Name: Połączona fluorescencyjna hybrydyzacja in situ DNA-RNA (FISH) w celu zbadania inaktywacji chromosomu X w zróżnicowanych żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 54 s
Description: Poznaj metodę FISH do jednoczesnego wykrywania DNA i RNA w zróżnicowanych żeńskich komórkach macierzystych myszy. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów inaktywacji chromosomu X in situ.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują wszystkim byłym i obecnym członkom Wydziału Reprodukcji i Rozwoju Erasmus MC za pomocne i stymulujące dyskusje w ciągu ostatnich lat. Chcemy również podziękować trzem anonimowym recenzentom za pomocne opinie. Prace w laboratorium Gribnau są finansowane przez Holenderską Radę ds. Badań Naukowych (NWO-VICI) oraz grant ERBN dla początkujących naukowców.

1. Indukcja różnicowania w żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych w celu wywołania inaktywacji chromosomu X
UWAGA: Embrionalne komórki macierzyste samic myszy (dostępne na życzenie) są hodowane w standardowych warunkach komórek ES na żelatynizowanych szalkach hodowlanych pokrytych mysimi fibroblastami embrionalnymi (MEF). Zakładamy tutaj, że czytelnik jest zaznajomiony ze standardowymi technikami hodowli komórkowych39-41. Aby indukować różnicowanie, komórki ES hodowane na szalkach T25 zostaną oddzielone od MEF i zostaną posiane w pożywce różnicowej.
<ol>
	<li>Usunąć pożywkę ES z hodowli komórkowej ES i przemyć dwukrotnie PBS hodowli komórkowej.</li>
	<li>Dodać 1,5 ml trypsyny-EDTA (podgrzanej do temperatury 37 °C) i inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez 7 minut. Po 3,5 minuty delikatnie wstrząsnąć naczyniem, aby rozbić kolonie.</li>
	<li>Dezaktywuj trypsynę-EDTA, dodając do komórek 3,5 ml pożywki różnicującej. Pipetować komórki w górę i w dół, aby uzyskać roztwór jednokomórkowy, i zebrać w probówce o pojemności 15 ml. Wirować przez 5 minut przy 200 x g i zebrać komórki w 10 ml pożywki różnicującej.</li>
	<li>Dodać zawiesinę komórkową do nieżelatynizowanej naczyń hodowlanej i inkubować przez 1 godzinę w inkubatorze do hodowli komórkowych. UWAGA: MEF-y będą w stanie przylegać do nieżelatynizowanej płytki hodowlanej, podczas gdy komórki ES pozostaną w zawiesinie.</li>
	<li>W międzyczasie dodaj wysterylizowane szklane szkiełka nakrywkowe (24 x 24 mm) do płytek 6-dołkowych, dodaj 0,2% żelatyny i inkubuj przez minimum 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Po 1 godzinie zebrać supernatant z wstępnie posianej hodowli komórek ES, która będzie składać się głównie z nieprzylegających komórek ES. Umieścić komórki ES na 6-dołkowych płytkach zawierających szkiełka nakrywkowe. UWAGA: Użyj 1/6 częścizlewającej się płytki T25 na 6 dołków 6-dołkowej płytki. Pozwoli to na zlewające się różnicowanie długo po 3 dniach różnicowania. Zmieniaj medium codziennie. Aby uzyskać dłuższy czas różnicowania, należy wstępnie posiać komórki ES w pożywce różnicowej w szalkach bakteryjnych i inkubować na wytrząsarce komórek zintegrowanej z inkubatorem do hodowli komórkowych. Umożliwi to komórkom tworzenie ciał zarodkowych, które można posiać na szkiełkach nakrywkowych na 1-2 dni przed utrwaleniem.</li>
</ol>
2. Fiksacja zróżnicowanych komórek ES do późniejszej analizy DNA-RNA FISH
<ol>
	<li>Usunąć pożywkę różnicującą z kultur różnicujących i przemyć dwukrotnie PBS z kulturą komórkową. UWAGA: Ostrożnie dodaj PBS, aby zapobiec wypłukaniu komórek.</li>
	<li>Usuń PBS z hodowli komórkowej i utrwal komórki, dodając 4% paraformaldehydu (PFA)/PBS i inkubuj przez 10 minut w temperaturze pokojowej. UWAGA: PFA jest toksyczny i może powodować znaczne zagrożenie dla zdrowia podczas wdychania lub w kontakcie ze skórą lub oczami. Ponadto PFA jest rakotwórczy.</li>
	<li>Usuń 4% PFA/PBS i umyj szkiełka nakrywkowe 3x 70% etanolem. UWAGA: Prawidłowe mycie jest ważne, ponieważ wszelkie ślady PFA będą przeszkadzać w kolejnych krokach FISH. Szkiełka nakrywkowe mogą być przechowywane w 70% etanolu w temperaturze -20 °C przez kilka miesięcy przed analizą FISH.</li>
</ol>
3. Etykietowanie sond DNA do eksperymentów FISH
UWAGA: Uzyskaj fragment DNA interesującego nas genu (minimalna długość >2 kb dla RNA FISH, lub >20 kb dla DNA FISH), lub BAC pokrywający interesujący nas gen. Do wykrywania RNA może wystarczyć mniejsza sonda w porównaniu z detekcją DNA, ponieważ najprawdopodobniej transkrypcja spowoduje powstanie wielu transkryptów, które można wykryć jednocześnie. Aby uzyskać silny sygnał na pojedynczej kopii nici DNA, wymagana jest dłuższa sonda, aby móc wykryć wystarczającą liczbę włączonych haptenów. Najlepiej, aby do zaprojektowania sondy DNA wybrano nietranskrybowany region genomowy. Ponadto, przy użyciu mniejszej sondy do wykrywania RNA, nie będzie można dopuścić do tego, że loci genomowe, z których RNA jest transkrybowany, są wykrywane w połączonym podejściu DNA-RNA FISH, chociaż nie można tego całkowicie wykluczyć. Do wykrycia >mysiego Xist użyto sondy cDNA o wielkości 5,5 kb. Do wykrywania chromosomu X można użyć kilku sond BAC. Dobre wyniki uzyskano z mieszaniną BAC RP23-100E1 i BAC CT7-474E4, które znajdują się w bliskiej odległości od locus Xist. W zależności od genu lub chromosomu, który jest przedmiotem zainteresowania, może być wymaganych kilka różnych sond w celu uzyskania optymalnych wyników. Za każdym razem, gdy pracujesz z materiałami, które będą używane do RNA-FISH, używaj sterylnych końcówek filtrujących, wolnych od RNAzyH2Oi pracuj w czystym środowisku.
