Wiele eksperymentów opiera się na podawaniu substancji myszom. Często substancje te są wprowadzane w celu przetestowania ich wpływu na proces biologiczny. Mogą one również odgrywać istotną rolę w przygotowaniu zwierząt do doświadczeń. W tym filmie omówimy ważne kwestie dotyczące podawania substancji eksperymentalnych, narzędzia do ich aplikacji, niektóre konkretne drogi podania oraz zastosowania tych niezbędnych technik.
Jakie zatem czynniki należy wziąć pod uwagę podczas planowania podawania substancji eksperymentalnej?
Pierwszym z nich jest odpowiednia dawka. Zapewnienie właściwej dawki substancji, zazwyczaj obliczanej w stosunku do masy ciała zwierzęcia, ma kluczowe znaczenie.
Ważne jest również rozważenie drogi podania. O wyborze jednej z wielu dostępnych dróg podania decydują takie właściwości jak smakowitość substancji, jej lepkość, ilość do podania, tkanka docelowa oraz pożądana szybkość rozprowadzenia. W tym filmie skupimy się na iniekcji, która jest jedną z najskuteczniejszych metod dostarczania substancji.
Zanim omówimy sposób wykonywania iniekcji, zapoznajmy się z głównymi narzędziami stosowanymi w tej technice.
Zacznijmy od strzykawki. Ciecze znajdują się w cylindrze, który posiada skalę umożliwiającą dokładny pomiar objętości. Tłok dopasowany jest do cylindra i służy do przemieszczania jego zawartości. Z kolei końcówka strzykawki jest miejscem przyłączenia stopki igły. Na przeciwległym końcu trzpienia igły znajduje się ścięta końcówka. Zachowaj ostrożność, jest ona bardzo ostra!
Stopki igieł są oznaczone kolorami, aby odzwierciedlać ich rozmiar, czyli tzw. „gauge”; wyższe wartości gauge oznaczają mniejsze igły. Dobór rozmiaru zależy od planowanej drogi podania: im mniejszy lub bardziej wrażliwy obszar, tym mniejszej igły należy użyć.
Po wybraniu odpowiedniej igły i strzykawki do eksperymentu, nabierz preparat do cylindra, cofając tłok. Pęcherzyki powietrza wstrzyknięte wraz z preparatem mogą uszkodzić tkanki i zaszkodzić zwierzęciu doświadczalnemu. Dlatego odwróć strzykawkę i delikatnie stuknij w cylinder, aby pęcherzyki przemieściły się w stronę końcówki i uciekły. Jeśli to możliwe, wypuść niewielką ilość nadmiaru preparatu, aby upewnić się, że pęcherzyki zostały całkowicie usunięte.
Teraz, gdy strzykawka jest zablokowana i napełniona, jesteś prawie gotowy do wykonania iniekcji!
Przed rozpoczęciem ważne jest, aby założyć odpowiedni sprzęt ochrony osobistej, w tym rękawiczki. Niezbędne jest również właściwe obchodzenie się ze zwierzęciem, co nieco różni się w zależności od stosowanego miejsca iniekcji.
W przypadku iniekcji podskórnych, które często wykonuje się pod skórą szyi zwierzęcia, myszy unieruchamia się poprzez tzw. „scruffing” (chwyt za kark). Najpierw złap zwierzę za ogon i pozwól mu chwycić pokrywę klatki. Następnie mocno uchwyć skórę na karku, tworząc namiot z fałdu skórnego w obrębie łopatek zwierzęcia.
Igłę należy wprowadzić u podstawy utworzonego fałdu skóry, a preparat podać, wywierając mocny, stały nacisk na tłok. Wstrzyknięty płyn będzie powoli wchłaniany do krwiobiegu.
Iniekcje doszpikowe do jamy ciała są wchłaniane z prędkością podobną do wchłaniania po podaniu doustnym. Aby uzyskać dostęp do brzucha, odwróć unieruchomione za kark zwierzę i bezpiecznie wetknij ogon pod mały palec.
Następnie mentalnie podziel brzuch zwierzęcia na 4 kwadranty i wprowadź igłę w dolny lewy lub prawy kwadrant. Wywieraj mocny, stały nacisk na tłok, aby podać do kilkuset µL preparatu. Alternatywnie, iniekcje dożylne umożliwiają bardziej efektywne, systemowe podanie substancji eksperymentalnej.
