Name: Ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-10T13:45:00.000+00:00
Duration: 11 min 51 s
Description: Poznaj ulepszoną metodę mechaniczną do oceny zakotwiczenia implantu kostnego u szczurów Wistar. Technika umożliwia precyzyjne zastosowanie sił rozrywających w regionie okołoimplantacyjnym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Biomet 3i za nieustające wsparcie finansowe, a w szczególności Randy'emu Goodmanowi za pomoc w projektowaniu i produkcji niestandardowych części. Spencer Bell jest laureatem podyplomowego stypendium przemysłowego przyznawanego przez National Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC). Chcielibyśmy również podziękować dr. Johnowi Brunskiemu za jego bardzo cenne informacje zwrotne podczas przygotowywania manuskryptu.

1. Projektowanie, produkcja i obróbka powierzchni implantów
<ol>
	<li>Produkcja implantów prostokątnych (wymiary 4 mm x 2,5 mm x 1,3 mm; długość x szerokość x wysokość) z dostępnego w handlu czystego tytanu (cpTi). Wywierć otwór centralnie w dół długiej osi implantu (średnica = 0,7 mm), aby ułatwić wczesną stabilność implantu w polu operacyjnym i późniejsze badania mechaniczne (ryc. 1).</li>
	<li>Leczyć górną i dolną powierzchnię implantu.
	<ol>
		<li>Aby uzyskać dwie odrębne powierzchnie, należy użyć standardowej obróbki strumieniowo-ściernej (GB), aby uzyskać złożoną mikrotopograficznie powierzchnię. Dalszą modyfikację połowy implantów poprzez nałożenie nanocząstek fosforanu wapnia (CaP) w celu stworzenia nanotopograficznie złożonej powierzchni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
Uwaga: Różne chemiczne lub mechaniczne zabiegi mogą być stosowane w celu stworzenia pożądanej topografii powierzchni i/lub chemii, a to zależy od charakteru pytania eksperymentalnego, które ma być poruszone. W podanym przykładzie jedna grupa komercyjnie czystych implantów tytanowych (cpTi) została poddana piaskowaniu (GB) - procesowi subtraktywnemu - w celu stworzenia złożonej mikrotopografii. Połowa implantów została następnie zmodyfikowana poprzez dodanie nanokryształów fosforanu wapnia (CaP) w celu stworzenia super nałożonej nanotopografii (GB-DCD).
Uwaga: Patrząc na mikropowierzchnię piaskowaną, w porównaniu do zmodyfikowanej nano-powierzchni, przy powiększeniu 10 000X, nie ma oczywistej różnicy w charakterystyce powierzchni. Jednak przy powiększeniu 100 000x różnice stają się dość oczywiste (ryc. 2). Wcześniej wykazano, że takie zmiany powierzchniowe mają głęboki wpływ na osteoprzewodnictwo14.
2. Model zwierzęcy i zabieg chirurgiczny
<ol>
	<li>Do tego modelu użyj młodych samców szczurów Wistar (200-250 g). Wszystkie procedury muszą zostać zatwierdzone przez lokalne komitety ds. opieki nad zwierzętami. Pozwól zwierzętom na swobodny dostęp do wody i karmy dla szczurów. 
	Uwaga: Szczury Wistar zostały wybrane do tej procedury ze względu na wcześniejsze doświadczenia z tym szczepem szczura, chociaż można zastosować inne szczepy szczurów. Dostęp do pożywienia i wody może być zmieniony w zależności od charakteru poruszanego pytania eksperymentalnego.</li>
	 
	<li>Stateczne szczury stosujące znieczulenie wziewne podawane przez stożek nosowy: 4% izofluranu w 1 l O2 / min do indukcji; 2% izofluranu w 1 l podtlenku azotu i 0,6 l O2 / min do konserwacji. Przeprowadź standardowy test szczypania palców u stóp, aby zapewnić skuteczną sedację przed kontynuowaniem zabiegu.</li>
	<li>Leki przeciwbólowe należy podawać przed i po operacji poprzez wstrzyknięcie podskórne 0,01-0,05 mg/kg buprenorfiny.</li>
	<li>Przypisz implanty przez częściową randomizację i umieść obustronnie w dystalnych metanasadach kości udowej szczura. Pozwala to na porównanie różnych implantów, po jednym z różnych topografii powierzchni, w przeciwległej kości udowej, w celu optymalizacji analizy statystycznej.</li>
	<li>Przygotuj zwierzęta, goląc i czyszcząc przednio-boczną część każdej tylnej nogi za pomocą 10% Betadine. Aby zapobiec hipotermii, umieść podkładkę cyrkulacyjną ciepłej wody pod znieczulonym szczurem.</li>
	<li>Za pomocą skalpela chirurgicznego #15 wykonaj nacięcie przez skórę wzdłuż bocznej części uda, aby odsłonić mięsień. Odsłoń dystalną część kości udowej za pomocą rozwarstwienia, aby odchylić mięśnie w minimalnie inwazyjny sposób.</li>
	<li>Zeskrob cienką warstwę okostnej pokrywającej kość udową za pomocą windy okostnej, aby w pełni odsłonić kość korową do wiercenia. Należy uważać, aby nie uszkodzić płytki wzrostowej lub chrząstki stawowej stawu kolanowego podczas wypreparowania i usunięcia okostnej.</li>
	<li>Po oczyszczeniu i sprawdzeniu obróć kość udową na boki, aby odsłonić przednią część dystalnej części kości udowej (ryc. 3A).</li>
	<li>Aby przygotować miejsce operacji, wywierć bikortykalną prostokątną szczelinę w środku kości przez obie kory. Aby uniknąć przegrzania tkanki, irygacja solą fizjologiczną musi być utrzymywana przez cały czas wiercenia przez asystenta chirurgicznego. Przeprowadź wiercenie w trzech etapach:
	<ol>
		<li>Najpierw przewierć korę przednią, odsłoniętą przez rozwarstwienie, za pomocą wiertła dentystycznego o średnicy 1,3 mm przymocowanego do rękojeści dentystycznej, aby utworzyć dwa otwory oddalone od siebie o 2,5 mm wzdłuż linii środkowej kości udowej.</li>
		<li>Następnie użyj drugiego wiertła (skręć wiertło dentystyczne 1,3 mm), aby przedłużyć te otwory przez przeciwległą korę, co spowoduje powstanie dwukorowych równoległych otworów.</li>
		<li>Na koniec połącz otwory za pomocą trzeciego, niestandardowego frezu do cięcia bocznego w kierunku bliższym i dystalnym, tworząc miejsce na implant (ryc. 3B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadź biodegradowalny szew przez ubytek kostny za pomocą dołączonej igły i wróć wokół zewnętrznej kory udowej.</li>
	<li>Przeciągnij implant przez wolny koniec szwu i wprowadź go do ubytku, gdzie powinien być dopasowany ciśnieniowo. W ten sposób długa oś implantu powinna być ustawiona prostopadle do długiej osi kości udowej (ryc. 3C).</li>
	<li>Zawiąż szew wokół bocznej części kości udowej, aby zapewnić stabilność implantu podczas rekonwalescencji pooperacyjnej i wczesnych etapów gojenia. Użyj pozostałego szwu, aby zamknąć tkankę mięśniową i zprzeciw tkance skórnej za pomocą zszywek chirurgicznych (spinki do ran 9 mm).</li>
	<li>Sprawdzaj miejsca operacyjne pod kątem oznak infekcji i codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem upośledzonej zdolności poruszania się. Wyłącz z analizy zwierzęta, które nie odzyskują pełnej sprawności poruszania się lub te, które mają złamania kości udowej podczas składania w ofierze.</li>
</ol>
3. Pobieranie próbek
<ol>
	<li>Uśmiercać zwierzęta 9 dni po operacji przez zwichnięcie szyjki macicy po ekspozycji na CO2 .</li>
	<li>Po złożeniu w ofierze odłączyć kość udową i oczyścić ją z tkanek miękkich. Przechowywać natychmiast w 15% roztworze buforowym sacharozy w celu utrzymania nawodnienia tkanek w ramach przygotowań do badań mechanicznych (Rysunek 4A). 
	Uwaga: Próbki są przechowywane w roztworze buforowym sacharozy w celu utrzymania nawodnienia tkanek podczas transportu między obiektami. Próbki spędzą około 2-3 godzin w roztworze podczas przygotowania do badań mechanicznych.</li>
	 
