Name: Analiza ruchu naupliusa Artemia salina za pomocą optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Poznaj metodę optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych do analizy ruchu Artemia salina. Technika pęset optycznych umożliwia precyzyjne pomiary częstotliwości ruchów mikroorganizmów wodnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wsparcie finansowe ze strony ERC poprzez Advanced Investigator Grant HYMEM, przez DFG poprzez Nanosystems Initiative Munich (NIM) oraz poprzez Sonderforschungsbereich (SFB1032), projekt A8 jest z wdzięcznością przyjęty. Jesteśmy wdzięczni dr. Alexandrowi Ohlingerowi, dr. Solowi Carretero-Palaciosowi i Spas Nedev za wsparcie i owocne dyskusje.

1. Układ eksperymentalny
<ol>
	<li>Do oświetlenia w ciemnym polu należy użyć mikroskopu biologicznego z kondensorem olejowym do ciemnego pola o aperturze numerycznej (NA) = 1,2. Do obserwacji i pułapkowania cząsteczek należy użyć obiektywu imersyjnego wodnego o powiększeniu 100X i NA = 1,0. Do śledzenia ruchu naupliusa należy użyć obiektywu suchego o powiększeniu 10X i NA = 0,2.</li>
	<li>Należy wykorzystać układ pęsety optycznej z laserem fali ciągłej o długości 1 064 nm sprzężonym z mikroskopem biologicznym. Moc lasera pułapki optycznej należy ustawić na 100 mW (pomiar wykonany miernikiem mocy za obiektywem).</li>
	<li>Do detekcji i obrazowania ruchu cząsteczki złota w pułapce optycznej oraz ruchu naupliusa należy użyć szybkiej kamery CMOS lub cyfrowej lustrzanki z wymienną optyką (DSLR).</li>
	<li>Należy zastosować filtr notch, aby zapobiec dostawaniu się wiązki lasera do kamery.</li>
	<li>Do pomiaru mocy lasera za obiektywem należy użyć miernika mocy.</li>
</ol>
2. Przygotowanie próbek
<ol>
	<li>Nanieś pipetą kroplę wody (180 µl) na szkiełko przedmiotowe i umieść próbkę w mikroskopie w ciemnym polu.</li>
	<li>Przenieś pipetą naupliusa z małego zbiornika z wodą do kropli wody.</li>
	<li>Użyj obiektywu powietrznego 10X, aby obserwować ruch naupliusa w roztworze i nagraj strumień wideo.</li>
	<li>W celu obserwacji ruchu płynu generowanego przez naupliusa wykorzystaj nanocząsteczkę złota o średnicy 60 nm jako detektor. W tym celu dodaj 5 µl silnie rozcieńczonego roztworu cząsteczek do kropli wody, tak aby w polu widzenia obiektywu imersyjnego 100X widoczna była w przybliżeniu jedna cząsteczka.</li>
</ol>
3. Eksperyment śledzenia cząstek
<ol>
	<li>Uchwyć jedną nanocząsteczkę złota za pomocą pęsety optycznej. W tym celu przesuń stolik mikroskopu, aby zbliżyć laser pułapkujący o długości fali 1 064 nm do nanocząsteczki złota dyfundującej w roztworze. Przyciągające siły optyczne wciągną nanocząsteczkę złota w punkt ogniskowania wiązki lasera. Uwięziona cząstka przestaje dyfundować i utrzymuje swoją pozycję. Nagraj strumień wideo uwięzionej nanocząsteczki za pomocą kamery DSLR z częstotliwością klatek 50 Hz przez 30 s.</li>
	<li>Wyłącz laser pęsety optycznej i zwolnij nanocząsteczkę złota z pułapki.</li>
	<li>Użyj programu do śledzenia cząstek, aby odczytać pozycję optycznie uwięzionej cząstki złota w każdej klatce strumienia wideo. Szybka transformata Fouriera (FFT) pozycji x-y cząstki w czasie ujawnia widmo częstotliwości. 
	UWAGA: W tym przypadku do analizy pozycji centrum cząstki w płaszczyźnie x-y w czasie oraz do analizy FFT wykorzystano własny kod programu komputerowego „IGOR PRO”.</li>
	<li>Jako alternatywę dla własnego kodu IGOR można użyć bezpłatnego programu „Video Spot Tracker” do śledzenia cząstki w wideo. Użyj komercyjnego oprogramowania „Origin”, aby wykonać transformatę Fouriera danych z procesu śledzenia:
	<ol>
		<li>Przeciągnij plik wideo do otwartego programu „Video Spot Tracker”.</li>
		<li>Kliknij myszką cząstkę widoczną na pierwszym obrazie strumienia wideo; pojawi się okrągły obszar zainteresowania (ROI).</li>
