Name: Badanie interakcji białko-białko w żywych komórkach za pomocą transferu energii rezonansu bioluminescencyjnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-26T13:45:00.000+00:00
Duration: 11 min 46 s
Description: Poznaj metodę BRET do badania interakcji białko-białko w żywych komórkach ssaczych. Technika ta umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym i ocenę wpływu mutacji patogennych na funkcje białkowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Towarzystwo Maxa Plancka.

1. Tworzenie plazmidów
<ol>
	<li>Subklonuj cDNA dla każdego białka będącego przedmiotem zainteresowania zarówno do wektorów pLuc, jak i pYFP, stosując standardowe techniki biologii molekularnej (ryc. 1). Szczegółowe protokoły można znaleźć w Green i wsp. 13.</li>
	<li>Sekwencjonuj wszystkie konstrukty, aby sprawdzić, czy interesujące białka znajdują się w ramce z sekwencją Luc / YFP bez interweniujących kodonów stop.</li>
	<li>Wykonaj testy funkcjonalne zgodnie z potrzebami, aby potwierdzić, że białka fuzyjne zachowują aktywność biologiczną. W przedstawionym przypadku subkomórkową lokalizację białek fuzyjnych YFP ustalono za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.</li>
	<li>Twórz plazmidy ekspresyjne dla odpowiednich białek kontrolnych Luc i YFP, inżynierując odpowiednie sygnały celujące w wektory ekspresyjne pLuc i pYFP. W przedstawionym tutaj przypadku wygeneruj ukierunkowane na jądro konstrukty Luc i YFP, wstawiając sygnał lokalizacji jądrowej do wektorów pLuc i pYFP.</li>
	<li>Stwórz konstrukt kontroli pozytywnej, w którym Luc i YFP są połączone w jeden polipeptyd. W przedstawionym tutaj przypadku należy wygenerować kontrolę dodatnią, w której sekwencja kodująca YFP jest wprowadzana do wektora pLuc.</li>
	<li>Wybierz neutralny plazmid wypełniający, który ma być użyty do wyrównania masy DNA w mieszankach transfekcyjnych. Użyj plazmidu, który nie ma promotora eukariotycznego i dlatego będzie nieaktywny transkrypcyjnie w komórkach ssaków, takiego jak wektor klonowania bakterii.</li>
</ol>
2. Przygotowanie mieszanek DNA
<ol>
	<li>Oszacować stężenie wszystkich plazmidów opisanych w sekcji 1 na podstawie absorbancji przy 260 nm (1 jednostka absorbancji odpowiada 50 μg/ml DNA). Określ masę cząsteczkową każdego plazmidu, mnożąc liczbę par zasad przez 650 Da. Użyj stężenia i masy cząsteczkowej, aby obliczyć stężenie molowe każdego preparatu plazmidowego. Rozcieńczyć preparaty plazmidowego DNA do stężenia 36 nM. Będą to zapasy robocze, które zostaną wykorzystane do przygotowania mieszanek DNA do transfekcji.</li>
	<li>Przygotować kontrolną mieszaninę DNA zawierającą 1 800 ng plazmidu wypełniającego w końcowej objętości 20 μl wody.</li>
	<li>Przygotować kontrolną mieszaninę DNA zawierającą 5 μl konstruktu kontrolnego pLuc. Dodaj plazmid wypełniający, aby doprowadzić całkowitą masę DNA do 1,800 ng. Dodaj wodę, aby doprowadzić końcową objętość do 20 μl.</li>
	<li>Przygotować kontrolną mieszaninę DNA zawierającą 5 μl konstruktu kontrolnego pLuc i 5 μl konstruktu kontrolnego pYFP. Dodaj plazmid wypełniający, aby doprowadzić całkowitą masę DNA do 1,800 ng. Dodaj wodę, aby doprowadzić końcową objętość do 20 μl.</li>
	<li>Przygotować kontrolną mieszaninę DNA zawierającą 5 μl konstruktu kontroli pozytywnej. Dodaj plazmid wypełniający, aby doprowadzić całkowitą masę DNA do 1,800 ng. Dodaj wodę, aby doprowadzić końcową objętość do 20 μl.</li>
	<li>Przygotuj następujące mieszaniny DNA do zbadania homodimeryzacji białka będącego przedmiotem zainteresowania, X. Dla każdej mieszaniny DNA należy połączyć 5 μl odpowiedniego konstruktu pLuc i 5 μl konstruktu pYFP. Dodaj plazmid wypełniający, aby doprowadzić całkowitą masę DNA do 1,800 ng. Dodać wodę, aby doprowadzić końcową objętość do 20 μl. 
	A) pLuc-control i pYFP-X 
	B) pLuc-X i pYFP-control 
	C) pLuc-X oraz pYFP-X</li>
	<li>Przygotuj następujące mieszanki DNA, aby przetestować interakcję między parą białek będących przedmiotem zainteresowania, X i Y. Dla każdej mieszaniny DNA należy połączyć 5 μl odpowiedniego konstruktu pLuc i 5 μl konstruktu pYFP. Dodaj plazmid wypełniający, aby doprowadzić całkowitą masę DNA do 1,800 ng. Dodać wodę, aby doprowadzić końcową objętość do 20 μl. 
	A) pLuc-control i pYFP-X 
	B) pLuc-X i pYFP-control 
	C) pLuc-control i pYFP-Y 
	D) pLuc-Y i pYFP-control 
	E) pLuc-X oraz pYFP-Y 
	F) pLuc-Y oraz pYFP-X</li>
</ol>
3. Transfekcja
<ol>
	<li>Zebrać subkonfluentne komórki HEK293 z kolby o średnicy75 cm2. Rozcieńczyć 10% wszystkich komórek w 13 ml pożywki hodowlanej. Dozować 130 μl zawiesiny komórkowej do każdej studzienki białej, przezroczystej, 96-dołkowej płytki do hodowli tkankowej. Hodowla komórek przez 24 godziny.</li>
	<li>Oblicz liczbę studzienek do transfekcji, mnożąc liczbę mieszanin DNA przez 3. Doprowadź pożywkę hodowlaną bez surowicy do temperatury pokojowej. Przygotować mieszankę wzorcową zawierającą 6,3 μl pożywki bez surowicy i 0,18 μl odczynnika do transfekcji na studzienkę. Wymieszać przez wirowanie i inkubować w temperaturze pokojowej przez 5 minut.</li>
	<li>Przygotować mieszaniny do transfekcji, dodając 2 μl mieszanki DNA do 20 μl pożywki bez surowicy/odczynnika do transfekcji. Nie wirować. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 10 minut.</li>
	<li>Transfekcja trzech studzienek, z których każda miesza transfekcyjna, dozując 6,5 μl mieszanki transfekcyjnej na studzienkę. Hoduj komórki przez kolejne 36-48 godzin.</li>
</ol>
4. Pomiar sygnału BRET
<ol>
	<li>Rozpuścić substrat lucyferazy żywej komórki w stężeniu 34 mg/ml w DMSO przez wirowanie.</li>
	<li>Rozcieńczyć odtworzony substrat lucyferazy żywej komórki w stosunku 1:1 000 w pożywce do rozcieńczania substratu podgrzanej do temperatury 37 °C. Pozostawić 50 μl pożywki do rozcieńczania substratu na studzienkę. Wirować do mieszania. Może powstać osad, ale nie będzie zakłócał testu.</li>
	<li>Odessać pożywkę hodowlaną z płytki 96-dołkowej. Dozować 50 μl rozcieńczonego substratu lucyferazy z żywych komórek do każdej studzienki. Hoduj komórki przez co najmniej 2 godziny (do 24 godzin).</li>
	<li>Zdjąć pokrywkę z płytki 96-dołkowej i inkubować płytkę przez 10 minut w temperaturze pokojowej wewnątrz luminometru.</li>
	<li>Mierz emisję z Luc i YFP po jednym odwiercie na raz. Zmierz emisję z Luc za pomocą filtra blokującego fale dłuższe niż 470 nm. Zmierz emisję z YFP za pomocą filtra pasmowo-przepustowego 500-600 nm. Integracja sygnałów emisyjnych przez 10 sekund. </li>
</ol>
5. Analiza danych
<ol>
	<li>Uśrednij odczyty emisji Luc z 3 studzienek, które otrzymały tylko plazmid wypełniający. Odejmij tę wartość od wszystkich innych odczytów emisji Luc, aby uzyskać wartości emisji Luc odjęte od tła.</li>
	<li>Uśrednić odczyty emisji YFP z 3 odwiertów, które otrzymały tylko plazmid wypełniający. Odejmij tę wartość od wszystkich innych odczytów emisji YFP, aby uzyskać wartości emisji YFP odjęte od tła.</li>
	<li>Dla każdego odwiertu należy podzielić wartość emisji YFP odjętą przez wartość emisji Luc odjętą w tle, aby uzyskać nieskorygowany współczynnik BRET.</li>
	<li>Uśrednić nieskorygowane współczynniki BRET z trzech dołków, które zostały transfekowane tylko plazmidem kontrolnym pLuc. Odejmij tę wartość od wszystkich innych nieskorygowanych współczynników BRET, aby uzyskać skorygowane współczynniki BRET.</li>
	<li>Dla każdego z pozostałych zestawów skorygowanych współczynników BRET należy uśrednić wartości z trzech transfekowanych studzienek, aby uzyskać ostateczny współczynnik BRET.</li>
</ol>

