Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

Ogólnym celem tej procedury jest przeszczepienie serca od myszy dawcy do myszy biorcy. Jest to realizowane poprzez najpierw usunięcie serca z klatki piersiowej dawcy i przechowywanie go w zimnej soli fizjologicznej. Kolejne kroki polegają na przeszczepieniu serca do jamy brzusznej biorcy, a następnie monitorowaniu pracy przeszczepionego serca.

W końcowej fazie odrzucenie przeszczepu potwierdza się za pomocą inspekcji wizualnej oraz analizy patomorfologicznej. Ostatecznie wyniki wykazują, że serca przeszczepione pomiędzy niepowiązane linie myszy są odrzucane, podczas gdy serca przeszczepione w obrębie tej samej linii są przyjmowane. Długoterminowa demonstracja wideo tego pomiaru jest kluczowa, ponieważ etapy mikroschirurgiczne są trudne do opanowania ze względu na bardzo mały rozmiar zwierząt dawcy i biorcy.

Złożoność procedury chirurgicznej oraz potrzeba zwiększenia dokładności i szybkości przeprowadzania operacji u biorcy wymagają szczególnej staranności. Należy zawsze upewnić się, że wszystkie instrumenty zostały dokładnie oczyszczone i wysterylizowane w 80% etanolu. Zaleca się stosowanie jednorazowego sterylnego sprzętu. Po znieczuleniu myszy dawcy w komorze z izofluranem, należy ułożyć ją na plecach na stole operacyjnym.

Następnie szybko podłącz stożek nosowy, podając środek znieczulający. Należy sprawdzić jakość znieczulenia, wykonując ucisk tylnej łapy. W przypadku braku reakcji odruchowej można przystąpić do golenia skóry za pomocą skalpela chirurgicznego.

Następnie wysterylizuj skórę, przecierając ją trzykrotnie naprzemiennie 2% chlorheksydyną w 70% alkoholu izopropylowym w trakcie całego zabiegu. Monitoruj wizualnie oddech i tętno zwierzęcia. Dostosuj odpowiednio podawanie izofluranu.

Należy rozpocząć od wykonania torakotomii w celu odsłonięcia serca i naczyń, otwierając klatkę piersiową po obu stronach klatki żebrowej. Wykonać cięcie od krawędzi żebra w górę w stronę pach i poprzecznie na poziomie mostka. Pozwala to na utworzenie płata ściany klatki piersiowej.

Przypnij otwartą klapę do stołu operacyjnego w pobliżu głowy. Następnie usuń osierdzie z okolic serca. Unieś żyłę główną dolną pęsetą i wstrzyknij jeden mililitr zimnej soli fizjologicznej z heparyną do IVC proksymalnie względem serca.

Następnie przymocuj mały zacisk tętniczy do IVC, aby zapobiec cofaniu się roztworu przez otwór po igle, używając gazy i aplikatora bawełnianego. Przesuń serce w dół, aby odsłonić aortę i tętnicę płucną. Zatoka poprzeczna jest kanałem znajdującym się za pęczkiem aorty i tętnicy płucnej.

Następnie należy przeciąć aortę oraz tętnicę płucną tak dystalnie, jak to możliwe, aby zmaksymalizować długość naczyń do anastomozy. Teraz należy przeciąć żyłę główną dolną (IVC), prawą żyłę główną górną (SVC), lewą żyłę główną górną (SVC) oraz żyły płucne. Każde z tych naczyń należy oddzielić poprzez podwiązanie nicią jedwabną 6.0.

Najpierw podwiąż IVC oraz prawą SVC. Następnie podwiąż lewą SVC i żyły płucne. Teraz usuń serce, przecinając wszystkie naczynia dystalnie od wiązań.

Przechowywać serce w zimnej, sterylnej soli fizjologicznej w temperaturze czterech stopni Celsjusza do momentu transplantacji. Po przygotowaniu zwierzęcia do zabiegu zgodnie z opisem dla dawcy, należy rozpocząć od wykonania laparotomii. Przeciąć linię środkową od spojewnika do wyrostka mostka.

Użyj spinaczy do papieru wygiętych w formie retraktorów. Otwórz jamę brzuszną, owiń jelita gazą nasączoną ciepłą solą fizjologiczną i odsunie je w prawą górną część jamy brzusznej. Następnie odsłoń aortę podnerkową oraz żyłę główną dolną (IVC) pomiędzy bifurkacją tętnic biodrowych a lewą tętnicą i żyłą nerkową.

Uwolnić związany odcinek aorty i żyły głównej dolnej (IVC). Następnie oddzielić aortę i żyłę główną dolną od naczyń lędźwiowych za pomocą kalibrowanego urządzenia do kauteryzacji. Nałożyć małe zaciski atraumatyczne na proksymalny i dystalny koniec uwolnionego odcinka aorty i żyły głównej dolnej.

Używając igły o rozmiarze 30 G, wykonaj otwór w przedniej ścianie aorty, przechodząc przez nacięcie pionowe, tak aby otwór miał rozmiar odpowiadający aorcie dawcy. Wykorzystaj tę okazję, aby usunąć wszelkie skrzepy krwi z światła aorty, płucząc je roztworem soli fizjologicznej z heparyną. Następnie wprowadź serce dawcy w zimnej soli fizjologicznej.

