunek 1).</li>
	<li>Wyjmij matrycę elektrod z roztworu do osadzania i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.</li>
	<li>W razie potrzeby powtórz procedurę powlekania z innymi materiałami.</li>
	<li>Przygotować roztwór do badań in vitro (0,3 M fosforan di-sodowy (Na2HPO4) w wodzie dejonizowanej).</li>
	<li>Podłącz układ elektrod do potencjostatu.</li>
	<li>Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.</li>
	<li>Umieścić przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłączyć do potencjostatu.</li>
	<li>Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.</li>
	<li>Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.</li>
	<li>Wykonaj wszelkie inne pożądane analizy, takie jak mikroskopia optyczna.</li>
	<li>Przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniom i degradacji powierzchni elektrod.</li>
</ol>
2. Implantacja elektrod
<ol>
	<li>Zważ szczura.</li>
	<li>Wstrzyknąć uretan (20% w/v w wodzie destylowanej, 1,3 g/kg i.p.) w celu znieczulenia nieodzyskiwalnego.</li>
	<li>Upewnij się, że znieczulenie rozpocznie się, testując pod kątem odruchu wycofania palca u nogi. Jeśli znieczulenie nie jest wystarczające, należy podać dodatkowe dawki uretanu (0,3 g/kg i.p.).</li>
	<li>Nałóż lubrykant do oczu, a następnie ogol głowę zwierzęcia.</li>
	<li>Umieścić zwierzę w pozycji leżącej na płytce homeotermicznej i włożyć sondę doodbytniczą (37,5 °C).</li>
	<li>Umieść jedną listwę uszną w przybliżonej oczekiwanej pozycji końcowej w ramce stereotaktycznej, a następnie dostosuj zwierzę do ustawienia paska słuchowego w zewnętrznym przewodzie akustycznym.</li>
	<li>Dopasuj drugą listwę nauszną do przeciwległego zewnętrznego przewodu akustycznego. Przesuń zwierzę w nausznikach, aby zrównać się z uchwytem na zęby.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy do zębów szczura otwórz szczękę zwierzęcia, zaczep górne siekacze o uchwyt zęba i zaciśnij nos na miejscu.</li>
	<li>Wykonać nacięcie w skórze głowy, około 1 mm na prawo od linii środkowej i od 10 mm rostralu do 10 mm ogona lambda.</li>
	<li>Wycofaj skórę i mięsień bocznie z nacięcia, aby odsłonić kości ciemieniowe i międzyciemieniowe Używając 20% roztworu nadtlenku wodoru i gaziku, wyszoruj powierzchnię odsłoniętej kości.</li>
	<li>Wywierć otwór o średnicy około 3mm2 w kości międzyciemieniowej, jak najbliżej lambdy i linii środkowej, a następnie wyjmij korek kostny. Za pomocą sterylnej soli fizjologicznej przepłucz otwór, aby usunąć kurz kostny lub fragmenty, które mogą uszkodzić elektrodę.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek wyciąć poniżej karku szyi i utworzyć wgłębienie. Owiń drut Ag/AgCl watą, nasącz go solą fizjologiczną, a następnie włóż elektrodę referencyjną do wnęki.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie opony twardej w płaszczyźnie strzałkowej za pomocą końcówki igły.</li>
	<li>Przymocuj matrycę elektrod do manipulatora elektrod i wyreguluj jej położenie nad otworem pod kątem 19° rostro-ogonowym. Ręcznie włóż elektrodę około 2 mm do mózgu w kierunku dolnego wzgórka.</li>
	<li>Przymocuj głośnik do lewego pustego paska na ucho.</li>
	<li>Upewnij się, że amplifier jest włączony. Następnie sprawdź znieczulenie zwierzęcia przed uszczelnieniem komory nagrywającej.</li>