<ol><li>Suter, B., Kittanakom, S., Stagljar, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-hybrid+technologies+in+proteomics+research%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Two-hybrid technologies in proteomics research.</a> Curr Opin Biotechnol. 19, 316-323 (2008).</li>
<li>Gingras, A. C., Gstaiger, M., Raught, B., Aebersold, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+protein+complexes+using+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of protein complexes using mass spectrometry.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 645-654 (2007).</li>
<li>Berggard, T., Linse, S., James, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+the+detection+and+analysis+of+protein-protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Methods for the detection and analysis of protein-protein interactions.</a> Proteomics. 7, 2833-2842 (2007).</li>
<li>Ciruela, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence-based+methods+in+the+study+of+protein-protein+interactions+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Fluorescence-based methods in the study of protein-protein interactions in living cells.</a> Curr Opin Biotechnol. 19, 338-343 (2008).</li>
<li>Pfleger, K. D., Eidne, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illuminating+insights+into+protein-protein+interactions+using+bioluminescence+resonance+energy+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22BRET%29.+Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Illuminating insights into protein-protein interactions using bioluminescence resonance energy transfer.</a> BRET). Nat Methods. 3, 165-174 (2006).</li>
<li>Boute, N., Jockers, R., Issad, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+resonance+energy+transfer+in+high-throughput+screening%5BTitle%5D)+AND+%22BRET+versus+FRET.+Trends+Pharmacol+Sci%22%5BJournal%5D)">The use of resonance energy transfer in high-throughput screening.</a> BRET versus FRET. Trends Pharmacol Sci. 23, 351-354 (2002).</li>
<li>Pfleger, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+bioluminescence+resonance+energy+transfer+%28eBRET%29+for+monitoring+prolonged+protein-protein+interactions+in+live+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Signal%22%5BJournal%5D)">Extended bioluminescence resonance energy transfer (eBRET) for monitoring prolonged protein-protein interactions in live cells.</a> Cell Signal. 18, 1664-1670 (2006).</li>
<li>Kocan, M., Dalrymple, M., Seeber, R., Feldman, B., Pfleger, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+BRET+technology+for+the+monitoring+of+agonist-induced+and+agonist-independent+interactions+between+GPCRs+and+%CE%B2-arrestins%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Enhanced BRET technology for the monitoring of agonist-induced and agonist-independent interactions between GPCRs and β-arrestins.</a> Frontiers in Endocrinology. 1, (2011).</li>
<li>Boute, N., Pernet, K., Issad, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+activation+state+of+the+insulin+receptor+using+bioluminescence+resonance+energy+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Monitoring the activation state of the insulin receptor using bioluminescence resonance energy transfer.</a> Mol Pharmacol. 60, 640-645 (2001).</li>
<li>Perroy, J., Pontier, S., Charest, P. G., Aubry, M., Bouvier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+monitoring+of+ubiquitination+in+living+cells+by+BRET%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Real-time monitoring of ubiquitination in living cells by BRET.</a> Nat Methods. 1, 203-208 (2004).</li>
<li>Roduit, R., Escher, P., Schorderet, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+the+DNA-binding+domain+of+NR2E3+affect+in+vivo+dimerization+and+interaction+with+CRX%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mutations in the DNA-binding domain of NR2E3 affect in vivo dimerization and interaction with CRX.</a> PLoS One. 4, (2009).</li>
<li>Deriziotis, P., Fisher, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenomics+of+speech+and+language+disorders%3A+the+road+ahead%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Neurogenomics of speech and language disorders: the road ahead.</a> Genome Biol. 14, 204(2013).</li>
<li>Green, M. R., Sambrook, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreen%2C+MR+%22Molecular+Cloning%3A+A+Laboratory+Manual%22">Molecular Cloning: A Laboratory Manual</a>. , Fourth Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2012).</li>
<li>Lai, C. S., Fisher, S. E., Hurst, J. A., Vargha-Khadem, F., Monaco, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+forkhead-domain+gene+is+mutated+in+a+severe+speech+and+language+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A forkhead-domain gene is mutated in a severe speech and language disorder.</a> Nature. 413, 519-523 (2001).</li>
<li>Fisher, S. E., Scharff, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FOXP2+as+a+molecular+window+into+speech+and+language%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Genet%22%5BJournal%5D)">FOXP2 as a molecular window into speech and language.</a> Trends Genet. 25, 166-177 (2009).</li>
<li>Graham, S. A., Fisher, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoding+the+genetics+of+speech+and+language%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Decoding the genetics of speech and language.</a> Curr Opin Neurobiol. 23, 43-51 (2013).</li>
<li>O'Roak, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exome+sequencing+in+sporadic+autism+spectrum+disorders+identifies+severe+de+novo+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Genet%22%5BJournal%5D)">Exome sequencing in sporadic autism spectrum disorders identifies severe de novo mutations.</a> Nat Genet. 43, 585-589 (2011).</li>
<li>Horn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+FOXP1+deletions+in+three+unrelated+patients+with+mental+retardation+and+significant+speech+and+language+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mutat%22%5BJournal%5D)">Identification of FOXP1 deletions in three unrelated patients with mental retardation and significant speech and language deficits.</a> Hum Mutat. 31, 1851-1860 (2010).</li>
<li>Hamdan, F. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+mutations+in+FOXP1+in+cases+with+intellectual+disability%2C+autism%2C+and+language+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Hum+Genet%22%5BJournal%5D)">De novo mutations in FOXP1 in cases with intellectual disability, autism, and language impairment.</a> Am J Hum Genet. 87, 671-678 (2010).</li>
<li>Talkowski, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequencing+chromosomal+abnormalities+reveals+neurodevelopmental+loci+that+confer+risk+across+diagnostic+boundaries%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Sequencing chromosomal abnormalities reveals neurodevelopmental loci that confer risk across diagnostic boundaries.</a> Cell. 149, 525-537 (2012).</li>
<li>Li, S., Weidenfeld, J., Morrisey, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+and+DNA+binding+activity+of+the+Foxp1%2F2%2F4+family+is+modulated+by+heterotypic+and+homotypic+protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Transcriptional and DNA binding activity of the Foxp1/2/4 family is modulated by heterotypic and homotypic protein interactions.</a> Mol Cell Biol. 24, 809-822 (2004).</li>
<li>MacDermot, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+FOXP2+truncation+as+a+novel+cause+of+developmental+speech+and+language+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Hum+Genet%22%5BJournal%5D)">Identification of FOXP2 truncation as a novel cause of developmental speech and language deficits.</a> Am J Hum Genet. 76, 1074-1080 (2005).</li>
<li>Vernes, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+genetic+analysis+of+mutations+implicated+in+a+human+speech+and+language+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">Functional genetic analysis of mutations implicated in a human speech and language disorder.</a> Hum Mol Genet. 15, 3154-3167 (2006).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opracowanie konstruktów ekspresji białek fuzyjnych jest kluczowym krokiem w tworzeniu testu BRET. W przedstawionych tutaj eksperymentach interesujące białka zostały połączone z C-końcem lucyferazy lub YFP. Możliwe jest również, a nawet może być konieczne, fuzja białek z N-końcem lucyferazy/YFP. W przypadku niektórych białek fuzje mogą być akceptowane tylko na końcu N lub C, aby uniknąć zakłócenia struktury i funkcji białka. Ponadto, w przypadku białek transbłonowych, w których końce N i C znajdują się w różnych przedział...

