Name: Oznaczanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-10T16:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Poznaj metodę oznaczania spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster przy użyciu monitorów podczerwieni. Protokół umożliwia precyzyjne badanie wpływu czynników genetycznych i środowiskowych na zachowanie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została wsparta grantem z National Institutes of Health (AG023088 B.R.).

Uwaga: Szczep Canton-S to standardowa linia tła typu dzikiego uzyskana z Bloomington Stock Center.
1. Przygotowanie potrawy i przepis na 1 000 ml jedzenia
Uwaga: Ta sekcja opisuje protokół przygotowywania posiłków. Duże metalowe garnki służą do przygotowania jednorazowo około 18 litrów jedzenia. Opisany tutaj protokół jest zmniejszony i wykorzystuje 1,000 mlH2O. Żywność jest dwukrotnie sterylizowana w autoklawie.
<ol>
	<li>Wymieszaj 113 g sacharozy i 28 g drożdży piwnych w 643 ml wody. Pozostaw składniki na gorącym talerzu ustawionym na 25 °C z mieszadłem i mieszaj przez 15 minut.</li>
	<li>Autoklaw roztworu spożywczego przez 20 minut.</li>
	<li>Wymieszaj 49 g mąki kukurydzianej i 8,1 g agaru w 268 ml wody i dodaj do autoklawowanej mieszanki spożywczej opisanej w kroku 1.2. Dobrze wymieszaj dużą łyżką lub trzepaczką.</li>
	<li>Autoklaw mieszanki spożywczej przez kolejne 20 minut.</li>
	<li>Ułóż jedzenie na talerzu i pozostaw do ostygnięcia, ciągle mieszając z mieszadłem. Jeśli do żywności należy dodać dodatkowe roztwory, takie jak mifepriston (RU486), przechowuj żywność na gorącej płycie ustawionej na 60 °C i dodaj roztwór, gdy żywność osiągnie wymaganą temperaturę.</li>
	<li>Rozpuścić 2,4 g tegoseptu w 10,7 ml 100% EtOH i trzymać na zimnej płytce z mieszadłem do całkowitego rozpuszczenia i mieszać przez około 15 minut.</li>
	<li>Dodać roztwór tegoseptu do żywności, gdy temperatura żywności wynosi 60 °C i dobrze wymieszać.</li>
	<li>Za pomocą pompki lub dozownika żywności wlej około 10 ml jedzenia do szerokiej fiolki. Za pomocą dozownika do żywności można jednocześnie nalewać żywność do 100 szerokich, plastikowych fiolek (1 taca) na raz.</li>
	<li>Przykryj fiolki chusteczkami Kimwipes i gazą serową i pozostaw żywność w temperaturze pokojowej na 12-24 godziny do ostygnięcia. Przechowywać żywność w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 3-4 tygodni. Podgrzej żywność do temperatury pokojowej przed użyciem do pracy w locie.</li>
</ol>
2. Przygotowanie szklanych fiolek
<ol>
	<li>Przygotuj jedzenie zgodnie z protokołem wymienionym w kroku 1.</li>
	<li>Do każdej wąskiej, szklanej fiolki należy podać 5 ml pokarmu, co odpowiada odpowiedniej wielkości dla monitorów populacji. Ta ilość pokarmu powinna być na tyle niska, aby znajdowała się poniżej najniższego pierścienia monitora populacji.</li>
	<li>Po ostygnięciu żywności do temperatury pokojowej przykryj fiolki zatyczkami z gąbki i przechowuj je w temperaturze 4 °C przez okres do 2 tygodni. Ponieważ ilość pokarmu w fiolce jest raczej niska, najlepiej zużyć pokarm w ciągu tygodnia lub dwóch, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Przed użyciem rozgrzać fiolki do temperatury pokojowej.</li>
</ol>
3. Utrzymanie rodzicielskich much
<ol>
	<li>Hoduj muchy w szerokich plastikowych fiolkach ze standardowym pokarmem laboratoryjnym i przechowuj fiolki w wilgotnej komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności. Okres światła dziennego zaczyna się o 6:00 rano w tym laboratorium.</li>
	<li>Rano usuń dorosłe muchy z fiolek, z których zostaną zebrane muchy rodzicielskie.</li>
	<li>Zbierz nowo zamknięte muchy i oddziel je według płci na podkładce CO2 w ciągu 8 godzin po eklozji, aby upewnić się, że samice much są dziewicami. Muchy zaczynają kojarzyć się 8 godzin po zamknięciu.</li>
	<li>Gdy dziewicze samce i samice much osiągną wiek od 5 do 10 dni, umieść 10 samców i 10 samic much w fiolce ze standardowym pokarmem i kilkoma ziarnami aktywnych drożdży na wierzchu. 
	Uwaga: Kontroluj gęstość larw, używając tej samej liczby much i trzymając je w fiolce przez dwa dni. Dodatek aktywnych drożdży wspomaga produkcję jaj.</li>
	<li>Trzymaj muchy do łączenia się w pary i składaj jaja w komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze 25 °C z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności przez 2 dni. Ustaw 5-10 fiolek much rodzicielskich.</li>
	<li>Muchy należy przenosić do nowej plastikowej fiolki co drugi dzień i przechowywać fiolki z jajami w inkubatorze w temperaturze 25 °C.</li>
</ol>
4. Kolekcja eksperymentalnych much
<ol>
	<li>Po 9 dniach muchy zaczną zamykać się z fiolek, w których muchy rodzicielskie złożyły jaja (opisane w kroku 3.6.). Usunąć i wyrzucić muchy, które zamknęły się w ciągu pierwszego dnia, a następnie umieścić fiolki z powrotem w inkubatorze. Większość much zamkniętych w pierwszym dniu to samice. Bardziej zsynchronizowana populacja much zamknie się w dniu 2.</li>
	<li>W ciągu 24 godzin umieść nowo zamknięte muchy na podkładkach CO2 i zbierz 25 samców i 25 samic much w fiolkach za pomocą pędzla lub metalowej łyżki. Trzymaj muchy na podkładkach CO2 przez krótki okres czasu, aby zminimalizować wszelkie skutki CO2 . Zapisać dzień zaniku na fiolce. Zebrać co najmniej 5 fiolek z kontrpróbami dla grup doświadczalnych i kontrolnych.</li>
	<li>Przechowywać fiolki w komorach środowiskowych o kontrolowanej temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.</li>
	<li>Muchy należy przenosić do nowej plastikowej fiolki co drugi dzień za pomocą lejka.</li>
	<li>Starzej muchy, aż osiągniesz pożądany wiek do eksperymentowania.</li>
</ol>
5. Konfiguracja monitorów mobilności
<ol>
	<li>Monitory populacji należy umieścić w inkubatorze o kontrolowanej temperaturze.</li>
	<li>Podłącz każdy monitor za pomocą 4-żyłowego telefonicznego do modułu interfejsu zasilacza (PSIU) za pomocą 5-drożnych rozdzielaczy (wieloliniowych), które mogą podłączyć do 5 pojedynczych monitorów do jednego otworu w zasilaczu. Zobacz rysunki 1A i 2B.</li>
	<li>Podłącz zasilacz PSIU do gniazdka sieciowego (100-240 V). Podłącz złącze wyjściowe zasilacza do jednego z 2 pasujących gniazd PSIU. Sąsiednie zielone światło świeci na zielono po prawidłowym podłączeniu.</li>
	<li>Podłącz zasilacz PSIU do sprzętu uniwersalnej magistrali szeregowej (USB). Podłącz USB między sprzętem USB a komputerem Macintosh lub komputerem z systemem Windows w celu nagrywania danych. Najlepiej byłoby mieć komputer przeznaczony tylko do zbierania danych, ponieważ zbieranie trwa kilka dni.</li>
