27 sierpnia 2014
Tutaj opisujemy oprzyrządowanie i metody wykrywania pojedynczych fluorescencyjnie znakowanych cząsteczek białka oddziałujących z pojedynczą cząsteczką DNA zawieszoną pomiędzy dwiema optycznie uwięzionymi mikrosferami.
Ogólnym celem tej procedury jest obserwacja dynamicznej interakcji między pojedynczym białkiem wiążącym DNA a cząsteczką DNA. Osiąga się to poprzez połączenie w specjalnie skonstruowanym mikroskopie, dwóch technik jednocząsteczkowych, podwójnej pęsety optycznej i mikroskopii fluorescencyjnej. Układ ten jest również wyposażony w jasne oświetlenie pola do wizualizacji i nanometrowej stabilizacji próbki.
Drugim krokiem jest wielokanałowa komora przepływowa zintegrowana z systemem mikroprzepływu, która umożliwia do czterech przepływów laminarnych w celu efektywnej rekrutacji i montażu wszystkich komponentów wymaganych do eksperymentu. Następnie konstrukt pojedynczej cząsteczki jest składany w celu przeprowadzenia eksperymentów. Pierwsze dwie mikrosfery pokryte tytyną w paskach są chwytane za pomocą podwójnej pęsety optycznej w pierwszym kanale.
Dwa uwięzione koraliki są następnie przenoszone do drugiego kanału, aby umożliwić przyczepienie się matrycy DNA oznaczonej biotyną na obu końcach. Obecność pojedynczej cząsteczki DNA jest sprawdzana w trzecim kanale za pomocą analizy wydłużenia siły DNA. Wreszcie, konstrukt kulki DNA o nazwie hantle DNA jest przenoszony do kanału białkowego, w którym obecne jest znakowane fluorescencyjnie białko represorowe laktozy.
Uzyskano wyniki, które pokazują dyfuzję i specyficzne wiązanie pojedynczych cząsteczek oka LAC na pojedynczej rozciągniętej cząsteczce DNA oraz ilościowe określenie parametrów kinetycznych ruchu gałek ocznych LAC. Głównymi zaletami tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami pojedynczych cząsteczek są możliwość kontrolowania napięcia przyłożonego do nowej cząsteczki, możliwość precyzyjnego śledzenia ruchów białek wiążących w stabilnym miejscu nanometrowym, a także możliwość działania z dala od powierzchni snu pokrywy. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące oddziaływań białkowych DNA, a zwłaszcza mechaniki regulacji ekspresji genów, a także dynamiki dyfuzji białek wzdłuż DNA w mechanizmach poszukiwania celu.
Demonstracja tej metody jest bardzo przydatna do pokazania praktycznych aspektów budowy próbki komórki przepływowej, obsługi i montażu konstruktu z koralików DNA. W tym filmie najpierw pokazano, jak sprawdzić stabilność wskazywania dwóch laserów pułapkujących za pomocą mikrokulek przyklejonych do powierzchni szkiełek nakrywkowych jako odniesienia. Szczegółowe informacje na temat konstrukcji i konstrukcji pęsety optycznej można znaleźć w dołączonym tekście protokołu.
Użyj szkiełka nakrywkowego o wymiarach 24 na 60 milimetrów, aby rozprowadzić dwa mikrolitry kulek krzemionkowych na powierzchni szkiełka nakrywkowego o wymiarach 24 na 32 milimetry. Za pomocą dwóch kawałków taśmy dwustronnej. Przymocuj szkiełko nakrywkowe o wymiarach 24 na 32 milimetry na szkiełku mikroskopowym, aby utworzyć komórkę przepływową.
Napełnij komorę przepływową 50 milimolowym buforem fosforanowym i uszczelnij ją obrazem smaru silikonowego. Jedna kulka krzemionki w mikroskopii jasnego pola w powiększeniu około 2000 razy. Pole widzenia powinno wynosić około siedmiu na pięć mikrometrów uzyskanych przy 7 68 na 5 76 pikseli, tak aby obraz perełkowy miał średnicę około 190 pikseli, kompensuj dryfty termiczne za pomocą oprogramowania do sprzężenia zwrotnego, które oblicza pozycję XY z centrum obrazu i Z z z pierścieni dyfrakcyjnych i koryguje dryfty.
Przesuwając stolik Pizo z dokładnością nanometrową lub lepszą, nałóż środek lewej pułapki na środek koralika i zmierz szum położenia i jego odchylenie standardowe od kwadrantowej diody fotodiodowej detektora lub QDP. Powtórz pomiar dla prawej pułapki. Odchylenie standardowe szumu położenia powinno mieścić się w granicach kilku nanometrów, aby umożliwić precyzyjną lokalizację białek wiążących DNA w celu wytworzenia komórki przepływowej.
Diamentowa końcówka jest po raz pierwszy używana do wiercenia otworów o średnicy jednego milimetra w mikroskopie o wymiarach 76 na 76 na jeden milimetr. Przesuń, aby utworzyć cztery wloty i jeden wylot. Umożliwi to maksymalnie cztery równoległe przepływy buforowe.