Iniekcje IV najczęściej wykonuje się w żyłach ogonowych. Najpierw myszy ogrzewa się pod lampą grzewczą przez kilka minut, co powoduje rozszerzenie żył i ułatwia wprowadzenie igły. Aby utrzymać mysz w bezruchu podczas iniekcji, umieść ją w plastikowym stabilizatorze, przekładając ogon przez specjalny otwór z tyłu.
Zidentyfikowanie właściwego naczynia jest niezbędne do pomyślnego wykonania iniekcji dożylnej. Upewnij się, że znalazłeś jedną z dwóch żył ogonowych po obu stronach ogona, a nie tętnicę znajdującą się po jego spodniej stronie.
Trzymając igłę ściętym końcem do góry, wprowadź ją do żyły. Jeśli igła została umieszczona prawidłowo, iniekcja spowoduje zmianę koloru żyły z ciemnoniebieskiego na bladobiały w miarę przemieszczania się preparatu przez naczynie.
Po każdej iniekcji wyrzuć igłę do pojemnika na odpady medyczne i ostre narzędzia bez nakładania nasadki. Nigdy nie używaj igły ponownie, ponieważ końcówki mogą się stępić i spowodować obrażenia u myszy.
Po zapoznaniu się z powszechnymi metodami iniekcji, przyjrzyjmy się praktycznym zastosowaniom eksperymentalnego podawania substancji.
W wielu eksperymentach myszy są zarażane określonym patogenem w celu zbadania postępu choroby, a także interakcji między gospodarzem a patogenem. Na przykład iniekcje podskórne bakterii opornych na antybiotyki powodują powstawanie zmian, których wielkość służy jako wskaźnik wirulencji patogenu. Alternatywnie, iniekcje w poduszkę stopy mogą być wykorzystywane do obrazowania na żywo rekrutacji komórek odpornościowych w miejscu infekcji.
Modele mysie są również przydatne w badaniu progresji nowotworów oraz metod terapeutycznych. W celu stworzenia takich modeli można zastosować iniekcje do szybkiego i efektywnego indukowania wzrostu nowotworów u myszy, zarówno poprzez podawanie związków kancerogennych, jak i implantację komórek nowotworowych do tkanek gospodarza.
Iniekcja nie jest jednak zawsze wymagana do podania substancji. Przykładowo, inokulacja donosowa może być stosowana do podawania badanej substancji do płuc, aby naśladować i badać postęp chorób układu oddechowego. Inna droga, gavage (zgłębnikowe podawanie), umożliwia bezpośrednie wprowadzenie substancji do żołądka, co zapewnia precyzyjne i dokładne dawkowanie, nieosiągalne przy podawaniu z pokarmem lub wodą.
Właśnie obejrzeli Państwo przegląd JoVE dotyczący wprowadzania czynników eksperymentalnych do organizmu myszy. W tym filmie omówiliśmy czynniki, które należy wziąć pod uwagę przy wyborze czynnika eksperymentalnego, narzędzia i strategie iniekcji u myszy oraz niektóre zastosowania tych kluczowych technik. Dziękujemy za uwagę!
Wiele badań prowadzonych na myszach (Mus musculus) wymaga podania zwierzęciu substancji eksperymentalnej. Przykładowo, celem może być przetestowanie s…
Wiele eksperymentów opiera się na podawaniu substancji myszom. Często substancje te są wprowadzane w celu przetestowania ich wpływu na proces biologiczny. Mogą one również odgrywać istotną rolę w przygotowaniu zwierząt do doświadczeń. W tym filmie omówimy ważne kwestie dotyczące podawania substancji eksperymentalnych, narzędzia do ich aplikacji, niektóre konkretne drogi podania oraz zastosowania tych niezbędnych technik.
Jakie zatem czynniki należy wziąć pod uwagę podczas planowania podawania substancji eksperymentalnej?
Pierwszym z nich jest odpowiednia dawka. Zapewnienie właściwej dawki substancji, zazwyczaj obliczanej w stosunku do masy ciała zwierzęcia, ma kluczowe znaczenie.