	<li>Aby przygotować próbki do badań mechanicznych, należy przyciąć kość do szerokości implantów za pomocą cylindrycznego frezu diamentowego przymocowanego do systemu o dużej prędkości. Końcowe próbki testowe składają się z dwóch łuków kostnych przymocowanych do każdej powierzchni implantu (ryc. 4B). W przypadku łuków, które odpadają podczas przygotowania lub transportu, przypisz wartość badania mechanicznego 0 N. 
	Uwaga: Ważne jest, aby być bardzo delikatnym i dokładnym podczas przycinania próbek, aby uniknąć uszkodzenia lub naprężenia interfejsu. Kostny modzel naprawczy może rosnąć wokół długiej osi implantu, a nawet do otworu podłużnego. Taki nadmiar kości musi zostać usunięty poprzez przycięcie próbek do dokładnych wymiarów implantu prostokątnego, ponieważ może to zniekształcić wyniki badań mechanicznych.</li>
</ol>
4. Testy mechaniczne
Niestandardowa forma do odłamywania została zaprojektowana do doniczkowania każdej próbki, tworząc powtarzalną i dokładną metodę przygotowania próbek do testów mechanicznych. Konstrukcja pozwala na odizolowanie obszaru kości wokół implantu o grubości 0,5 mm w celu uzyskania spójnej strefy testowej, przy jednoczesnym utrzymaniu próbki wyśrodkowanej i całkowicie poziomej podczas procesu zalewania, co pozwala na przyłożenie siły bezpośrednio prostopadłej do powierzchni implantu. Na rysunku 5 znajdują się pełne rysunki techniczne, a na rysunku 6 znajdują się końcowe komponenty.
Uwaga: Wszystkie testy przeprowadzaj za pomocą mechanicznego urządzenia testującego, działającego z prędkością poprzeczną 30 mm/min. Do jakościowej oceny kości resztkowej po badaniu można użyć mikroskopu preparacyjnego.
<ol>
	<li>Zalewanie próbek i badania mechaniczne
	<ol>
		<li>Usunąć próbki z roztworu buforowego sacharozy i delikatnie osuszyć.</li>
		<li>Umieść próbkę w niestandardowej formie. Wsuń szpilkę poziomo przez otwory w ściankach formy i przez otwór w środku implantu. Umieść płytkę stabilizującą po tylnej stronie formy, aby ustabilizować implant (ryc. 7).</li>
		<li>Wypełnij podstawę formy płynnym kompozytem dentystycznym i utwardzaj przez 60 sekund za pomocą światła utwardzającego o wysokiej intensywności. 
		Uwaga: Ważne jest, aby wybrać kompozyt, który nie twardnieje w reakcji egzotermicznej, ponieważ takie wytwarzane ciepło może wpływać na właściwości tkanki.</li>
		<li>Po utwardzeniu otwórz formę i wyjmij stwardniały blok próbki. Narysuj cienką czarną linię markerem permanentnym na łuku bocznym w celu identyfikacji.</li>
		<li>Zamocuj prefabrykowaną replikę próbki testowej w imadle i wyśrodkuj urządzenie na podstawie mechanicznego przyrządu testującego.</li>
		<li>Zabezpiecz próbkę w imadle i przełóż nylonową linkę przez otwór w implancie (ryc. 8). Przymocuj luźne końce do środka ruchomej poprzecy. Aby zachować spójność, zawsze najpierw oznacz i przetestuj boczną stronę. Powtórz proces z łukiem przyśrodkowym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Brunski, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+bone+response+to+biomechanical+loading+at+the+bone-dental+implant+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Dental+Res%22%5BJournal%5D)">In vivo bone response to biomechanical loading at the bone-dental implant interface.</a> Adv. Dental Res. 13, 99-119 (1999).</li>
<li>Brunski, J. B., Glantz, P. -O., Helms, J. A., Nanci, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrunski%2C+JB+%22Transfer+of+mechanical+load+across+the+interface.+In%3A+The+Osseointegration+Book%22">Transfer of mechanical load across the interface. In: The Osseointegration Book</a>. Brånemark, P. I., Chien, S., Gröndahl, H. G., Robinson, K. , 209-249 (2005).</li>
<li>Brånemark, R., Ohrnell, L. O., Nilsson, P., Thomsen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanical+characterization+of+osseointegration+during+healing%3A+an+experimental+in+vivo+study+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Biomechanical characterization of osseointegration during healing: an experimental in vivo study in the rat.</a> Biomaterials. 18 (14), 969-978 (1997).</li>
<li>Itälä, A., Koort, J., Ylänen, H. O., Hupa, M., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biologic+significance+of+surface+microroughing+in+bone+incorporation+of+porous+bioactive+glass+implants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res.+A%22%5BJournal%5D)">Biologic significance of surface microroughing in bone incorporation of porous bioactive glass implants.</a> J. Biomed. Mater. Res. A. 67 (2), 496-503 (2003).</li>
<li>Brånemark, R., Emanuelsson, L., Palmquist, A., Thomsen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+response+to+laser-induced+micro-+and+nano-size+titanium+surface+features%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Bone response to laser-induced micro- and nano-size titanium surface features.</a> Nanomedicine. 7 (2), 220-227 (2011).</li>
<li>Kato, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bonding+of+Alkali-+and+Heat-Treated+Tantalum+Implants+to+Bone%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res%22%5BJournal%5D)">Bonding of Alkali- and Heat-Treated Tantalum Implants to Bone.</a> J. Biomed. Mater. Res. 53, 28-35 (2000).</li>
<li>Hong, L., Xu, H. C., de Groot, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+strength+of+the+interface+between+hydroxyapatite+and+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater%22%5BJournal%5D)">Tensile strength of the interface between hydroxyapatite and bone.</a> J. Biomed. Mater. 26 (1), 7-18 (1992).</li>
<li>Currey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+bone+tissues+with+greatly+different+functions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomech%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of bone tissues with greatly different functions.</a> J. Biomech. 9 (12), 313-319 (1979).</li>