</ol>
3. Testy in vivo
<ol>
	<li>Dostarczaj impulsy białego szumu (szum rozproszony Gaussa, 1-44 kHz; czas narastania i opadania 10 ms) i monitoruj aktywność na każdej elektrodzie. Maksymalna szybkość, z jaką powinny być dostarczane impulsy, to jedna seria co 200 ms.</li>
	<li>Korzystając z mikronapędu z napędem silnikowym, powoli wkładaj układ elektrod, aż aktywność sterowana akustycznie zostanie zarejestrowana na 3 najbardziej dystalnych elektrodach na każdym trzpieniu (liczba i położenie elektrod rejestrujących aktywność może się różnić w zależności od umieszczenia elektrody lub konstrukcji elektrody).</li>
	<li>Wykonaj protokół stymulacji akustycznej, używając 300 powtórzeń wybuchów białego szumu o długości 50 ms (szum rozproszony Gaussa, 1-44 kHz; czas narastania-opadania 10 ms) z częstotliwością powtarzania 1 sekundy przy 70 dB i rejestruj aktywność wieloczęściową na każdej elektrodzie (częstotliwość próbkowania 24,4 kHz).</li>
	<li>Powoli włóż układ elektrod kolejne 200 μm do układu scalonego, aby ustawić każdą elektrodę mniej więcej w tej samej pozycji, co bardziej dystalna elektroda od początkowej pozycji zapisu.</li>
	<li>Powtórz protokół stymulacji akustycznej i nagrywania neuronowego.</li>
	<li>Kontynuuj wprowadzanie zestawu elektrod w krokach co 200 μm i wykonywanie protokołu stymulacji akustycznej i rejestracji neuronalnej, aż wszystkie elektrody zarejestrują aktywność sterowaną akustycznie z co najmniej 3 pozycji (zwykle łącznie 8-12 pozycji elektrod).</li>
	<li>Wycofaj matrycę elektrod w krokach co 200 μm i kontynuuj wykonywanie protokołu stymulacji akustycznej i rejestracji neuronowej, aż do osiągnięcia początkowej pozycji układu elektrod.</li>
	<li>Ostrożnie wsuń ręcznie matrycę elektrod.</li>
	<li>Wstrzyknąć nadmiar pentobarbitonu sodu (Lethobarb; 200 mg/kg i.p.) w celu eutanazji zwierzęcia.</li>
	<li>Delikatnie przepłucz matrycę elektrod wodą destylowaną. Następnie przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniu i degradacji powierzchni elektrod.</li>
</ol>
4. Badania in vitro po implantacji
<ol>
	<li>Delikatnie przepłucz układ elektrod wodą destylowaną, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia.</li>
	<li>Podłącz układ elektrod do potencjostatu.</li>
	<li>Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.</li>
	<li>Umieść przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłącz do potencjostatu.</li>
	<li>Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.</li>
	<li>Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.</li>
	<li>Umieść układ elektrod w enzymatycznym roztworze czyszczącym na 24 godziny.</li>
	<li>Wyjmij matrycę elektrod z roztworu i spłucz wodą destylowaną.</li>
	<li>Podłącz układ elektrod do potencjostatu.</li>
	<li>Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.</li>
	<li>Umieść przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłącz do potencjostatu.</li>
	<li>Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.</li>
	<li>Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.</li>
	<li>Przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniom i degradacji powierzchni elektrod.</li>
</ol>