	<li>Pobierz oprogramowanie USB (PSIUdrivers.zip). Oprogramowanie sterownika USB jest używane przez interfejs zasilacza i należy je pobrać tylko raz. Syntetyzuje on łącze danych między programem komputerowym a monitorami PSIU/aktywności. W przypadku komputerów PC należy użyć portu COM, a w przypadku komputerów Macintosh należy użyć prostego portu szeregowego.</li>
	<li>Pobierz program komputerowy dla komputerów Macintosh OSX (Intel) lub dla komputerów PC z systemem Windows (XP/Vista/7), postępując zgodnie z instrukcjami dostarczonymi przez producenta Uwagi 308.pdf.</li>
	<li>Uruchom program komputerowy i skonfiguruj program, klikając Preferencje, Światła lub Monitory. Program będzie działał, dopóki użytkownik nie wybierze opcji "zakończ", aby zatrzymać program. Jeśli program komputerowy lub komputer zostanie wyłączony, monitory będą nadal zliczać przerwy w wiązce, ale zliczenia nie będą rejestrowane, dopóki program nie zostanie ponownie uruchomiony. W takim przypadku pierwszy odczyt będzie zawierał wszystkie zliczenia od ostatniego wysłania danych do komputera przez PSIU.</li>
	<li>Wybierz kartę Preferencje i wybierz port szeregowy, PSIU dla komputerów Macintosh i COM dla komputerów PC.</li>
	<li>Wybierz interwał odczytu, który mieści się w zakresie sekund, minut lub godziny.</li>
	<li>Wybierz monitory: Każdy monitor ma swój unikalny numer, który jest nadawany przez producenta. Wybierz zakres monitorów, który odpowiada numerom nadanym monitorom przez producenta.</li>
	<li>Pole Światła: Upewnij się, że wszystkie monitory są prawidłowo podłączone, co jest oznaczone zielonym światłem obok numeru monitora w oprogramowaniu. Czerwone światło oznacza, że połączenie zostało utracone, a skrzynka wskazuje, że system jest wyłączony lub nieprawidłowo skonfigurowany.</li>
</ol>
6. Przygotowanie eksperymentu
<ol>
	<li>Wyjąć szklane fiolki zawierające żywność z temperatury 4 °C i pozostawić do ogrzania do temperatury pokojowej.</li>
	<li>Oddziel samce i samice much w tym samym wieku na podkładce CO2. W przypadku badań nad starzeniem się możliwe jest rozpoczęcie badań nad mobilnością już w 3 dniu życia.</li>
	<li>Umieścić 10 samców lub 10 samic much w każdej szklanej fiolce zawierającej pokarm. Należy użyć co najmniej trzech fiolek dla każdej linii doświadczalnej i kontrolnej much i dla każdej płci.</li>
	<li>Trzymaj fiolki na boku, dopóki muchy nie zregenerują się z CO2 , aby upewnić się, że muchy nie utkną w jedzeniu. Oddziel muchy około godziny 8:00 i pozostaw je na około 2 godziny w temperaturze pokojowej, aby odzyskały CO2 .</li>
	<li>Umieścić fiolki w monitorach populacji umieszczonych w inkubatorach.</li>
	<li>Odrzuć dane zebrane w ciągu pierwszych 24 godzin po umieszczeniu muszek w inkubatorze, aby umożliwić im dostosowanie się do nowego środowiska.</li>
	<li>Muchy należy przekazać po 3 lub 4 dniach do nowych fiolek, aby uniknąć wysuszenia pokarmu. Jeśli muchy są podatne na śmierć lub są w wieku 40 dni lub starsze, przekaż muchy po 2 dniach i wykorzystaj dane zebrane dla 2 dnia. Należy również użyć więcej niż trzech fiolek na grupę, aby zapewnić odpowiednie kontrpróby. Dane z fiolek z martwymi muchami powinny być ignorowane i nie uwzględniane w analizie.</li>
</ol>
7. Uruchamianie monitorów aktywności i obliczanie całkowitej spontanicznej aktywności
<ol>
	<li>Wybierz preferencje - interwał zbierania danych. 
	Uwaga: Program komputerowy umożliwia zbieranie danych w odstępach od 1 sekundy do 60 minut. Stwierdzono, że okresy 10- i 30-minutowe dostarczają odpowiednich informacji na temat mobilności bez przytłaczającej liczby punktów czasowych. W wybranym przedziale czasu program wyśle do komputera aktualną łączną liczbę dla każdego monitora i rozpocznie liczenie od zera. Program komputerowy przechowuje dane w nowym folderze utworzonym przez komputerowy system danych. Dane zgromadzone w każdym monitorze są przechowywane oddzielnie, a dla każdej fiolki tworzone są indywidualne dokumenty tekstowe. Dane są zbierane w sposób ciągły tak długo, jak długo działa program.</li>
	<li>Na koniec eksperymentu zeskanuj dane za pomocą programu FileScan110X dla komputerów Macintosh OSX (Intel) lub SystemMB108 dla komputerów PC z systemem Windows (XP/Vista/7). 
	Uwaga: Program Scan eliminuje zduplikowane odczyty i upewnia się, że nagrania są kompletne.</li>
	<li>Zapisz dane zebrane w określonym czasie i okresie dni. Wybierz nazwę eksperymentu i skopiuj pliki z folderu danych komputera do analizy. 
	Uwaga: W tej chwili interwały aktywności można zmieniać i konwertować na inne. Oryginalne dane pozostaną przechowywane w folderze danych komputera i będzie można je odzyskać, o ile nie zostaną usunięte.</li>
</ol>
8. Analiza danych
<ol>
	<li>Skopiuj dane zebrane w plikach tekstowych do kolumn arkuszy kalkulacyjnych Excel w celu analizy danych. Dane zbierane przez to oprogramowanie znajdują się w kolumnach, które zawierają liczby reprezentujące całkowitą aktywność na jednym monitorze w wybranym przez badacza okresie czasu. 
	Uwaga: Dane zebrane dla każdego monitora znajdują się w osobnych plikach tekstowych. Na każdy monitor przypadają 32 kolumny. Pierwsze sześć kolumn jest pustych i zawiera tylko 0; Kolejne trzy zawierają dane zebrane w dolnym pierścieniu, w środku i w górnym pierścieniu. Pozostałe kanały można usunąć, ponieważ nie zawierają one żadnych danych. Każdy pierścień generuje pojedynczą wartość na czas. Zobacz zrzut ekranu nieprzetworzonych danych na rysunku 2.</li>
	<li>Oblicz całkowitą aktywność w żądanym okresie czasu dla każdego monitora, która reprezentuje sumę aktywności zebranej na trzech różnych wysokościach wiązek podczerwieni. 
	Uwaga: Okres ten może wynosić od kilku godzin, 24 godzin lub kilku dni.</li>
	<li>Określ średnią aktywność lokomotoryczną i odchylenie standardowe między 3 monitorami, które reprezentują 3 kontrpróby biologiczne. 
	Uwaga: Dane mogą być analizowane pod kątem istotności statystycznej za pomocą wielu testów. Dwustronny test t-Studentsa, jednokierunkowa analiza wariancji (ANOVA) i test post-hoc HSD Tukeya mogą być wykorzystane do określenia wpływu kilku manipulacji środowiskowych lub genetycznych na 24 godziny spontanicznej aktywności lokomotorycznej16. Istnieje wiele innych programów, które mogą być używane i zostały wcześniej opublikowane17.</li>
</ol>