		<li>W górnym oknie poleceń wybierz opcje „symmetric” oraz „optimize”, aby zoptymalizować śledzenie cząstki.</li>
		<li>Kliknij myszką „logging” w górnym oknie poleceń i wybierz folder do zapisania danych. Dane ze śledzenia zostaną zapisane w formie arkusza danych.</li>
		<li>Kliknij myszką „play video” w lewym oknie poleceń programu do śledzenia i poczekaj, aż wszystkie klatki wideo zostaną przeanalizowane.</li>
		<li>Zamknij program i otwórz zapisany arkusz danych w programie „Origin”. Ustaw wartości kolumn jako „y1” i „y2”.</li>
		<li>W arkuszu danych „Origin” ustaw kroki czasowe dla każdej klatki wideo jako „x”.</li>
		<li>Zaznacz kolumnę x-position i wykonaj FFT, wybierając „Data Analysis”, a następnie „FFT” w górnym oknie poleceń. Powtórz ten krok dla kolumny y-position.</li>
		<li>Wykreśl amplitudy obliczonego sygnału FFT w kierunku x i y w funkcji częstotliwości.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Symulacja numeryczna
<ol>
	<li>Oblicz polaryzowalność α cząstki złota o rozmiarze 60 nm, korzystając z programu komputerowego „Mathematica”.
	<ol>
		<li>Użyj równania (1), aby obliczyć polaryzowalność zgodnie z metodą Kuwata et al.16: 
		<img alt="Równanie alfa dla analizy absorpcji optycznej, obraz formuły używany w badaniach fotoniki." fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq1.jpg" width="300" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"> (1)</li>
		<li>Zdefiniuj w kodzie programu następujące trzy parametry: zależną od długości fali zespoloną funkcję dielektryczną cząstki złota, promień nanocząstki oraz współczynnik załamania światła otaczającego ośrodka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykorzystaj opis rozkładu pola elektrycznego skupionej wiązki Gaussa według Agayan et al.17, aby obliczyć siły optyczne działające na cząstkę złota o rozmiarze 60 nm: 
	<img alt="Równanie promienia wiązki Gaussa, \( E(r) = E_0 \sqrt{\frac{2}{\pi} \frac{\omega_0}{\omega(z)}} \), formuła." fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq2.jpg" width="500" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 2"> (2)
	<ol>
		<li>Użyj równań (3)-(6) z pracy Agayan et al.17, aby obliczyć zarówno siły gradientowe, jak i siły rozproszone działające na cząstkę: 
		<img alt="Równanie siły optycznej, \(F_{grad_z}\), formuła, pułapka laserowa, fotonika, analiza naukowa." fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq3.jpg" width="350" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 3"> (3) 
		<img alt="Równanie siły optycznej; schemat; opisuje obliczanie siły gradientowej w kontekście fotoniki." fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq4.jpg" width="300" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 4"> (4) 
		<img alt="Równanie Fscatt_z w badaniu oddziaływania światła z materią; formuła matematyczna dla siły rozproszonej." fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq5.jpg" width="500" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 5"> (5) 
		<img alt="Formuła siły rozproszonej w optyce; równanie dla rozpraszania elektromagnetycznego; parametry wiązki Gaussa." fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51502/51502eq6.jpg" width="300" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 6"> (6)</li>
		<li>W kodzie programu zdefiniuj parametry mocy lasera, apertury numerycznej obiektywu oraz zespolonej polaryzowalności nanocząstki.</li>
		<li>Zsumuj siłę gradientową i siłę rozproszoną, aby obliczyć całkowitą siłę optyczną działającą na cząstkę złota w pułapce optycznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uruchom symulację, naciskając jednocześnie klawisze „Control” i „Enter”.</li>
</ol>