<li>Nakamura, T., Yamamuro, T., Higashi, S., Kokubo, T., Itoo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+glass-ceramic+for+bone+replacement%3A+evaluation+of+its+bonding+to+bone+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res%22%5BJournal%5D)">A new glass-ceramic for bone replacement: evaluation of its bonding to bone tissue.</a> J. Biomed. Mater. Res. 19 (6), 685-698 (1985).</li>
<li>Hench, L. L., Splinter, R. J., Allen, W. C., Greenlee, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bonding+mechanisms+at+the+interface+of+ceramic+prosthetic+materials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res.+Symp%22%5BJournal%5D)">Bonding mechanisms at the interface of ceramic prosthetic materials.</a> J. Biomed. Mater. Res. Symp. 1, 117-141 (1972).</li>
<li>Edwards, J. T., Brunski, J. B., Higuchi, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+and+morphologic+investigation+of+the+tensile+strength+of+a+bone-hydroxyapatite+interface%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res%22%5BJournal%5D)">Mechanical and morphologic investigation of the tensile strength of a bone-hydroxyapatite interface.</a> J. Biomed. Mater. Res. 36 (4), 454-468 (1997).</li>
<li>Davies, J. E., Ajami, E., Moineddin, R., Mendes, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+roles+of+different+scale+ranges+of+surface+implant+topography+on+the+stability+of+the+bone%2Fimplant+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The roles of different scale ranges of surface implant topography on the stability of the bone/implant interface.</a> Biomaterials. 34, 3535-3546 (2013).</li>
<li>Rønold, H. J., Lyngstadaasb, S. P., Ellingsen, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysing+the+optimal+value+for+titanium+implant+roughness+in+bone+attachment+using+a+tensile+test%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Analysing the optimal value for titanium implant roughness in bone attachment using a tensile test.</a> Biomaterials. 24, 4559-4564 (2003).</li>
<li>Mendes, V. C., Moineddin, R., Davies, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+discrete+calcium+phosphate+nanocrystals+on+bone-bonding+to+titanium+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of discrete calcium phosphate nanocrystals on bone-bonding to titanium surfaces.</a> Biomaterials. 28 (32), 4748-4755 (2007).</li>
<li>Skedros, J. G., Holmes, J. L., Vajda, E. G., Bloebaum, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cement+lines+of+secondary+osteons+in+human+bone+are+not+mineral+deficient%3A+new+data+in+a+historical+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Cement lines of secondary osteons in human bone are not mineral deficient: new data in a historical perspective.</a> Anat Rec. 286, 781-803 (2005).</li>
<li>McKee, M. D., Nanci, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteopontin+and+the+bone+remodelling+sequence%3A+colloidal-gold+immunocytochemistry+of+an+interfacial+extracellular+matrix+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Osteopontin and the bone remodelling sequence: colloidal-gold immunocytochemistry of an interfacial extracellular matrix protein.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 760, 177-189 (1995).</li>
<li>Davies, J. E., Hosseini, M. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDavies%2C+JE+%22Histodynamics+of+endosseous+wound+healing+In%3A+Bone+Engineering%22">Histodynamics of endosseous wound healing In: Bone Engineering</a>. Davies, J. E. , Em Squared Inc. Toronto. 1-14 (2000).</li>
<li>Welsh, R. P., Pilliar, R. M., Macnab, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+implants.+The+role+of+surface+porosity+in+fixation+to+bone+and+acrylic%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bone+Joint+Surg.+Am%22%5BJournal%5D)">Surgical implants. The role of surface porosity in fixation to bone and acrylic.</a> J. Bone Joint Surg. Am. 53 (5), 963-977 (1971).</li>
<li>O'Brien, F. J., Taylor, D., Clive, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+bone+microstructure+on+the+initiation+and+growth+of+microcracks%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Res%22%5BJournal%5D)">The effect of bone microstructure on the initiation and growth of microcracks.</a> J. Orthop. Res. 23 (2), 475-480 (2005).</li>
<li>Steflik,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructural+analyses+of+the+attachment+%28bonding%29+zone+between+bone+and+implanted+biomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructural analyses of the attachment (bonding) zone between bone and implanted biomaterials.</a> J. Biomed. Mater. Res. 39 (4), 611-620 (1998).</li>
<li>Sul, Y. -T., Johansson, C., Albrektsson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+in+vivo+method+for+quantifying+the+interfacial+biochemical+bond+strength+of+bone+implants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Royal+Soc%22%5BJournal%5D)">A novel in vivo method for quantifying the interfacial biochemical bond strength of bone implants.</a> J. Royal Soc. 7 (42), 81-90 (2010).</li>
<li>Wong, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+surface+topography+on+the+osseointegration+of+implant+materials+in+trabecular+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Mater.+Res%22%5BJournal%5D)">Effect of surface topography on the osseointegration of implant materials in trabecular bone.</a> J. Biomed. Mater. Res. 29 (12), 1567-1575 (1995).</li>
<li>Gotfredsen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anchorage+of+titanium+implants+with+different+surface+characteristics%3A+an+experimental+study+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Implant+Dent.+Relat.+Res%22%5BJournal%5D)">Anchorage of titanium implants with different surface characteristics: an experimental study in rabbits.</a> Clin. Implant Dent. Relat. Res. 2 (3), 120-128 (2000).</li>
<li>Lekholm, U., Zarb, G. A., Albrektsson, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLekholm%2C+U+%22Patient+selection+and+preparation.+In%3A+Tissue+integrated+prostheses%22">Patient selection and preparation. In: Tissue integrated prostheses</a>. , Quintessence Publishing Co. Inc. Chicago. 199-209 (1985).</li>
</ol>

