Name: Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Poznaj metodę oceny angiogenezy za pomocą wtyczki matrigel w mysim modelu przy użyciu ultrasonografii i endomikroskopii. Ta technika umożliwia szczegółową analizę gęstości i morfologii naczyń krwionośnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Laboratorium badawcze Satchi-Fainaro jest częściowo wspierane przez Stowarzyszenie Międzynarodowych Badań nad Rakiem (AICR), Fundację Niemiecko-Izraelską (GIF), IZRAELSKĄ FUNDACJĘ NAUKOWĄ (Grant nr 1309/10), Swiss Bridge Award, oraz przez granty z Izraelskiej Narodowej Inicjatywy Nanotechnologicznej (INNI), programu Focal Technology Area (FTA): Nanomedycyna dla Spersonalizowanej Teranostyki, oraz przez The Leona M. and Harry B. Helmsley Nanotechnology Research Fund.

UWAGA: Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie ze standardami Tel Aviv University Sackler School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Kondycjonowane przygotowanie podłoża
<ol>
	<li>Wysiew 2 x 106 komórek U-87 MG na 10 cm płytce hodowlanej w objętości 8 ml zmodyfikowanej pożywki Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% roztworem ołówka/streptomycyny/nystatyny.</li>
	<li>Inkubować komórki w temperaturze 37 °C; 5 % CO2 aż do osiągnięcia pełnej konfluencji po 48 godzinach.</li>
	<li>Za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml pobrać całe podłoże z płytki i przefiltrować przez filtr 0,45 μm do probówki o pojemności 15 ml.</li>
	<li>Nie myjąc płytki komórkowej, dodać 1 ml roztworu trypsyny (0,25%) i inkubować.</li>
	<li>Gdy wszystkie komórki zostaną odłączone, dezaktywuj trypsynę za pomocą co najmniej 5 ml DMEM uzupełnionego 10% FBS i wstępnie uformuj liczbę komórek.</li>
	<li>Policz liczbę komórek za pomocą hemocytometru lub innego urządzenia do liczenia komórek i oblicz liczbę komórek zgodnie z zastosowaną metodą liczenia. 
	UWAGA: Będzie stosowany później w celu normalizacji stężenia CM.</li>
	<li>Przenieść CM do szklanej kolby okrągłodennej i zagęścić pod obrotową wyparką wysokopróżniową. Aby przyspieszyć ten proces, w razie potrzeby zwiększ temperaturę kąpieli do 37 °C. Kontynuuj, aż CM uzyska konsystencję przypominającą pastę.</li>
	<li>Zawiesić CM z każdej płytki hodowlanej w 400 μl soli fizjologicznej. W przypadku korzystania z więcej niż jednej płytki należy użyć równoważnej objętości. Na przykład w przypadku 2 płytek hodowlanych użyj 800 μl. Użyj każdej płytki dla 4 myszy.</li>
	<li>Aby porównać różne linie komórkowe lub zabiegi, dostosuj objętość zgodnie ze stosunkiem komórek otrzymanym w kroku 1.6. Na przykład, jeśli jedna płytka zawiera 1,5 raza więcej komórek, dodaj 200 μl soli fizjologicznej do istniejących wcześniej 400 μl. Będzie to skorygowany CM.</li>
</ol>
2. Inokulacja wtyczką żelową naśladującą ECM u myszy
<ol>
	<li>Przed zaszczepieniem myszom żelu naśladującego ECM należy przygotować następujące materiały:
	<ol>
		<li>Czynniki wzrostu zredukowały bezfenolowy żel naśladujący ECM (rozmrozić przez noc, dzień przed eksperymentem, w temperaturze 4 °C na lodzie).</li>
		<li>Golarka elektryczna.</li>
		<li>Ketamina i ksylazyna w celu znieczulenia myszy.</li>
		<li>Lodowate sterylne końcówki o pojemności 1 000 μl.</li>
		<li>Lodowata strzykawka 1 ml i igły 27 G.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj dla każdej myszy probówkę Eppendorfa o pojemności 1,5 ml zawierającą 80 μl wyregulowanego CM i trzymaj na lodzie.</li>
	<li>Do każdej probówki dodać 600 μl lodowatego żelu naśladującego ECM, o obniżonej liczbie lodowatych czynników wzrostu, o obniżonej zawartości fenolu, który rozmrażano przez noc w temperaturze 4 °C na lodzie. Żel naśladujący ECM jest płynny w temperaturze 4 °C i krzepnie w temperaturze ciała; Aby zapobiec zestaleniu się żelu ECM-mimic, należy użyć lodowatych końcówek o pojemności 1 000 μl. Ostrożnie wymieszaj probówki, nie tworząc bąbelków i trzymaj na lodzie.</li>
	<li>Znieczulenie 6-tygodniowych myszy BALB/c za pomocą ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (12 mg/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie zgodnie z instytucjonalną komisją ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania, tj. przed rozpoczęciem eksperymentu. Zwierzęta osiągnęły właściwy poziom znieczulenia, gdy nie reagują już na mocne szczypanie palca u nogi.</li>
	<li>Ogolić okolice brzucha myszy i zdezynfekować za pomocą chirurgicznego peelingu/alkoholu.</li>
	<li>Za pomocą zimnej strzykawki o pojemności 1 ml i igły 27 G należy wstrzyknąć podskórnie zawartość rurki Eppendorfa. Wstrzyknięcie należy wykonywać bardzo powoli, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków. Po podaniu całej objętości nie należy wysuwać igły przez kilka minut, aż do zastygnięcia.</li>
</ol>
3. Ocena unaczynienia zatyczki żelowej naśladującej ECM za pomocą ultradźwięków
UWAGA: Ta część protokołu wymaga wcześniejszej wiedzy na temat obsługi systemu obrazowania ultrasonograficznego lub pomocy autoryzowanego technika.
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem przygotuj następujące materiały i instrumenty:
	<ol>
		<li>Golarka elektryczna.</li>
		<li>Krem do depilacji.</li>
		<li>Ketamina i ksylazyna w celu znieczulenia myszy.</li>
		<li>Mikropęcherzyki niedocelowe.</li>
		<li>Urządzenie aktywacyjne.</li>
		<li>Amerykański system obrazowania, w tym sonda 55 MHz 708 i mikromanipulator akwizycji 3D.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierz unaczynienie w obrębie zatyczek trzy tygodnie po inokulacji: 
	UWAGA: W modelu zwierzęcym opartym na MG U-87 stwierdzono, że 3 tygodnie stanowią idealny punkt czasowy do obrazowania. W różnych ustawieniach skalibruj kinetykę unaczynienia, zaczynając od kilku dni po zaszczepieniu czopów.
	<ol>
		<li>Znieczulenie myszy za pomocą ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (12 mg/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie zgodnie z instytucjonalną komisją ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania, tj. przed rozpoczęciem eksperymentu. Zwierzęta osiągnęły właściwy poziom znieczulenia, gdy nie reagują już na mocne szczypanie palca u nogi.</li>
		<li>Ogol okolice brzucha myszy i potraktuj kremem do depilacji.</li>
		<li>Zamocuj myszy na wznak na stoliku mikromanipulatora.</li>
		<li>Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej sól fizjologiczną i igły 30 G umieścić igłę w żyle ogonowej, mocno zamocować igłę i poluzować strzykawkę.</li>
		<li>Konfiguracja sesji akwizycji obrazu w trybie kontrastu 3D:
		<ol>
			<li>Naciśnij "3D", aby zainicjować stopień motoryczny 3D i umieść przetwornik na środku żądanego obszaru skanowania.</li>
			<li>Naciśnij "3D" i wprowadź odległość skanowania i rozmiar kroku, a następnie naciśnij "Skanuj".</li>