<ol><li>Hellawell, J. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHellawell%2C+JM+%22Biological+indicators+of+freshwater+pollution+and+environmental+management%22">Biological indicators of freshwater pollution and environmental management</a>. , Elsevier Applied Science Publishers. (1986).</li>
<li>Diamond, J. M., Barbour, M. T., Stribling, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+and+comparing+bioassessment+approaches+and+their+results%3A+A+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+North+American+Benthological+Society%22%5BJournal%5D)">Characterizing and comparing bioassessment approaches and their results: A perspective.</a> Journal of the North American Benthological Society. 15, 713-727 (1996).</li>
<li>Carlisle, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+quality+of+our+Nation%E2%80%99s+waters%E2%80%94Ecological+health+in+the+Nation%E2%80%99s+streams%2C+1993%E2%80%932005%5BTitle%5D)+AND+%22U.S.+Geological+Survey+Circular%22%5BJournal%5D)">The quality of our Nation’s waters—Ecological health in the Nation’s streams, 1993–2005.</a> U.S. Geological Survey Circular. 1391, (2013).</li>
<li>Boxhall, G. A., Defaye, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+diversity+of+copepods+%28Crustacea+Copepoda%29+in+freshwater%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Global diversity of copepods (Crustacea Copepoda) in freshwater.</a> Hydrobiologia. 595 (1), 195-207 (2008).</li>
<li>Ferdous, Z., Muktadir, A. K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Review%3A+Potentiality+of+Zooplankton+as+Bioindicator%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Applied+Sciences%22%5BJournal%5D)">A Review: Potentiality of Zooplankton as Bioindicator.</a> American Journal of Applied Sciences. 6 (10), 1815-1819 (2009).</li>
<li>Andersen Borg, C. M., Bruno, E., Kiørboe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Kinematics+of+Swimming+and+Relocation+Jumps+in+Copepod+Nauplii%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">The Kinematics of Swimming and Relocation Jumps in Copepod Nauplii.</a> PLoS ONE. 7 (10), (2012).</li>
<li>Gilchrist, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+Form+of+the+Brine+Shrimp+Artemia+Salina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Zoology%22%5BJournal%5D)">Growth and Form of the Brine Shrimp Artemia Salina.</a> Journal of Zoology. 134 (2), 221-235 (1960).</li>
<li>Boone, E., Baas-Becking, L. G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Salt+Effects+on+Egga+and+Nauplii+of+Artemia+Salina+L%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Physiology%22%5BJournal%5D)">Salt Effects on Egga and Nauplii of Artemia Salina L.</a> Journal of General Physiology. 14 (6), 453-763 (1931).</li>
<li>Drewes, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+investigations+of+hatching+in+brine+shrimp+cysts%5BTitle%5D)+AND+%22Association+for+Biology+Laboratory+Education%22%5BJournal%5D)">Quantitative investigations of hatching in brine shrimp cysts.</a> Association for Biology Laboratory Education. 27, 299-312 (2006).</li>
<li>Williams, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+rowing+propulsion+and+the+ontogeny+of+locomotion+in+Artemia+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">A model of rowing propulsion and the ontogeny of locomotion in Artemia larvae.</a> Biological Bulletin. 187, 164-173 (1994).</li>
<li>Croghan, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mechanism+of+Osmotic+Regulation+in+the+Artemia+Salina+%28L.%29%3A+The+Physiology+of+the+Branchiae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Mechanism of Osmotic Regulation in the Artemia Salina (L.): The Physiology of the Branchiae.</a> Journal of Experimental Biology. 35, 234-242 (1958).</li>