Autorzy otrzymali wsparcie finansowe i materiałowe od Biomet 3i (Palm Beach Gardens, FL, USA). Biomet 3i nie brał udziału w pisaniu tego manuskryptu ani w projektowaniu opisanych eksperymentów.

Przedstawiony tutaj model badań mechanicznych zapewnia ulepszoną metodę oceny zakotwiczenia kości w powierzchniach potencjalnego implantu, ponieważ pozwala na dokładne prostopadłe lub równoległe wyrównanie badanej próbki z osią przyłożonej siły rozrywającej; i ogranicza strefę złamania do pół milimetra od powierzchni implantu. Model ten można łatwo włączyć do badań porównujących skuteczność dowolnego zakresu powierzchni modyfikowanych chemicznie lub mechanicznie; ale nie nadaje się do gładkich powierzchni, ponieważ można...

Ocena zakotwiczenia kości do powierzchni implantów śródkostnych była przedmiotem znacznej uwagi, dla której opisano wiele metod testów mechanicznych1,2. Wszystkie takie metody wywierają siłę, która zakłóca stosowany model kości/implantu i mogą być szeroko pogrupowane w ścinanie, zwykle przedstawiane jako modele wypychające lub wysuwane3,4, odwrotny moment obrotowy3,5 i typy rozciągania6,7. Zazwyczaj w takich testach dochodzi do złamania kości8 lub materiału implantu (w przypadku kruchych szkieł i ceramiki9,10) i, zakładając, że wystąpiła jakaś forma zakotwiczenia, powierzchnia styku kość/implant pozostaje (przynajmniej częściowo) nienaruszona. Takie wyniki eksperymentów oznaczają nie tylko, że siła wymagana do spowodowania złamania (lub rozerwania) modelu nie jest siłą wymaganą do oddzielenia interfejsu kość/implant11,12, ale także, że złożona powierzchnia utworzonej płaszczyzny złamania może być oporna na dokładny pomiar. Niemniej jednak takie testy mogą być istotne klinicznie, ponieważ zapewniają porównawczą ocenę zdolności implantów o różnych konstrukcjach powierzchni do zakotwiczenia w kości. Należy jednak również zauważyć, że takie porównania są ważne tylko w ramach modelu eksperymentalnego, podczas gdy porównania między modelami eksperymentalnymi są obarczone trudnościami, ponieważ badacze wykorzystują różne gatunki zwierząt wykazujące kość blaszkowatą lub tkaną; modele gojenia kości beleczkowej lub korowej oraz różne geometrie i warunki testów mechanicznych.
W celu uzyskania pomiaru wytrzymałości na rozciąganie na styku kości i implantu, wielu badaczy wykorzystało nominalną powierzchnię implantu do wyprowadzenia wartości "wytrzymałości na rozciąganie", ponieważ wytrzymałość na rozciąganie jest mierzona jako siła na jednostkę powierzchni. Jest to wyraźnie przybliżenie, biorąc pod uwagę, jak wyjaśniono powyżej, że interfejs kość/implant pozostaje nienaruszony w wielu stosowanych testach zakłóceń. Ponadto pomiar powierzchni implantów, w szczególności powierzchni złożonych topograficznie, jest ograniczony rozdzielczością techniki pomiarowej, jak omówili Ronald i wsp.13 Jednakże, jak wynika z przeglądu dokonanego przez Brunski i wsp.2, gdy weźmie się pod uwagę nominalną powierzchnię implantu, pozorne różnice w "wytrzymałości na rozciąganie" związane z różnymi konstrukcjami powierzchni implantu są negowane, co sugeruje, że powierzchnie implantów o większej powierzchni zapewniają większe obszary kontaktu kości z implantem, a tym samym wymagają większej siły do złamania modelu. Wynika z tego, że bardziej złożone topograficznie powierzchnie mogą zwiększać osteogenezę kontaktową, co skutkuje większym kontaktem z implantem kostnym (BIC) i wynikającymi z tego wyższymi wartościami zakłóceń w testach mechanicznych. Osteogeneza kontaktowa jest wypadkową dwóch odrębnych zjawisk: osteokondukcji i tworzenia kości. Rzeczywiście, wykazaliśmy, że wzrost osteoprzewodnictwa na powierzchniach złożonych topograficznie można określić ilościowo, mierząc wynikowy BIC14, i że takie powierzchnie powodują również wyższe wartości zakłóceń mechanicznych12.
Warto jednak zauważyć, że kość wokół implantu może powstawać dzięki dwóm mechanizmom. W kontaktowej osteogenezie komórki pochodzenia mezenchymalnego migrują na powierzchnię implantu (osteokondukcjacja), różnicują się w komórki kostne i tworzą macierz kostną de novo na powierzchni implantu (tworzenie kości). Pierwszą opracowaną macierz kostną jest zmineralizowana linia cementowa, którą widać w normalnej przebudowie kości15 (w literaturze istnieje wiele niejasności dotyczących tej zmineralizowanej struktury biologicznej, która czasami jest uważana za niezmineralizowaną1 lub jest zsynchronizowana ze wszystkimi interfejsami w kości16 - pełna dyskusja na ten temat znajduje się w Davies i Hosseini17). Osteogeneza kontaktowa jest niezbędnym warunkiem wstępnym zjawiska wiązania kości, ale nie jest niezbędna do wrastania kości18. Linia zmineralizowanego cementu kości jest mechanicznie słabsza niż zmineralizowany kompartment kolagenowy kości19. Tak więc, intuicyjnie, jeśli porównamy interdigitację matrycy linii cementowej z nanocechami implantu z tkanką kostną w fazie wzrostu do cech makroimplantu, to siła mechaniczna wymagana do zakłócenia tej pierwszej będzie rozsądnie oczekiwana, że będzie mniejsza niż drugiej, a ostatnio wykazaliśmy toeksperymentalnie12.
Kość wokół implantu może również powstawać przez osteogenezę na odległość. W tym przypadku kość osadza się na starej powierzchni kości i stopniowo zbliża się do powierzchni implantu, w wyniku czego powstaje interfejs składający się z amorficznej macierzy i pozostałości komórek osteogennych20. Ogólnie rzecz biorąc, osteogeneza na odległość jest związana z gładkimi lub obrobionymi maszynowo powierzchniami implantów śródkostnych i często występuje w gojeniu kości korowych, podczas gdy złożone mikrotopograficznie powierzchnie są związane z osteogenezą kontaktową, która jest bardziej typowa dla gojenia kości beleczkowej. Modele prób rozciągania wykorzystujące gładkie powierzchnie implantów i gojenie kości korowych były w stanie przetestować właściwości adhezyjne tej amorficznej matrycy biologicznej bez osteogenezy kontaktowej związanej z topograficznie złożonymi powierzchniami i wykazały, że tak zwane "biochemiczne" wiązanie, które występuje, stanowi niewielki składnik wartości "wytrzymałości na rozciąganie" zgłaszanych dla powierzchni złożonych topograficznie21. Wręcz przeciwnie, używając modelu gojenia kości beleczkowej, Wong i wsp.22 wykazały "doskonałą korelację" między chropowatością powierzchni implantu a obciążeniem niszczącym wypychanie i wskazały, że wiązanie chemiczne rzeczywiście odgrywało znikomą rolę w zakotwiczeniu kości na powierzchni implantu. Podczas gdy prawdopodobne jest, że zarówno osteogeneza kontaktowa, jak i kostna odległość występują, w różnym stopniu, we wszystkich śródkostnych przedziałach gojenia wokół implantu, złożone mikrotopograficznie powierzchnie okazały się szczególnie korzystne w przedziałach gojenia kości beleczkowej23. Te ostatnie są klasyfikowane jako kość klasy III lub IV w literaturze stomatologicznej24.