Każdy z nich zawiera jeden z różnych składników wymaganych do eksperymentu: koraliki, białko znakowane fluorescencyjnie DNA i bufor do obrazowania. Wyczyść szkiełko mikroskopu etanolem i wyśrodkuj port z włożonym O-ringiem i pierścieniem samoprzylepnym w szkiełku otaczającym otwory dostępowe. Na tym etapie konieczne jest noszenie rękawiczek, aby uniknąć odcisków palców, które mogłyby zakłócić proces klejenia.
Za pomocą drugiego suwaka zaciśnij nano porty do szkiełka i umieść go w piekarniku nagrzanym do 180 stopni Celsjusza na godzinę, aby umożliwić pełne przymocowanie. W międzyczasie narysuj na kartce papieru kontur komórki przepływowej. Kanał powinien mieć około trzech milimetrów szerokości i pasować do całych pozycji na szkiełku mikroskopowym.
Umieść rysunek na dwóch kawałkach perfilu i za pomocą skalpela wykonuj ostre i ciągłe nacięcia wzdłuż narysowanego konturu. Usuń wszelkie powstałe wypukłości, wyrzuć dolną warstwę perfum, która służy tylko do zagwarantowania czystego podparcia. Następnie umieść szkiełko mikroskopu zawierające dołączone nanoporty do góry nogami w metalowym wsporniku.
Ostrożnie wyrównaj obrys komory paraformowej z otworami, upewniając się, że parametr nie wystaje z wlotów i wylotów pokrywy komory za pomocą oczyszczonego szkiełka pokrywy mikroskopu i ostrożnie usuń nadmiar parametrów otaczających komorę. Umieść dwa bloki grzewcze podgrzane wcześniej w temperaturze 120 stopni Celsjusza na górze komory przepływowej, aby wywrzeć na nią jednorodny nacisk. Pozwól folii para stopić się przez około 25 minut.
Kolejnym krokiem jest przygotowanie zbiornika ciśnieniowego i zbiorników buforowych. Zbiornik ciśnieniowy wykonany jest z pleksi i umożliwia umieszczenie do sześciu zbiorników buforowych. Najpierw podłącz zawory odcinające na wyjściu ze zbiorników buforowych w celu włączenia przepływu bufora z dźwignią zaworu w pozycji pionowej lub wyłączoną w pozycji obróconej zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
Podczas eksperymentów zamontuj komórkę przepływową na stoliku mikroskopu. Następnie podłącz zawory odcinające przez rurki polieterowe, eteroketonowe lub szczytowe, a przędzalnie bezkołnierzowe do wlotów komory przepływowej. Rurka szczytowa ma wewnętrzną średnicę około 150 mikrometrów kilometrów, około trzy centymetry rurki z fluorowanego etylenu i propylenu o wewnętrznej średnicy około 500 mikrometrów są używane jako połączenie między rurką szczytową a zespołami nanoportów komory przepływowej.
Jest to niezbędne do zmniejszenia przepływu bufora przy wejściu do komory, aby uniknąć pęknięcia komory przepływowej lub odłączenia nanoportu od szkła. Z drugiej strony, samo użycie rurek o dużej średnicy wewnętrznej wymagałoby dużych ilości próbek biologicznych. Podłącz wylot komory przepływowej do otwartej rurki Falcon pod ciśnieniem atmosferycznym.
Rura ta służy jako utylizacja bufora wypływającego z komory przepływowej. Aby rozpocząć tę procedurę, dodaj jeden mililitr buforu A do każdego z pojemników buforowych i zastosuj ciśnienie 200 milibarów w celu umycia rurek łączących i komory przepływowej. Zdolny jest system kontroli ciśnienia.
Na koniec regulacja ciśnienia powietrza wewnątrz zbiornika ciśnieniowego. Sprawdź, czy nie ma pęcherzyków powietrza, które mogą zakłócić płynność przepływu. Delikatne pociągnięcie rurki wylotowej pomoże usunąć wszelkie pozostałe pęcherzyki, zmniejszyć ciśnienie do 20 milibarów i sprawdzić, czy wszystkie kanały i rurki są wolne od pęcherzyków powietrza i czy bufor przepływa z podobnymi prędkościami we wszystkich kanałach.
Przygotować próbki do końcowej objętości 300 mikrolitrów. W tym eksperymencie wykorzystuje się kulki polistyrenowe pokryte paciorkowcami, liniowe DNA biotynylowane na obu końcach, które zawierają określone sekwencje docelowe do wiązania represora laktozy i znakowane fluorescencyjnie białko represorowe laktozy. Dodać każdą próbkę do jednego z pojemników strzykawkowych w następującej kolejności: kulki w pierwszym kanale, DNA w drugim, bufor do obrazowania w trzecim i znakowane białko w czwartym kanale.
Włącz przepływ na poziomie 20 milibarów i otwórz zawory odcinające, aby próbki mogły dotrzeć do kanału przepływowego. Jest to łatwo wykrywalne w kanale ściegu. Podczas obrazowania pierwszego kanału w świetle jasnego pola włącz dwie pęsety optyczne i złap kulkę polistyrenu w każdej pułapce.