Umieść serce dawcy obok nacięcia w aorcie biorcy. Ustaw tętnicę płucną dawcy obok dolnej żyły głównej (IVC) biorcy, używając szwów nylonowych 10 oh. Wykonaj anastomozę aorty koniec-bok.

Zacznij od narożnika proksymalnego i wykonaj szwy wzdłuż lewej strony aż do narożnika dystalnego. Następnie obróć zwierzę o 180 stopni. Odsuń serce i kontynuuj szycie wzdłuż prawej strony ściany aorty, kierując się od strony dystalnej do proksymalnej.

Przed zamknięciem anastomozy delikatnie przepłucz światło solą fizjologiczną z heparyną, aby usunąć skrzepy i powietrze. Następnie zakończ szycie. W kolejnym kroku wykonaj pionowe nacięcie w przedniej ścianie żyły głównej dolnej (IVC) w miejscu, w którym zostanie wykonana anastomoza z tętnicą płucną.

Po drugie, do anastomozy należy użyć szwów ciągłych 10-0. Naczynia zaczynamy od końca dystalnego lewej ściany w obrębie światła żyły głównej dolnej (IVC) na końcu proksymalnym. Kontynuuj wzdłuż przedniej prawej ściany i zszywaj aż do końca dystalnego. Powtórz czynność.

Przed zakończeniem anastomozy należy dokładnie przepłukać światło naczynia. Następnie wokół miejsca zespolenia należy umieścić kawałki gąbki żelowej. Hemostazę uzyskuje się poprzez wywieranie delikatnego nacisku za pomocą aplikatorów bawełnianych.

Aby przeprowadzic rewakularyzację biorcy. Najpierw zwolnić zacisk dystalny, a następnie zacisk proksymalny. Podczas operacji biorcy kluczowe jest zoptymalizowanie precyzji i szybkości zabiegu.

Zatem czas zaciskania klem jest idealnie krótszy niż 30 minut. Aby wspomóc rekonwalescencję, należy zastosować ciepłą sól fizjologiczną o temperaturze 37 °C w miejscu przeszczepu. Fibrylacja powinna wystąpić natychmiast i samoistnie przejść w rytm zatokowy w ciągu kilku minut.

Przed zamknięciem pola operacyjnego należy podać buprenorfinę w zastrzyku domięśniowym. Operację kończy się zamknięciem rany za pomocą jednego szwu ciągłego z nici wchłanialnej 5-0 we wszystkich warstwach tkanek. Po zamknięciu rany operacyjnej należy podać zwierzęciu biorcy ampicylinę oraz podskórny zastrzyk 0,6 milliliters soli fizjologicznej.

Aby wspomóc nawodnienie, umieść zwierzę na podkładce grzewczej ustawionej na 37 °C A, aż odzyska ono przytomność. Większość zwierząt pije, a nawet je w ciągu trzech godzin po zabiegu. Jeśli po ośmiu godzinach mysz nadal wykazuje oznaki dyskomfortu, podawaj iniekcje buprenorfiny co 12 godzin, aż objawy ustąpią.

Jeśli mysz pozostaje w stanie stresu przez ponad 48 godzin, w ciągu pierwszych 10 dni po operacji należy skontaktować się z lekarzem weterynarii. Bezpośrednio monitoruj bicie serca przeszczepionego narządu poprzez palpację brzuszną. Codziennie zapisuj siłę skurczów w skali od 4+ dla zdrowego przeszczepu do 1+ w przypadku słabego bicia wynikającego z zaawansowanego odrzucenia.

Przeszczep niebijący należy zarejestrować jako negatywny ze względu na całkowite odrzucenie przeszczepu po 10 dniach. Kontynuuj monitorowanie tętna przeszczepionego serca trzy razy w tygodniu; po 227 heterotopowych przeszczepach serca 90,3% zakończyło się sukcesem przez 24 godziny, a 86,8% przez 48 godzin. Niepowodzenia obejmowały paraliż kończyn tylnych, brak bicia serca z powodu odrzutu przeszczepu, uszkodzenie niedokrwienne i/lub zakrzepicę oraz śmierć; skatalogowano przeżywalność przeszczepów.

Przyczyna niepowodzenia przeszczepu serca została ustalona badaniem patomorfologicznym. Analiza przeszczepionego serca, oznaczonego tutaj strzałką, wykazała zakrzepicę i zawał tkanki serca, co było przyczyną niewydolności tego przeszczepionego organu w kombinacji szczepów dawcy i biorcy C 57 Black six; w pozostałych przypadkach nie nastąpiło odrzucenie serca, a przeszczepione organy przeżyły ponad 100 dni. W tym konkretnym przypadku serce nieznacznie zmniejszyło swoją wielkość z powodu zaniku mięśnia wtórnego do braku funkcji podtrzymujących życie.

W przeciwieństwie do tego, w kombinacji szczepów odrzucających, gdzie dawcą był DBA 2, a biorcą C57BL/6, przeszczepione serce przestało bić do siódmego dnia i wykazywało oznaki odrzucenia w 100. dniu. To samo serce po wyjęciu było całkowicie zwłókniałe i pomarszczone. Technika ta może zostać wykonana w czasie 90 milionów lub krócej, jeśli zostanie przeprowadzona prawidłowo; należy pamiętać, że praca z gazem fluorowym może być niezwykle niebezpieczna.

Zaleca się stosowanie systemu odprowadzania gazów anestetycznych.