<ol>
	<li>Pobrać 1 μg DNA i rozcieńczyć wH2Ow całkowitej objętości 16 μl. Dodać 4 μl digoksygeniny lub roztworu do znakowania biotyny (patrz odczynniki), wymieszać przez wirowanie i inkubować w temperaturze 16 °C przez 90 min. UWAGA: Nukleotydy znakowane biotyną lub digoksygeniną zostaną teraz włączone przez translację nick-translacji.</li>
	<li>W międzyczasie przygotuj kolumny G50 w celu usunięcia niezintegrowanych nukleotydów. Weź strzykawkę o pojemności 2 ml, wyjmij stempel i dodaj do strzykawki wysterylizowaną bawełnę. Dodać kulki G50 do roztworu, aby napełnić strzykawkę, umieścić strzykawkę w probówce o pojemności 15 ml i odwirować przy 642 x g przez 1 min. UWAGA: Około 80% strzykawki powinno być teraz wypełnione G50. Powtórz tę czynność, gdy obecna jest mniejsza ilość G50.</li>
	<li>Po 90 minutach dodać 40 μlH2Odo mieszaniny reakcyjnej z zagłębieniem i dodać reakcję do kolumny G50. Dodać pustą probówkę pod kolumnę i odwirować przy 642 x g przez 2 minuty. Zebrać przepływ w probówce reakcyjnej.</li>
	<li>Zmierzyć objętość przepływającego przepływu za pomocą pipety i dodaćH2O, aby uzyskać całkowitą objętość 200 μl. Wytrącić przepływ, dodając 13,3 μl DNA plemników łososia (10 mg/ml), 13,3 μl tRNA drożdży (10 mg/ml), 26,7 μl mysiego DNA Cot-1 (1 mg/ml) i 28 μl 2 M NaAc, Odczyn pH 5,6. Wymieszaj przez wirowanie i dodaj 533 μl lodowatego 100% etanolu. Wstrząsnąć probówką i odwirować przy 16 200 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Usunąć supernatant i dwukrotnie przemyć osad 70% etanolem. Wirować przy 16 200 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C i wysuszyć osad na powietrzu. Dodać 50 μl roztworu hybrydyzacyjnego 50+ i inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut, aby ułatwić rozpuszczenie. UWAGA: Oznakowana sonda może być przechowywana przez kilka lat w temperaturze -20 °C. UWAGA: Roztwór hybrydyzacyjny 50+ zawiera formamid, który jest toksyczny, może podrażniać skórę, oczy i układ oddechowy, a także jest teratogenem.</li>
</ol>
4. Permeabilizacja, obróbka wstępna i hybrydyzacja stałych komórek dla połączonych ryb DNA-RNA
<ol>
	<li>Utrwalone komórki na szkiełkach nakrywkowych należy ponownie uwodnić, usuwając 70% etanolu i dodając PBS z hodowli komórkowych do płytek 6-dołkowych. Inkubować przez 5 minut. Powtórz w sumie trzy razy.</li>
	<li>Usuń PBS z hodowli komórkowej i dodaj 0,2% pepsyny do płytek 6-dołkowych, aby przepuszczalność komórek. Inkubować płytki 6-dołkowe w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C przez 4 minuty. Usuń pepsynę i dezaktywuj za pomocą H2O wolnego od RNA.</li>
	<li>Komórki po utrwaleniu przez inkubację z 4% PFA/PBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Po utrwaleniu przemyć dwukrotnie hodowlą komórkową PBS przez 5 minut.</li>
	<li>Odwodnić komórki, inkubując z 70% etanolem przez 3 minuty, 90% etanolem przez 3 minuty i 100% etanolem przez 3 minuty. Przenieś szkiełka nakrywkowe z płytek 6-dołkowych i susz szkiełka nakrywkowe na powietrzu przez kilka minut.</li>
	<li>Starzenie komórek poprzez inkubację szkiełek nakrywkowych w temperaturze 65 °C przez 1 godzinę na płycie grzewczej.</li>
	<li>Wstępnie zhybrydyzuj sondę FISH z mysim DNA Cot-1, dodając do każdego analizowanego szkiełka nakrywkowego 25 μl roztworu hybrydyzacyjnego 50+, 0,5 μl mysiego DNA Cot-1, 1 μl sondy Xist znakowanej biotyną i 1 μl sondy BAC znakowanej digoksygeniną wykrywającej chromosom X. Mieszać przez wirowanie i denaturować w temperaturze 99 °C przez 5 minut. Natychmiast inkubować w temperaturze 37 °C przez 45 minut, aby umożliwić hybrydyzację DNA Cot-1 w celu powtórzenia sekwencji obecnych w sondach.</li>
	<li>Po leżakowaniu nanieść 50 μl buforu denaturacyjnego (składającego się z 70% formamidu/2x SSC/10 mM buforu fosforanowego) na szkiełku podstawowym i położyć szkiełka nakrywkowe na wierzchu z komórkami skierowanymi w stronę buforu denaturacji. Inkubować w temperaturze 65 °C przez 2 minuty.</li>
	<li>Dodaj szkiełka nakrywkowe z powrotem do płytek 6-dołkowych i post-fix komórki, inkubując w lodowatym 70% etanolu przez 5 minut.</li>
	<li>Odwodnić komórki, a następnie inkubować w 70% etanolu przez 3 minuty, 90% etanolu przez 3 minuty i 100% etanolu przez 3 minuty. Usuń szkiełka nakrywkowe z płytek 6-dołkowych i pozostaw do wyschnięcia na powietrzu przez kilka minut.</li>
	<li>Umieść wstępnie zhybrydyzowaną sondę na szklanym szkiełku i inkubuj szkiełko nakrywkowe na wierzchu. Umieścić szkiełka w wilgotnej komorze wypełnionej 50 ml 50% formamidu/2x SSC i inkubować przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
</ol>
5. Mycie po hybrydyzacji i wykrywanie sondy za pośrednictwem przeciwciał
<ol>
	<li>Napełnić płytki 6-dołkowe 2x SSC i wstępnie ogrzać do 42 °C. Po całonocnej inkubacji dodać szkiełka nakrywkowe i inkubować w temperaturze 42 °C przez 5 minut.</li>
	<li>Usunąć 2x SSC i inkubować szkiełka nakrywkowe z 50% formamidem/2x SSC przez 10 minut w temperaturze 42 °C. Powtórzyć w sumie 3 razy (łącznie 30 minut mycia).</li>
	<li>Usuń 50% formamidu/2x SSC i myj szkiełka za pomocą Tris-saline-Tween (TST) przez 2 x 5 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Umieścić 50 μl Tris-saline-BSA (TSBSA) na szkiełku nakrywkowym na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami w celu zablokowania przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl przeciwciała zapobiegającego kopaniu owiec (1:500 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na pierwszym etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej przez TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl przeciwciała przeciwko owcom królika sprzężonego z FITC (1:250 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na drugim etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej przez TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl koziego przeciwciała anty-królika sprzężonego z FITC (1:250 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na trzecim etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej przez TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl mysiego przeciwciała anty-biotyny (1:200 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na czwartym etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl przeciwciała przeciwko myszom osła sprzężonego z rodaminą (1:250 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na piątym etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej TST.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST.</li>
	<li>Umieścić 50 μl koziego przeciwciała przeciwko koniom sprzężonego z rodaminą (1:250 w TSBSA) na szkiełko nakrywkowe na nowych szkiełkach podstawowych i inkubować szkiełka nakrywkowe do góry nogami na szóstym etapie inkubacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemnej komorze nawilżanej przez TST. UWAGA: przeciwciało przeciwko kozom rozpozna przeciwciało przeciwko osłu przeciwko myszy; Gdy jest dostępne dla badacza, przeciwciało przeciwko kozom również będzie działać.</li>
	<li>Przenieść szkiełka nakrywkowe z powrotem na płytki 6-dołkowe i przemyć 2 x 5 minut za pomocą TST. Umyj dodatkowe 5 minut solą fizjologiczną Tris (TS).</li>
	<li>Odwodnić komórki, a następnie inkubować w 70% etanolu przez 3 minuty, 90% etanolu przez 3 minuty i 100% etanolu przez 3 minuty. Usuń szkiełka nakrywkowe z płytek 6-dołkowych i pozostaw do wyschnięcia na powietrzu przez kilka minut.</li>