Zarówno klasyczne powiązania, jak i sekwencjonowanie nowej generacji badań nad ludzkimi zaburzeniami ujawniają kliniczne znaczenie białek zaangażowanych w szereg szlaków biologicznych. Często zdarza się, że przed ich identyfikacją w takich badaniach nie prowadzono prawie żadnych badań nad biologiczną rolą tych białek. Jednym z owocnych sposobów na rozpoczęcie badania biologicznej funkcji białka będącego przedmiotem zainteresowania jest określenie, z jakimi innymi białkami oddziałuje ono w swoim kontekście fizjologicznym. Scharakteryzowanie sieci molekularnych w ten sposób zapewnia wgląd w szlaki biologiczne leżące u podstaw ludzkiego fenotypu.
Najczęściej stosowanymi metodami badań przesiewowych na dużą skalę do identyfikacji potencjalnych partnerów interakcji dla interesujących białek są badania przesiewowe drożdży z dwiema hybrydami1 i proteomika oparta na spektrometrii mas2. Metody te mogą być bardzo skuteczne w sugerowaniu potencjalnych oddziałujących białek, ale są podatne na fałszywie dodatnie wyniki. W związku z tym potwierdzenie interakcji zidentyfikowanej za pomocą badań przesiewowych drożdży z dwiema hybrydami lub spektrometrii mas wymaga walidacji interakcji przy użyciu drugiej techniki. Zazwyczaj w tym celu stosuje się test koimmunoprecypitacyjny lub pull-down3. Jedną z wad stosowania takich technik do walidacji jest wymóg lizy komórek, która niszczy warunki wewnątrzkomórkowe, które mogą być niezbędne do utrzymania pewnych interakcji białkowych. Drugą wadą jest to, że słabe lub przejściowe interakcje białek mogą zostać zakłócone podczas etapów mycia. Co więcej, testy te wymagają znacznego czasu pracy praktycznej, mają ograniczoną liczbę próbek, które można przetwarzać jednocześnie, i często wymagają czasochłonnej optymalizacji odczynników i protokołów.
Aby przezwyciężyć niektóre problemy związane z eksperymentami z koimmunoprecypitacją, opracowano kilka testów opartych na białkach fluorescencyjnych i bioluminescencyjnych, które mogą być stosowane w żywych komórkach. Pierwsze takie testy opierały się na fluorescencyjnym (lub Försterowskim) rezonansowym transferze energii (FRET), nieradiacyjnym transferze energii między dwoma białkami fluorescencyjnymi o nakładających się widmach emisji i wzbudzenia4. Efektywność transferu energii jest silnie zależna od odległości, dlatego obserwacja zjawiska FRET wymaga, aby fluorofory donorowe i akceptorowe znajdowały się w bliskiej odległości. Aby przetestować interakcję między dwoma białkami będącymi przedmiotem zainteresowania, jedno białko wyraża się jako fuzję z fluoroforem donorowym (zwykle cyjanowym białkiem fluorescencyjnym; CFP), a drugi jako fuzja z akceptorem fluoroforu (zwykle żółte białko fluorescencyjne; YFP). Interakcja między dwoma białkami będącymi przedmiotem zainteresowania może zbliżyć fluorofory donorowe i akceptorowe na tyle blisko, aby nastąpił transfer energii, co spowoduje mierzalny wzrost emisji światła z akceptora YFP w stosunku do donora CFP. W ramach projektu FRET udało się wykryć interakcje białko-białko w żywych komórkach4. Główną wadą stosowania FRET do wykrywania oddziaływań białko-białko jest wymóg zewnętrznego oświetlenia w celu wzbudzenia fluoroforu dawcy. Oświetlenie zewnętrzne powoduje wysokie tło w sygnale emisyjnym, niepożądane wzbudzenie akceptora oraz fotobielenie zarówno fluoroforów donorowych, jak i akceptorowych. Efekty te zmniejszają czułość testu w wykrywaniu interakcji białko-białko.
Modyfikacja testu FRET, która rozwiązuje problem wysokiego tła z zewnętrznego oświetlenia, to test BRET, test rezonansu bioluminescencji (BRET)5,6. W systemie BRET fluorofor donorowy jest zastępowany przez enzym lucyferazy. W ten sposób energia potrzebna do wzbudzenia fluoroforu akceptorowego jest generowana w systemie przez utlenianie substratu lucyferazy, co sprawia, że oświetlenie zewnętrzne nie jest potrzebne. W najczęstszej konfiguracji tego testu dawcą jest lucyferazy Renilla reniformis, a akceptorem YFP (w celu omówienia alternatywnych białek donorowych i akceptorowych patrz Pfleger i wsp.5). W związku z tym w tym systemie białko będące przedmiotem zainteresowania jest łączone z lucyferazy, a potencjalnie oddziałujące białko z YFP lub odwrotnie. Test BRET wymaga dodania celelenterazyny jako substratu lucyferazy. Ponieważ koelenterazyna jest przepuszczalna dla komórek, możliwe jest wykonanie testów BRET na żywych komórkach. Jednak natywna koelenterazyna jest niestabilna w roztworze wodnym, a niezależny od enzymu rozkład koelenkterazyny zarówno zmniejsza stężenie substratu dostępnego do testu, jak i generuje autoluminescencję, co zmniejsza czułość pomiarów aktywności lucyferazy. Zastosowanie BRET w żywych komórkach zostało ułatwione dzięki opracowaniu chronionych koelenterazyn, które są stabilne w roztworze wodnym, ale po dyfuzji przez błonę komórkową są rozszczepiane przez esterazy cytozolowe w celu wytworzenia aktywnej koelenkterazyny wewnątrz komórki7.
Po dodaniu substratu do komórek wyrażających białka fuzyjne lucyferazy i YFP, transfer energii wynikający z interakcji białko-białko jest określany ilościowo poprzez monitorowanie emisji z lucyferazy i YFP. Ponieważ interakcje białek mogą być monitorowane bezpośrednio w żywych komórkach na płytkach wielodołkowych, test BRET stanowi prostą, skalowalną metodę walidacji przypuszczalnych interakcji, która jest efektywna kosztowo i czasowo.
Oprócz walidacji domniemanych interaktorów zidentyfikowanych w proteomicznych badaniach przesiewowych, system BRET może być również używany do testowania potencjalnych interaktorów wynikających z wcześniejszych badań biochemicznych i strukturalnych na interesującym nas białku. Po ustaleniu istnienia interakcji białko-białko (za pomocą testu BRET lub innych technik), istnieje możliwość dalszego zastosowania testu BRET w celu scharakteryzowania interakcji. Na przykład, oddziałujące regiony można mapować, generując skrócone wersje białek, a udział określonych reszt w interakcji można wykazać, tworząc mutacje punktowe. Ponadto można badać modulacyjny wpływ modyfikacji potranslacyjnych lub małych cząsteczek (takich jak leki lub ligandy) na interakcje białko-białko8-10.
Test BRET ma również duży potencjał do badania mutacji zidentyfikowanych w DNA pacjenta. W przypadkach, w których ustalono przyczynową rolę mutacji, badanie wpływu mutacji na interakcje białko-białko za pomocą BRET może ujawnić więcej informacji na temat etiologii molekularnej fenotypu11. Od czasu pojawienia się metodologii sekwencjonowania nowej generacji coraz częściej zdarza się, że u danej osoby identyfikuje się kilka potencjalnie szkodliwych mutacji, w którym to przypadku nie jest jasne, które są istotne dla fenotypu12. W tej sytuacji test BRET może być cenny w ocenie wpływu mutacji na funkcję białek, a tym samym ich znaczenia dla zaburzenia.