Ważne jest również rozważenie drogi podania. O wyborze jednej z wielu dostępnych dróg podania decydują takie właściwości jak smakowitość substancji, jej lepkość, ilość do podania, tkanka docelowa oraz pożądana szybkość rozprowadzenia. W tym filmie skupimy się na iniekcji, która jest jedną z najskuteczniejszych metod dostarczania substancji.
Zanim omówimy sposób wykonywania iniekcji, zapoznajmy się z głównymi narzędziami stosowanymi w tej technice.
Zacznijmy od strzykawki. Ciecze znajdują się w cylindrze, który posiada skalę umożliwiającą dokładny pomiar objętości. Tłok dopasowany jest do cylindra i służy do przemieszczania jego zawartości.Z kolei końcówka strzykawki jest miejscem przyłączenia stopki igły. Na przeciwległym końcu trzpienia igły znajduje się ścięta końcówka. Zachowaj ostrożność, jest ona bardzo ostra!
Stopki igieł są oznaczone kolorami, aby odzwierciedlać ich rozmiar, czyli tzw. „gauge”; wyższe wartości gauge oznaczają mniejsze igły. Dobór rozmiaru zależy od planowanej drogi podania: im mniejszy lub bardziej wrażliwy obszar, tym mniejszej igły należy użyć.
Po wybraniu odpowiedniej igły i strzykawki do eksperymentu, nabierz preparat do cylindra, cofając tłok. Pęcherzyki powietrza wstrzyknięte wraz z preparatem mogą uszkodzić tkanki i zaszkodzić zwierzęciu doświadczalnemu. Dlatego odwróć strzykawkę i delikatnie stuknij w cylinder, aby pęcherzyki przemieściły się w stronę końcówki i uciekły. Jeśli to możliwe, wypuść niewielką ilość nadmiaru preparatu, aby upewnić się, że pęcherzyki zostały całkowicie usunięte.
Teraz, gdy strzykawka jest zablokowana i napełniona, jesteś prawie gotowy do wykonania iniekcji!
Przed rozpoczęciem ważne jest, aby założyć odpowiedni sprzęt ochrony osobistej, w tym rękawiczki. Niezbędne jest również właściwe obchodzenie się ze zwierzęciem, co nieco różni się w zależności od stosowanego miejsca iniekcji.
W przypadku iniekcji podskórnych, które często wykonuje się pod skórą szyi zwierzęcia, myszy unieruchamia się poprzez tzw. „scruffing” (chwyt za kark). Najpierw złap zwierzę za ogon i pozwól mu chwycić pokrywę klatki. Następnie mocno uchwyć skórę na karku, tworząc namiot z fałdu skórnego w obrębie łopatek zwierzęcia.
Igłę należy wprowadzić u podstawy utworzonego fałdu skóry, a preparat podać, wywierając mocny, stały nacisk na tłok. Wstrzyknięty płyn będzie powoli wchłaniany do krwiobiegu.
Iniekcje doszpikowe do jamy ciała są wchłaniane z prędkością podobną do wchłaniania po podaniu doustnym. Aby uzyskać dostęp do brzucha, odwróć unieruchomione za kark zwierzę i bezpiecznie wetknij ogon pod mały palec.
Następnie mentalnie podziel brzuch zwierzęcia na 4 kwadranty i wprowadź igłę w dolny lewy lub prawy kwadrant. Wywieraj mocny, stały nacisk na tłok, aby podać do kilkuset µL preparatu. Alternatywnie, iniekcje dożylne umożliwiają bardziej efektywne, systemowe podanie substancji eksperymentalnej.
Iniekcje IV najczęściej wykonuje się w żyłach ogonowych. Najpierw myszy ogrzewa się pod lampą grzewczą przez kilka minut, co powoduje rozszerzenie żył i ułatwia wprowadzenie igły. Aby utrzymać mysz w bezruchu podczas iniekcji, umieść ją w plastikowym stabilizatorze, przekładając ogon przez specjalny otwór z tyłu.
Zidentyfikowanie właściwego naczynia jest niezbędne do pomyślnego wykonania iniekcji dożylnej. Upewnij się, że znalazłeś jedną z dwóch żył ogonowych po obu stronach ogona, a nie tętnicę znajdującą się po jego spodniej stronie.