<li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+a+single-beam+gradient+force+optical+trap+for+dielectric+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Observation of a single-beam gradient force optical trap for dielectric particles.</a> Optics Letters. 11 (5), 288-290 (1986).</li>
<li>Svoboda, K., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping+of+metallic+Rayleigh+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Optical trapping of metallic Rayleigh particles.</a> Optics Letters. 19 (13), 930-932 (1994).</li>
<li>Hansen, P. M., Bhatia, V. K., Harrit, N., Oddershede, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expanding+the+Optical+Trapping+Range+of+Gold+Nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Expanding the Optical Trapping Range of Gold Nanoparticles.</a> Nano Letters. 5 (10), 1937-1942 (2005).</li>
<li>Ohlinger, A., Deak, A., Lutich, A. A., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optically+Trapped+Gold+Nanoparticle+Enables+Listening+at+the+Microscale%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Optically Trapped Gold Nanoparticle Enables Listening at the Microscale.</a> Physical Review Letters. 108 (1), (2012).</li>
<li>Kuwata, H., Tamaru, H., Esumi, K., Miyano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resonant+light+scattering+particles%3A+Practical+analysis+beyond+Rayleigh+approximation%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Resonant light scattering particles: Practical analysis beyond Rayleigh approximation.</a> Applied Physics Letters. 83 (22), 4625-4628 (2003).</li>
<li>Agayan, R. R., Gittes, F., Kopelman, R., Schmidt, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping+near+resonance+absorption%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Optics%22%5BJournal%5D)">Optical trapping near resonance absorption.</a> Applied Optics. 41 (12), 2318-2327 (2002).</li>
<li>Klar, T., Perner, M., Grosse, S., von Plessen, G., Spirkl, W., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface-Plasmon+Resonances+in+Single+Metallic+Nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Surface-Plasmon Resonances in Single Metallic Nanoparticles.</a> Physical Review Letters. 80, 4249-4252 (1998).</li>
<li>Ohlinger, A., Nedev, S., Lutich, A. A., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optothermal+Escape+of+Plasmonically+Coupled+Silver+Nanoparticles+from+a+Three-Dimensional+Optical+Trap%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Optothermal Escape of Plasmonically Coupled Silver Nanoparticles from a Three-Dimensional Optical Trap.</a> Nano Letters. 11 (4), 1770-1774 (2011).</li>
<li>Urban, A. S., Lutich, A. A., Stefani, F. D., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Printing+Single+Gold+Nanoparticles.+Nano+Letters%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Laser Printing Single Gold Nanoparticles. Nano Letters.</a> Nano Letters. 10 (12), 4794-4798 (2010).</li>
<li>Urban, A. S., Fedoru, K. M., Nedev, S., Lutich, A., Lohmueller, T., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shrink-to-fit+Plasmonic+Nanostructures%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Optical+Materials%22%5BJournal%5D)">Shrink-to-fit Plasmonic Nanostructures.</a> Advanced Optical Materials. 1 (2), 123-127 (2013).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Mikroskopia ciemnego pola jest potężnym narzędziem do wizualizacji nanocząstek złota o wymiarach poniżej granicy dyfrakcji optycznej, ponieważ przekrój czynny rozpraszania nanocząstek metalu przekracza ich przekrój geometryczny (por. rysunek 2A)18. W konfiguracji pęsety takie podejście pozwala nawet rozróżnić, czy tylko jedna lub wiele nanocząstek złota jest uwięzionych przez wiązkę laserową, ponieważ plazmoniczne sprzężenie między cząstkami powoduje przesunięcie ku czerwieni częstotliwości re...