<table><tbody><tr><td>Nanodrop 8000</td><td>Nanodrop</td><td></td><td>Odpowiedni będzie każdy spektrofotometr zdolny do odczytu absorbancji przy 260 nm. Określenie masy cząsteczkowej plazmidu ma kluczowe znaczenie dla obliczenia ilości DNA, które mają być wykorzystane w mieszankach transfekcyjnych.</td></tr><tr><td>Płytki 96-dołkowe, płaskie dno, białe</td><td>Płytki Greiner Bio One</td><td>655098</td><td>White zmniejszają przesłuchy między studzienkami i maksymalizują czułość wykrywania luminescencji. Studzienki z czystym dnem umożliwiają monitorowanie gęstości komórek. Płytki muszą być odpowiednie do hodowli komórkowej. W przypadku korzystania z luminometru z górnym odczytem należy zdjąć pokrywę płyty.</td></tr><tr><td>Nieskończony czytnik płytek F200Pro z oprogramowaniem sterującym</td><td>TECAN</td><td></td><td>Do pomiaru luminescencji należy używać filtrów "Blue 1" i "Green 1" oraz zestawów filtrów i lustra dychoicznego do GFP. Odpowiedni jest dowolny czytnik płytek odczytowych z możliwością pomiaru dwukolorowej luminescencji i fluorescencji.&nbsp;</td></tr><tr><td>pLuc, pYFP, plazmid kontroli dodatniej</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Plazmidy dostępne u autorów na życzenie.</td></tr><tr><td>pGEM-3Zf(+)</td><td>Promega</td><td>P2271</td><td>Plazmid wypełniający do równoważenia masy DNA w mieszankach transfekcyjnych. Każdy plazmid pozbawiony promotora eukariotycznego byłby odpowiedni.</td></tr><tr><td>Komórki HEK293</td><td>ECACC</td><td>85120602</td><td>Inne linie komórkowe, które transfekują z rozsądną wydajnością, mogą być odpowiednie.</td></tr><tr><td>DMEM, wysoka zawartość glukozy, z czerwienią fenolową</td><td>Gibco</td><td>41966</td><td>Jest to pożywka używana do hodowli komórek HEK293. Ciepło w 37 stopniach; C kąpiel wodna przed użyciem. Jeśli używasz innej linii komórkowej, zastąp opisaną tutaj pożywkę wzrostową pożywką specyficzną dla linii komórkowej.</td></tr><tr><td>DMEM, wysoka zawartość glukozy, bez czerwieni fenolowej (podłoże rozcieńczające substrat)</td><td>Gibco</td><td>21063</td><td>Jest to pożywka do rozcieńczania substratu stosowana do rozcieńczania substratu lucyferazy (EnduRen), ponieważ nie zawiera czerwieni fenolowej, co zmniejsza czułość testu. Zawiera HEPES w celu utrzymania prawidłowego pH podczas pomiarów luminescencji, gdy komórki są poza inkubatorem CO2. Ciepło w 37 stopniach; C kąpiel wodna przed użyciem.</td></tr><tr><td>OptiMEM</td><td>Gibco</td><td>31985</td><td>OptiMEM służy do rozcieńczania odczynnika do transfekcji GeneJuice. Odpowiednie byłyby również inne podłoża bez surowicy. Przed użyciem ogrzać do temperatury pokojowej.</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu</td><td>Gibco</td><td>10270</td><td>Do suplementacji pożywek do hodowli komórkowych w stężeniu 10% v/v.</td></tr><tr><td>Odczynnik do transfekcji GeneJuice</td><td>Novagen</td><td>70967</td><td>W przypadku korzystania z linii komórkowej innej niż HEK293 może być konieczne dostosowanie stosunku odczynnika do transfekcji Genejuice do DNA w mieszankach transfekcyjnych. Można stosować inne odczynniki do transfekcji. W przypadku korzystania z alternatywnego odczynnika do transfekcji może być konieczne zoptymalizowanie ilości DNA użytego w mieszankach do transfekcji w oparciu o instrukcje producenta.</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D2650</td><td>Użyj sterylnego DMSO, który jest odpowiedni do hodowli tkankowej.&nbsp;</td></tr><tr><td>Substrat z żywych komórek EnduRen</td><td>Promega</td><td>E6481</td><td>Rozpuszcza EnduRen w stężeniu 34 mg/ml w DMSO. Po rozcieńczeniu EnduRen w pożywce hodowlanej może powstać osad. Nie będzie to kolidować z testem. Przygotowany EnduRen należy przechowywać w temperaturze -20 stopni Celsjusza; C i unikaj wielokrotnych cykli zamrażania i rozmrażania. Upewnij się, że rozpuszczony EnduRen jest całkowicie rozmrożony przed rozcieńczeniem go w pożywce hodowlanej.</td></tr></tbody></table>