<ol><li>Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assaying+Locomotor%2C+Learning%2C+and+Memory+Deficits+in+Drosophila+Models+of+Neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. 49, 2504(2011).</li>
<li>Jones, M. A., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+for+age-related+impairment+in+locomotor+and+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors.</a> Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).</li>
<li>Grotewiel, M. S., Martin, I., Bhandari, p, Cook-Wiends, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+senescence+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Res.+Rev%22%5BJournal%5D)">Functional senescence in Drosophila melanogaster.</a> Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).</li>
<li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Iterative+Negative+Geotaxis+%28RING%29%3A+a+New+Method+for+Assessing+Age-related+Locomotor+Decline+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).</li>
<li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+to+assay+Drosophila+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).</li>
<li>Long, T. A., Rice, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+locomotor+activity+mediates+Intralocus+sexual+conflict+in+a+laboratory-adapted+population+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Biol.+Sci%22%5BJournal%5D)">Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster.</a> Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).</li>
<li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+video+tracking+of+locomotor+in+adult+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">High-resolution video tracking of locomotor in adult Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. 24 (24), 1096 (2009).</li>
<li>Marden, J. H., Rogina, B., Montooth, K. L., Helfand, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conditional+tradeoff+between+aging+and+organismal+performance+of+Indy+long-lived+mutant+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Conditional tradeoff between aging and organismal performance of Indy long-lived mutant flies.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (6), 3369-3372 (2003).</li>
<li>Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+tracking+of+fly+movement+and+gene+expression+using+GFP%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous tracking of fly movement and gene expression using GFP.</a> BMC Biotechnol. 8, 93(2008).</li>
<li>Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+tracking+of+movement+and+gene+expression+in+multiple+Drosophila+melanogaster+flies+using+GFP+and+DsRED+fluorescent+reporter+transgenes%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Res+Notes%22%5BJournal%5D)">Simultaneous tracking of movement and gene expression in multiple Drosophila melanogaster flies using GFP and DsRED fluorescent reporter transgenes.</a> BMC Res Notes. 2 (58), 1-11 (2009).</li>
<li>Ardekani, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+tracking+and+behaviour+monitoring+of+multiple+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional tracking and behaviour monitoring of multiple fruit flies.</a> J. R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).</li>
<li>Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).</li>
<li>Zou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+Lifetime+Behavior+and+Movement+in+an+Invertebrate+Model%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+One%22%5BJournal%5D)">Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model.</a> PLOS One. 6 (4), (2011).</li>
<li>Valente, D., Golani, I., Mitra, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+trajectory+of+Drosophila+melanogaster+in+a+circular+open+field+arena%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Analysis of the trajectory of Drosophila melanogaster in a circular open field arena.</a> PLoS One. 2 (10), 1083(2007).</li>
<li>Inan, O. T., Marcu, O., Sanchez, M. E., Bhattacharya, S., Kovacs, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+portable+system+for+monitoring+the+behavioral+activity+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A portable system for monitoring the behavioral activity of Drosophila.</a> J Neurosci. Methods. 202 (1), 45-52 (2011).</li>
<li>Parashar, V., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((dSir2+mediates+the+increased+spontaneous+physical+activity+in+flies+on+calorie+restriction%5BTitle%5D)+AND+%22Aging%22%5BJournal%5D)">dSir2 mediates the increased spontaneous physical activity in flies on calorie restriction.</a> Aging. 1 (6), 529-541 (2009).</li>
<li>Kaneuchi, T., Togawa, T., Matsuo, T., Fuyama, Y., Aigaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+measurement+of+H2O2+resistance+in+Drosophila+using+an+activity+monitor%5BTitle%5D)+AND+%22Biogerontology%22%5BJournal%5D)">Efficient measurement of H2O2 resistance in Drosophila using an activity monitor.</a> Biogerontology. 4 (3), 157-165 (2003).</li>
<li>Carey, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-specific+and+lifetime+behavior+patterns+in+Drosophila+melanogaster+and+the+Mediterranean+fruit+fly%2C+Ceratitis+capitata%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Age-specific and lifetime behavior patterns in Drosophila melanogaster and the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata.</a> Exp. Gerontol. 41 (1), 93-97 (2006).</li>
<li>Rhodenizer, D., Martin, I., Bhandari, P., Pletcher, S. D., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+environmental+factors+impact+age-related+impairment+of+negative+geotaxis+in+Drosophila+by+altering+age-dependent+climbing+speed%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Genetic and environmental factors impact age-related impairment of negative geotaxis in Drosophila by altering age-dependent climbing speed.</a> Exp. Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).</li>
<li>Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+conditional+tissue-specific+transgene+expression+system+using+inducible+GAL4%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).</li>
<li>Dietzl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).</li>
<li>Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. 43, 2157(2010).</li>
<li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locomotor+activity+level+monitoring+using+the+Drosophila+Activity+Monitoring+%28DAM%29+System%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protoc%22%5BJournal%5D)">Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System.</a> Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).</li>
<li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPfeiffenberger%2C+C+%22Processing+circadian+data+collected+from+the+Drosophila+Activity+Monitoring+%28DAM%29+System.+Protoc%22">Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc</a>. 11, Cold Spring Harbor. (2010).</li>
<li>Ardekani, R., Tavaré, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Na spontaniczną aktywność lokomotoryczną much wpływa wiele czynników, takich jak wiek, pochodzenie genetyczne i płeć2,13,18,19. Ponadto czynniki środowiskowe, takie jak kaloryczność żywności, temperatura otoczenia, dodatek różnych leków oraz cykl światła dzień/noc, mogą wpływać na aktywność much. Na przykład samce much w tym samym wieku mają wyższą spontaniczną aktywność fizyczną w porównaniu z samicami (ryc. 1). Dlatego muchy w tym samym wieku i tej samej płci należy ze sobą porównywać. Badaj...