Przejdź szybko do drugiego kanału, aby uniknąć wpadnięcia innych koralików w pułapki. Zauważ, że przybycie do kanału DNA jest łatwo zauważalne pod koniec przepływu kulek. Używając jednego deflektora optycznego AO lub ruchu OD, jeden koralik pułapki tam iz powrotem w pobliżu drugiego koralika, aby umożliwić dołączenie przepływu rozszerzonego DNA między dwoma optycznie uwięzionymi koralikami.
Kiedy powstaje hantle DNA, koralik statyczny zaczyna podążać za ruchem koralika, który jest aktywnie poruszany do przodu iz powrotem przez pułapkę. Przejdź szybko do kanału buforowego i wyłącz przepływ bufora. Wykonaj analizę krzywej wydłużenia siły, aby zweryfikować obecność pojedynczej cząsteczki DNA.
Osiąga się to poprzez oddzielenie dwóch kulek od siebie podczas pomiaru napięcia DNA. Po uzyskaniu pojedynczego hantla DNA ponownie włącz przepływ i przenieś hantle do kanału białkowego. Przełącz się na mikroskopię fluorescencyjną o szerokim polu, aby monitorować interakcję znakowanego białka represorowego laktozy z DNA, wyłącz przepływ i rozpocznij akwizycję.
Metoda ta umożliwia wykrycie pojedynczych cząsteczek represora laktozy lub lac eye oddziałujących z rozciągniętą cząsteczką DNA. W tym reprezentatywnym agramie CH pojedyncza cząsteczka oka lac dyfunduje wzdłuż niespecyficznych sekwencji DNA, podczas gdy inna cząsteczka lac eye jest specyficznie związana z jednym operatorem znajdującym się w środku cząsteczki DNA. Ten wykres pokazuje położenie dwóch cząsteczek lac eye wzdłuż kierunku łączącego środki dwóch pułapek.
W funkcji czasu pozycje cząsteczek zostały określone przez algorytm centrum symetrii radialnej pokazany tutaj jest wykresem średniego przemieszczenia kwadratowego lub MSD w funkcji czasu dla pojedynczej cząsteczki oka lac dyfundującej wzdłuż rozciągniętej cząsteczki DNA. Współczynnik dyfuzji białka można łatwo uzyskać z regresji liniowej danych. Połączenie technik manipulacji i obrazowania jest potężną metodą, umożliwiającą mechaniczną kontrolę nad pojedynczym polimerem biologicznym, takim jak D-N-A-R-N-A lub włókno cytoszkieletu, oraz jednoczesną lokalizację pojedynczych cząsteczek białka oddziałujących z samym polimerem.
Podejmując próbę wykonania tej procedury, należy pamiętać, że połączenie manipulacji pojedynczymi cząsteczkami i technik obrazowania wymaga starannego zaprojektowania układu eksperymentalnego, aby zapewnić stabilność zawieszonego polimeru na poziomie nanometrów. Z drugiej strony, potrzebna jest odpowiednia konstrukcja sondy biologicznej, aby zagwarantować specjalną separację między laserem pułapkującym G a sondą fluorescencyjną. Szczegółowe informacje można znaleźć w załączonym tekście protokołu.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak złożyć cząsteczkę DNA pomiędzy dwoma szybkimi optycznymi uderzeniami w montaż tego konstruktu. Lepiej uzyskać to za pomocą wielokanałowej celi przepływowej, dla której dostarczyliśmy szczegółowy opis. Wskazaliśmy również, jak zoptymalizować przepływ bufora i usunąć pęcherzyki powietrza, które w przeciwnym razie mogłyby zagrozić Twoim eksperymentom.
W protokole łączenia tekstu można znaleźć protokoły znakowania DNA za pomocą bioTE, który jest niezbędny do składania z uderzeniami pokrytymi streptawidyną, a także protokoły znakowania białka. Na koniec zilustrowaliśmy krok po kroku operacje mające na celu ilościowe określenie wiązania i dyfuzji pojedynczego białka represyjnego laktozy na rozciągliwej cząsteczce DNA.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Ten artykuł opisuje metodę obserwacji dynamicznej interakcji między pojedynczym białkiem wiążącym DNA a cząsteczką DNA. Technika łączy podwójne optyczne pincety i mikroskopię fluorescencyjną, aby osiągnąć ten cel.
This method enables precise mechanical control and real-time imaging of protein-DNA interactions, providing quantitative insights into binding kinetics and diffusion dynamics. By eliminating surface artifacts and allowing sequence-specific interrogation under tension, it supports target validation and mechanistic de-risking in nucleic acid therapeutic discovery. The approach enhances predictive confidence in early-stage programs by revealing how mechanical parameters influence protein search and binding mechanisms.
The method fits within early discovery workflows, enabling hypothesis testing and target validation prior to lead identification by providing mechanistic insights into protein-DNA dynamics.