			<li>Upewnij się, że cała wtyczka została zeskanowana w wyświetlonych danych obrazu 3D. Jeśli nie, wyreguluj przetwornik tak, aby cała wtyczka była widoczna na skanie i powtórz krok 3.5.2.</li>
			<li>Naciśnij "Kontrast" i przesuń elementy sterujące kompensacją wzmocnienia czasowego (TGC) w lewo, aby przyciemnić obraz.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Aktywować mikropęcherzyki za pomocą mieszadła do fiolek, który jest przeznaczony do aktywacji mikropęcherzyków na 45 sekund.</li>
		<li>Wymieszać w strzykawce o pojemności 1 ml 50 μl mikropęcherzyków z 50 μl soli fizjologicznej.</li>
		<li>Wymienić poluzowaną strzykawkę zawierającą sól fizjologiczną na strzykawkę zawierającą aktywowane mikropęcherzyki. Wstrzyknij rozcieńczone mikropęcherzyki do żyły ogonowej myszy, odczekaj kilka sekund, aż pęcherzyki osiągną stan ustalony, a następnie uzyskaj pętlę cine wtyczki ze wzmocnionym kontrastem 3D, używając silnika akwizycji 3D:
		<ol>
			<li>Naciśnij "3D" i wybierz "Skanuj", aby uzyskać obrazy 3D ze wzmocnionym kontrastem, a następnie naciśnij "Cine Store", aby zapisać dane obrazu.</li>
			<li>Naciśnij "3D" i kliknij "Zniszcz 3D", aby zniszczyć mikropęcherzyki.</li>
			<li>Naciśnij ponownie "3D" i wybierz "Skanuj", aby uzyskać pętlę filmową po zniszczeniu, a następnie naciśnij "Cine Store".</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wygeneruj ramki obrazu nakładki przed i po zniszczeniu mikropęcherzyków:
		<ol>
			<li>W "Ustawieniach referencji" po lewej stronie ekranu kliknij "Utwórz odniesienie".</li>
			<li>Naciśnij "Zarządzanie badaniem", aby otworzyć nabytą pętlę cine przed zniszczeniem.</li>
			<li>Kliknij "Przetwarzaj film", aby wygenerować zieloną nakładkę kontrastu, a następnie kliknij "Załaduj do 3D".</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Użyj amerykańskiego oprogramowania do obrazowania, aby określić ilościowo wynikowy obraz 3D dla objętości krwi w zatyczkach:
		<ol>
			<li>Naciśnij "Skanuj/Zamroź", a następnie naciśnij "Ustawienia trybu".</li>
			<li>Kliknij "Głośność" i wybierz "Równolegle".</li>
			<li>Utwórz objętość 3D tkanki docelowej, dzieląc serię konturów.</li>
			<li>Kliknij "Zakończ", aby zakończyć segmentację. 
			UWAGA: Objętość środka kontrastowego zostanie wyświetlona w lewym dolnym rogu ekranu.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Pod koniec zabiegu umieść myszy w ciepłym, czystym, suchym i cichym miejscu, z dala od innych zwierząt. Zapewnij ciepło za pomocą dostępnej w handlu chirurgicznej poduszki grzewczej lub żarówki (50-75 W), umieszczonej w odległości 12-14 cali od gryzonia. Monitoruj myszy w sposób ciągły, aż utrzymasz wyprostowaną postawę i będziesz normalnie chodzić.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Ocena morfologii naczyń krwionośnych czopa żelowego naśladującego ECM za pomocą endomikroskopii konfokalnej z włókna
UWAGA: ta część protokołu jest wykonywana bezpośrednio po obrazowaniu w USA i wymaga wcześniejszej wiedzy na temat obsługi systemu obrazowania endomikroskopii konfokalnej z włóknami lub pomocy autoryzowanego technika.
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem przygotuj następujące materiały i instrumenty:
	<ol>
		<li>Narzędzia chirurgiczne, takie jak kleszcze, nożyczki i wchłanialne nici do szycia.</li>
		<li>Dekstran sprzężony z FITC (70 KDa).</li>
		<li>Roztwory kalibracyjne (trzy probówki zawierające nadtlenek wodoru, wodę lub roztwór fluorescencyjny).</li>
		<li>System obrazowania i sonda odpowiednie do obrazowania naczyń krwionośnych według producenta.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Znieczulenie myszy za pomocą ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (12 mg/kg).</li>
	<li>Podawać dożylnie przez żyłę ogonową 200 μl 10 mg/ml dekstradu znakowanego FITC.</li>
	<li>Zdezynfekuj okolice brzucha za pomocą peelingu chirurgicznego/alkoholu i wykonaj małe nacięcie w odległości około 1 cm od zatyczki.</li>
	<li>Delikatnie umieść sondę endomikroskopową na wtyczce, utrzymując wtyczkę w stanie nienaruszonym.</li>
	<li>nabycie:
	<ol>
		<li>Po umieszczeniu sondy na wtyczce naciśnij "Start laser" za pomocą pedału nożnego. Fluorescencja powinna być pokazana na ekranie.</li>
		<li>Nagrywaj krótkie filmy (do 30 sekund), naciskając przycisk "Nagrywaj" na ekranie lub "Wybierz" za pomocą pedału nożnego.</li>
		<li>Pomiędzy filmami umyj sondę, umieszczając końcówkę w rurce zawierającej wodę.</li>
		<li>Po zakończeniu wyjmij sondę i wyczyść końcówkę bawełnianą końcówką.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby przeanalizować średnią średnicę naczynia:
	<ol>
		<li>Kliknij ikonę "Wykryj mikronaczynia" w górnym panelu, aby otworzyć okno modułu wykrywania naczyń.</li>
		<li>Kliknij "Preferencje" i zaznacz "Średnia średnica naczynia" w "Interesującej nas statystyce" i "Wyświetl paski histogramu" w "Trybie wyświetlania".</li>
		<li>Kliknij "Wykryj", aby wyświetlić wybrane pomiary.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby przeanalizować natężenie sygnału fluorescencyjnego w obszarach przylegających do naczyń krwionośnych:
	<ol>
		<li>Kliknij "Utwórz okrąg ROI" w lewym panelu i utwórz okrąg w obszarze zainteresowania.</li>
		<li>Kliknij "Oblicz histogram w ramach ROI", aby obliczyć wartości związane z tym regionem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Leczenie pozabiegowe myszy
<ol>
	<li>Pod koniec każdej procedury obrazowania umieść myszy w ciepłym, czystym, suchym i cichym miejscu, z dala od innych zwierząt. Zapewnij ciepło za pomocą dostępnej w handlu chirurgicznej poduszki grzewczej lub żarówki (50-75 W), umieszczonej w odległości 12-14 cali od gryzonia. Monitoruj myszy w sposób ciągły, aż utrzymasz wyprostowaną postawę i będziesz normalnie chodzić.  </li>
	<li>W celu dalszej analizy unaczynienia czopów w dodatkowych punktach czasowych należy zastosować następujące warunki odzyskiwania:
	<ol>
		<li>Zszyj małe nacięcie za pomocą szwów wchłanialnych.</li>
		<li>Podaj myszom środek przeciwbólowy, taki jak buprenorfina (1 mg/kg) podskórnie i wróć do indywidualnych klatek.</li>
		<li>Obserwuj wszystkie zwierzęta, aby ustalić, czy konieczne jest dalsze leczenie przeciwbólowe i codziennie dokonuj ponownej oceny, aby monitorować i oceniać stres.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pod koniec eksperymentu należy poddać myszy eutanazji, najpierw stosując izofluran, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Jeśli dodatkowe obrazowanie zostanie wykonane w ciągu kilku tygodni po początkowych etapach obrazowania, wszystkie procedury powinny być utrzymywane w jak najbardziej sterylnym stanie. Należy wykonać chirurgiczny peeling skóry, do czyszczenia sondy endomikroskopowej należy użyć sterylnej wody i sterylnych bawełnianych końcówek, a sondę należy zdezynfekować między każdym zwierzęciem przy użyciu sterylnej wody. </li>
</ol>