Ocena jakości wody na podstawie wskaźników chemicznych i biologicznych ma fundamentalne znaczenie dla uzyskania wglądu w stan i warunki środowiskowe ekosystemu wodnego1-3. Klasyczne metody analizy chemicznej wody opierają się na właściwościach organoleptycznych lub określeniu parametrów fizykochemicznych. Z drugiej strony wskaźniki biologiczne to gatunki zwierząt, których obecność i żywotność zapewniają wgląd w warunki środowiskowe i wpływ zanieczyszczeń na ekosystem, w którym występują. Typowymi przykładami bioindykatorów są widłonogi, grupa małych skorupiaków wodnych, które można znaleźć w prawie każdym siedlisku wodnym4,5. Obserwacja aktywności i żywotności tych gatunków na podstawie próbki wody może być zatem wykorzystana do uzyskania informacji na temat ogólnych warunków ekosystemu5. Larwy widłonogówów, które nazywane są Naupliami, używają rytmicznych ruchów czułków (każda larwa ma trzy pary wyrostków w okolicy głowy) do pływania w wodzie6. Częstotliwość i intensywność tych uderzeń jest zatem bezpośrednim wskaźnikiem wieku, sprawności i warunków środowiskowych zwierzęcia7-10. Wszelkie badania na tych próbkach są zwykle wykonywane za pomocą mikroskopu, obserwując i licząc bezpośrednio uderzenia anteny Nauplii. Ze względu na ich rozmiar (~100-500 μm)11, często wymaga to wykonywania pomiarów jeden po drugim lub przymocowania pojedynczego Naupliusa do podłoża.
Tutaj demonstrujemy nowe podejście do obserwacji aktywności larw widłonogów w próbkach wody, używając optycznie uwięzionej nanocząsteczki złota jako ultraczułego detektora. Pęseta optyczna jest zwykle używana przez wiele grup jako doskonałe narzędzie eksperymentalne do przykładania lub mierzenia sił między cząsteczkami do zakresu pikonewtonów12-14. Ostatnio zakres zastosowań pęsety optycznej został rozszerzony o obserwację drgań akustycznych i wahań rozpuszczalnika w płynnych mediach poprzez monitorowanie ruchu nano- i mikrocząstek, które są zamknięte w pułapce optycznej15. Cząstki zanurzone w cieczy poddawane są ruchom Browna. Jednak wewnątrz pułapki optycznej ruch ten jest częściowo tłumiony przez silną, indukowaną laserem siłę gradientu. W związku z tym sztywność pułapki optycznej i lokalizacja cząstki w ognisku wiązki laserowej mogą być dostrojone przez moc lasera. Jednocześnie możliwe jest ujawnienie charakterystyki potencjału pułapkowania i analiza oddziaływań cząsteczek z cząstką poprzez monitorowanie zależnego od czasu ruchu cząstek w pułapce. Takie podejście umożliwia wychwycenie częstotliwości, intensywności i kierunku ruchu płynu, który jest generowany przez poruszający się obiekt w jego ciekłym środowisku. Pokazujemy, w jaki sposób ta ogólna idea może być zastosowana do uzyskania widma częstotliwości ruchu pojedynczego Naupliusa bez konieczności bezpośredniej ingerencji w próbkę. To eksperymentalne podejście wprowadza nową ogólną koncepcję obserwacji ruchliwego zachowania okazów wodnych w bardzo czuły sposób. W przypadku obserwacji gatunków bioindykatorowych mogłoby to rozszerzyć obecną metodologię analizy wody i mogłoby zostać zastosowane w celu uzyskania informacji na temat zdrowia i integralności ekosystemów wodnych.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop Zeiss Axio Scope.A1</td><td>Carl Zeiss</td><td>490035-0012-000</td><td>oświetlenie ciemnego pola</td></tr><tr><td>Cel wodny Achroplan</td><td>Carl Zeiss</td><td>440087</td><td>powiększenie 100x, NA = 1,0</td></tr><tr><td>Obiektyw powietrzny Epiplan</td><td>Carl Zeiss</td><td>442934</td><td>powiększenie 10X, NA = 0,2</td></tr><tr><td>Skraplacz oleju w ciemnym polu</td><td>Carl Zeiss</td><td>445323</td><td>NA = 1,2</td></tr><tr><td>Cobolt Rumba CW 1,064 nm DPSSL</td><td>Cobolt</td><td>1064-05-01-2000-500</td><td>1,064 nm, CW, &lambda; = 1,064 nm, 2 Watt, TEM00</td></tr><tr><td>Ekspander wiązki</td><td>Edmund Optics</td><td></td><td>Nr części 1064 2-8X 64414</td></tr><tr><td>Szybka kamera Dimax HD</td><td>PCO. Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aparat kolorowy Canon EOS 500 D&nbsp;</td><td>Canon</td><td></td><td>FAQ-ID: 8201395700</td></tr><tr><td>Filtr wycinający StopLine 532/1064</td><td>Semrock</td><td>A11149-711265</td><td>Nr kat. NF01-532U</td></tr><tr><td>Woda&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nauplius Artemia salina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Złoty koloid</td><td>BBInternational</td><td>Batch 13741&nbsp;</td><td>Średnica 60 nm</td></tr><tr><td>MQMie Wersja 3.2&nbsp;</td><td>Dr. Michael Quinten</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mathematica 8.0</td><td>Wolfram</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Comsol Multiphysics 4.0&nbsp;</td><td>COMSOL, Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