<ol><li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li>
<li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus%3A+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li>
<li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+Brain+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li>
<li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Med.+Assoc%22%5BJournal%5D)">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li>
<li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li>
<li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implanted+neural+electrodes+cause+chronic%2C+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li>
<li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Rehab.+Eng%22%5BJournal%5D)">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li>
<li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li>
<li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li>
<li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li>
<li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBard%2C+AJ+%22Electrochemical+Methods%22">Electrochemical Methods</a>. , Wiley. (2001).</li>
<li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly%283%2C4-ethylenedioxythiophene%29+%28PEDOT%29+film%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten zapewnia metodę porównywania powłok elektrod rejestrujących neurony w obrębie jednego zwierzęcia. Zastosowana konstrukcja elektrody jest idealna do implantacji do wzgórka dolnego szczura (IC), o wymiarach o podobnej skali. Zmiany tej elektrody, takie jak większa przestrzeń między trzonkami, zapobiegłyby jednoczesnemu przebywaniu wszystkich trzonków w układzie scalonym szczura, podczas gdy dłuższe trzonki i większy odstęp między elektrodami zwiększają ryzyko, że końcówki trzpienia zetkną się z podstawą czasz...

Implanty neuronowe są coraz częściej wykorzystywane do badań, kontroli protetyki i leczenia zaburzeń takich jak choroba Parkinsona, epilepsja i utrata czucia1,2. Pomiar i/lub kontrolowanie zarówno składu chemicznego, jak i elektrycznego mózgu jest podstawą wszystkich implantów neuronowych. Jednak ważne jest, aby stosować leczenie tylko wtedy, gdy tkanka nerwowa jest w nieprawidłowym stanie, aby zmniejszyć skutki uboczne3. Na przykład, głębokie stymulatory mózgu do leczenia padaczki powinny aplikować impuls elektryczny do mózgu tylko podczas napadu. Niektóre działania niepożądane mogą obejmować dystonię, utratę pamięci, dezorientację, upośledzenie funkcji poznawczych, halucynacje, depresję lub działanie przeciwdepresyjne3,4. W wielu urządzeniach system zamkniętej pętli jest zatem niezbędny do rejestrowania aktywności elektrycznej i wyzwalania stymulacji w przypadku wykrycia nieprawidłowego stanu. Elektrody rejestrujące są również Służy do kontroli wyrobów protetycznych. Bardzo ważne jest, aby rejestrować docelową aktywność neuronalną z najwyższym możliwym stosunkiem sygnału do szumu, aby uzyskać jak najdokładniejsze wyzwalanie i sterowanie urządzeniem. Duży stosunek sygnału do szumu jest również wysoce pożądany w zastosowaniach badawczych, ponieważ można uzyskać bardziej wiarygodne dane, co skutkuje mniejszą liczbą wymaganych obiektów testowych. Pozwoli to również na lepsze zrozumienie mechanizmów i ścieżek zaangażowanych w stymulację neuronalną i rejestrację. 
Po umieszczeniu implantu neuronowego w mózgu, uruchamiana jest odpowiedź immunologiczna5,6. Przebieg reakcji jest zazwyczaj podzielony na fazy ostre i przewlekłe, z których każda składa się z różnych procesów biologicznych7. Odpowiedź immunologiczna może mieć dramatyczny wpływ na wydajność implantu, taki jak izolacja elektrod od docelowych neuronów poprzez zamknięcie w bliznę glejową lub chemiczną degradację implantu Materiały 8. Może to zmniejszyć stosunek sygnału do szumu elektrody rejestrującej i moc wyjściową elektrody stymulującej oraz prowadzić do awarii elektrody9. Staranny wybór konstrukcji i materiałów implantu jest niezbędny, aby zapobiec awarii przez cały okres użytkowania implantu.
Ostatnio opracowano wiele różnych materiałów i projektów implantów, aby poprawić stosunek sygnału do szumu i stabilność implantu do rejestracji neuronowej. Materiały elektrodowe obejmowały platynę, iryd, wolfram, tlenek irydu, tlenek tantalu, grafen, nanorurki węglowe, domieszkowane polimery przewodzące, a ostatnio także hydrożele. Testowane materiały podłoża obejmują również krzem, tlenek krzemu, azotek krzemu, jedwab, teflon, poliimidem i silikonem. Badano również różne modyfikacje elektrod przy użyciu powłok takich jak laminina, neurotrofiny lub samoorganizujące się monowarstwy oraz zabiegi z wykorzystaniem technik elektrochemicznych, plazmowych i optycznych. Projekty implantów mogą być 1-, 2- lub 3-wymiarowe, przy czym elektrody zazwyczaj znajdują się na końcu sondy izolacyjnej lub wzdłuż krawędzi trzonka w przypadku elektrod penetrujących lub w dwuwymiarowym układzie w przypadku implantów powierzchniowych kory mózgowej. Niezależnie od elektrody projekt lub materiał, wcześniejsza literatura zazwyczaj wykazywała wydajność nowego implantu bez odniesienia do innych konstrukcji implantów. Uniemożliwia to systematyczną ocenę ich właściwości.
Ten protokół dostarcza metody porównywania różnych materiałów elektrodowych za pomocą szeregu technik analitycznych i elektrofizjologicznych. Jest on oparty na niedawno opublikowanym artykule, w którym porównano 4 różne domieszkowane powłoki polimerowe (polipirol (Ppy) i poli-3,4-etylenodioksytiofen (PEDOT) domieszkowany siarczanem (SO4) lub para-sulfonianem toluenu (pTS)) oraz 4 różne grubości powłok10 . W artykule tym stwierdzono, że jeden materiał, PEDOT-pTS o czasie osadzania wynoszącym 45 sekund, miał najwyższy stosunek sygnału do szumu i liczbę impulsów przy najmniejszym szumie tła oraz że parametry te zależały od impedancji elektrody. PEDOT-pTS wykazywał również lepszą ostrą biostabilność w porównaniu z innymi domieszkowanymi polimerami przewodzącymi i gołymi elektrodami irydowymi. Protokół pozwala na określenie i wykorzystanie krytycznych parametrów kontrolujących stosunek sygnału do szumu i stabilność jeszcze bardziej poprawić wydajność neuronowych elektrod rejestrujących.