<ol><li>Kibbey, M. C., Grant, D. S., Kleinman, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+SIKVAV+site+of+laminin+in+promotion+of+angiogenesis+and+tumor+growth%3A+an+in+vivo+Matrigel+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Inst%22%5BJournal%5D)">Role of the SIKVAV site of laminin in promotion of angiogenesis and tumor growth: an in vivo Matrigel model.</a> J Natl Cancer Inst. 84, 1633-1638 (1992).</li>
<li>Passaniti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+quantitative+method+for+assessing+angiogenesis+and+antiangiogenic+agents+using+reconstituted+basement+membrane%2C+heparin%2C+and+fibroblast+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">A simple, quantitative method for assessing angiogenesis and antiangiogenic agents using reconstituted basement membrane, heparin, and fibroblast growth factor.</a> Lab Invest. 67, 519-528 (1992).</li>
<li>Norrby, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+models+of+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo models of angiogenesis.</a> J Cell Mol Med. 10, 588-612 (2006).</li>
<li>Auerbach, R., Lewis, R., Shinners, B., Kubai, L., Akhtar, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenesis+assays%3A+a+critical+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Chem%22%5BJournal%5D)">Angiogenesis assays: a critical overview.</a> Clin Chem. 49, 32-40 (2003).</li>
<li>Johns, A., Freay, A. D., Fraser, W., Korach, K. S., Rubanyi, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+estrogen+receptor+gene+prevents+17+beta+estradiol-induced+angiogenesis+in+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Disruption of estrogen receptor gene prevents 17 beta estradiol-induced angiogenesis in transgenic mice.</a> Endocrinology. 137, 4511-4513 (1996).</li>
<li>Adini, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrigel+cytometry%3A+a+novel+method+for+quantifying+angiogenesis+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Matrigel cytometry: a novel method for quantifying angiogenesis in vivo.</a> J Immunol Methods. 342, 78-81 (2009).</li>
<li>Matsumura, Y., Maeda, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+concept+for+macromolecular+therapeutics+in+cancer+chemotherapy%3A+mechanism+of+tumoritropic+accumulation+of+proteins+and+the+antitumor+agent+smancs%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A new concept for macromolecular therapeutics in cancer chemotherapy: mechanism of tumoritropic accumulation of proteins and the antitumor agent smancs.</a> Cancer Res. 46, 6387-6392 (1986).</li>
<li>Lindner, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbubbles+in+medical+imaging%3A+current+applications+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Microbubbles in medical imaging: current applications and future directions.</a> Nat Rev Drug Discov. 3, 527-532 (2004).</li>
<li>Kuliszewski, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging+of+endothelial+progenitor+cell+engraftment+using+contrast-enhanced+ultrasound+and+targeted+microbubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging of endothelial progenitor cell engraftment using contrast-enhanced ultrasound and targeted microbubbles.</a> Cardiovasc Res. 83, 653-662 (2009).</li>
<li>Stieger, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+assessment+of+angiogenesis+in+a+matrigel+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Ultrasound assessment of angiogenesis in a matrigel model in rats.</a> Ultrasound Med Biol. 32, 673-681 (2006).</li>
<li>Erez, N., Truitt, M., Olson, P., Arron, S. T., Hanahan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-Associated+Fibroblasts+Are+Activated+in+Incipient+Neoplasia+to+Orchestrate+Tumor-Promoting+Inflammation+in+an+NF-kappaB-Dependent%5BTitle%5D)+AND+%22Manner.+Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Cancer-Associated Fibroblasts Are Activated in Incipient Neoplasia to Orchestrate Tumor-Promoting Inflammation in an NF-kappaB-Dependent.</a> Manner. Cancer Cell. 17, 135-147 (2010).</li>
<li>Segal, E., Satchi-Fainaro, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+development+of+polymer+conjugates+as+anti-angiogenic+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Design and development of polymer conjugates as anti-angiogenic agents.</a> Adv Drug Deliv Rev. 61, 1159-1176 (2009).</li>
<li>Satchi-Fainaro, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+identification+of+glioblastoma+cells+generating+dormant+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Prospective identification of glioblastoma cells generating dormant tumors.</a> PLoS One. 7, 44395(2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Połączenie uzupełniających się metod obrazowania pozwala na uzyskanie informacji na temat gęstości, funkcjonalności i morfologii mikronaczyń różnych komponentów angiogenezy. Ładowanie CM na zatyczki żelowe naśladujące ECM generuje mikrośrodowisko guza, które jest oddzielane od innych populacji komórek, takich jak komórki śródbłonka, które są rekrutowane i wynaczyniane do czopa.
Wykonując równolegle obrazowanie USG z mikropęcherzykami ze wzmocnieniem kontrastowym i obrazowanie endomikroskopii k...