	<li>Umieść kroplę podłoża montażowego z DAPI (patrz odczynniki) na szkiełku podstawowym i dodaj szkiełko nakrywkowe do góry nogami na górze. Uszczelnij szkiełka lakierem do paznokci i oceń wyniki FISH za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej (ryc. 1).</li>
</ol>

<ol><li>Rudkin, G. T., Stollar, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+detection+of+DNA-RNA+hybrids+in+situ+by+indirect+immunofluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">High resolution detection of DNA-RNA hybrids in situ by indirect immunofluorescence.</a> Nature. 265, 472-473 (1977).</li>
<li>Imataka, G., Arisaka, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+analysis+using+spectral+karyotyping+%28SKY%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biochem+Biophys%22%5BJournal%5D)">Chromosome analysis using spectral karyotyping (SKY).</a> Cell Biochem Biophys. 62, 13-17 (2012).</li>
<li>Ross, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Report+from+the+European+Myeloma+Network+on+interphase+FISH+in+multiple+myeloma+and+related+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Haematologica%22%5BJournal%5D)">Report from the European Myeloma Network on interphase FISH in multiple myeloma and related disorders.</a> Haematologica. 97, 1272-1277 (2012).</li>
<li>Mastenbroek, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preimplantation+genetic+screening%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis+of+RCTs%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Reprod+Update%22%5BJournal%5D)">Preimplantation genetic screening: a systematic review and meta-analysis of RCTs.</a> Hum Reprod Update. 17, 454-466 (2011).</li>
<li>Martins-Taylor, K., Xu, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concise+review%3A+Genomic+stability+of+human+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Concise review: Genomic stability of human induced pluripotent stem cells.</a> Stem Cells. 30, 22-27 (2012).</li>
<li>Rens, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+and+evolution+of+the+duck-billed+platypus+karyotype+with+an+X1Y1X2Y2X3Y3X4Y4X5Y5+male+sex+chromosome+constitution%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Resolution and evolution of the duck-billed platypus karyotype with an X1Y1X2Y2X3Y3X4Y4X5Y5 male sex chromosome constitution.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 16257-16261 (2004).</li>
<li>Munsky, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+gene+expression+noise+to+understand+gene+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Using gene expression noise to understand gene regulation.</a> Science. 336, 183-187 (2012).</li>
<li>Miyanari, Y., Torres-Padilla, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+ground-state+pluripotency+by+allelic+regulation+of+Nanog%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Control of ground-state pluripotency by allelic regulation of Nanog.</a> Nature. 483, 470-473 (2012).</li>
<li>Kwon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+fluorescence+in+situ+hybridization%3A+quantitative+imaging+of+single+RNA+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22BMB+Rep%22%5BJournal%5D)">Single-molecule fluorescence in situ hybridization: quantitative imaging of single RNA molecules.</a> BMB Rep. 46, 65-72 (2013).</li>
<li>Ji, N., van Oudenaarden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+molecule+fluorescent+in+situ+hybridization+%28smFISH%29+of+C.+elegans+worms+and+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Single molecule fluorescent in situ hybridization (smFISH) of C. elegans worms and embryos.</a> WormBook. , 1-16 (2012).</li>
<li>Femino, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+single+RNA+transcripts+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Visualization of single RNA transcripts in situ.</a> Science. 280, 585-590 (1998).</li>
<li>Buongiorno-Nardelli, M., Amaldi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autoradiographic+detection+of+molecular+hybrids+between+RNA+and+DNA+in+tissue+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Autoradiographic detection of molecular hybrids between RNA and DNA in tissue sections.</a> Nature. 225, 946-948 (1970).</li>
<li>Gall, J. G., Pardue, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+and+detection+of+RNA-DNA+hybrid+molecules+in+cytological+preparations%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Formation and detection of RNA-DNA hybrid molecules in cytological preparations.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 63, 378-383 (1969).</li>
<li>John, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA-DNA+hybrids+at+the+cytological+level%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">RNA-DNA hybrids at the cytological level.</a> Nature. 223, 582-587 (1969).</li>
<li>Bauman, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+fluorescence+microscopical+localization+of+specific+DNA+sequences+by+in+situ+hybridization+of+fluorochromelabelled+RNA%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">A new method for fluorescence microscopical localization of specific DNA sequences by in situ hybridization of fluorochromelabelled RNA.</a> Exp Cell Res. 128, 485-490 (1980).</li>
<li>Wiegant, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+hybridization+with+fluoresceinated+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">In situ hybridization with fluoresceinated DNA.</a> Nucleic Acids Res. 19, 3237-3241 (1991).</li>
<li>Langer, P. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymatic+synthesis+of+biotin-labeled+polynucleotides%3A+novel+nucleic+acid+affinity+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Enzymatic synthesis of biotin-labeled polynucleotides: novel nucleic acid affinity probes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 78, 6633-6637 (1981).</li>
<li>Manuelidis, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+mapping+of+satellite+DNA+using+biotin-labeled+DNA+probes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">High-resolution mapping of satellite DNA using biotin-labeled DNA probes.</a> J Cell Biol. 95, 619-625 (1982).</li>
<li>Kislauskis, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoform-specific+3%27-untranslated+sequences+sort+alpha-cardiac+and+beta-cytoplasmic+actin+messenger+RNAs+to+different+cytoplasmic+compartments%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Isoform-specific 3'-untranslated sequences sort alpha-cardiac and beta-cytoplasmic actin messenger RNAs to different cytoplasmic compartments.</a> J Cell Biol. 123, 165-172 (1993).</li>
<li>Singer, R. H., Ward, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actin+gene+expression+visualized+in+chicken+muscle+tissue+culture+by+using+in+situ+hybridization+with+a+biotinated+nucleotide+analog%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Actin gene expression visualized in chicken muscle tissue culture by using in situ hybridization with a biotinated nucleotide analog.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79, 7331-7335 (1982).</li>
<li>Corput, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+in+situ+hybridization+using+horseradish+peroxidase-labeled+oligodeoxynucleotides+and+tyramide+signal+amplification+for+sensitive+DNA+and+mRNA+detection%5BTitle%5D)+AND+%22Histochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescence in situ hybridization using horseradish peroxidase-labeled oligodeoxynucleotides and tyramide signal amplification for sensitive DNA and mRNA detection.</a> Histochem Cell Biol. 110, 431-437 (1998).</li>