<table><tbody><tr><td>Programowalny tłumik</td><td>TDT</td><td>PA5</td><td>Steruje amplitudą sygnału akustycznego na różnych częstotliwościach</td></tr><tr><td>Elektrostatyczny sterownik głośnikowy</td><td>TDT</td><td>ED1</td><td>Napędza głośniki elektrostatyczne (EC1)</td></tr><tr><td>Sprzężony głośnik elektrostatyczny</td><td>TDT</td><td>EC1</td><td>Dostarcza dźwięk do zwierzęcia</td></tr><tr><td>Stacja bazowa przetwarzania</td><td>TDT</td><td>RZ2</td><td>Rejestruje aktywność neuronalną z układu elektrod (za pomocą przedwzmacniacza PZ2)</td></tr><tr><td>Przedwzmacniacz</td><td>TDT</td><td>PZ2-256</td><td>256-kanałowy przedwzmacniacz o wysokiej impedancji</td></tr><tr><td>Procesor wielofunkcyjny</td><td>TDT</td><td>RX6</td><td>Służy do generowania bodźców akustycznych</td></tr><tr><td>Elektroda wielokanałowa</td><td>NeuroNexus Technologies</td><td>A4 &; 8&ndash; 5mm-200-200-413</td><td>4-trzpieniowy 32-kanałowy układ elektrod</td></tr><tr><td>Potencjostat</td><td>CH Instruments</td><td>CHI660B</td><td>Osadza powłoki elektrod i wykonuje cykliczną woltamperometrię i EIS (używany z CHI684)</td></tr> <tr><td>Multiplekser</td><td>CH Instruments</td><td>CHI684</td><td>Przełącza się między elektrodami na potencjostacie</td></tr><tr><td>Fosforan disodowy</td><td>Fluka</td><td>71644</td><td>Stosowany w roztworze badanym</td></tr><tr><td>3,4- Etylenodioksytiofen (EDOT)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>483028</td><td>Materiał do powlekania elektrody</td></tr><tr><td>sulfonian para-toluenu (Na2pTS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>152536</td><td>Materiał do powlekania elektrody</td></tr><tr><td>Uretan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>U2500</td><td>Służy do znieczulania zwierzęcia</td></tr><tr><td>Elektroda srebrowa/chlorkowo-srebrna</td><td>CH Instruments</td><td>CHI111</td><td>Służy do testowania elektrody in vitro</td></tr><tr><td>Platynowa elektroda</td><td>CH Instruments</td><td>MW4130</td><td>Służy do testowania elektrody in vitro</td></tr><tr><td>Motorized microdrive</td><td>Sutter Instruments</td><td>DR1000</td><td>Do kontrolowania położenia matrycy elektrod podczas operacji</td></tr><tr><td>Enzymatyczny środek czyszczący</td><td>Advanced Medical Optics</td><td>Ultrazyme</td><td>Oczyszcza białko z układu elektrod po implantacji</td></tr><tr><td>Obudowa akustyczna</td><td>TMC Ametek</td><td>83-501</td><td>Izoluje zwierzę od hałasu akustycznego i elektrycznego</td></tr><tr><td>Rama stereotaktyczna</td><td>David Kopf Instruments</td><td>1430</td><td>Zabezpiecza i pozycjonuje zwierzę</td></tr><tr><td>Regulator temperatury</td><td>World Precision Instruments</td><td>ATC1000</td><td>Kontroluje temperaturę zwierzęcia</td></tr><tr><td>Wiertło do kości</td><td>KaVo Dental</td><td>K5Plus</td><td>Służy do wykonywania kraniektomii</td></tr><tr><td>Aspirator</td><td>Flaem</td><td>Suction pro</td><td>Służy do wykonywania kraniektomii</td></tr></tbody></table>

metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Nowe materiały i projekty implantów neuronowych są zazwyczaj testowane oddzielnie, z demonstracją wydajności, ale bez odniesienia do innych cech implantu. Uniemożliwia to racjonalny wybór konkretnego implantu jako optymalnego dla konkretnego zastosowania i opracowanie nowych materiałów w oparciu o najbardziej krytyczne parametry wydajności. Ten artykuł rozwija protokół dla in vitro i in vivo testowanie neuronowych elektrod rejestrujących. Zalecane parametry do badań elektrochemicznych i elektrofizjologicznych są dokumentowane wraz z omówionymi kluczowymi krokami i potencjalnymi problemami. Metoda ta eliminuje lub zmniejsza wpływ wielu błędów systematycznych występujących w prostszych paradygmatach testowania in vivo, zwłaszcza różnic w odległości między elektrodami a neuronami oraz między modelami zwierzęcymi. Rezultatem jest silna korelacja między krytycznymi badaniami in vitro i in vivo odpowiedzi, takie jak impedancja i stosunek sygnału do szumu. Protokół ten można łatwo dostosować do testowania innych materiałów i konstrukcji elektrod. Techniki in vitro można rozszerzyć na dowolną inną metodę nieniszczącą w celu określenia dalszych ważnych wskaźników wydajności. Zasady stosowane w podejściu chirurgicznym w ścieżce słuchowej można również modyfikować do innych obszarów nerwowych lub tkanek.

Typowy układ elektrod stosowany w tym protokole eksperymentalnym przedstawiono na Rysunku 1. Układ składa się z 32 elektrod irydowych rozmieszczonych na 4 trzpieniach, o nominalnej powierzchni geometrycznej 413 μm2 i rozstawie 200 μm. Co druga elektroda w układzie została pokryta jedną z czterech różnych powłok elektrodowych, oznaczonych numerami 1-4. Materiały powłok zostały starannie dobrane pod kątem ich właściwości chemicznych, mechanicznych i elektrochemicznych. Jak wspo...

Różne powłoki elektrod wpływają na wydajność rejestracji neuronowej poprzez zmiany właściwości elektrochemicznych, chemicznych i mechanicznych. Porównanie elektrod in vitro jest stosunkowo proste, jednak porównanie odpowiedzi in vivo jest zwykle skomplikowane ze względu na różnice w odległości między elektrodami a neuronami oraz między zwierzętami. Ten artykuł zawiera solidną metodę porównywania elektrod do rejestracji neuronowej.

Metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wiarygodne wyłonienie najlepszej elektrody do ostrej rejestracji aktywności neuronalnej. Osiąga się to najpierw poprzez modyfikację gołych elektrod, w tym przypadku poprzez osadzanie organicznych polimerów przewodzących. Drugim krokiem jest przetestowanie właściwości powłok in vitro.Następnie elektrody są umieszczane w modelu zwierzęcym szczura w celu wykonania ostrej rejestracji neuronalnej. Ostatnim krokiem jest ponowne przetestowanie elektrod in vitro w celu określenia ich biostabilności. W końcowym etapie, w celu ustalenia kluczowych właściwości chemicznych i fizycznych implantów neuronalnych, stosuje się porównanie różnych elektrod za pomocą szeregu technik analitycznych, w tym elektrofizjologii i elektrochemii.Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące rozwoju nowych interfejsów mózg-komputer, takie jak to, które właściwości elektrod mogą poprawić stosunek sygnału do szumu oraz stabilność biologiczną. Sime i Morgan będą mi pomagać w przeprowadzeniu tej procedury. Rozpocznij procedurę od znieczulenia szczura poprzez wstrzyknięcie uretanu drogą IP.Upewnij się, że znieczulenie wystąpiło, sprawdzając odruch wycofywania łapy po uciśnięciu palca. Jeśli znieczulenie jest niewystarczające, należy podać dodatkowe dawki uretanu. Następnie wygol głowę szczura.Umieść zwierzę w pozycji brzusznej na płytce termoizolacyjnej. Następnie wprowadź sondę doodbytniczą, aby utrzymać temperaturę płytki termoizolacyjnej na poziomie 37,5 °C. Po tym czasie umieść jeden uchwyt uszny w przybliżonej docelowej pozycji w obrębie ramy stereotaktycznej i ustaw zwierzę tak, aby uchwyt uszny znajdował się w przewodzie słuchowym zewnętrznym.Następnie wyrównaj drugi uchwyt do uszu i umieść go w przeciwległym przewodzie słuchowym zewnętrznym. Po tym ustaw zwierzę tak, aby uchwyty do uszu były wyrównane z uchwytem do zębów. Otwórz pysk zwierzęcia za pomocą kleszczyków do zębów szczura.Zaczep górne siekacze o uchwyt do zębów i zaciśnij nos w odpowiednim miejscu. Następnie wykonaj nacięcie skóry głowy w odległości około jednego milimetra na prawo od linii środkowej, od 10 mm w kierunku rostralnym do 10 mm. Ostrożnie odsunie skórę i mięśnie bocznie od miejsca nacięcia.Aby odsłonić kości ciemieniowe oraz kostkę międzyciemieniową, należy przemyć powierzchnię odsłoniętej kości 20% roztworem nadtlenku wodoru za pomocą gazika pod mikroskopem. Wywierć otwór o powierzchni około trzech milimetrów kwadratowych w kostce międzyciemieniowej, jak najbliżej punktu Lambda i linii środkowej. Przepłucz otwór sterylną solą fizjologiczną, aby usunąć pył lub fragmenty kostne, które mogłyby uszkodzić elektrodę.Następnie wykonaj nacięcie poniżej karku za pomocą tępych nożyczek. Aby stworzyć otwór, owiń drut srebrowo-chlorkowy watą i nasącz go solą fizjologiczną. Następnie wprowadź elektrodę odniesienia do otworu.Następnie wykonaj nacięcie opony twardej w płaszczyźnie strzałkowej. Używając końcówki igły, przymocuj macierz elektrod do manipulatora elektrod. Następnie ustaw jej pozycję nad otworem pod kątem 19 stopni zgodnie z metodą Ros coddle.Ręcznie wprowadź elektrodę na głębokość około dwóch milimetrów do mózgu w kierunku kolca dolnego. Następnie przymocuj głośnik do lewego pustego pręta usznego. Upewnij się, że wzmacniacz jest włączony.Następnie zamknij drzwi komory rejestracyjnej. Teraz podaj serie szumu białego. Maksymalna częstotliwość podawania serii powinna wynosić jedna seria co 200 milisekund.Jednocześnie monitoruj aktywność