Muszki owocowe, Drosophila melanogaster, były używane jako cenny organizm modelowy do badania mechanizmów leżących u podstaw złożonych zachowań, takich jak uczenie się i pamięć, interakcje społeczne, agresja, nadużywanie narkotyków, sen, funkcje sensoryczne, zaloty i kojarzeniesię 1,2. Jednym z zachowań, które zostało zbadane za pomocą wielu protokołów, jest spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Geotaksja ujemna była jedną z pierwszych metod opracowanych do pomiaru aktywności Drosophila, a protokół ten polega na pomiarze odsetka much, które osiągają określoną wysokość fiolki po tym, jak muchy zostały wstrząśnięte na dno pojemnika1,3. Ta metoda ma tę zaletę, że jest prosta, niedroga, a ponieważ nie wymaga żadnego specjalnego sprzętu, można ją wykonać w dowolnym laboratorium. Został on wykorzystany jako cenne narzędzie przesiewowe do badania wpływu różnych manipulacji genetycznych na mobilność much3. Jest to jednak czasochłonne i pracochłonne oraz może być stronnicze ze względu na zmienne potrząsanie fiolkami i nagrania z udziałem ludzi. 
Metoda negatywnej geotaksji została ulepszona przez rozwój metody Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING)4,5, która wykonuje zdjęcia fiolek z muchami po potrząśnięciu muchami na dnie. Zaletą tego protokołu jest jego czułość i możliwość testowania dużej liczby fiolek muchowych w tym samym czasie. Jednak protokół ten nadal ma potencjał błędu ludzkiego i mierzy tylko ujemne geotaksje. Inne laboratoria wykorzystały prostą obserwację w fiolkach hodowlanych w celu określenia aktywności lokomotorycznej6.
Ostatnio opracowano kilka systemów rejestracji wideo do pomiaru aktywności lokomotorycznej much. Jeden protokół monitoringu wideo zapewnia czas na dostosowanie przed nagraniem7. Metoda opisana przez Slawsona i in. również wykorzystuje impuls powietrza do zatrzymania ruchu do rozpoczęcia nagrywania, co potencjalnie może być stresorem dla zwierząt7. Metoda ta dostarcza informacji o średniej prędkości, prędkości maksymalnej, czasie spędzonym w ruchu itp. Inny trójwymiarowy system śledzenia mierzy maksymalną prędkość poszczególnych much podczas ~0,2 sekundy swobodnego startuz lotu 8. Trójwymiarowy protokół monitoringu wizyjnego wykorzystuje muchy wykazujące GFP i wiele kamer wyposażonych w filtry pozwalające na detekcję fluorescencji w celu określenia ruchliwości much9. Muchy w tym protokole mają tendencję do wykazywania cylindrycznych wzorców lotu, co jest potencjalnie spowodowane kształtem fiolek z kulturą Drosophila 10. Metoda ta została ulepszona poprzez zastosowanie kopuły, która pozwala na pomiar spontanicznego ruchu dwóch much11. Opisano również metodę o wysokiej przepustowości, która wykorzystuje kamerę do automatycznego monitorowania i ilościowego określania indywidualnych i społecznych zachowań Drosophila 12. Zou i in. opracowali system monitorowania behawioralnego (BMS), który wykorzystuje dwie wspomagane komputerowo kamery do rejestrowania zachowań i ruchów w ciągu całego życia, takich jak odpoczynek, poruszanie się, latanie, jedzenie, picie lub śmierć poszczególnychmuszek owocowych z rodziny tephritidae.. Opracowano kilka innych systemów wideo do monitorowania aktywności behawioralnej much14,15.  
Tutaj opisujemy metodę ilościowego określania aktywności Drosophila, która wykorzystuje monitory populacji. Monitory te są umieszczone w inkubatorach o kontrolowanej temperaturze i wilgotności w temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światła dzień-noc. Każdy monitor populacji ma wiązki podczerwieni umieszczone w pierścieniach umieszczonych na trzech różnych wysokościach. Za każdym razem, gdy mucha porusza się po pierścieniach, przerywa wiązkę podczerwieni, która jest rejestrowana przez mikroprocesor, który niezależnie rejestruje i zlicza aktywność much w fiolce. Mikroprocesor przesyła do komputera całkowitą aktywność w fiolce w zdefiniowanych przez użytkownika odstępach czasu, które mogą wynosić od 1 sekundy do 60 minut. Opisana tu metoda daje muszkom wystarczająco dużo czasu na przystosowanie się do nowego środowiska i pozwala na jednoczesny pomiar spontanicznej aktywności lokomotorycznej aż 120 populacji muszek. Ponadto opisujemy przygotowanie pokarmu, utrzymanie much, ustawienie monitorów populacji mobilności w inkubatorach o kontrolowanej temperaturze oraz potencjalne czynniki, które mogą mieć wpływ na wyniki. Metoda ta może być wykorzystana do zbadania, w jaki sposób różne modyfikacje środowiskowe lub genetyczne wpływają na spontaniczną aktywność lokomotoryczną muszek.