Test angiogenezy z korkiem matrigelowym został po raz pierwszy opisany przez Kibbeya i wsp. w 1992 roku, gdzie został użyty do oceny stymulacji angiogenezy przez peptyd SIKVAV (Ser-Ile-Lys-Val-Ala-Val)1. W przeciwieństwie do innych testów angiogenezy in vivo, takich jak angiogeneza rogówki myszy lub testy błony omoczniowej kosmówki piskląt, ten test jest stosunkowo łatwy do wykonania2. Wstrzykiwany żel naśladujący ECM może zawierać komórki, związki i/lub czynniki proangiogenne lub antyangiogenne. Oceniając aktywność związku antyangiogennego, czop zwykle zawiera mieszaninę czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) i czynnika wzrostu fibroblastów (FGF), a substancja antyangiogenna może być podawana bezpośrednio do czopa lub ogólnoustrojowo3,4.
Żel naśladujący ECM jest wstrzykiwany podskórnie, gdzie krzepnie w ciągu kilku minut. Ocenę rekrutacji naczyń krwionośnych w powstałym czopie zwykle przeprowadza się poprzez pomiar poziomu hemoglobiny w czopie, pomiar sygnału fluorescencji po wstrzyknięciu dekstranu znakowanego izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC), barwienie immunologiczne skrawków histologicznych pod kątem markerów specyficznych dla śródbłonka lub sortowanie komórek aktywowane fluorescencją (FACS)2,5,6. Jednak ocena ta pozwala tylko na analizę punktu końcowego i brakuje informacji na temat funkcjonalności i morfologii naczyń krwionośnych. Ponadto pomiary objętości osocza, zarówno za pomocą poziomu hemoglobiny, jak i przy użyciu dekstranu-FITC jako wskaźnika, mogą być mylące, ponieważ na zawartość krwi ma wpływ wielkość naczyń krwionośnych i zakres zastoju krwi. Jest to szczególnie istotne, gdy rekrutowane unaczynienie charakteryzuje się zwiększonym efektem przepuszczalności i retencji (EPR)7.
Proponujemy tutaj nową, bardziej precyzyjną metodę wizualizacji rekrutowanych naczyń krwionośnych poprzez połączenie dwóch uzupełniających się metod obrazowania. Ultrasonografia ultrasonograficzna o wysokiej rozdzielczości z kontrastem (US) w połączeniu z endomikroskopią przyżyciową włóknisto-konfokalną może dostarczyć informacji nie tylko o gęstości naczyń krwionośnych, ale także o ich morfologii i funkcjonalności. Co więcej, analiza ta może być wykonywana w kilku punktach czasowych, co umożliwia monitorowanie kinetyki angiogenezy. US jest szeroko stosowaną metodą obrazowania, która ma wysoką rozdzielczość przestrzenną do obrazowania naczyń krwionośnych po dożylnym wstrzyknięciu (iv) mikropęcherzyków, które pozostają wyłącznie w przedziale naczyniowym8-11. Mikropęcherzyki to mikropęcherzyki wypełnione gazem, które po wzbudzeniu impulsem amerykańskim wytwarzają silny sygnał echogeniczny, a tym samym służą jako dobry środek kontrastowy. Obrazy 3D wtyczki są uzyskiwane za pomocą amerykańskiego oprogramowania systemu obrazowania po zniszczeniu mikropęcherzyków. Powstałe obrazy składają się z klatek obrazu przed i po zniszczeniu mikropęcherzyków i odzwierciedlają różnicę w intensywności wideo w kolorze. Te nałożone obrazy są automatycznie wyświetlane przez oprogramowanie. W związku z tym można określić ilościowo procent funkcjonalnych naczyń w korku. Endomikroskopia konfokalna z włóknami o wysokiej rozdzielczości służy jako uzupełniająca metoda obrazowania, informując o morfologii naczyń krwionośnych. W tej minimalnie inwazyjnej metodzie obrazy są uzyskiwane po dożylnym podaniu dekstranu12 sprzężonego z FITC. Polimer fluorescencyjny barwi krwioobieg i w ten sposób służy jako "środek kontrastowy" dla morfologii naczyń krwionośnych i przepływu krwi. Co więcej, ponieważ wstrzyknięty polimer ma wielkość 70 KDa, może przenikać tylko przez nieszczelne naczynia, jak w unaczynieniu guza. Spowoduje to wysokie tło od dekstranu znakowanego FITC na zewnątrz naczyń krwionośnych. W związku z tym włóknista endomikroskopia konfokalna może być stosowana do wizualizacji typowych cech efektu EPR w neowaskulaturze guza - powiększone, nieszczelne, silnie splątane naczynia z końcami.
Ten model systemu został opisany w porównaniu potencjału angiogennego ludzkiego glejaka U-87 MG i jego uśpionego klona13. Unaczynienie w obrębie zatyczek oceniano trzy tygodnie po inokulacji żelu naśladującego ECM. Wykazano, że unaczynienie w obrębie czopów zawierających CM z szybko rosnących komórek tworzących nowotwór U-87 MG było znacznie zwiększone pod względem liczby, gęstości i funkcjonalności, w porównaniu z unaczynieniem w obrębie czopów zawierających CM z uśpionych komórek tworzących nowotwór. W związku z tym autorzy byli w stanie stwierdzić, że CM wyizolowany z szybko rosnących komórek tworzących nowotwór U-87 MG zawiera wyższy poziom czynników pro-angiogennych w porównaniu z CM z uśpionych komórek tworzących nowotwór. Czynniki te stymulują tworzenie funkcjonalnych naczyń krwionośnych, wpływając pozytywnie na wszystkie etapy kaskady angiogennej (tj. proliferację, kiełkowanie, migrację i wreszcie tworzenie kanalikowatych struktur komórek śródbłonka).