Naszym celem było skupienie się na mechanizmach osteogenezy kontaktowej i wynikającym z niej zakotwiczeniu kości/implantu, które może nastąpić w środowisku gojenia kości beleczkowej. To zakotwiczenie, które jest zależne od topografii powierzchni implantu (patrz wyżej), może wystąpić w różnych zakresach skali. Z jednej strony, tylko cechy implantów submikronowych są zaangażowane w wiązanie kości - co opisano za pomocą interdigitacji matrycy linii cementu kostnego z takimi powierzchniami i widoczne na bioaktywnych szkłach, ceramice i siatkowatych tlenkach metali. Z drugiej strony, tkanka kostna (czasami wraz z unaczynieniem krwi) może rozrastać się do wielomikronowych lub makroskalowych cech powierzchni implantów18. W obu przypadkach dochodzi do pewnego rodzaju zakotwiczenia kości w powierzchni implantu, chociaż mechanizmy są wyraźnie różne. Jednak częstym błędem większości metod badań mechanicznych, o których mowa powyżej, jest ustawienie siły zrywającej w dokładnie prostopadłej lub równoległej płaszczyźnie do powierzchni implantu (w zależności od tego, czy zastosowano tryb rozciągania czy ścinania). Przedstawiamy tutaj metodę, która przezwycięża to ograniczenie.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco' s Fosforanowy roztwór buforowy (DPBS)</td><td>Gibco Life Technologies, Burlington, ON, Kanada</td><td>14190-250</td><td></td></tr><tr><td>10% neutralny buforowany roztwór formaliny</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC., Kanada</td><td>HT501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>Specjalnie zaprojektowane implanty prostokątne (komercyjnie czysty tytan; wymiary: 4 mm x 2,5 mm x 1,3 mm z otworem 0,7 mm wywierconym centralnie w dół długiej osi)</td><td>Biomet 3i, FL, USA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Specjalnie zaprojektowana forma zrywana</td><td>Biomet 3i, FL, USA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Bedford Laboratories</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>10% betadyny</td><td>Bruce Medical, MA, US</td><td>FR-2200-90</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Almedic, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada</td><td>2586-M36-0100</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela #15 (sterylne)</td><td>Magna, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada</td><td>2586</td><td></td></tr><tr><td>Winda okostna #24G</td><td>Spectrum Surgical, OH, USA</td><td>EX7</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Almedic, Medstore, University of Toronto, Kanada</td><td>7747-A10-108</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do tkanek</td><td>Almedic, Medstore, University of Toronto, Kanada</td><td>7722-A10-308</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Almedic, Medstore, University of Toronto</td><td>7603-A8-240</td><td></td></tr><tr><td>Tkanina chłonna Serweta ogólnego przeznaczenia (sterylna)</td><td>Vitality Medyczna</td><td>1089</td><td></td></tr><tr><td>Gaza (niesterylna)</td><td>VWR</td><td>89133-260</td><td></td></tr><tr><td>Igły 25G X 5/8" (jednorazowe)</td><td>BD, Kanada</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki (sterylne)</td><td>VWR, Kanada</td><td>CABD309653</td><td></td></tr><tr><td>Sterownik igieł</td><td>Almedic, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada</td><td>A17-132</td><td></td></tr><tr><td>Dynarex Rękawice chirurgiczne (sterylne)</td><td>Amazon.com</td><td>2475</td><td></td></tr><tr><td>Maski chirurgiczne</td><td>Fisherbrand, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada</td><td>296360759</td><td></td></tr><tr><td>0,9% sterylnej soli fizjologicznej</td><td>Marka House, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada</td><td>1011-L8001</td><td></td></tr><tr><td>Maszynki do strzyżenia włosów</td><td>Remington, US</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>4-0</td><td>Synetura</td> Polysorb <td>SL5627G</td><td></td></tr><tr><td>Klipsy</td> <td>do ran 9 mmBecton Dickinson, MD, USA</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść dentystyczna ImplantMED DU 900 i WS-75&nbsp;</td><td>W& H Dentalwerk, Austria</td><td>DU1000US</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło kręte 1,3 mm</td><td>Brasseler, GA, USA</td><td>203.21.013</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło dentystyczne 1,3 mm&nbsp;</td><td>Biomet 3i, FL, USA</td><td>niestandardowy</td><td></td></tr><tr><td>cylindryczny frez boczny 1,2 mm</td><td>Biomet 3i, FL, USA</td><td>niestandardowy</td><td></td></tr><tr><td>cylindryczny frez diamentowy</td><td>Brasseler, GA, USA</td><td>H1.21.014</td><td></td></tr><tr><td>Szybki system wiercenia dentystycznego</td><td>Rękojeść: KaVo Dental Corporation, IL, USA</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Sterowanie rękojeścią: DCI International, OR, USA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>99,5% ultra czysta sacharoza</td><td>BioShop Canada Inc., Burlington, ON, Kanada</td><td>57-50-1</td><td></td></tr><tr><td>Płynny kompozyt dentystyczny</td><td>Filtek Supreme Ultra Flowable Restorative, 3M ESPE, St Paul, Minnesota, USA</td><td>6033XW</td><td></td></tr><tr><td>Szafirowa lampa utwardzająca Plasma Arc o wysokiej intensywności</td><td>Den-Mat Holdings, Santa Maria, CA, USA</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Instron 4301 z ogniwem obciążnikowym 1000 N</td><td>Instron, Norwood, MA, USA</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny Leica Wild M3Z Stereozoom</td><td>Leica, Heerbrugg, Szwajcaria</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Kamera cyfrowa QImaging Micropublisher 5.0 RTV w połączeniu z oprogramowaniem do akwizycji QCapture 2.90.1</td><td>QImaging, Surrey, BC, Kanada</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Elektroniczna suwmiarka cyfrowa&nbsp;</td><td>Fred V. Fowler Company, Inc., Newton, MA, USA</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Mechaniczny przyrząd testowy</td><td>Instron, Norwood, MA, USA</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr></tbody></table>

ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego

An Improved Mechanical Testing Method to Assess Bone-implant Anchorage

Ostatnie postępy w materiałoznawstwie doprowadziły do znacznego wzrostu złożoności topograficznej powierzchni implantów, zarówno w skali mikro, jak i nano. W związku z tym tradycyjne metody opisu powierzchni implantów - a mianowicie numeryczne determinanty chropowatości powierzchni - są nieodpowiednie do przewidywania wydajności in vivo. Badania biomechaniczne stanowią dokładną i porównawczą platformę do analizy wydajności powierzchni biomateriałów. Przedstawiono ulepszoną metodę badań mechanicznych w celu zbadania zakotwiczenia kości w powierzchniach potencjalnych implantów. Metoda ma zastosowanie zarówno do wczesnych, jak i późniejszych etapów gojenia i może być stosowana do dowolnego zakresu powierzchni modyfikowanych chemicznie lub mechanicznie - ale nie do powierzchni gładkich. Niestandardowe prostokątne implanty są umieszczane obustronnie w dystalnej kości udowej samców szczurów Wistar i zbierane wraz z otaczającą kością. Próbki testowe są przygotowywane i zalewane przy użyciu nowatorskiej formy do odłamywania, a test rozrywania przeprowadza się za pomocą mechanicznej maszyny wytrzymałościowej. Metoda ta pozwala na wyrównanie siły zakłócającej dokładnie prostopadle lub równolegle do płaszczyzny powierzchni implantu i zapewnia dokładny i powtarzalny sposób izolowania dokładnego obszaru wokół implantu do testów.

U wszystkich zwierząt aktywność ambulatoryjna wzrosła w czasie po rekonwalescencji pooperacyjnej. Jest to istotne, ponieważ obciążenie ma zróżnicowany wpływ na topografię w różnych zakresach skali, co zgłaszaliśmy niedawno12. Reprezentatywna krzywa siła/przemieszczenie dla próbek testowych po badaniach mechanicznych przedstawiona jest na Rysunku 9A, a uśrednione dane dla każdej powierzchni implantu na Rysunku 9B. Odnotowano maksymalną wartość siły osiągniętą przez każdą próbkę...

Przedstawiono ulepszoną metodę mechanicznego testowania zakotwiczenia kości na powierzchniach potencjalnych implantów. Metoda ta pozwala na wyrównanie siły rozrywającej dokładnie prostopadle lub równolegle do płaszczyzny powierzchni implantu i zapewnia dokładny sposób kierowania sił zakłócających na dokładny obszar wokół implantu.

Ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego

Recent advances in material science have led to a substantial increase in the topographical complexity of implant surfaces, both on a micro- and a ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ocena zakotwiczenia i stabilności nowo powstałej kości naprawczej w odniesieniu do powierzchni testowych implantów. W tym celu w pierwszej kolejności tworzy się dwie grupy niestandardowych implantów tytanowych. Jedna grupa jest poddawana standardowej obróbce strumieniowej w celu wytworzenia mikrotopografii podłoża, a druga grupa otrzymuje taką samą obróbkę strumieniową, a ponadto nanokryształy fosforanu wapnia.Drugim krokiem jest umieszczenie implantów w dalszej części kości udowej samców szczurów wistar na okres dziewięciu dni, po których następuje pobranie kości udowych. Następnie kości udowe są oczyszczane, a otaczająca kość jest przycinana do szerokości implantu, w celu przygotowania próbek do badań mechanicznych z łukiem korowym po obu stronach implantu. Ostatnim krokiem jest umieszczenie próbek w płynnym kompozycie dentystycznym przy użyciu specjalnej formy odrywalnej, która izoluje 0,5 milimetra kości okolimplantowej, a następnie przeprowadzenie badań mechanicznych próbek.Ostatecznie wyniki badań mechanicznych pozwalają ocenić zdolność powierzchni potencjalnego implantu do pełnienia funkcji powierzchni zakotwiczenia dla nowo powstałej kości regeneracyjnej. Metoda ta może zostać wykorzystana do wykazania znaczenia różnych zakresów skali topografii powierzchni implantu dla poszczególnych mechanizmów zakotwiczenia kości – od wiązania kości w skali nanometrycznej po wrastanie kości w grubszej skali mikronowej. Technika ta jest szczególnie odpowiednia do pomiaru efektów projektowania potencjalnych powierzchni, takich jak powierzchnie zakotwiczające dla nowo powstałej kości regeneracyjnej.Ponieważ ogranicza to obszar testów mechanicznych do obszaru w obrębie pół milimetra od powierzchni implantu. Metoda ta może dostarczyć informacji na temat wpływu projektu powierzchni implantu na tworzenie się kości i może być również zastosowana do innych materiałów implantacyjnych: metalowych, ceramicznych i polimerowych. Aby rozpocząć tę procedurę, należy wykonać prostokątne implanty tytanowe z tytanu czystego handlowo, następnie wywiercić otwór centralnie wzdłuż długiej osi i przygotować ich powierzchnie do implantacji zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym, a następnie przypisać implanty – jeden do lewej i jeden do prawej kości udowej – stosując częściową randomizację.Zapewnia to, że każdy typ implantu zostanie umieszczony w tym samym zwierzęciu, co pozwala na optymalizację analizy statystycznej. Podobnie jak w przypadku wszystkich procedur z udziałem zwierząt, przed rozpoczęciem jakichkolwiek eksperymentów w ramach tej procedury należy uzyskać zatwierdzenie protokołu przez lokalną komisję ds. opieki nad zwierzętami. Należy pozyskać młode szczury Wistar, których waga w momencie operacji będzie wynosić od 200 do 250 g.Uśpij szczury pojedynczo, stosując narkozę inhalacyjną do indukcji. Podawaj 4% izofluranu w tlenie przy przepływie jednego litra na minutę. Następnie stosuj 2% izofluranu w mieszaninie jednego litra na minutę tlenku azotu i 0,6 litra na minutę tlenu.Aby utrzymać sedację, należy przeprowadzić standardowy test ucisku palca, aby upewnić się, że sedacja jest skuteczna przed kontynuowaniem procedury. Po pełnym uśpieniu należy nałożyć maść z zastępczych łez do obu oczu i podać przedoperacyjny środek przeciwbólowy poprzez podskórny zastrzyk z buprenorfiną w dawce od 0,01 do 0,05 mg/kg. Następnie należy ogolić przednioboczną stronę każdej kończyny tylnej, a potem zdezynfekować pole operacyjne, trzykrotnie naprzemiennie stosując 10% Betadine oraz 70% ethanol.Umieść szczura na podkładce z ciepłą wodą w obiegu, aby zapobiec hipotermii podczas procedury, używając skalpela chirurgicznego nr 15. Wykonaj nacięcie skóry wzdłuż bocznej strony uda, aby odsłonić mięsień. Następnie odsłoń dystalną część kości udowej, stosując rozwarstwianie tępe w celu małoinwazyjnego odsunięcia brzuśców mięśniowych.Następnie, za pomocą elewatora okostnowego, zeskrobcie cienką warstwę okostnej pokrywającej kość udową, aby całkowicie odsłonić kość korową przed wierceniem. Należy uważać, aby podczas tępej dyssekcji lub usuwania okostnej nie uszkodzić płytki wzrostu ani chrząstki stawowej stawu kolanowego. Po oczyszczeniu i obejrzeniu kości udowej, obróćcie ją bocznie, aby odsłonić przednią powierzchnię dystalnej części kości udowej.Należy również zapewnić odpowiednią ilość sterylnej soli fizjologicznej do przemywania tkanki podczas wiercenia, aby zapobiec jej przegrzaniu. Przed wierceniem, za pomocą suwmiarki, wyznacz miejsce na dwa otwory, oddalone od siebie o 2,5 milimetra wzdłuż linii środkowej kości udowej. Następnie do końcówki wiertła stomatologicznego przymocuj wiertło stomatologiczne o średnicy 1,3 milimetra i wykonaj otwory, wiercąc przez korę przednią. Następnie do końcówki przymocuj skręcane wiertło stomatologiczne o średnicy 1,3 milimetra i pogłęb otwory przez przeciwległą korę kości udowej, uzyskując równoległe otwory bikortykalne.Na koniec wymień wiertło spiralne na specjalistyczne wiertło do cięcia bocznego i użyj go do połączenia otworów w kierunku proksymentalno-dystalnym, tworząc miejsce na implant. Po całkowitym wykonaniu ubytku, przeciągnij biodegradowalną nić przez otwór za pomocą dołączonej igły i przeprowadź ją wokół zewnętrznej kory kości udowej. Następnie nawlecz implant na wolny koniec nici i wprowadź go do ubytku, gdzie powinien zostać osadzony na ciasno.Zwiąż szew wokół bocznej części kości udowej, aby zapewnić stabilność implantu podczas rekonwalescencji pooperacyjnej i wczesnych etapów gojenia. Wykorzystaj pozostałą część nici do zamknięcia tkanki mięśniowej, a następnie przywróć położenie tkanki skórnej za pomocą zszywek chirurgicznych. Na koniec podaj środek przeciwbólowy pooperacyjny w formie iniekcji podskórnej.Należy codziennie monitorować zwierzęta i sprawdzać miejsca operacyjne pod kątem oznak infekcji. Z badania należy wykluczyć zwierzęta, które nie odzyskały w pełni zdolności poruszania się lub u których w momencie uboju stwierdzono złamania kości udowej. Po uboju należy oddzielić kość udową i oczyścić ją z otaczających tkanek miękkich. Kość należy niezwłocznie przechowywać w 15% roztworze buforowym sacharozy, aby utrzymać nawodnienie tkanki.W ramach przygotowania do badań mechanicznych, nanieś cienką czarną linię markerem permanentnym na łuku bocznym w celu identyfikacji. Następnie przytnij kość do szerokości implantów, używając cylindrycznego wiertła diamentowego przymocowanego do systemu wysokich obrotów. Końcowe próbki testowe składają się z dwóch łuków kostnych przymocowanych do każdej z powierzchni implantu.Do wszystkich badań należy wykorzystać aparat do badań mechanicznych wyposażony w ogniwo obciążnika, ustawiając prędkość pracy na 30 millimeters per minute. W przypadku łuków, które odpadły podczas przygotowania lub transportu do próbek badawczych, należy przypisać wartość badania równą zero newton's. Najpierw umieść próbkę w specjalnej formie rozdzielnej i ustabilizuj ją, umieszczając płytkę stabilizującą po tylnej stronie formy.Następnie otoczyć łuk korowy płynnym kompozytem dentystycznym i utwardzić kompozyt przez 60 seconds za pomocą wysokointensywnej lampy polimeryzacyjnej z łukiem plazmowym z szafiru. Taka konstrukcja umożliwia izolację obszaru kości okołozawadkowej o szerokości 0,5 millimeter w celu przeprowadzenia spójnych badań. Po utwardzeniu otworzyć formę i wyjąć utwardzony blok próbki.Następnie przymocuj prefabrykowaną replikę badanego preparatu w imadle i wycentruj urządzenie na podstawie maszyny Instron. Potem zakotwicz próbkę w systemie, umieszczając ją w gwincie imadła, przeprowadzając nylonową żyłkę wędkarską o wytrzymałości 10 funtów przez implant i mocując wolne końce do ruchomej trawerka. Dla zachowania spójności zawsze najpierw oznakuj i przebadaj stronę boczną. Następnie przesuń trawersek w kierunku przeciwnym do próbki z prędkością 30 mm/min, analogicznie jak wcześniej, aż do momentu zniszczenia próbki.Po oddzieleniu kości od powierzchni implantu powtórz ten proces w odniesieniu do łuku przyśrodkowego, a następnie obejrzyj powierzchnie implantów za pomocą mikroskopu stereoskopowego. Przedstawione tutaj obrazy SEM ukazują powierzchnie implantów poddanych piaskowaniu, z dodatkiem oraz bez dodatku nanokryształów fosforanu wapnia. Zmodyfikowane nanopowierzchnie wyglądają podobnie do powierzchni kontrolnych przy powiększeniu 10 000 x, jednak przy powiększeniu 100 000 x nanotopografia powstała w wyniku nałożenia nanokryształów fosforanu wapnia staje się wyraźna.Przedstawiono tutaj reprezentatywne krzywe wymuszonego przemieszczenia. Czerwone linie reprezentują powierzchnie o złożonej mikrotopografii, natomiast czarna linia reprezentuje implanty z nanokryształami fosforanu wapnia. Powierzchnia z dodatkowymi submikronowymi cechami topograficznymi fosforanu wapnia wykazała znacznie wyższe siły rozrywania niż powierzchnia z niemodyfikowaną mikrotopografią.Analiza płaszczyzn pęknięć po badaniach mechanicznych wykazała, że 92% próbek z kości zatopionej w przepływowym kompozycie dentystycznym pękło w obszarze docelowym implantu. Podczas wykonywania tej procedury należy zachować szczególną ostrożność podczas zatapiania próbek testowych ze względu na ich niewielki rozmiar i masę. Trudno jest je precyzyjnie umieścić, dlatego konieczne jest prawidłowe wyrównanie wszystkich elementów przed nałożeniem kompozytu dentystycznego.Po wykonaniu tej procedury można zastosować zaawansowane metody obrazowania, takie jak obrazowanie elektronów wstecznie rozproszonych w skaningowym mikroskopie elektronowym, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące oddziaływania implantu z kością przy znacznie większym powiększeniu.