<table><tbody><tr><td>Sacharoza FCC Food Grade 100 LB,</td> <td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td><td>ICN90471380</td><td></td></tr><tr><td>Piwowar s Drożdże</td><td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td><td>ICN90331280</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Agar Fine</td><td>SciMart</td><td>DR-820-25F</td><td></td></tr><tr><td>Mąka kukurydziana</td><td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td><td>ICN90141125</td><td></td></tr><tr><td>Methyl4-hydroxybenzoes, tegosept</td><td>Sigma</td><td>H5501-5KG</td><td></td></tr><tr><td>EtOH</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Aktywne suche drożdże</td><td>Fisher Scientific</td><td>ICN10140001</td><td></td></tr><tr><td>Fly CO2 pad</td><td>LabScientific</td><td>BGSU-7</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila dwutlenek węgla (CO2)</td><td>zbiornik Airgas</td><td>UN1013</td><td></td></tr><tr><td>Mały pędzel do odpędzania much</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiolka z powłoką szeroka</td>, <td>Fischer</td><td>Scientific AS519</td><td></td></tr><tr><td>Zatyczki Buzzplug do szerokich fiolek z tworzywa sztucznego</td><td>Fischer</td><td>Scientific AS275</td><td></td></tr><tr><td>Fiolki szklane (25 x 95 mm)</td><td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td><td>AS-574</td><td></td></tr><tr><td>Zatyczki gąbkowe do szklanych fiolek</td><td>SciMart</td><td>DR-750</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Dozownik żywności</td><td>Applied Scientific (Fischer Naukowy)</td><td>AS780Q</td><td></td></tr><tr><td>DPM Drosophila Monitor populacji</td><td>Trikinetics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zasilacz prądu stałego z przewodem zasilającym</td><td>Trikinetics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PSIU9 Jednostka interfejsu zasilacza</td><td>Trikinetics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>telefoniczne i rozgałęźniki 5-drożne</td><td>Trikinetics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sprzętowa uniwersalna magistrala szeregowa (USB)</td><td>Trikinetics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Macintosh lub komputer PC z systemem Windows z portem</td><td></td><td></td><td></td>UCB</tr><tr><td>Oprogramowanie do akwizycji danych DAMSystem308X dla Macintoch OSX (Intel)</td><td>www.trikinetics.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do akwizycji danych DAMSystem308 dla komputerów z systemem Windows (XP/Vista/7)</td><td>www.trikinetics.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[nagłówek]</td></tr><tr><td>Oprogramowanie DAMFileScan108X dla komputerów Macintosh</td><td></td><td></td><td></td>www.trikinetics.com</tr><tr><td>Oprogramowanie DAMFileScan108X dla komputerów z systemem Windows (XP/Vista/7)</td><td>www.trikinetics.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie USB (PSIUdrivers.zip)</td><td>www.trikinetics.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAMSystem Notes 308</td><td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

oznaczanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej u drosophila melanogaster

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster została wykorzystana jako doskonały organizm modelowy do badania środowiskowych i genetycznych manipulacji, które wpływają na zachowanie. Jednym z takich zachowań jest spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Tutaj opisujemy nasz protokół, który wykorzystuje monitory populacji Drosophila i system śledzenia, który umożliwia ciągłe monitorowanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej much przez kilka dni z rzędu. Metoda ta jest prosta, wiarygodna i obiektywna i może być stosowana do badania skutków starzenia się, płci, zmian kaloryczności żywności, dodawania leków lub manipulacji genetycznych naśladujących choroby człowieka.

Spontaniczna aktywność lokomotoryczna u Drosophila zależy od płci muchy (Rysunek 3A), zawartości kalorii w pożywieniu (Rysunek 3B) oraz cyklu światło/ciemność. Po wyłączeniu światła aktywność much gwałtownie spada. Rysunek 3A przedstawia 24-godzinne zapisy aktywności lokomotorycznej samców i samic much. Gwiazdka na osi X oznacza czas wyłączenia światła i przejścia w cykl ciemności. Rysunek 3B ilustruje odchylenie standardowe średniej spontaniczn...

Drosophila melanogaster są przydatne w badaniu manipulacji genetycznych lub środowiskowych, które wpływają na zachowania takie jak spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Tutaj opisujemy protokół, który wykorzystuje monitory z wiązkami podczerwieni i oprogramowanie do analizy danych do ilościowego określania spontanicznej aktywności lokomotorycznej.

Oznaczanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Ogólnym celem tej procedury jest ilościowe określenie spontanicznej aktywności lokomotorycznej muszek owocówek. Jest to realizowane poprzez wstępne zebranie i starzenie muszek doświadczalnych. Drugim krokiem jest przygotowanie monitorów populacji w inkubatorze z kontrolą temperatury oraz pobranie odpowiedniego oprogramowania.Następnie muchy przenosi się do szklanych fiolek, a potem umieszcza w monitorach populacji, w których uruchamia się monitory aktywności. Ostatnim krokiem jest analiza danych. W końcowym rozrachunku monitory populacji służą do wykazania różnic w spontanicznej aktywności fizycznej much.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak negative geo axis, jest to, że pozwala ona na proste, niezawodne i obiektywne ciągłe rejestrowanie spontanicznej aktywności fizycznej wielu populacji much. Metoda ta może pomóc w określeniu, w jaki sposób różne manipulacje wpływają na muchy. Procedurę wykazującą spontaniczną aktywność fizyczną przeprowadzi Suzanne Kowski, asystentka laboratoryjna. Aby rozpocząć, należy przygotować pożywkę zgodnie z krokami opisanymi w towarzyszącym protokole tekstowym i pozostawić ją do ostygnięcia przy ciągłym mieszaniu na płycie grzewczej.Do każdej wąskiej szklanej fiolki odlej pięć mililitrów pożywki, upewniając się, że ilość pożywki znajduje się poniżej najniższego pierścienia populacji. Monitoruj proces po ostygnięciu pożywki do temperatury pokojowej. Zamknij fiolki korkami z gąbki i przechowuj je w temperaturze czterech stopni Celsiusjusza przez maksymalnie dwa tygodnie.Przed użyciem ogrzać fiolki do temperatury pokojowej. Następnie hodować muchy Canton S w plastikowych fiolkach na standardowej pożywce laboratoryjnej. Fiolki przechowywać w komorze z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością w 25°C, przy 12-godzinnym cyklu światło-ciemność.Rano usuń dorosłe muchy z fiolek. Następnie, w ciągu ośmiu godzin od wylo hatchingu, oddziel nowo wyklute muchy według płci na podkładce z dwutlenkiem węgla, aby upewnić się, że samice są dziewicze. Przygotuj 10 fiolek z muchami rodzicielskimi, umieszczając w nich dziewicze samce i samice w wieku od pięciu do 10 dni.Muchy w standardowej fiolce z pożywką z kilkoma ziarnami drożdży. Przechowywać muchy w inkubatorze w temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światło-ciemność przez dwa dni. Przenosić muchy do nowej plastikowej fiolki co drugi dzień, a fiolki z powstałymi jajami przechowywać w inkubatorze w temperaturze 25 °C.Następnie należy usunąć i zutylizować muchy, które wykluły się pierwszego dnia, a fiolki umieścić ponownie w inkubatorze, aby drugiego dnia zebrać bardziej zsynchronizowaną populację much. Następnie, korzystając z podkładki z dwutlenkiem węgla, szybko zebrać metalową łyżką po 25 samców i 25 samic do każdej fiolki w ciągu 24 godzin. Na fiolce należy zapisać dzień ELO.Przygotuj co najmniej pięć probówek powtórzeń dla każdej z grup: doświadczalnej i kontrolnej. Przechowuj probówki w komorach środowiskowych z kontrolowaną temperaturą 25 °C, przy 12-godzinnym cyklu światła i ciemności.Przez 10 dni co drugi dzień przenosić muchy do nowej plastikowej fiolki. Używając lejka, umieścić monitory populacji w inkubatorze z kontrolą temperatury. Następnie połączyć każdy monitor za pomocą czteryzylowego kabla telefonicznego z jednostką interfejsu zasilania (PSIU) poprzez rozdzielacz pięciokierunkowy.Następnie podłącz kabel telefoniczny do PSIU. Podłącz PSIU do gniazdka zasilania o napięciu od 100 do 240 V, a złącze wyjściowe zasilacza wsuń do jednego z gniazd sprzęgających PSIU. Następnie pobierz oprogramowanie USB używane przez PSIU w celu utworzenia łącza danych między programem komputerowym a PSIU i monitorami aktywności.Uruchom program. Następnie w preferencjach wybierz port szeregowy PSIU dla Macintosh.Następnie należy wybrać odstęp między odczytami. W kolejnym kroku wybierz monitory na podstawie ich unikalnych numerów producenta. Wybierz zakres monitorów odpowiadający numerom przypisanym do monitorów.Upewnij się, że wszystkie monitory są prawidłowo podłączone, sprawdzając, czy świeci się zielona kontrolka. Czerwone światło oznacza utratę połączenia. Czarna ramka wskazuje, że system jest wyłączony lub że połączenie USB nie zostało prawidłowo ustanowione.Oddziel od siebie muchy płci męskiej i żeńskiej w tym samym wieku. Używając podkładki z dwutlenkiem węgla, umieść 10 samców i 10 samic w oddzielnych szklanych fiolkach w temperaturze pokojowej.Użyć co najmniej trzech fiolek dla każdej linii eksperymentalnej i kontrolnej oraz dla każdej płci much; fiolki należy trzymać w pozycji poziomej, dopóki muchy nie dojdą do siebie po działaniu dwutlenku węgla, aby zapobiec ich ugrzęźnięciu w pożywce. Pozostawić je na dwie godziny w temperaturze pokojowej w celu regeneracji po działaniu tlenku węgla. Następnie umieścić fiolki w populacji.Monitory przechowywane w inkubatorach. Po trzech lub czterech dniach przenieść muchy do nowych fiolek, aby zapobiec wysychaniu pożywki. Na koniec eksperymentu przeskanować dane, aby usunąć powtórzone odczyty i upewnić się, że zapisy są kompletne.Korzystając z funkcji skanowania plików 110 x, wybierz przedział zbierania danych i odrzuć dane zebrane w ciągu pierwszych 24 godzin w wybranym okresie czasu. Program prześle aktualną całkowitą liczbę dla każdego monitora do komputera i rozpocznie ponowne zliczanie od zera. Następnie wybierz nazwę eksperymentu i skopiuj pliki z folderu danych komputera, aby zapisać dane.Analizę danych należy rozpocząć od starannego skopiowania danych zebranych w plikach tekstowych do kolumn arkuszy kalkulacyjnych Excel. Następnie oblicz całkowitą aktywność w żądanym okresie czasu dla każdego monitora, co stanowi sumę aktywności zarejestrowanej na trzech różnych wysokościach wiązek podczerwieni. Na koniec wyznacz średnią aktywność lokomocyjną oraz odchylenie standardowe pomiędzy trzema monitorami reprezentującymi trzy powtórzenia biologiczne, wykorzystując dwustronny test t Studenta.Spontaniczna aktywność lokomotoryczna u drosophila zależy od płci muchy oraz od cyklu światło-ciemność. Jak pokazano na tym wykresie średniej aktywności much samców i samic, strzałka oznacza przejście z fazy światła do fazy ciemności. W miejscu, gdzie widoczny jest spadek aktywności, całkowita aktywność 20-dniowych much samców wzrasta, gdy muchy otrzymują połowę standardowej ilości pokarmu w ramach diety niskokalorycznej, w porównaniu do obniżonej aktywności much na diecie wysokokalorycznej.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać solidną wiedzę na temat sposobu określania spontanicznej aktywności fizycznej drosofil. Metoda ta jest pomocna w ustaleniu, w jaki sposób różne manipulacje genetyczne lub środowiskowe wpływają na aktywność much.