analiza ruchu naupliusa 'artemia salina' za pomocą optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych

Analyzing the Movement of the Nauplius 'Artemia salina' by Optical Tracking of Plasmonic Nanoparticles

Pokazujemy, jak pęseta optyczna może być czułym narzędziem do analizy drgań płynów generowanych przez ruch małych organizmów wodnych. Pojedyncza nanocząstka złota trzymana przez pęsetę optyczną jest używana jako czujnik do ilościowego określania rytmicznego ruchu larwy Nauplius (Artemia salina) w próbce wody. Osiąga się to poprzez monitorowanie zależnego od czasu przemieszczenia uwięzionej nanocząstki w wyniku aktywności Naupliusa. Analiza Fouriera położenia nanocząstki daje następnie widmo częstotliwości, które jest charakterystyczne dla ruchu obserwowanych gatunków. Eksperyment ten demonstruje zdolność tej metody do pomiaru i charakteryzowania aktywności małych larw wodnych bez konieczności ich bezpośredniej obserwacji i uzyskiwania informacji o położeniu larw w stosunku do uwięzionej cząstki. Ogólnie rzecz biorąc, podejście to może dać wgląd w żywotność niektórych gatunków występujących w ekosystemie wodnym i może rozszerzyć zakres konwencjonalnych metod analizy próbek wody.

Schematyczny rysunek układu doświadczalnego przedstawiono na Rysunku 1A. Do optycznego wykrywania przemieszczenia 60 nm złotej cząsteczki w pułapce optycznej niezbędna jest konfiguracja ciemnego pola15. Długość fali lasera pułapkującego wynosząca 1 064 nm została wybrana w celu zapewnienia stabilnego uwięzienia złotej cząsteczki detektora12,14. W mikroskopie zastosowano dzielnik wiązki do ogniskowania wiązki pułapkującej przez obiektyw, a filtr zaporowy zapobiega przedostawaniu się ...

Używamy optycznego śledzenia plazmonicznych nanocząstek do badania i charakteryzowania częstotliwości ruchów organizmów wodnych.

Analiza ruchu naupliusa 'Artemia salina' za pomocą optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych

We demonstrate how optical tweezers may provide a sensitive tool to analyze the fluidic vibrations generated by the movement of small aquatic organisms. A ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest analiza częstotliwości ruchów mikroorganizmu wodnego przy użyciu optycznie pułapkowanej plazmonicznej nanocząstki. Jest to realizowane poprzez wstępną obserwację larw OPIS w wodzie pod mikroskopem wyposażonym w pęsetę optyczną i kamerę. Drugim krokiem jest dodanie do środowiska OPIS nanocząstek złota o średnicy 16 nanometrów.Następnie pęseta optyczna jest wykorzystywana do uwięzienia pojedynczej złotej nanocząstki w pobliżu NOIs. Ostatnim krokiem jest obserwacja dyfuzji uwięzionej nanocząstki pod wpływem ruchu Nous. Dane wideo są rejestrowane i analizowane za pomocą oprogramowania do śledzenia cząstek.Ostatecznie, zależna od czasu pozycja nanocząsteczek jest przekształcana w przestrzeń Fouriera w celu wyodrębnienia częstotliwości ruchu jąder. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak konwencjonalna mikroskopia, jest możliwość analizy wibracji płynów, dzięki czemu metoda ta nie jest ograniczona rozdzielczością optyczną. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu ochrony środowiska, takie jak analiza wody w ekosystemach socratycznych.Należy rozpocząć od przygotowania mikroskopu pionowego wyposażonego w oświetlenie w ciemnym polu. Mikroskop powinien być wyposażony w obiektyw immersyjny wodny oraz obiektyw powietrzny. Dodatkowo do mikroskopu należy podłączyć pęsetę optyczną z laserem ciągłym o długości fali 1064 nanometrów.Następnie zamontuj kamerę z filtrem notch na długości fali 1064 nanometrów, aby wykrywać i obrazować cząsteczki złota oraz ruch opus. Użyj miernika mocy za obiektywem, aby ustawić moc lasera na 1000 miliwatów. Wyłącz laser do momentu, gdy będzie potrzebny.Przygotowanie próbki rozpoczyna się od naniesienia pipetą kropli wody o objętości 180 µL na szkiełko przedmiotowe. W tym momencie umieść próbkę w mikroskopie ciemnopolowym, a następnie pobierz pipetą OPIS ze zbiornika z wodą. Przenieś go do kropli wody.Wybierz obiektyw powietrzny 10x. Obserwuj ruch OPIS w roztworze i nagraj dziesięciosekundowy strumień wideo przy 25 klatkach na sekundę. Po zakończeniu tej czynności przygotuj się do następnego kroku.Rozcieńczyć jedną część roztworu zapasowego nanocząstek złota o średnicy 60 nanometrów w 100 częściach wody. Powrócić do mikroskopu i odmierzyć pięć microliters roztworu. Dodać go do kropli wody za pomocą opus.Po przygotowaniu należy zmienić obiektyw na 100x z imersją wodną. Aby zobaczyć kroplę wody, kontynuuj, gdy w polu widzenia pojawi się jedna nanocząsteczka złota. Aby uwięzić cząsteczkę, włącz laser pułapki optycznej i obserwuj kroplę.Przesuń stolik mikroskopu, aby zbliżyć wiązkę lasera do złotej nanocząsteczki. Cząsteczka zostanie przyciągnięta w stronę ogniska wiązki lasera i przestanie dyfundować. Nagraj wideo uwięzionej nanocząsteczki z częstotliwością 50 klatek na sekundę przez 30 sekund, a następnie wyłącz laser pęsety optycznej, aby uwolnić cząsteczkę z pułapki.Kolejnym krokiem jest analiza nagrania wideo na komputerze. Należy użyć oprogramowania do śledzenia cząstek w celu określenia pozycji XY cząstki w funkcji czasu, a następnie wyznaczyć widmo częstotliwości za pomocą szybkiej transformaty Fouriera tych danych. Wykres ten przedstawia przemieszczenie XY uwięzionej złotej nanocząsteczki, która poddawana jest wyłącznie ruchowi Browna.Rozkład jest gaussowski. Po dodaniu OIS do wody, przemieszczenie cząsteczki w osi XY ulega zmianie z powodu wibracji płynu. Przepływ mikrofluidyczny generowany przez zwierzę powoduje zależne od częstotliwości zniekształcenie w kierunku Y.Wykresy te przedstawiają widma częstotliwości w kierunkach x i y zaznaczone kolorem czarnym, stanowiące widma referencyjne dla cząstki uwięzionej optycznie w obecności opis. Czerwone krzywe przedstawiają widma uwięzionej cząstki z pływającym opis. Widmo w kierunku X nie wykazuje silnego sygnału ze względu na położenie OPIS względem uwięzionej cząstki.Przepływ odbywa się głównie w kierunku Y, jak wskazano na wstawce. Widmo w kierunku Y, zarejestrowane za pomocą pokręteł pływających, wykazuje odpowiedź. Szeroka odpowiedź częstotliwościowa w pomiarze jest zgodna z motylością organizmu, na przykład z ruchem głównej anteny lub innych części ciała.Maksima częstotliwości. We wszystkich pomiarach stwierdzono, że mieszczą się one w zakresie od 3.0 do 7.2 hertz, co jest zgodne z bezpośrednio obserwowanymi częstotliwościami. Po opanowaniu techniki, przy jej prawidłowym wykonaniu, procedurę tę można przeprowadzić w czasie krótszym niż 30 minut.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby zapewnić stabilne trójwymiarowe pułapkowanie nanocząsteczki złota przy użyciu sił optycznych.

analyzing-movement-nauplius-artemia-salina-optical-tracking-plasmonic

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Analiza ruchu naupliusa 'Artemia salina' poprzez optyczne śledzenie nanocząstek plasmonowych

Wykazano, że pęsety plazmoniczne oraz nanostruktury kryształów fotonicznych zapewniają istotną poprawę wydajności i kontroli orientacji w optycznym chwytaniu mikro- i nanocząstek.

Wykorzystanie plazmonicznych i fotonicznych nanostruktur krystalicznych do usprawnionej manipulacji mikro- i nanocząsteczkami

Opracowaliśmy system mikroskopu śledzącego w czasie rzeczywistym, który umożliwia rejestrację i kwantyfikację zachowania C. elegans z wysoką rozdzielczością i przy dużych prędkościach. Opracowaliśmy również metody obliczeniowe pozwalające na redukcję wymiarowości obrazów nicieni do podstawowego zestawu pomiarów, które w pełni opisują kształt organizmu.