Trzymając igłę ściętym końcem do góry, wprowadź ją do żyły. Jeśli igła została umieszczona prawidłowo, iniekcja spowoduje zmianę koloru żyły z ciemnoniebieskiego na bladobiały w miarę przemieszczania się preparatu przez naczynie.
Po każdej iniekcji wyrzuć igłę do pojemnika na odpady medyczne i ostre narzędzia bez nakładania nasadki. Nigdy nie używaj igły ponownie, ponieważ końcówki mogą się stępić i spowodować obrażenia u myszy.
Po zapoznaniu się z powszechnymi metodami iniekcji, przyjrzyjmy się praktycznym zastosowaniom eksperymentalnego podawania substancji.
W wielu eksperymentach myszy są zarażane określonym patogenem w celu zbadania postępu choroby, a także interakcji między gospodarzem a patogenem. Na przykład iniekcje podskórne bakterii opornych na antybiotyki powodują powstawanie zmian, których wielkość służy jako wskaźnik wirulencji patogenu. Alternatywnie, iniekcje w poduszkę stopy mogą być wykorzystywane do obrazowania na żywo rekrutacji komórek odpornościowych w miejscu infekcji.
Modele mysie są również przydatne w badaniu progresji nowotworów oraz metod terapeutycznych. W celu stworzenia takich modeli można zastosować iniekcje do szybkiego i efektywnego indukowania wzrostu nowotworów u myszy, zarówno poprzez podawanie związków kancerogennych, jak i implantację komórek nowotworowych do tkanek gospodarza.
Iniekcja nie jest jednak zawsze wymagana do podania substancji. Przykładowo, inokulacja donosowa może być stosowana do podawania badanej substancji do płuc, aby naśladować i badać postęp chorób układu oddechowego. Inna droga, gavage (zgłębnikowe podawanie), umożliwia bezpośrednie wprowadzenie substancji do żołądka, co zapewnia precyzyjne i dokładne dawkowanie, nieosiągalne przy podawaniu z pokarmem lub wodą.
Właśnie obejrzeli Państwo przegląd JoVE dotyczący wprowadzania czynników eksperymentalnych do organizmu myszy. W tym filmie omówiliśmy czynniki, które należy wziąć pod uwagę przy wyborze czynnika eksperymentalnego, narzędzia i strategie iniekcji u myszy oraz niektóre zastosowania tych kluczowych technik. Dziękujemy za uwagę!
Zaloguj się lub , aby uzyskać dostęp do pełnej treści. Dowiedz się więcej o dostępie Twojej instytucji do treści JoVE tutaj
Wiele eksperymentów opiera się na podawaniu substancji myszom. Często substancje te są wprowadzane w celu przetestowania ich wpływu na proces biologiczny. Mogą one również odgrywać istotną rolę w przygotowaniu zwierząt do doświadczeń. W tym filmie omówimy ważne kwestie dotyczące podawania substancji eksperymentalnych, narzędzia do ich aplikacji, niektóre konkretne drogi podania oraz zastosowania tych niezbędnych technik.
Jakie zatem czynniki należy wziąć pod uwagę podczas planowania podawania substancji eksperymentalnej?
Pierwszym z nich jest odpowiednia dawka. Zapewnienie właściwej dawki substancji, zazwyczaj obliczanej w stosunku do masy ciała zwierzęcia, ma kluczowe znaczenie.
Ważne jest również rozważenie drogi podania. O wyborze jednej z wielu dostępnych dróg podania decydują takie właściwości jak smakowitość substancji, jej lepkość, ilość do podania, tkanka docelowa oraz pożądana szybkość rozprowadzenia. W tym filmie skupimy się na iniekcji, która jest jedną z najskuteczniejszych metod dostarczania substancji.
Zanim omówimy sposób wykonywania iniekcji, zapoznajmy się z głównymi narzędziami stosowanymi w tej technice.
Zacznijmy od strzykawki. Ciecze znajdują się w cylindrze, który posiada skalę umożliwiającą dokładny pomiar objętości. Tłok dopasowany jest do cylindra i służy do przemieszczania jego zawartości. Z kolei końcówka strzykawki jest miejscem przyłączenia stopki igły. Na przeciwległym końcu trzpienia igły znajduje się ścięta końcówka. Zachowaj ostrożność, jest ona bardzo ostra!