<li>Jonkers, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNF12+is+an+X-Encoded+dose-dependent+activator+of+X+chromosome+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">RNF12 is an X-Encoded dose-dependent activator of X chromosome inactivation.</a> Cell. 139, 999-101 (2009).</li>
<li>Barakat, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNF12+activates+Xist+and+is+essential+for+X+chromosome+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">RNF12 activates Xist and is essential for X chromosome inactivation.</a> PLoS Genet. 7, (2011).</li>
<li>Gontan, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNF12+initiates+X-chromosome+inactivation+by+targeting+REX1+for+degradation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">RNF12 initiates X-chromosome inactivation by targeting REX1 for degradation.</a> Nature. 485, 386-390 (2012).</li>
<li>Lyon, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+action+in+the+X-chromosome+of+the+mouse+%28Mus+musculus+L%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Gene action in the X-chromosome of the mouse (Mus musculus L).</a> Nature. 190, 372-373 (1961).</li>
<li>Barakat, T. S., Gribnau, J. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((chromosome+inactivation+in+the+cycle+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">chromosome inactivation in the cycle of life.</a> Development. 139, 2085-2089 (2012).</li>
<li>Augui, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+X-chromosome+inactivation+by+the+X-inactivation+centre%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Regulation of X-chromosome inactivation by the X-inactivation centre.</a> Nat Rev Genet. 12, 429-442 (2011).</li>
<li>Brown, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+gene+from+the+region+of+the+human+X+inactivation+centre+is+expressed+exclusively+from+the+inactive+X+chromosome%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A gene from the region of the human X inactivation centre is expressed exclusively from the inactive X chromosome.</a> Nature. 349, 38-44 (1991).</li>
<li>Brockdorff, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conservation+of+position+and+exclusive+expression+of+mouse+Xist+from+the+inactive+X+chromosome%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Conservation of position and exclusive expression of mouse Xist from the inactive X chromosome.</a> Nature. 351, 329-331 (1991).</li>
<li>Borsani, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+murine+gene+expressed+from+the+inactive+X+chromosome%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Characterization of a murine gene expressed from the inactive X chromosome.</a> Nature. 351, 325-329 (1991).</li>
<li>Barakat, T. S., Gribnau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+chromosome+inactivation+and+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Exp+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">X chromosome inactivation and embryonic stem cells.</a> Adv Exp Med Biol. 695, 132-154 (2010).</li>
<li>Chaumeil, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+role+for+Xist+RNA+in+the+formation+of+a+repressive+nuclear+compartment+into+which+genes+are+recruited+when+silenced%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">A novel role for Xist RNA in the formation of a repressive nuclear compartment into which genes are recruited when silenced.</a> Genes Dev. 20, 2223-2237 (2006).</li>
<li>Okamoto, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eutherian+mammals+use+diverse+strategies+to+initiate+X-chromosome+inactivation+during+development%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Eutherian mammals use diverse strategies to initiate X-chromosome inactivation during development.</a> Nature. 472, 370-374 (2011).</li>
<li>Gribnau, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+chromosome+choice+occurs+independently+of+asynchronous+replication+timing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">X chromosome choice occurs independently of asynchronous replication timing.</a> J Cell Biol. 168, 365-373 (2005).</li>
<li>Namekawa, S. H., Lee, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+nascent+RNA%2C+single-copy+DNA+and+protein+localization+by+immunoFISH+in+mouse+germ+cells+and+preimplantation+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Detection of nascent RNA, single-copy DNA and protein localization by immunoFISH in mouse germ cells and preimplantation embryos.</a> Nat Protoc. 6, 270-284 (2011).</li>
<li>Van Tine, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+in+situ+detection+of+RNA%2C+DNA%2C+and+protein+using+tyramide-coupled+immunofluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous in situ detection of RNA, DNA, and protein using tyramide-coupled immunofluorescence.</a> Methods Mol Biol. 292, 215-230 (2005).</li>
<li>Pollex, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-Cell+Imaging+Combined+with+Immunofluorescence%2C+RNA%2C+or+DNA+FISH+to+Study+the+Nuclear+Dynamics+and+Expression+of+the+X-Inactivation+Center%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Live-Cell Imaging Combined with Immunofluorescence, RNA, or DNA FISH to Study the Nuclear Dynamics and Expression of the X-Inactivation Center.</a> Methods Mol Biol. 1042, 13-31 (2013).</li>
<li>Chaumeil, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+immunofluorescence%2C+RNA+fluorescent+in+situ+hybridization%2C+and+DNA+fluorescent+in+situ+hybridization+to+study+chromatin+changes%2C+transcriptional+activity%2C+nuclear+organization%2C+and+X-chromosome+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Combined immunofluorescence, RNA fluorescent in situ hybridization, and DNA fluorescent in situ hybridization to study chromatin changes, transcriptional activity, nuclear organization, and X-chromosome inactivation.</a> Methods Mol Biol. 463, 297-308 (2008).</li>
<li>Lin, S., Talbot, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+culturing+mouse+and+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Methods for culturing mouse and human embryonic stem cells.</a> Methods Mol Biol. 690, 31-56 (2011).</li>
<li>Meissner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+and+manipulation+of+murine+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Derivation and manipulation of murine embryonic stem cells.</a> Methods Mol Biol. 482, 3-19 (2009).</li>
<li>Nichols, J., Ying, Q. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+and+propagation+of+embryonic+stem+cells+in+serum-+and+feeder-free+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Derivation and propagation of embryonic stem cells in serum- and feeder-free culture.</a> Methods Mol Biol. 329, 91-98 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Połączone DNA-RNA FISH może być wyzwaniem technicznym, ponieważ warunki odpowiednie dla DNA FISH mogą być zbyt surowe dla mniej stabilnych cząsteczek RNA. Zastosowano kilka podejść do badania zarówno DNA, jak i RNA w tej samej komórce, omijając potrzebę jednoczesnej inkubacji z sondami wykrywającymi zarówno DNA, jak i RNA. Na przykład w podejściu polegającym na nałożeniu najpierw wykonuje się RNA FISH, a następnie obrazuje się komórki i pobiera współrzędne. Następnie te same szkiełka są używane do DNA FISH, podczas który...