Śledzenie i pomiar zachowania C. elegans

Mikroskopijne organizmy, takie jak wolno pływający nicień C. elegans, żyją i zachowują się w złożonym trójwymiarowym środowisku. Przedstawiamy nowatorskie podejście umożliwiające analizę C. elegans z wykorzystaniem wzorów dyfrakcyjnych. Metoda ta polega na śledzeniu periodyczności czasowej wzorów dyfrakcyjnych generowanych poprzez kierowanie wiązki lasera przez kuwetę.

Ilościowe badanie lokomocji swobodnie pływających mikroorganizmów z wykorzystaniem dyfrakcji laserowej

Poniższe podejście do konfiguracji szczegółowo opisuje pułapkowanie optyczne nanocząstek dielektrycznych o niskiej mocy z wykorzystaniem podwójnego nanootworu w cienkiej warstwie metalu.

Optyczne pułapkowanie nanocząsteczek

Przedstawiono tutaj proces produkcji mikroprocesorów, który wykorzystuje plazmoniczną pęsetę. Mikroczip umożliwia obrazowanie uwięzionej cząstki w celu zmierzenia maksymalnych sił wychwytywania.

Pułapkowanie plazmoniczne i uwalnianie nanocząstek w środowisku monitorowania

Opisujemy procedurę optycznego uwięzienia mikrocząsteczek w nanoplazmonicznej sieci optycznej.

Uwięzienie mikrocząstek w nanoplazmonicznej sieci optycznej

Ten protokół szczegółowo opisuje budowę i działanie mikroskopu 3D do śledzenia pojedynczych cząstek w czasie rzeczywistym, zdolnego do śledzenia nanoskalowych sond fluorescencyjnych przy wysokich prędkościach dyfuzyjnych i niskich szybkościach zliczania fotonów.

Protokół do śledzenia pojedynczych cząstek 3D w czasie rzeczywistym

Tutaj prezentujemy protokół do indywidualnego śledzenia zwierząt przez długi okres czasu. Wykorzystuje metody przetwarzania obrazów do identyfikowania zestawu ręcznie skonstruowanych znaczników przy użyciu grupy homarów jako studium przypadku, jednocześnie dostarczając informacji o tym, jak trzymać, manipulować i oznaczać homary.

Długoterminowe śledzenie wideo zwierząt wodnych trzymanych w jednym pomieszczeniu: studium przypadku dziennej aktywności lokomotorycznej homarca norweskiego (Nephrops norvegicus)

Tutaj prezentujemy metody wysokoprzepustowego badania szeregu zachowań meksykańskich ryb jaskiniowych i istotnego barwienia systemu mechanosensorycznego. Metody te wykorzystują wolne oprogramowanie i niestandardowe skrypty, zapewniając praktyczną i opłacalną metodę badania zachowań.

Śledzenie behawioralne i obrazowanie neuromastu meksykańskich ryb jaskiniowych

Tutaj pokazujemy użycie tradycyjnej mikroskopii ciemnego pola do monitorowania dynamiki nanoprętów złota (AuNR) na błonie komórkowej. Lokalizacja i orientacja pojedynczych AuNR są wykrywane za pomocą ImageJ i MATLAB, a stany dyfuzyjne AuNR są charakteryzowane przez analizę śledzenia pojedynczych cząstek.

Wizualizacja dynamiki dyfuzyjnej nanoprętów złota na błonie komórkowej przy użyciu mikroskopii ciemnego pola pojedynczych nanocząstek

Plazmoniczne pęsety wykorzystują zlokalizowany powierzchniowy rezonans plazmonów w nanostrukturach złota, aby uwięzić pojedyncze nanocząsteczki, w tym białka, w polu optycznym o skali nanometrowej. Zmiany w rozproszonym sygnale ujawniają obecność białka i dynamikę konformacyjną, umożliwiając monitorowanie bez modyfikacji fluoroforu lub wiązania powierzchni.

Monitorowanie dynamiki konformacyjnej pojedynczych niemodyfikowanych białek za pomocą plazmonicznej pęsety

Poznaj metodę optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych do analizy ruchu Artemia salina. Technika pęset optycznych umożliwia precyzyjne pomiary częstotliwości ruchów mikroorganizmów wodnych.

Analiza ruchu naupliusa 'Artemia salina' za pomocą optycznego śledzenia nanocząstek plazmonicznych

Przeglądaj więcej filmów