<table><tbody><tr><td>Obrotowa wyparka próżniowa</td> <td>-</td><td>--</td><td></td></tr> <tr><td>Czynniki wzrostu zredukowane bez fenolu Matrigel</td><td>BD Bioscience</td><td>FAL356231</td><td>Rozmrozić przez noc, w temperaturze 4 & stopni; C na lodzie</td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td> <td>-</td><td>--</td><td></td></tr> <tr><td>Vevo2100 US system obrazowania</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>-</td><td>Wymaga wcześniejszej wiedzy z zakresu obsługi lub pomocy autoryzowanego technika</td></tr><tr><td>Sonda 55 MHz 708</td><td>VisualSonics, Inc.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do obrazowania Vevo2100</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-VialMix</td><td>DEFINITY Imaging</td><td>VMIX-DEFINITY</td><td></td></tr> <tr><td>mikropęcherzyki</td><td>DEFINITY Imaging</td><td>DE4</td><td>Aktywuj na 45 sekund za pomocą VialMix przed użyciem</td></tr><tr><td>CellVizio (Fibered confocal endomikroskop)</td> <td>Mauna Kea Technologies</td> <td>-</td> <td>Wymaga wcześniejszej wiedzy z zakresu obsługi lub pomocy autoryzowanego technika</td></tr><tr><td>Sonda ProFlex MiniO/30</td><td>Mauna Kea Technologie</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>70 kD dekstran znakowany FITC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46945-Oprogramowanie</td><td></td></tr> <tr><td>ImageCell</td><td>Mauna Kea Technologies</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Zestaw kalibracyjny</td><td>Mauna Kea Technologies</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-Dulbecco' s zmodyfikowany Orzeł" s medium (DMEM)</td><td>Gibco Life Tecchnologies</td><td>41965-039</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu (FBS)</td><td>Biological Industries</td><td>04-007-1A</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór penicyliny/streptomycyny/nystatyny</td><td>Przemysł biologiczny</td><td>03-032-1B</td><td></td></tr></tbody></table>

monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe

Monitoring Functionality and Morphology of Vasculature Recruited by Factors Secreted by Fast-growing Tumor-generating Cells