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Określenie spontanicznej aktywności ruchowej w Drosophila melanogaster

Badanie złożonych zachowań lokomocyjnych u Drosophila melanogaster zależy od możliwości ilościowego określenia zmian w ruchu danej muchy. Niniejszy artykuł demonstruje, jak przeprowadzić ten proces przy użyciu wysokorozdzielczego systemu śledzenia.

Wysokorozdzielcze śledzenie wideo lokomocji u dorosłych osobników Drosophila melanogaster

Opisujemy procedury rejestracji dobowych rytmów aktywności lokomocyjnej Drosophila oraz późniejszej analizy danych. Rytmy aktywności lokomocyjnej są wiarygodnym behawioralnym wskaźnikiem zegarów okołodobowych zwierząt i są wykorzystywane jako standardowy odczyt funkcji zegara podczas badania mutantów okołodobowych lub analizowania wpływu środowiska na regulację systemu okołodobowego.

Oznaczanie aktywności lokomotorycznej w celu badania rytmów okołodobowych i parametrów snu u Drosophila

Ten film opisuje prostą metodę ilościowego oznaczania lokomocji muchy i pokazuje przeprowadzony test wspinaczki. Test wspinaczki muchowej jest ogólnym testem funkcji motorycznych, który opiera się na negatywnej odpowiedzi geotaksji.

Test wspinaczki muchowej: metoda testowania ogólnej lokomocji u Drosophila melanogaster

Ten film opisuje, jak śledzić swobodnie chodzące muchy, aby ocenić ich ogólną zdolność poruszania się. Prezentowany protokół demonstruje konfigurację testu i analizę danych za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo.

Śledzenie swobodnie chodzących much: metoda oceny lokomocji u Drosophila

Ten film opisuje system monitorowania aktywności Drosophila (DAM) używany do śledzenia aktywności lokomotorycznej. Naukowcy wykorzystują dane dotyczące aktywności zebrane z DAM do badania rytmów okołodobowych u muszek owocowych. Prezentowany klip protokołu pokazuje, jak ładować muchy do urządzenia i rejestrować dane dotyczące aktywności do eksperymentów okołodobowych.

Drosophila Monitor aktywności (DAM): metoda pomiaru aktywności lokomotorycznej u much

Korzystając z kamery internetowej oraz kombinacji darmowych i niedrogich programów, wzorce lokomotyw u Drosophila melanogaster mogą być analizowane w celu wykrycia różnic w prędkości, odległości i czasie różnych aktywności motorycznych.

Tania metoda analizy aktywności i ruchu podobnego do napadów u Drosophila

Choroba Parkinsona jest zaburzeniem neurodegeneracyjnym, które wynika ze zwyrodnienia neuronów dopaminergicznych w ośrodkowym układzie nerwowym, powodując zaburzenia lokomocji. Rotenon modeluje chorobę Parkinsona u Drosophila. W artykule przedstawiono dwa testy, które charakteryzują zarówno spontaniczne, jak i wywołane przez przerażenie niedobory lokomocji spowodowane rotenonem.

Metody charakteryzowania spontanicznej i indukowanej przez odstraszenie lokomocji w modelu choroby Parkinsona wywołanym rotenonem Drosophila

Ten raport opisuje metodę pomiaru aktywności larw Drosophila za pomocą TriKinetics Drosophila Activity Monitor. Urządzenie wykorzystuje wiązki podczerwieni do wykrywania ruchów do 16 pojedynczych zwierząt. Dane mogą być analizowane w celu przedstawienia parametrów ruchu, w tym szybkości i pozycji zwierząt w komorach testowych.

Pomiar aktywności larw w monitorze aktywności Drosophila

Obecny protokół ocenia aktywność lokomotoryczną Drosophila poprzez śledzenie i analizowanie ruchu much na ręcznie wykonanej arenie za pomocą oprogramowania typu open source Fiji, kompatybilnego z wtyczkami do segmentacji pikseli każdej klatki na podstawie nagrania wideo w wysokiej rozdzielczości w celu obliczenia parametrów prędkości, odległości itp.

Prosta technika oznaczania aktywności lokomotorycznej u Drosophila

Protokół przedstawia wysokoprzepustową, opłacalną metodę oceny neurotoksyczności u muszki owocowej poprzez kwantyfikację dysfunkcji lokomotorycznej jako alternatywę dla tradycyjnych modeli ssaków. Ma na celu ocenę neurotoksycznego wpływu związków farmaceutycznych, czynników środowiskowych lub modyfikacji genetycznych przy użyciu czułego, powtarzalnego i etycznie korzystnego modelu.

Analiza behawioralna dysfunkcji narządu ruchu u Drosophila melanogaster jako odczyt neurotoksyczności

Ten protokół zapewnia ramy do oceny zmian zachowania wywołanych stresem u Drosophila melanogaster. Łączenie uzupełniających się testów umożliwia ilościową ocenę aktywności, eksploracji i podejmowania decyzji dla poszczególnych much. Podejście to jest elastyczne i może być dostosowane do szerokiej gamy badań dotyczących biologii stresu, metabolizmu i funkcji neurobehawioralnych.

Multimodalowe fenotypowanie behawioralne stanów przypominających depresję indukowanych stresem u Drosophila melanogaster

Poznaj metodę oznaczania spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster przy użyciu monitorów podczerwieni. Protokół umożliwia precyzyjne badanie wpływu czynników genetycznych i środowiskowych na zachowanie.

Oznaczanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster

Przeglądaj więcej filmów