badanie interakcji białko-białko w żywych komórkach za pomocą transferu energii rezonansu bioluminescencyjnego

Investigating Protein-protein Interactions in Live Cells Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer

Testy oparte na transferze energii rezonansu bioluminescencji (BRET) dostarczają czułego i niezawodnego sposobu monitorowania interakcji białko-białko w żywych komórkach. BRET to nieradiacyjny transfer energii z enzymu lucyferazy "donora" do "akceptorowego" białka fluorescencyjnego. W najczęstszej konfiguracji tego testu dawcą jest lucyferazy Renilla reniformis, a akceptorem jest żółte białko fluorescencyjne (YFP). Ze względu na to, że efektywność transferu energii jest silnie zależna od odległości, obserwacja zjawiska BRET wymaga, aby dawca i akceptor znajdowali się w bliskiej odległości. Aby przetestować interakcję między dwoma białkami będącymi przedmiotem zainteresowania w hodowanych komórkach ssaków, jedno białko ulega ekspresji jako fuzja z lucyferazy, a drugie jako fuzja z YFP. Interakcja między dwoma białkami będącymi przedmiotem zainteresowania może zbliżyć donora i akceptora do siebie na tyle, aby nastąpił transfer energii. W porównaniu z innymi technikami badania interakcji białko-białko, test BRET jest czuły, wymaga niewiele czasu i niewiele odczynników, a także jest w stanie wykryć interakcje, które są słabe, przejściowe lub zależne od środowiska biochemicznego znajdującego się w żywej komórce. Jest to zatem idealne podejście do potwierdzania przypuszczalnych interakcji sugerowanych przez badania proteomiczne drożdży z dwiema hybrydami lub spektrometrią mas, a ponadto dobrze nadaje się do mapowania oddziałujących regionów, oceny wpływu modyfikacji potranslacyjnych na interakcje białko-białko oraz oceny wpływu mutacji zidentyfikowanych w DNA pacjenta.

Zasada testu BRET została przedstawiona na Rysunku 2. Układ testowy wykorzystany we wszystkich opisanych tutaj eksperymentach został przedstawiony na Rysunku 3. Wykrycie silnego sygnału BRET w komórkach transfekowanych białkiem fuzyjnym lucyferaza-YFP potwierdziło, że w tym układzie eksperymentalnym transfer energii był obserwowalny (Rysunek 4).
Nasze badania koncentrują się na roli rodziny represorów transkrypcyjnych FOXP w rozwoju mózgu. Mut...

Interakcje między białkami są fundamentalne dla wszystkich procesów komórkowych. Korzystając z transferu energii rezonansu bioluminescencyjnego, można monitorować interakcję między parą białek w żywych komórkach i w czasie rzeczywistym. Ponadto można ocenić skutki potencjalnie patogennych mutacji.

Badanie interakcji białko-białko w żywych komórkach za pomocą transferu energii rezonansu bioluminescencyjnego

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live ...

Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest obserwacja oddziaływania między dwoma białkami a żywymi hodowlanymi komórkami. Osiąga się to poprzez subklonowanie cDNA dwóch interesujących białek do plazmidów zawierających sekwencję kodującą lucyferazę lub żółte białko fluorescencyjne (w skrócie YFP), aby stworzyć wektory do ekspresji białek w komórkach ssaków. W drugim kroku plazmidy są transfekowane do hodowlanych komórek, co prowadzi do ekspresji białek fuzyjnych YFP i lucyferazy.Następnie do komórek dodaje się substrat lucyferazy, aby zainicjować emisję światła przez lucyferazę. Otrzymane wyniki wykazują interakcję między dwoma białkami fuzyjnymi na podstawie transferu energii z LUCIFERASE do YFP. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak koimmunoprecypitacja, jest to, że pozwala ona na obserwację interakcji białko-białko w żywych komórkach.Niniejsza metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie genomiki funkcjonalnej poprzez ustalenie, czy mutacja znaleziona u pacjenta wpływa na oddziaływania białko-białko. Pierwszy krok procedury zaprezentuje RAB tric, doktorant z mojego laboratorium. W celu rozpoczęcia należy przygotować plazmidy zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Oszacuj ich stężenie na podstawie absorbancji przy 260 nanometrach.Wyznacz masę cząsteczkową każdego plazmidu, mnożąc liczbę par zasad przez 650 Daltons. Wykorzystaj stężenie i masę cząsteczkową do obliczenia stężenia molowego każdego preparatu plazmidu. Rozcieńcz preparaty DNA plazmidowego do stężenia 36 nM.Będą one stanowiły zapasy robocze wykorzystywane do przygotowania mieszanin DNA do transfekcji. Najtrudniejszym elementem tej procedury jest przygotowanie mieszanin DNA. Aby zapewnić sukces, tworzymy arkusze kalkulacyjne do wcześniejszego obliczenia dokładnej ilości każdego składnika i zachowujemy szczególną staranność.Podczas przygotowywania mieszanin DNA, przygotuj pierwszą kontrolną mieszaninę DNA zawierającą 1800 nanogramów plazmidu wypełniającego w końcowej objętości 20 mikrolitrów wody. Następnie przygotuj drugą kontrolną mieszaninę DNA, przygotowując pięć mikrolitrów konstruktu kontrolnego P look.Dodać plazmid wypełniający, aby całkowita masa DNA wyniosła 1800 nanogramów. Dodać wodę, aby uzyskać końcową objętość 20 mikrolitrów. Przygotować trzecią mieszaninę kontrolną DNA zawierającą pięć mikrolitrów konstruktu kontrolnego P oraz pięć mikrolitrów konstruktu kontrolnego PYFP.Dodać plazmid wypełniający i wodę w ten sam sposób co wcześniej. Na koniec przygotować czwartą mieszaninę kontrolną DNA zawierającą 5 µL konstruktu kontroli pozytywnej. Ponownie dodać wypełniacz, plazmid i wodę w ten sam sposób.Następnie przygotuj mieszaniny DNA w celu przetestowania homodimeryzacji białka X. Dla każdej mieszaniny DNA połącz 5 µL odpowiedniego konstruktu PX i 5 µL konstruktu PYFP, dodając plasmid wypełniający oraz wodę. Następnie przygotuj mieszaniny DNA w celu przetestowania interakcji między parą białek X i Y. Dla każdej mieszaniny DNA połącz 5 µL odpowiedniego konstruktu PX i 5 µL konstruktu PYFP wraz z plasmidem wypełniającym i wodą. Zbierz subkonfluente komórki HEK 293 z kolby o powierzchni 75 cm², rozcieńczając 10% całkowitej liczby komórek w 13 ml pożywki hodowlanej.Następnie do każdej studni białej płytki hodowlanej 96-dołkowej z przezroczystym dnem należy wnieść 130 µL zawiesiny komórkowej, a następnie inkubować komórki przez 24 godziny. Dalej należy obliczyć liczbę studni do transfekcji, mnożąc liczbę mieszanin DNA przez trzy. Przygotować master mix zawierający 6,3 µL medium bez surowicy w temperaturze pokojowej oraz 0,18 µL odczynnika do transfekcji na każdą studnię; składniki wymieszać za pomocą vortexa, a następnie inkubować w temperaturze pokojowej przez pięć minut.Następnie do odpowiedniej liczby probówek rozdzielono po 20 µL mieszaniny master mix z odczynnikiem do transfekcji w medium bezsurowiczym. Do każdej probówki dodano 2 µL odpowiedniej mieszaniny DNA i inkubowano w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Na koniec wykonano transfekcję trzech dołków każdą z mieszanin do transfekcji.Rozdysponowanie 6,5 µL mieszaniny do transfekcji na każdą studnię przed hodowlą