Badanie komórek i tkanek za pomocą fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) pozwoliło, od czasu jej wprowadzenia pod koniec lat siedemdziesiątych1, badaczom badać geny, organizację chromatyny i ekspresję genów na poziomie subkomórkowym. DNA FISH jest często stosowany w cytogenetyce, kariotypowaniu2, diagnostyce nowotworów3 i preimplantacyjnych badaniach genetycznych4 i odgrywa ważną rolę w badaniach molekularnych5-6, ponieważ umożliwia wykrywanie kwasów nukleinowych w ich naturalnym środowisku. Analiza ekspresji pojedynczej komórki za pomocą RNA FISH może wykryć natywne pierwotne transkrypty i niekodujące RNA transkrybowane z chromosomów i oferuje korzyści innym technikom, które oceniają ekspresję genów na poziomie populacji, w tym na przykład ilościowemu RT-PCR, analizie ekspresji całego genomu lub Northern blotting. Wizualizując transkrypty RNA pochodzące bezpośrednio z miejsc ich pochodzenia, zauważono na przykład, że ekspresja genów jest stochastyczna7, a czasami może być specyficzna dla alleli8. Udoskonalenia w tej technice pozwoliły nawet na wykrycie i kwantyfikację pojedynczych cząsteczek mRNA w komórkach9-11.
Podstawowa zasada działania FISH polega na hybrydyzacji kwasów nukleinowych w komórce z sondą kwasów nukleinowych za pomocą wysoce specyficznego parowania zasad Watsona i Cricka. Sonda może być wykrywana bezpośrednio lub pośrednio, co skutkuje sygnałem, który można wizualizować pod mikroskopem. Początkowe próby polegały na radioaktywnie znakowanych sondach, które miały wady związane z kwestiami bezpieczeństwa, ograniczoną rozdzielczością przestrzenną i możliwością wykrywania tylko jednego celu na raz12-14. Późniejszy rozwój nieradioaktywnych znaczników, w tym fluorochromów, haptenów i enzymów, pozwolił na szerokie zastosowanie FISH jako rutynowej techniki biologii molekularnej. Sonda FISH może być albo bezpośrednio znakowana fluorochromami poprzez chemiczne łączenie cząsteczek fluorescencyjnych z sekwencjami kwasów nukleinowych15 i integrację znakowanych fluorescencyjnie nukleotydów16-19, albo sonda może być pośrednio wizualizowana po integracji haptenów (w tym biotyny i digoksygeniny) i immunologicznej detekcji haptenów przez przeciwciała specyficzne dla haptenów sprzężone z fluorescencyjnymi cząsteczkami reporterowymi20-21. To ostatnie podejście pozwala na wzmocnienie sygnału poprzez użycie kilku warstw znakowanych fluorescencyjnie przeciwciał, które są używane do wzmocnienia oryginalnego sygnału i umożliwia wykrywanie gatunków RNA, które ulegają ekspresji na niskich poziomach. Łącząc techniki etykietowania bezpośredniego i pośredniego oraz różne hapteny, kilka celów może być jednocześnie wizualizowanych w tej samej komórce.
Jednym z najważniejszych kroków w protokołach FISH jest hybrydyzacja sondy do jej celu. Chociaż teoretycznie sonda będzie specyficznie wiązać się tylko ze swoim celem, w praktyce ta specyficzność nie zawsze jest osiągana, ponieważ sondy mogą wiązać się z regionami homologicznymi, a warunki hybrydyzacji nie zawsze będą idealne dla określonego regionu DNA lub gatunku RNA. Mycie po hybrydyzacji ma zatem szczególne znaczenie, ponieważ może zwiększyć rygorystyczność procedury FISH i może zapobiec niespecyficznemu wiązaniu sond FISH, co skutkowałoby wysokim poziomem szumu tła. Ponieważ cząsteczki RNA są jednoniciowe, można je łatwo zhybrydyzować z sondą FISH. W przeciwieństwie do tego, dwuniciowa cząsteczka DNA najpierw potrzebuje etapu denaturacji, po którym sonda może się hybrydyzować. Zwykle osiąga się to poprzez podgrzanie próbki, co powoduje denaturację DNA. Jednak w tych trudnych warunkach kruche, jednoniciowe cząsteczki RNA mogą zostać utracone. W związku z tym połączone DNA-RNA FISH wymaga znacznej optymalizacji warunków i jest trudniejsze technicznie w porównaniu z oddzielnym wykrywaniem tylko RNA lub DNA.
Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół połączonego, jednoczesnego DNA-RNA RYB, który pozwolił nam badać inaktywację chromosomu X (XCI) w różnicowaniu żeńskich embrionalnych komórek macierzystych myszy22-24. XCI jest kluczowym mechanizmem epigenetycznym dla rozwoju embrionalnego samic25 i powoduje heterochromatynizację, a tym samym wyciszenie jednego z dwóch chromosomów X u samic26-27. Niezbędne w tym procesie jest niekodujące RNA Xist28-30, które jest regulowane przez białka RNF1222-23 i REX124. Ekspresja Xist ulega zwiększeniu na przyszłym nieaktywnym chromosomie X (Xi) podczas rozwoju embrionalnego lub po różnicowaniu komórek ES in vitro i może rozprzestrzeniać się wzdłuż chromosomu X, a tym samym przyciągać enzymy przebudowujące chromatynę, co powoduje wyłączenie transkrypcji chromosomuX 31. To rozprzestrzenianie się RNA Xist może być wizualizowane przez RNA FISH jako powłoka chromosomu X, który jest również określany jako chmura Xist. Ponieważ żeńskie komórki ES mogą stracić jeden ze swoich chromosomów X z powodu niestabilności genomu, my i inni zastosowaliśmy połączone DNA-RNA FISH do badania XCI, aby upewnić się, że tylko kariotypowo stabilne komórki są oceniane w analizie tego ważnego procesu22,32-34. Podobnie jak w przypadku każdej techniki biologii molekularnej, opublikowano kilka różnych doskonałych protokołów35-38. Tutaj przedstawiamy naszą metodę, zaczynając od indukcji różnicowania w mysich komórkach ES, utrwalenia komórek, znakowania sond FISH przez translację Nicka, wstępnej obróbki utrwalonych komórek w celu umożliwienia przepuszczalności i późniejszego wychwytu sondy, hybrydyzacji sondy do celu, a na końcu wykrywania sondy przez przeciwciała znakowane fluorescencyjnie. Przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół pozwala na wierne wykrycie RNA Xist i chromosomu X w ciągu dwóch dni, a podstawy tej techniki mogą być prawdopodobnie zaadaptowane do innych systemów i obszarów badań.