Stopki igieł są oznaczone kolorami, aby odzwierciedlać ich rozmiar, czyli tzw. „gauge”; wyższe wartości gauge oznaczają mniejsze igły. Dobór rozmiaru zależy od planowanej drogi podania: im mniejszy lub bardziej wrażliwy obszar, tym mniejszej igły należy użyć.
Po wybraniu odpowiedniej igły i strzykawki do eksperymentu, nabierz preparat do cylindra, cofając tłok. Pęcherzyki powietrza wstrzyknięte wraz z preparatem mogą uszkodzić tkanki i zaszkodzić zwierzęciu doświadczalnemu. Dlatego odwróć strzykawkę i delikatnie stuknij w cylinder, aby pęcherzyki przemieściły się w stronę końcówki i uciekły. Jeśli to możliwe, wypuść niewielką ilość nadmiaru preparatu, aby upewnić się, że pęcherzyki zostały całkowicie usunięte.
Teraz, gdy strzykawka jest zablokowana i napełniona, jesteś prawie gotowy do wykonania iniekcji!
Przed rozpoczęciem ważne jest, aby założyć odpowiedni sprzęt ochrony osobistej, w tym rękawiczki. Niezbędne jest również właściwe obchodzenie się ze zwierzęciem, co nieco różni się w zależności od stosowanego miejsca iniekcji.
W przypadku iniekcji podskórnych, które często wykonuje się pod skórą szyi zwierzęcia, myszy unieruchamia się poprzez tzw. „scruffing” (chwyt za kark). Najpierw złap zwierzę za ogon i pozwól mu chwycić pokrywę klatki. Następnie mocno uchwyć skórę na karku, tworząc namiot z fałdu skórnego w obrębie łopatek zwierzęcia.
Igłę należy wprowadzić u podstawy utworzonego fałdu skóry, a preparat podać, wywierając mocny, stały nacisk na tłok. Wstrzyknięty płyn będzie powoli wchłaniany do krwiobiegu.
Iniekcje doszpikowe do jamy ciała są wchłaniane z prędkością podobną do wchłaniania po podaniu doustnym. Aby uzyskać dostęp do brzucha, odwróć unieruchomione za kark zwierzę i bezpiecznie wetknij ogon pod mały palec.
Następnie mentalnie podziel brzuch zwierzęcia na 4 kwadranty i wprowadź igłę w dolny lewy lub prawy kwadrant. Wywieraj mocny, stały nacisk na tłok, aby podać do kilkuset µL preparatu. Alternatywnie, iniekcje dożylne umożliwiają bardziej efektywne, systemowe podanie substancji eksperymentalnej.
Iniekcje IV najczęściej wykonuje się w żyłach ogonowych. Najpierw myszy ogrzewa się pod lampą grzewczą przez kilka minut, co powoduje rozszerzenie żył i ułatwia wprowadzenie igły. Aby utrzymać mysz w bezruchu podczas iniekcji, umieść ją w plastikowym stabilizatorze, przekładając ogon przez specjalny otwór z tyłu.
Zidentyfikowanie właściwego naczynia jest niezbędne do pomyślnego wykonania iniekcji dożylnej. Upewnij się, że znalazłeś jedną z dwóch żył ogonowych po obu stronach ogona, a nie tętnicę znajdującą się po jego spodniej stronie.
Trzymając igłę ściętym końcem do góry, wprowadź ją do żyły. Jeśli igła została umieszczona prawidłowo, iniekcja spowoduje zmianę koloru żyły z ciemnoniebieskiego na bladobiały w miarę przemieszczania się preparatu przez naczynie.
Po każdej iniekcji wyrzuć igłę do pojemnika na odpady medyczne i ostre narzędzia bez nakładania nasadki. Nigdy nie używaj igły ponownie, ponieważ końcówki mogą się stępić i spowodować obrażenia u myszy.
Po zapoznaniu się z powszechnymi metodami iniekcji, przyjrzyjmy się praktycznym zastosowaniom eksperymentalnego podawania substancji.