komórek przez kolejne 36 do 48 godzin. W celu pomiaru sygnału BRET najpierw rozpuścić substrat lucyferazy do żywych komórek w stężeniu 34 mg/mL w DMSO poprzez wstrząsanie w wortexie.Rozcieńczyć zrekonstytuowany substrat lucyferazy do żywych komórek w stosunku 1:1000 w podgrzanym do 37 °C medium do rozcieńczania substratu. Do każdej studzienki dodać 50 µL medium do rozcieńczania substratu i wymieszać za pomocą wortexa. Może wytrącić się osad, który jednak nie będzie zakłócał przebiegu analizy.Odssać pożywkę hodowlaną z płytki 96-dołkowej i wlać do każdego dołka 50 µL rozcieńczonego substratu lucyferazy dla żywych komórek po hodowaniu komórek przez co najmniej dwie godziny. Zdjąć pokrywkę z płytki 96-dołkowej i inkubować płytkę przez 10 minut w temperaturze pokojowej wewnątrz luminometru. Pomiar emisji LUCIFERASE oraz YFP przeprowadzić dla każdego dołka z osobna zgodnie ze szczegółami opisanymi w protokole tekstowym, integrując sygnały emisji przez 10 sekund.Członkowie rodziny represorów transkrypcyjnych Fox P odgrywają istotną rolę w rozwoju mózgu. Mutacje w tych genach są powiązane z zaburzeniami mowy oraz zaburzeniami ze spektrum autyzmu. Znane jest, że białko FOX P dwa tworzy homodimery, co wykorzystano do walidacji testu Brett w celu wykrycia Fox.Komórki P two Homodimers przetransfekowano konstruktami do ekspresji lucyferazy jako donora lub YFP jako akceptora, połączonych albo z Fox P two, albo z sygnałem lokalizacji jądrowej. Białka LUCYFERAZA i YFP skierowane do jądra służą jako kontrole negatywne, a jako kontrola pozytywna dla detekcji sygnału BRET komórki zostały również przetransfekowane konstruktem do ekspresji białka fuzyjnego lucyferaza-YFP.Wzrost sygnału BRET pokazuje, że test BRET jest skuteczny w wykrywaniu homodimerów Fox P dwa; tutaj przedstawiono obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej komórek transfected z YFP połączonym z sygnałem lokalizacji jądrowej lub z YFP połączonym z FOX P dwa. Specyficzność oddziaływania wykazano poprzez wprowadzenie mutacji do FOX P dwa, o której wiadomo, że zaburza ona dimeryzację, w sytuacji gdy współwyrażano białka fuzyjne lucyferazy Fox P dwa delta E 400 oraz YFP Fox B dwa.Zaobserwowano zmniejszenie sygnału BRET w porównaniu do sytuacji, gdy współwyrażane były Fox B2 i YFP Fox B2. Redukcja tego sygnału nie wynikała ze zmiany lokalizacji subkomórkowej białka zmutowanego. Aby ocenić skuteczność testu BRET w wykrywaniu typowych interakcji, przebadano interakcję Fox P2 z Fox P1; sygnał BRET zaobserwowano w obu możliwych konfiguracjach testu. Ponadto sprawdzono przydatność testu BRET do wykrywania interakcji Fox P2 z białkami innymi niż FOX P, badając interakcję z CTBP1, korepresorem transkrypcyjnym i znanym partnerem interakcyjnym Fox P2.Interakcję między Fox P two a CT BP one wykryto za pomocą testu BRET, gdy Fox P two był białkiem fuzyjnym donorem, a CT P one akceptorem, lecz nie zaobserwowano jej w konfiguracji odwrotnej. Interakcję między FOX P two a CT P one odnotowano mimo że tylko niewielka część CT BP one znajdowała się w jądrze komórkowym, co podkreśla czułość tego testu. W końcu test BRET wykorzystano do zbadania wpływu mutacji patogennych w Fox P two na oddziaływania białko-białko.Zgłoszono, że dwie mutacje punktowe w genie Fox P two powodują rzadką autosomalną dominującą chorobę wpływającą na mowę i język. Zdolność zmutowanych białek do dimeryzacji z Fox P two typu dzikiego oceniono za pomocą testu BRET. Wyniki, w których jako donora zastosowano Fox B two typu dzikiego, a jako akceptora zmutowany Fox B two, wykazały, że mutacja R 3 28 X, ale nie R 5 53 H, zaburza proces dimeryzacji.Jak pokazano w przypadku akceptora, analogiczne wyniki zaobserwowano dla konfiguracji odwrotnej. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś mieć dobrą wiedzę na temat zastosowania testu typu „bead assay” do monitorowania oddziaływań białko-białko. Technika ta utorowała drogę badaczom w dziedzinie biologii komórki do badania oddziaływań białko-białko w żywych komórkach.Po przeprowadzeniu tej procedury można zastosować dodatkowe techniki w celu analizy aktywności badanego białka, aby ocenić funkcjonalne skutki zaobserwowanego oddziaływania białko-białko.