<table><tbody><tr><td>żeńskie embrionalne komórki</td><td></td><td></td> macierzyste <td>myszy zostaną udostępnione na żądanie</td></tr><tr>,<td>fibroblasty</td><td></td><td></td> embrionalne myszy <td>mogą pochodzić z zarodków E13,5 lub ze źródeł komercyjnych np. </td></tr><tr><td>Pożywka</td><td></td><td></td> <td>do hodowli komórek Millipore ESDMEM, 15% płodowa surowica cielęca, 100 U/ml penicyliny, 100 mg/ml streptomycyny, aminokwasy endogenne, 0,1 mM &#947;-merkaptoetanol i 1,000 U/ml LIF. Filtruj, sterylizuj i przechowuj w 4 &#176; C maksymalnie 2 tygodnie.</td></tr><tr><td>LIF</td><td>Chemicon</td><td>ESG1107</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>11960085</td><td></td></tr><tr><td>Surowica na cielęce płodu</td><td>Invitrogen</td><td>10099141</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina&ndash; streptomycyna (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Aminokwasy endogenne</td><td>Invitrogen</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>&#947;-merkaptoetanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7522</td><td></td></tr><tr><td>ES pożywka</td><td></td><td></td> różnicowania komórek <td>IMDM-Glutamax, 15% inaktywowana termicznie płodowa surowica cielęca, 100 U/ml penicyliny, 100 mg/ml streptomycyna, aminokwasy endogenne, 37,8 i #956; l/L monotioglicerol i 50 &#956; g/ml kwas askorbinowy</td></tr><tr><td>IMDM-Glutamax</td><td>Invitrogen</td><td>31980-030</td><td></td></tr><tr><td>Kwas askorbinowy (50 mg/ml)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4403</td><td></td></tr><tr><td>monotioglicerol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M6145</td><td></td></tr><tr><td>T25 naczynia do hodowli komórkowych</td><td>Greiner Bio-one</td><td>690160</td><td></td></tr><tr><td>6-dołkowe naczynia do hodowli komórkowych</td><td>Greiner Bio-one</td><td>662160</td><td></td></tr><tr><td>klasa hodowli komórkowej PBS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8537</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna-EDTA 0,25% (v/v) trypsyna/0,2% (w/v) EDTA w PBS</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>Probówki Falcon</td><td>Falcon</td><td>352196</td><td></td></tr><tr><td>24 x 24 mm Szkiełka nakrywkowe</td><td>Menzle</td><td>780882</td><td></td></tr><tr><td>żelatyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G1890-100G</td><td>przygotować 0,2% roztwór żelatyny/hodowli komórkowej PBS i autoklaw</td></tr><tr><td>Pepsyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7000</td><td>Rozcieńczony do 0,2% w 0,01 M HCl (pH 2,0)</td></tr><tr><td>absolutny 100% etanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32221-2,5L</td><td>wykorzystuje absolutną 100% wodę wolną od etanolu i RNAzy do produkcji 70% i 90% roztworów etanolu</td></tr><tr><td>Sterylne końcówki filtra</td> Baxter TKF7114 <td></td><td>Baxter Rainin Bio Clean GP-L10F, GP-L200F, RT-1000F</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do etykietowania digoksygeniny (tłumaczenie DIG-Nick)</td><td>Zestaw</td><td></td> do etykietowania biotyny 11745816910 <td></td>Roche</tr><tr><td>(tłumaczenie Biotyny Nick)</td><td>Roche</td><td></td> 11745824910 <td></td></tr><tr><td>Sephadex G50</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5080</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 2 ml</td><td>BD Plastipak</td><td>300013</td><td></td></tr><tr><td>probówki Eppendorf z bawełnianej sterylizowanej bawełny</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf</td><td></td><td></td><td></td>30120086</tr><tr><td>drożdże tRNA 10 mg/ml</td><td>Invitrogen</td><td>15401-029</td><td></td></tr><tr><td>DNA plemników łososia 10 mg/ml</td><td>Invitrogen</td><td>15632-011</td><td></td></tr><tr><td>mysie cot-1 DNA 1 mg/ml</td><td>Invitrogen</td><td>18440-016</td><td></td></tr><tr><td>Mikrowirówka stołowa Eppendorf</td><td></td><td>Model 5417R</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf wirówka z chłodzeniem Eppendorf</td><td></td><td>Model 5810R</td><td></td></tr><tr><td>2 M NaAc, pH 5,6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7670</td><td></td></tr><tr><td>50+ roztwór</td><td></td><td></td> hybrydyzacyjny <td>50% formamidu, 2x SSC, 50 mM bufor fosforanowy pH 7, 10% siarczan dekstranu pH 7</td></tr><tr><td>formamid</td><td>Acros organics</td><td>3272350000</td><td></td></tr><tr><td>siarczan dekstranu</td><td>Fluka</td><td>31403</td><td></td></tr><tr><td>10 mM bufor fosforanowy, pH 7</td><td></td><td></td><td>dodać 57,7 ml 1 M Na2HPO4 i 42,3 ml 1 M NaH2PO4; użyć uzdatnionej wody DEPC i autoklawu</td></tr><tr>bufor <td></td><td></td><td>denaturacyjny</td><td>70% formamidu/2x SSC/10 mM bufor fosforanowy pH 7</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2287</td><td></td></tr><tr><td>2 M Tris pH 7,5 roztwór</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tris-saline-Tween roztwór myjący (TST)</td><td></td><td></td><td>100 ml 10x sól fizjologiczna, 50 ml 2M Tris, 500 &#956; l Tween-20, dodaj wodę wolną od RNAzy do 1 L</td></tr><tr><td>10x roztwór</td><td></td><td></td> soli <td>rozpuść 85 g NaCl w 1 L Wolne od RNA>2<O i autoklaw</td></tr><tr><td>Tris-saline-BSA (TSBSA)</td><td></td><td></td><td>500 i #956; l 10x sól fizjologiczna, 250 &#956; l 2 M Tris, 1 ml 100x BSA, 3,25 ml wolne od RNAzy H2O</td></tr><tr><td>BSA, oczyszczone, 100x</td><td>New England Biolabs</td><td>B9001S</td><td></td></tr><tr><td>owce przeciwciało anty-dig</td><td>Diagnostyka</td><td></td> Roche <td>1:500 rozcieńczone w TSBSA</td></tr><tr><td>przeciwciało przeciwko owcom skoniugowane z FITC</td><td>Jackson labs</td><td></td><td>stosować 1:250 rozcieńczone w TSBSA</td></tr><tr><td>kozie przeciwciało anty-królikowe skoniugowane z FITC</td><td>Jackson laboratoria</td><td></td><td>używają 1:250 rozcieńczone w TSBSA</td></tr><tr><td>mysie przeciwciało anty-biotynowe</td><td>Diagnostyka</td><td></td> Roche <td>zastosowanie 1:200 rozcieńczone w TSBSA przeciwciało</td></tr><tr><td>osła-anty-myszy skoniugowane z Rhodaminą</td><td>Jackson laboratoria</td><td></td><td>używają 1:250 rozcieńczone w TSBSA</td></tr><tr><td>kozie przeciwciało anty-końskie sprzężone z Rhodamine</td><td>Jackson labors</td><td></td><td>używają 1:250 rozcieńczone w TSBSA</td></tr><tr><td>Tris-roztwór myjący soli fizjologicznej (TS)</td><td></td><td></td><td>10 ml 10 x sól fizjologiczna, 5 ml 2 M Tris, 85 ml wolne od RNA H2O</td></tr><tr><td>Podłoże montażowe Vectashield z lakierem</td> do paznokci <td></td><td></td> DAPI Vectorlabs H-1200 <td></td></tr><tr><td>fluorescencyjny miscroscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