Podskórny test czopów matrygelowych u myszy jest metodą z wyboru do oceny in vivo czynników pro- i antyangiogennych. W tej metodzie pożądane czynniki są wprowadzane do zimno-płynnego żelu naśladującego ECM, który po wstrzyknięciu podskórnym krzepnie, tworząc środowisko naśladujące środowisko nowotworowe. Macierz ta umożliwia przenikanie do komórek gospodarza, takich jak komórki śródbłonka, a tym samym tworzenie naczyń krwionośnych.
Tutaj proponujemy nowy zmodyfikowany test czopów matrigelowych, który może być wykorzystany do zilustrowania potencjału angiogennego puli czynników wydzielanych przez komórki nowotworowe, w przeciwieństwie do konkretnego czynnika (np. bFGF i VEGF) lub czynnika. Zatyczka zawierająca żel naśladujący ECM jest wykorzystywana do wprowadzenia gospodarza (tj. Myszy) z pulą czynników wydzielanych do CM szybko rosnących komórek glejaka wytwarzającego nowotwór. Wcześniej opisaliśmy obszerne porównanie potencjału angiogennego ludzkiego glejaka wielopostaciowego U-87 MG i jego uśpionego klonu, w tym modelu systemu, wykazując indukowaną angiogenezę w komórkach rodzicielskich U-87 MG. CM przygotowuje się przez filtrowanie zebranych pożywek z nakładających się płytek do hodowli tkankowych dowolnej linii komórkowej po 48-godzinnej inkubacji. W związku z tym zawiera tylko czynniki wydzielane przez komórki, bez samych komórek. Opisano tutaj połączenie dwóch modalności obrazowania, obrazowania ultrasonograficznego z mikropęcherzykami ze wzmocnieniem kontrastowym i endomikroskopii konfokalnej przyżyciowej, w celu dokładnej charakterystyki w czasie rzeczywistym zakresu, morfologii i funkcjonalności nowo powstałych naczyń krwionośnych w obrębie czopów.

Implantacja wtyczek z żelu naśladującego ECM z C.M. z szybko rosnącej, angiogennej linii komórkowej generującej guzy U-87 MG prowadzi do rozległej angiogenezy. Układ naczyniowy ten można szczegółowo zbadać, stosując dwie komplementarne metody obrazowania.
Obrazowanie US z kontrastem w postaci mikropęcherzyków ujawnia rozległą rekrutację funkcjonalnych naczyń krwionośnych do zatyczki, obrazując intensywny przepływ krwi w zatyczkach obciążonych C.M. z linii U-87 MG, w przeciwieństwie do niewykry...

Opisujemy test czopa matrigelowego, aby zilustrować potencjał angiogenny puli czynników wydzielanych przez komórki nowotworowe za pomocą dwóch uzupełniających się metod obrazowania, ultradźwięków i endomikroskopii. Matrigel, żel naśladujący macierz zewnątrzkomórkową (ECM), jest wykorzystywany do wprowadzenia gospodarza (myszy) z czynnikami angiogennymi wydzielanymi do kondycjonowanego podłoża (CM).

Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe

The subcutaneous matrigel plug assay in mice is a method of choice for the in vivo evaluation of pro- and anti-angiogenic factors. In this method, desired ...

Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest wykorzystanie ultradźwięków i mikroskopii endoskopowej do zilustrowania potencjału angiogennego puli czynników wydzielanych przez komórki nowotworowe. Osiąga się to poprzez wszczepienie implantu (plug), aby wytworzyć u myszy środowisko przypominające guz nowotworowy w nieobecności komórek nowotworowych. Następnie ocenia się gęstość naczyń krwionośnych oraz odsetek funkcjonalnych naczyń krwionośnych w obrębie implantu.W ostatnim kroku wizualizowana jest morfologia naczyń krwionośnych. Ostatecznie, równowaga między czynnikami pro- i antyangiogennymi wydzielanymi przez komórki oraz ich wpływ na angiogenezę mogą być oceniane in vivo, w sposób witalny i w różnych punktach czasowych, przy użyciu dwóch komplementarnych metod obrazowania. Główną zaletą tej techniki w stosunku do istniejących metod, takich jak konwencjonalny test z zatyczką z Matrigelu, jest to, że pozwala ona na analizę puli czynników wydzielanych przez komórki przy jednoczesnym wykorzystaniu komplementarnych metod obrazowania intravitalnego.Procedurę tę zaprezentuje studentka doktoratu F Andra z mojego laboratorium. Aby wykorzystać ultradźwięki do oceny unaczynienia zatyczki z żelu imitującego macierz zewnątrzkomórkową (ECM), należy rozpocząć od umieszczenia na lodzie jednej probówki typu Eppendorf o pojemności 1,5 ml zawierającej 80 µl świeżo przygotowanego medium warunkowanego. Najtrudniejszym elementem procedury jest wstrzyknięcie żelu bez pęcherzyków powietrza przy użyciu schłodzonych końcówek. Delikatne mieszanie i powolna iniekcja zapewnią optymalne podanie żelu.Następnie, używając schłodzonych w lodzie końcówek o pojemności 1000 µL, wymieszaj 600 µL schłodzonego do 4 °C żelu imitującego ECM, rozmrażanego przez noc, z pożywką, uważając, aby nie powstały pęcherzyki powietrza. Po potwierdzeniu sedacji za pomocą ucisku palca u nogi, ogol brzuch każdej myszy i użyj schłodzonej w lodzie strzykawki o pojemności 1 mL wyposażonej w igłę 27G, aby powoli wstrzyknąć podskórnie.Wstrzyknij zawartość jednej probówki EEND DPH jednemu zwierzęciu. Po podaniu całej objętości pozostaw igłę w miejscu przez kilka minut, aż do wystąpienia procesu krzepnięcia. Trzy tygodnie później ponownie ogol obszar brzucha myszy, usuwając pozostałe włosy kremem depilacyjnym, a następnie unieruchom myszy w pozycji grzbietnej na stole mikromanipulatora.Następnie należy napełnić strzykawkę o pojemności 1 ml z igłą 30 G solą fizjologiczną. Potem wprowadza się igłę do żyły ogonowej. Igłę należy mocno unieruchomić i poluzować strzykawkę.Teraz należy umieścić przetwornik na środku pożądanego obszaru skanowania i kliknąć 3D, aby zainicjować trójwymiarowy stół motorowy. Kliknij 3D. Ponownie wprowadź odległość skanowania oraz wielkość kroku, a następnie naciśnij scan.Należy potwierdzić, że na wyświetlonych danych obrazowania 3D zeskanowano cały korek. Jeśli nie, należy skorygować położenie przetwornika tak, aby cały korek był widoczny, i ponownie zeskanować ten obszar, zgodnie z wcześniejszą demonstracją. Następnie należy wybrać tryb kontrastowy i dostosować kontrolery kompensacji wzmocnienia w zależności od czasu (tgc), aby przyciemnić obraz, a następnie użyć mieszalnika do fiolek, aby aktywować mikropęcherzyki przez 45 sekund.Następnie zmieszać 50 µL mikropęcherzyków z 50 µL soli fizjologicznej w strzykawce o pojemności 1 mL. Zastąpić strzykawkę z solą fizjologiczną używaną do rozluźnienia naczynia strzykawką zawierającą aktywowane mikropęcherzyki i wstrzyknąć rozcieńczone mikropęcherzyki do żyły ogonowej każdej myszy. Odczekać kilka sekund, aż pęcherzyki osiągną stan stacjonarny, a następnie kliknąć 3D i wybrać opcję scan, aby przeprowadzić akwizycję 3D.Obrazy z kontrastem. Kliknij przycisk zapisu, aby zapisać dane obrazu, a następnie wybierz opcję 3D i niszczenie 3D. Aby zniszczyć mikropęcherzyki, kliknij ponownie 3D i wybierz skanowanie, aby pozyskać pętlę obrazowania po zniszczeniu.Następnie ponownie kliknij „sklep”. W ustawieniach referencji kliknij „utwórz referencję”, a następnie wybierz „zarządzanie badaniami”, aby otworzyć pętlę przed destrukcją cena.Teraz kliknij proces cena, aby wygenerować zieloną nakładkę kontrastową. Następnie w oprogramowaniu do obrazowania ultrasonograficznego wybierz load into 3D. W kolejnym kroku kliknij mode settings, wybierz volume, a następnie zaznacz parallel.Następnie wyznacz serię konturów, aby utworzyć objętość 3D tkanki docelowej, i kliknij przycisk finish, aby zakończyć segmentację. Aby ocenić morfologię naczyń krwionośnych w zatyczce z żelu naśladującego ECM za pomocą włóknistej konfokalnej endomikroskopii, wstrzyknij 200 µL dekstranu znakowanego FITC w stężeniu 10 mg/mL do żyły ogonowej każdego zwierzęcia doświadczalnego. Następnie wykonaj niewielkie nacięcie w odległości około 1 cm od zatyczki i delikatnie umieść sondę endomikroskopową na górnej powierzchni zatyczki, dbając o to, aby pozostała ona nienaruszona.Po umieszczeniu sondy należy użyć pedału nożnego, aby uruchomić laser. Gdy na ekranie pojawi się fluorescencja, należy nacisnąć przycisk wyboru za pomocą pedału nożnego, aby zarejestrować od krótkich do 32 długich filmów; pomiędzy filmami należy przemyć końcówkę sondy w probówce z wodą. Po zakończeniu filmowania należy oczyścić końcówkę patyczkiem bawełnianym, aby przeanalizować średnicę naczyń.Następnie kliknij „detect micro vessels”, aby otworzyć okno modułu detekcji naczyń, a następnie kliknij „preferences”. Upewnij się, że zaznaczone są opcje „mean vessel diameter” w sekcji „statistic of interest” oraz „display histogram bars” w sekcji „display mode”.Kliknij „detect”, aby wyświetlić wybrane pomiary. Aby przeanalizować intensywność sygnału fluorescencyjnego w obszarach przylegających do naczyń krwionośnych, wybierz „create circle ROI” i utwórz okrąg w obszarze zainteresowania. Na koniec wybierz „compute histogram within ROI”, aby obliczyć wartości dotyczące zaznaczonego okręgiem obszaru.Tutaj obrazowanie ultrasonograficzne z kontrastem mikropęcherzykowym ujawnia intensywny wzrost funkcjonalnych naczyń krwionośnych wewnątrz zatyczek wypełnionych pożywką warunkującą z komórek U 87 mg. Przeciwnie, w zatyczkach zawierających pożywkę warunkującą z uśpionych komórek nowotworowych przepływ krwi jest niemal niewykrywalny. Morfologia tych nowo powstałych naczyń krwionośnych została dodatkowo uwydatniona za pomocą konfokalnej endomikroskopii włóknistej naczyń po podaniu fitc-dekstranu, co pokazano na tych reprezentatywnych obrazach; należy zwrócić uwagę, że naczynia krwionośne w zatyczkach wypełnionych pożywką warunkującą z U 87 mg wykazują typową dla naczyń nieszczelnych morfologię z poszerzonymi, tępymi końcami.Powiększone i silnie splątane naczynia krwionośne wykazują również nieciągły i powolny przepływ, a wyciek krwi jest obserwowany w obszarze otaczającym, co potwierdza wysoki sygnał fluorescencyjny widoczny poza naczyniami krwionośnymi. Po opanowaniu techniki ta może być przeprowadzana w ciągu kilku godzin w kilku punktach czasowych w celu optymalizacji kinetyki angiogenezy.

monitoring-functionality-morphology-vasculature-recruited-factors

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Monitorowanie funkcji i morfologii naczyń krwionośnych zrekrutowanych przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki tworzące guzy

Test tworzenia cewek stosuje się do oceny aktywności naczyniowej komórek nowotworowych.