an-improved-mechanical-testing-method-to-assess-bone-implant-anchorage

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Udoskonaloną metodę testowania mechanicznego do oceny kotwiczenia implantu kostnego

W tym badaniu omówione zostanie użycie urządzenia do ładowania in situ w połączeniu z mikro-rentgenowską tomografią komputerową do biomechaniki stawów włóknistych. Odczyty doświadczalne identyfikujące się z ogólną zmianą biomechaniki stawów będą obejmowały: 1) siłę reakcyjną w funkcji przemieszczenia, tj. przemieszczenie zęba w obrębie zębodołu i jego reakcję reakcyjną na obciążenie, 2) trójwymiarową (3D) konfigurację przestrzenną i morfometrię, tj. zależność geometryczną zęba względem zębodołu...

In situ Obciążenie kompresyjne i korelacyjne nieinwazyjne obrazowanie stawu włóknistego kość-więzadło przyzębia-ząb

Ten protokół opisuje technikę osteosyntezy wykorzystującą gwóźdź blokujący śródszpikowy do standaryzacji osteotomii kości udowej, która może być używana do analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy.

Śródszpikowy gwóźdź blokujący do standaryzowanego mocowania osteotomii kości udowej w celu analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy

Tutaj wprowadzamy metodę oceny transpedikularnych za pomocą modelu in vivo odcinka lędźwiowego kręgosłupa u świń.

Metoda anestezjologii, chirurgii i pobierania do oceny transpedikularnych przy użyciu modelu kręgosłupa lędźwiowego u świń in vivo

Ten manuskrypt przedstawia metodę kontroli jakości instalacji kotew kolczastych zaprojektowanych w celu opóźnienia delaminacji zewnętrznie związanych polimerów wzmocnionych włóknami. Protokół obejmuje przygotowanie wywierconego otworu i proces wprowadzania. Omówiono najważniejsze parametry wpływające na skuteczność kotew.

Metoda instalacji w celu poprawy kontroli jakości kotew kolczastych z polimeru wzmocnionego włóknem

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Protokół opisuje skuteczne i powtarzalne metody testowania biomechanicznego rozciągania ścięgien mysich za pomocą specjalnie dopasowanych uchwytów drukowanych w 3D.

Badania biomechaniczne ścięgien myszy

Umieszczenie implantów w modelu szczurzym jest niezbędną procedurą eksperymentalną dla badań klinicznych. W badaniu przedstawiono kompleksowy protokół chirurgiczny do wszczepiania implantów tytanowych do kości piszczelowej modeli szczurzych z cukrzycą i osteoporozą.

Technika chirurgicznej implantacji kości w modelach cukrzycy i osteoporozy kości piszczelowej szczura

Badanie to ustanowiło model defektu półsegmentalnego szczura kości udowej do oceny mechanicznej i osteogenicznej wydajności materiałów zastępczych kości w warunkach nośnych, bez użycia wewnętrznego lub zewnętrznego fiksacji.

Model defektu kości dwułopowatej półsegmentalnej u szczurów do oceny wydajności substytucji kości w obszarach nośnych

Proponujemy protokół oceny regeneracji kości na różnych poziomach hierarchicznych. To podejście multimodalne umożliwia analizę strukturalną na różnych skalach długości, skutecznie rozwiązując wyzwania związane z przygotowaniem próbek. Zapewnia również wiarygodny sposób oceny skuteczności biomateriałów w wspieraniu regeneracji kości.

Podejście multimodalne do oceny regeneracji kości i wydajności rusztowania

Opisano pasywne badania mechaniczne tętnic szyjnych myszy, ze szczególnym uwzględnieniem dostosowania do różnego wieku preparatów. Procedury obejmują wyznaczanie długości tętnicy in vivo, montaż w myografie ciśnieniowym, rejestrację danych, pomiar wymiarów w stanie nieobciążonym oraz analizę uzyskanych danych.

Badania mechaniczne tętnic szyjnych myszy: od noworodka do osobnika dorosłego

Poznaj ulepszoną metodę mechaniczną do oceny zakotwiczenia implantu kostnego u szczurów Wistar. Technika umożliwia precyzyjne zastosowanie sił rozrywających w regionie okołoimplantacyjnym.

Ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego

Przeglądaj więcej filmów