połączona fluorescencyjna hybrydyzacja in situ dna-rna (fish) w celu zbadania inaktywacji chromosomu x w zróżnicowanych żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych myszy

Combined DNA-RNA Fluorescent In situ Hybridization (FISH) to Study X Chromosome Inactivation in Differentiated Female Mouse Embryonic Stem Cells

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH) to technika molekularna, która umożliwia wykrywanie kwasów nukleinowych w komórkach. DNA FISH jest często stosowany w cytogenetyce i diagnostyce nowotworów i może wykrywać aberracje genomu, co często ma ważne implikacje kliniczne. RNA FISH może być używany do wykrywania cząsteczek RNA w komórkach i dostarczył ważnych informacji na temat regulacji ekspresji genów. Połączenie DNA i RNA FISH w tej samej komórce jest technicznie trudne, ponieważ warunki odpowiednie dla DNA FISH mogą być zbyt surowe dla delikatnych, jednoniciowych cząsteczek RNA. Przedstawiamy tutaj łatwy do zastosowania protokół, który umożliwia połączone, jednoczesne wykrywanie RNA Xist i DNA kodowanego przez chromosomy X. Ten połączony protokół DNA-RNA FISH może być prawdopodobnie zastosowany do innych systemów, w których konieczne jest wykrycie zarówno RNA, jak i DNA.

Stosując powyższy protokół łączonej hybrydyzacji in situ DNA-RNA (FISH), byliśmy w stanie zwizualizować inaktywację chromosomu X w różnicujących się embrionalnych komórkach macierzystych samic. Rysunek 1 przedstawia reprezentatywny przykład eksperymentu DNA-RNA FISH, w którym wykryliśmy zarówno Xist (widoczny jako tzw. chmura RNA Xist na nieaktywnym chromosomie X oraz punktowy sygnał transkrypcji bazalnej na aktywnym chromosomie X), jak i region chromosomu X, który jest widoczny jako sy...

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH) pozwala na wykrywanie kwasów nukleinowych w ich naturalnym środowisku w komórkach. Opisujemy tutaj protokół połączonego, jednoczesnego wykrywania RNA i DNA za pomocą FISH, który może być wykorzystany do badania inaktywacji chromosomu X w embrionalnych komórkach macierzystych myszy.

Połączona fluorescencyjna hybrydyzacja in situ DNA-RNA (FISH) w celu zbadania inaktywacji chromosomu X w zróżnicowanych żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych myszy

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a molecular technique which enables the detection of nucleic acids in cells. DNA FISH is often used in ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest badanie inaktywacji chromosomu X w zróżnicowanych embrionalnych komórkach macierzystych myszy płci żeńskiej za pomocą jednoczesnej, połączonej fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ DNA i RNA, czyli DNA-RNA FISH. Cel ten jest osiągany poprzez uprzednie indukowanie różnicowania w embrionalnych komórkach macierzystych myszy płci żeńskiej. Podczas tego procesu, który symuluje normalny embrionalny rozwój po implantacji, rozpoczyna się inaktywacja chromosomu X, co prowadzi do zwiększonej transkrypcji i akumulacji RNA Xist, kodującego przyszły nieaktywny chromosom X.Drugim krokiem jest utrwalenie zróżnicowanych embrionalnych komórek macierzystych za pomocą paraldehydu. Następnie należy przygotować sondy do wykrywania zarówno DNA chromosomu X, jak i RNA cysty, poprzez znakowanie fragmentów DNA biotyną lub digogeniną. Wykorzystuje się do tego metodę translacji nacięć (Nick translation).Ostatnim krokiem jest przeprowadzenie procedury D-N-A-R-N-A FISH. Zróżnicowane embrionalne komórki macierzyste są permeabilizowane, denaturowane i hybrydyzowane z znakowanymi sondami FISH, które następnie są wykrywane za pomocą koniugatów przeciwciał fluorescencyjnych wykrywających biotynę lub digenylenę w hapach. Ostatecznie wykorzystuje się mikroskopię immunofluorescencyjną, aby wskazać położenie dwóch chromosomów w komórkach żeńskich oraz zwizualizować ekspresję cystowego RNA z chromosomu X, który ulega inaktywacji.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi metodami, takimi jak metody FISH, w których RNA i DNA są wykrywane sekwencyjnie, jest możliwość jednoczesnego wykrycia obu typów kwasów nukleinowych w tej samej próbce w czasie krótszym niż dwa dni. Choć połączone badanie FISH dla DNA i RNA może być trudne do przeprowadzenia, ponieważ warunki optymalne dla wykrywania DNA lub RNA znacznie się od siebie różnią, stosując przedstawiony tutaj protokół, jesteśmy w stanie wykryć istniejące RNA i DNA pochodzące z obu chromosomów X w niemal wszystkich analizowanych komórkach.Pozwoliło nam to na badanie aktywacji chromosomu X w czasie, gdy zachodzi ona podczas różnicowania żeńskich embrionalnych komórek macierzystych myszy lub w przebiegu nieprawidłowego rozwoju żeńskich myszy. Choć metoda ta może dostarczyć wiedzy na temat procesu aktywacji chromosomu X, który jest istotnym i fascynującym zjawiskiem występującym podczas wczesnego rozwoju embrionalnego myszy, można ją prawdopodobnie zastosować również w innych systemach biologicznych, w których istotne jest wykrywanie transkryptów RNA pochodzących z natywnej chromatyny; wynika to z coraz większego uznania znaczenia niekodujących RNA w systemach biologicznych oraz faktu, że podejścia jednokomórkowe są często preferowane nad alternatywnymi