Test tworzenia rurek na Matrigelu do oceny aktywności waskulogennej komórek nowotworowych

Opisujemy metodę obrazowania odpowiedzi na leczenie przeciwnowotworowe in vivo i w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

W tym artykule przedstawiamy metodę analizy mikronaczyń guza in vivo za pomocą dynamicznej wideomikroskopii fluorescencyjnej wzmocnionej kontrastem. Uzyskano dwa parametry ilościowe: funkcjonalną gęstość naczyń włosowatych odzwierciedlającą unaczynienie guza oraz nieszczelność wskaźnika odzwierciedlającą nieszczelność ściany śródbłonka.

In vivo (in vivo) Obrazowanie angiogenezy guza za pomocą fluorescencyjnej wideomikroskopii konfokalnej

Opisujemy nowatorską technikę obrazowania in vivo, która łączy fluorescencyjne chimeryczne myszy z oknami wewnątrzczaszkowymi i mikroskopią 2-fotonową o wysokiej rozdzielczości. Ta platforma obrazowania wspomaga badania dynamicznych zmian w tkance mózgowej i mikrokrążeniu na poziomie pojedynczej komórki, po patologicznych urazach i jest przystosowana do oceny wewnątrzczaszkowego dostarczania i dystrybucji leków.

Nowatorska technika obrazowania in vivo o wysokiej rozdzielczości do badania dynamicznej odpowiedzi struktur wewnątrzczaszkowych na wzrost guza i terapie

Używając transgenicznych myszy reporterowych i wstrzykiwanych znaczników fluorescencyjnych, długoterminowa mikroskopia konfokalna z wirującym dyskiem umożliwia bezpośrednią wizualizację zachowania komórek szpikowych w gruczolaku jelitowym w modelu raka jelita grubego ApcMin/+.

Obrazowanie w czasie rzeczywistym dynamiki komórek szpikowych w guzach jelita ApcMin/+ za pomocą mikroskopii konfokalnej z wirującym dyskiem

Ten protokół opisuje użycie mikroskopii wielofotonowej do wykonywania rozszerzonego obrazowania poklatkowego interakcji wielokomórkowych w czasie rzeczywistym, in vivo w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Rozszerzone poklatkowe obrazowanie przyżyciowe dynamiki wielokomórkowej w czasie rzeczywistym w mikrośrodowisku guza

Ten protokół opisuje obrazowanie intrażyciowe transgenicznych myszy wykazujących ekspresję specyficznych dla komórek markerów fluorescencyjnych. Obrazowanie przyżyciowe zapewnia nieinwazyjną metodę obserwacji w wysokiej rozdzielczości u żywych zwierząt za pomocą wszczepialnych okien, przez które możliwa jest mikroskopowa wizualizacja procesów. Ta metoda jest szczególnie przydatna do badania procesów podłużnych.

Mikroskopia przyżyciowa naczyń krwionośnych związanych z nowotworem przy użyciu zaawansowanych komór okiennych grzbietowych fałdów skórnych na transgenicznych myszach fluorescencyjnych

Monocyty są ważnymi mediatorami arteriogenezy w kontekście choroby tętnic obwodowych. Wykorzystując macierz przypominającą błonę podstawną i mikroskopię przyżyciową, protokół ten bada naprowadzanie monocytów i angiogenezę związaną z nowotworem po wstrzyknięciu monocytów w mysim modelu podwiązania tętnicy udowej.

Mikroskopia przyżyciowa naprowadzania monocytów i angiogenezy związanej z nowotworem w mysim modelu choroby tętnic obwodowych

Opisujemy dwie metody oceny przejściowej przepuszczalności naczyń krwionośnych związanych z funkcją wejścia do mikrośrodowiska guza (TMEM) i wewnątrznaczynieniem komórek rakowych za pomocą dożylnego wstrzyknięcia dekstranu o wysokiej masie cząsteczkowej (155 kDa) u myszy. Metody te obejmują obrazowanie przyżyciowe u żywych zwierząt oraz analizę tkanek utrwalonych za pomocą immunofluorescencji.

Ocena mikrośrodowiska guza przepuszczalności naczyniowej za pośrednictwem drzwi z przerzutami związanych z rozsiewaniem komórek rakowych za pomocą obrazowania przyżyciowego i analizy tkanek stałych

Model in vitro niszy naczyniowej szpiku kostnego jest tworzony przez wysiewanie komórek mezenchymalnych i śródbłonka na prefabrykowane hydrożele PEG 3D. Sieci śródbłonka, komponenty ECM i aktywność ALP w niszach różnią się w zależności od zastosowanego czynnika wzrostu. Platforma może być wykorzystywana do zaawansowanych modeli nowotworów.

Proste utworzenie unaczynionej niszy osteogennej szpiku kostnego za pomocą prefabrykowanych hydrożeli z poli(glikolu etylenowego) (PEG) w mikropłytce do obrazowania

Ten protokół przedstawia fizjologicznie istotny model guza na chipie do przeprowadzenia wysokoprzepustowych podstawowych i translacyjnych badań nad rakiem u ludzi, postępu w badaniach przesiewowych leków, modelowania chorób i spersonalizowanych podejść medycznych z opisem procedur ładowania, konserwacji i oceny.

Ustanowienie fizjologicznego unaczynionego modelu mikroguza człowieka do badań nad rakiem

Poznaj metodę oceny angiogenezy za pomocą wtyczki matrigel w mysim modelu przy użyciu ultrasonografii i endomikroskopii. Ta technika umożliwia szczegółową analizę gęstości i morfologii naczyń krwionośnych.

Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe (Wideo) | JoVE Journal

Monitorowanie funkcjonalności i morfologii układu krwionośnego rekrutowanego przez czynniki wydzielane przez szybko rosnące komórki nowotworowe

Przeglądaj więcej filmów