na każdej elektrodzie za pomocą zmotoryzowanego mikromodułu pozycjonującego. Powoli wprowadzaj macierz elektrod, aż do momentu zarejestrowania aktywności wywołanej akustycznie na trzech najbardziej dystalnych elektrodach każdego ramienia. Następnie przeprowadź protokół stymulacji akustycznej, stosując 300 powtórzeń 50 milisekundowych serii szumu białego z częstotliwością powtórzeń co jedną sekundę przy natężeniu 70 decybeli, i rejestruj aktywność wielojednostkową na każdej elektrodzie z częstotliwością próbkowania 24,4 kilohertz.Powoli wprowadź matrycę elektrod o kolejne 200 mikronów do kolliculus inferior, aby umieścić każdą elektrodę w pozycji zbliżonej do pozycji najbardziej dystalnej elektrody z początkowego miejsca rejestracji. Następnie powtórz protokół stymulacji akustycznej i rejestracji neuronalnej. Kontynuuj wprowadzanie matrycy elektrod w krokach co sto mikronów i wykonuj protokół stymulacji akustycznej i rejestracji neuronalnej, aż wszystkie elektrody zarejestrują aktywność wywołaną akustycznie z co najmniej trzech pozycji.Następnie wycofuj macierz elektrod w krokach co 200 micron oraz kontynuuj protokół stymulacji akustycznej i rejestracji aktywności neuronalnej, aż do osiągnięcia początkowej pozycji macierzy elektrod. Następnie ostrożnie wycofaj macierz elektrod ręcznie. W tej procedurze delikatnie przepłucz macierz elektrod wodą destylowaną, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia.Następnie podłącz macierz elektrod do potencjostatu. Ostrożnie umieść macierz elektrod w roztworze testowym i przymocuj ją zaciskiem. Następnie podłącz elektrodę pomocniczą oraz elektrodę odniesienia do potencjostatu.Przeprowadź sekwencyjną spektroskopię impedancji elektrochemicznej oraz woltamperometrię cykliczną dla wszystkich elektrod. Między poszczególnymi pomiarami zastosowano jedną sekundę czasu wyciszenia. Wszystkie 32 elektrody pozostają w kontakcie z roztworem przez całą godzinną sesję testową.Następnie należy wyjąć matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie opłukać wodą dejonizowaną. Umieść matrycę elektrod w enzymatycznym roztworze czyszczącym na 24 godziny. Następnie powtórz opisane procedury przed przechowywaniem sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniom i degradacji powierzchni elektrod.Rysunek ten przedstawia histogram czasu wokół bodźca (peri stimulus time histogram) pomierzony na każdej elektrodzie, uśredniony z 300 powtórzeń przy 70 decybelach białego szumu, przy głębokościach wprowadzenia 0 µm i 800 µm do kolliculus inferior. Elektrody powlekane są oznaczone gwiazdką; rysunek ten pokazuje dane strumieniowe pomierzone na każdej elektrodzie przy seriach białego szumu o natężeniu 70 decybeli przy głębokościach wprowadzenia 0 µm i 800 µm do kolliculus inferior. Elektrody kodowane są oznaczone gwiazdką.Tutaj przedstawiono stosunek sygnału do szumu podczas wprowadzania i wycofywania macierzy elektrod do kolliculus inferior. 70 decybeli. Biały szum dla reprezentatywnej elektrody niepowlekanej zaznaczono linią przerywaną, a dla elektrody powlekanej polimerem przewodzącym linią ciągłą; tutaj pokazano różne poziomy ciśnienia akustycznego od 40 do 70 decybeli dla elektrody powlekanej polimerem przewodzącym zgodnie z tym protokołem.Inne metody, takie jak spektroskopia fotoelektronów emitowanych rentgenowsko oraz spektrometria mas, mogą zostać zastosowane w celu poznania różnych typów białek adsorbujących się na powierzchni elektrody oraz tego, w jaki sposób różne materiały mogą na nie wpływać.