W wielu eksperymentach myszy są zarażane określonym patogenem w celu zbadania postępu choroby, a także interakcji między gospodarzem a patogenem. Na przykład iniekcje podskórne bakterii opornych na antybiotyki powodują powstawanie zmian, których wielkość służy jako wskaźnik wirulencji patogenu. Alternatywnie, iniekcje w poduszkę stopy mogą być wykorzystywane do obrazowania na żywo rekrutacji komórek odpornościowych w miejscu infekcji.
Modele mysie są również przydatne w badaniu progresji nowotworów oraz metod terapeutycznych. W celu stworzenia takich modeli można zastosować iniekcje do szybkiego i efektywnego indukowania wzrostu nowotworów u myszy, zarówno poprzez podawanie związków kancerogennych, jak i implantację komórek nowotworowych do tkanek gospodarza.
Iniekcja nie jest jednak zawsze wymagana do podania substancji. Przykładowo, inokulacja donosowa może być stosowana do podawania badanej substancji do płuc, aby naśladować i badać postęp chorób układu oddechowego. Inna droga, gavage (zgłębnikowe podawanie), umożliwia bezpośrednie wprowadzenie substancji do żołądka, co zapewnia precyzyjne i dokładne dawkowanie, nieosiągalne przy podawaniu z pokarmem lub wodą.
Właśnie obejrzeli Państwo przegląd JoVE dotyczący wprowadzania czynników eksperymentalnych do organizmu myszy. W tym filmie omówiliśmy czynniki, które należy wziąć pod uwagę przy wyborze czynnika eksperymentalnego, narzędzia i strategie iniekcji u myszy oraz niektóre zastosowania tych kluczowych technik. Dziękujemy za uwagę!
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: What factors should be considered when planning to administer an experimental agent to a mouse?
Key factors include the appropriate dose, calculated relative to the animal's weight, and the route of administration. The agent's properties—such as palatability, viscosity, and the amount to be administered—along with the target tissue and desired rate of dissemination, determine which administration route is most suitable for your experiment.
Q2: How do you prepare a syringe to remove air bubbles before injection?
After drawing the agent into the barrel by pulling back the plunger, invert the syringe and gently flick the barrel so bubbles move toward the tip and escape. If possible, expel some excess agent to ensure all bubbles are completely removed, since air bubbles injected with the agent can disrupt tissues and harm the animal.
Q3: What is the proper restraint technique for performing a subcutaneous injection in mice?
Hold the mouse by the tail and allow it to grip the cage lid. Then firmly grasp the scruff, raising a tent of skin across the animal's shoulders. Insert the needle at the base of the tented skin and apply firm, consistent pressure to the plunger to dispense the agent, which will be slowly absorbed into the bloodstream.
Q4: Why is warming mice under a heat lamp important before performing intravenous injections?
Warming mice under a heat lamp for a few minutes causes the veins to swell, making needle insertion easier and more successful. This preparation step is essential for identifying and accessing the correct tail veins, which are the most common sites for intravenous injections in mice.
Q5: How can you confirm that an intravenous injection has been placed correctly in the tail vein?
If the needle is correctly placed in the vein, injection will cause the vein to change from dark blue to pale white in color as the agent moves through the vessel. This color change indicates successful delivery and proper needle positioning in the caudal vein, not the artery on the underside of the tail.
Q6: What are some practical applications of subcutaneous and intraperitoneal injections in mouse research?
Subcutaneous injections of antibiotic-resistant bacteria can cause lesions whose size indicates pathogen virulence, while footpad injections enable live imaging of immune cell recruitment. Intraperitoneal injections are absorbed at a rate similar to ingestion and can deliver several hundred microliters of agent for studying disease progression and host-pathogen interactions.
Q7: What alternative routes of agent administration exist besides injection in mice?
Intranasal inoculation delivers agents directly to the lungs to mimic and study respiratory disease progression. Gavage allows direct administration of agent to the stomach, ensuring precise and accurate dosing not achievable through food- or water-based treatment, making it useful when exact dosing is critical.
Rozdziały w tym filmie
0:00
Overview
0:41
Planning the Administration of an Agent
1:28
Tools for Injection
2:53
Mouse Injection Methods
5:40
Applications
7:12
Summary