investigating-protein-protein-interactions-live-cells-using

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Badanie interakcji białko-białko w żywych komórkach za pomocą bioluminescencyjnego transferu rezonansowej energii

Niniejszy protokół opisuje sposób obrazowania oddziaływań białko-białko z wykorzystaniem testu bliskości opartego na FRET.

Obrazowanie oddziaływań białko-białko in vivo

Subkomórkowa lokalizacja białek jest kluczowa dla określenia czasowo-przestrzennej regulacji sygnalizacji komórkowej. W niniejszym opracowaniu opisujemy bimolekularną komplementację fluorescencji (BiFC) jako prostą metodę monitorowania przestrzennych oddziaływań białek w komórce.

Bimolekularna komplementacja fluorescencyjna

W niniejszej pracy opisujemy metody konstruowania, wizualizacji i kwantyfikacji reakcji bioluminescencyjnych enzymów lucyferazy świetlikowej oraz renilla, wykazujących ekspresję w komórkach przerzutowego raka piersi podczas ich wzrostu i przerzutowania in vivo.

In vivo dwusubstratowe obrazowanie bioluminescencyjne

Niniejszy artykuł opisuje podawanie myszom bakterii z markerem lux oraz późniejszą analizę in vivo z wykorzystaniem obrazowania bioluminescencyjnego IVIS.

Obrazowanie bakterii bioluminescencyjnych In vivo

Film opisuje technikę obrazowania FLIM-FRET w celu określenia interakcji białko-białko w żywych bakteriach wyrażających białka cytoplazmatyczne znakowane białkami fluorescencyjnymi, donorem eGFP i akceptorem mCherry. Połączona technika pozwala również na ilościowe określenie oddziałujących białek.

Obrazowanie FLIM-FRET w celu scharakteryzowania interakcji białko-białko u żywych bakterii

Rozszerzanie podstaw i możliwości zastosowania Fluorescencji przez Niezwiązane Wzbudzenie z Luminescencji (FUEL) poprzez badanie odpowiednich zasad i wykazanie jej zgodności z wieloma fluoroforami i warunkami ukierunkowanymi na przeciwciała.

Krok dalej niż BRET: Fluorescencja przez niezwiązane wzbudzenie z luminescencji (FUEL)

Opisujemy tutaj ulepszoną metodę transferu energii rezonansu luminescencji (LRET), w której wprowadzamy miejsce rozszczepienia proteazy między miejscem fluoroforu dawcy i akceptora. Modyfikacja ta pozwala na uzyskanie specyficznych sygnałów LRET pochodzących z interesujących nas białek błonowych, co pozwala na badanie białek błonowych bez oczyszczania białek.

Transfer energii rezonansu luminescencyjnego w celu zbadania zmian konformacyjnych w białkach błonowych ulegających ekspresji w komórkach ssaków

Förster Resonance Energy Transfer (FRET) pomiędzy dwiema cząsteczkami fluoroforu może być wykorzystany do badania interakcji białek w żywej komórce. W tym miejscu przedstawiono protokół pomiaru FRET w żywych komórkach poprzez wykrywanie uczulonej emisji akceptora i wygaszanie cząsteczki donorowej za pomocą konfokalnej laserowej mikroskopii skaningowej.

Ocena interakcji białek w żywych komórkach z emisją uwrażliwioną na FRET

Transfer energii rezonansu fluorescencji (FRET) to technika obrazowania służąca do wykrywania interakcji białek w żywych komórkach. W tym miejscu przedstawiono protokół FRET w celu zbadania związku enzymów modyfikujących histony z czynnikami transkrypcyjnymi, które rekrutują je do docelowych promotorów w celu epigenetycznej regulacji ekspresji genów w tkankach roślinnych.

Badanie interakcji między enzymami modyfikującymi histony a czynnikami transkrypcyjnymi in vivo poprzez transfer energii rezonansu fluorescencyjnego

Ten protokół opisuje test oparty na bret do pomiaru interakcji kinazy CRAF z białkami 14-3-3 w żywych komórkach. Protokół określa etapy przygotowania ogniw, odczytu emisji BRET i analizy danych. Przedstawiono również przykładowy wynik wraz z identyfikacją odpowiednich elementów sterujących i rozwiązywaniem problemów w celu optymalizacji testu.

Test oparty na rezonansie bioluminescencyjnym (BRET) do pomiaru oddziaływań CRAF z białkami 14-3-3 w żywych komórkach

W tym miejscu przedstawiamy protokół ilościowego określenia czasoprzestrzennej dynamiki aktywacji i fosforylacji Akt w żywych komórkach HepG2. Obrazowanie metodą rezonansowego transferu energii metodą Förster (FRET) jest potężnym narzędziem, które dostarcza cennych informacji na temat szlaków sygnalizacji insuliny i regulacji metabolicznej w komórkach nowotworowych.

Obrazowanie transferu energii rezonansu Förstera w żywych komórkach metabolicznie regulowanej dynamiki aktywacji Akt w komórkach HepG2

Poznaj metodę BRET do badania interakcji białko-białko w żywych komórkach ssaczych. Technika ta umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym i ocenę wpływu mutacji patogennych na funkcje białkowe.

Badanie interakcji białko-białko w żywych komórkach za pomocą transferu energii rezonansu bioluminescencyjnego

Przeglądaj więcej filmów