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Metoda systematycznej elektrochemicznej i elektro fizjologicznej oceny elektrod rejestrujących nerwy

Fundamentalnym problemem w naszym rozumieniu obwodów korowych jest sposób, w jaki sieci w różnych warstwach kory kodują informacje sensoryczne. W niniejszej pracy opisujemy techniki elektrofizjologiczne z wykorzystaniem wielokontaktowych elektrod laminarnych do rejestracji pojedynczych jednostek oraz potencjałów polowych (LFP) i przedstawiamy analizy służące do identyfikacji warstw kory.

Badanie przetwarzania w lokalnych sieciach za pomocą rejestracji z zastosowaniem wielokontaktowych elektrod laminarnych

Interfejs elektroda-tkanka w elektrodach do rejestracji sygnałów neuronalnych może być charakteryzowany za pomocą spektroskopii impedancyjnej (EIS) oraz woltamperometrii cyklicznej (CV). Zastosowanie polaryzacji napięciowej zmienia właściwości elektrochemiczne interfejsu elektroda-tkanka i może poprawić zdolność rejestracji. Polaryzacja napięciowa, EIS, CV oraz rejestracje neuronalne są metodami komplementarnymi.

Polaryzacja napięciowa, woltametria cykliczna i spektroskopia impedancyjna dla interfejsów neuronalnych

Wideo pokazuje, jak używać zestawu mikroelektrod (MEA) do rejestrowania aktywności elektrofizjologicznej neuronów pochodzących z ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (hiPSC). Aktywność elektrofizjologiczna z wielodołkowego MEA zawierającego kokulturę neuronów i astrocytów jest rejestrowana w celu wykrycia potencjałów czynnościowych z wielu neuronów w sieci, potwierdzając pomyślne różnicowanie hiPSC w neurony.

Pomiar aktywności elektrofizjologicznej sieci neuronalnych za pomocą układów mikroelektrod

Ten film demonstruje protokół wszczepiania elektrod elektrokortykograficznych do kory mózgowej myszy w celu rejestrowania sygnałów elektrycznych w odpowiedzi na wirusy związane z adenowirusami, które atakują i manipulują ekspresją kofiliny.

Implantacja elektrod do kory myszy w celu zapisów elektrokortykograficznych

Ten film demonstruje technikę wszczepiania zespołu elektrod do mózgu myszy. Zespół zawiera elektrody bipolarne do rejestrowania aktywności z hipokampa i elektrodę odniesienia do uzyskiwania podstawowej aktywności z móżdżku. Znieczuloną mysz umieszcza się na stereotaktycznej ramie, a zespół elektrod wszczepia się w docelowy obszar mózgu. Następnie zwierzę może dojść do siebie przed wykonaniem zapisu elektrofizjologicznego.

Wszczepienie zespołu elektrod do mózgu myszy w celu zapisu elektrofizjologicznego

Ten film pokazuje proces rejestrowania aktywności neuronalnej kory mózgowej i podkorowej za pomocą elektrod elektroencefalograficznych (EEG) i głębokiej stymulacji mózgu (DBS) podczas testu stymulacji wzrokowej opartej na uwadze.

Rejestrowanie aktywności neuronalnej kory mózgowej i podkorowej za pomocą systemów elektrod

Ta procedura wykonuje długotrwałe wewnątrzkomórkowe zapisy in vivo z pojedynczych neuronów podczas fizjologicznie istotnych stanów mózgowych i po całkowitym zniesieniu trwających czynności elektrycznych, co skutkuje izoelektrycznym stanem mózgu. Stałe fizjologiczne zwierzęcia są dokładnie monitorowane podczas przejścia w stan sztucznej śpiączki.

Indukcja izoelektrycznego stanu mózgu w celu zbadania wpływu endogennej aktywności synaptycznej na pobudliwość neuronów in vivo

Przedstawiamy protokół hodowli pierwotnych eksplantatów neuronów spiralnych myszy na matrycach wieloelektrodowych w celu zbadania profili odpowiedzi neuronalnej i optymalizacji parametrów stymulacji. Takie badania mają na celu poprawę interfejsu neuron-elektroda implantów ślimakowych z korzyścią dla słuchu pacjentów, a także zużycia energii przez urządzenie.

Hodowla eksplantatów neuronów zwojów spiralnych i elektrofizjologia na układach wieloelektrodowych

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

Opracowaliśmy uproszczone i opłacalne podejście do produkcji elektrod i przeprowadziliśmy zapisy sygnałów w wielu regionach u swobodnie poruszających się myszy. Wykorzystanie optogenetyki, wraz z elektrofizjologią wieloregionalną i rejestracją sygnału wapnia, umożliwiło ujawnienie aktywności neuronalnej w różnych regionach w modelu rozpalania napadów.

Zintegrowana metoda tworzenia elastycznych i wygodnych optymór elektrofizjologicznych do wieloregionalnego zapisu in vivo

Poznaj systematyczną metodę oceny elektrod do rejestracji neuronalnej z wykorzystaniem polimerów przewodzących i modelu szczura. Techniki elektrofizjologiczne i elektrochemiczne pozwalają określić właściwości implantów nerwowych.

Metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów

Przeglądaj więcej filmów