metodami, w których ocenia się całe populacje komórek. Przewidujemy, że protokół ten będzie pomocny dla szerokiego grona naukowców.Aby rozpocząć procedurę indukcji różnicowania, embrionalne komórki macierzyste myszy (mESC) hoduje się w standardowych warunkach hodowli mESC na żelatynowanych szalkach hodowlanych pokrytych fibroblastami embrionalnymi myszy (MEF). Usunąć pożywkę ES z hodowli mESC i przemyć dwukrotnie PBS do hodowli komórkowych. Dodać 1,5 ml TRYPSYNY EDTA podgrzanej do 37 °C i inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez siedem minut. Po 3,5 minutach delikatnie potrząsnąć szalką, aby rozbić kolonie.Zneutralizuj trypsynę z EDTA, dodając do komórek 3,5 mililitrów pożywki różnicującej, a następnie pipetuj komórki w górę i w dół, aby uzyskać zawiesinę pojedynczych komórek, i przenieś je do probówki o pojemności 15 mililitrów. Wiruj przez pięć minut przy 200 Gs. Po zebraniu komórek w 10 mililitrach pożywki różnicującej, przenieś zawiesinę komórkową do nieżelatynizowanej szalki hodowlanej o średnicy 10 centymetrów i inkubuj przez jedną godzinę. W inkubatorze do hodowli komórkowej komórki MES będą w stanie przywrzeć do nieżelatynizowanej szalki, podczas gdy komórki ES pozostaną w zawiesinie.W międzyczasie umieść sterylne szkiełka podstawowe w płytkach sześciodołkowych, dodaj 0,2% żelatyny i inkubuj przez co najmniej pięć minut. Po godzinie, w temperaturze pokojowej, pobierz osad z uprawy prepl ESL, który będzie składał się głównie z nieprzylegających e ESLs. Po rozcieńczeniu nanieś E ESLs na płytki sześciodołkowe zawierające szkiełka podstawowe.Procedurę należy rozpocząć od usunięcia medium do różnicowania z kultur różnicujących i dwukrotnego przemycia ich PBS do hodowli komórkowych. PBS należy dodawać ostrożnie, aby zapobiec wypłukaniu komórek. Następnie należy utrwalić komórki, dodając 4%para formaldehydu w PBS i inkubując przez 10 minut w temperaturze pokojowej.Po 10 minutach usunąć paraformaldehyd i trzykrotnie przemyć szkiełka podstawowe 70% etanolem. Aby przygotować sondy DNA do znakowania, należy najpierw rozcieńczyć jeden mikrogram każdego z odpowiednich DNA w wodzie do całkowitej objętości 16 µL. Następnie dodać cztery µL roztworu znakującego oxgenin lub biotynę, wymieszać za pomocą wirówki laboratoryjnej (vortex) i inkubować w temperaturze 16 °C przez 90 minut.Pozwoli to na włączenie nukleotydów znakowanych biotyną lub digoksygeniną poprzez translację NIC. W międzyczasie należy przygotować kolumny G 50. Aby usunąć niezaincorporowane nukleotydy, należy wziąć strzykawkę o pojemności 2 ml, wyjąć tłok i umieścić w strzykawce sterylną watę.Dodaj kulki G 50 oraz roztwór, aby wypełnić strzykawkę. Następnie umieść strzykawkę w probówce do wirowania o pojemności 15 mililitrów i wiruj przy 642 GS przez jedną minutę. Po wirowaniu strzykawka powinna być wypełniona w około 80% kulkami G 50. Po 90 minutach dodaj 40 microliters wody do każdej mieszaniny reakcyjnej translacji NIC i przenieś reakcję do kolumny G 50.Pod kolumnę należy umieścić pustą probówkę i wirować z prędkością 642 Gs przez dwie minuty. Przesącz należy zebrać do probówki reakcyjnej. Za pomocą pipety należy zmierzyć objętość przesączu, a następnie dodać wodę, aby uzyskać objętość całkowitą 200 microliters.Aby wytrącić przepływ, dodać DNA z nasienia łososia, tRNA z drożdży, DNA z myszy oraz 2 M octanu sodu i wymieszać za pomocą wortexa. Dodać 533 µL lodowatego 100% etanolu, potrząsnąć probówką, a następnie wirować przy 16 200 g przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Po zakończeniu wirowania usunąć nadsącz i dwukrotnie przemyć osad 70% etanolem, wirowując przy 16 200 g przez 5 minut w temperaturze 4 °C, a następnie wysuszyć osad na powietrzu.Gdy osad wyschnie, należy dodać 50 µL roztworu hybrydyzacyjnego 50 plus i inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut. Aby ułatwić rozpuszczanie przed permeabilizacją, należy rehydratyzować utrwalone komórki, odsłaniając szkiełka poprzez usunięcie 70% etanolu i dodanie do komórek PBS do hodowli komórkowych.Inkubować przez pięć minut, powtarzając tę czynność łącznie trzy razy, aby zmobilizować komórki. Usunąć PBS z hodowli komórkowej i dodać 0,2% pepsiny do płytek sześciodołkowych. Inkubować płytki w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C przez cztery minuty.Następnie usuń pepzynę i zneutralizuj ją wodą wolną od RNA. Przeprowadź utrwalanie wtórne komórek, inkubując je w 4% roztworze paraformaldehydu w PBS przez pięć minut w temperaturze pokojowej; po utrwaleniu przemyj je dwukrotnie po pięć minut pożywką do hodowli komórkowej lub PBS. Odwodnij komórki, inkubując je w 70% etanolu przez trzy minuty, w 90% etanolu przez trzy minuty oraz w 100% etanolu przez trzy minuty.Następnie przenieś szkiełka nakrywkowe z płytek sześciodołkowych i pozostaw je do wyschnięcia przez kilka minut. Przeprowadź utrwalenie komórek, inkubując szkiełka nakrywkowe w temperaturze 65 °C przez jedną godzinę na płycie grzejnej. W międzyczasie przeprowadź prehybrydyzację sond rybich z mouse coat 1D NA, dodając je razem dla każdego szkiełka nakrywkowego przeznaczonego do analizy.25 µL roztworu do hybrydyzacji 50 Plus, 1 µL sondy cyst znakowanej biotyną, 1 µL sondy BAC znakowanej digoksygênio wykrywającej chromosom X oraz 0,5 µL mysiego Cot-1 DNA zmieszano za pomocą wortexa i zdenaturowano w temperaturze 99 °C przez 5 minut. Następnie inkubowano natychmiast w temperaturze 37 °C przez 45 minut, aby umożliwić hybrydyzację Cot-1 DNA z sekwencjami powtórzonymi obecnymi w sondzie.Gdy komórki na szkiełkach nakrywkowych ulegną starzeniu, nanieś 50 µL buforu do odmaturacji na szkiełko przedmiotowe i połóż na nim szkiełka nakrywkowe tak, aby komórki były skierowane w stronę buforu do odmaturacji. Inkubuj w temperaturze 65 °C przez dwie minuty. Przeprowadź postfixację komórek, przenosząc szkiełka nakrywkowe z powrotem do płytek sześciodołkowych wypełnionych lodowatym 70% etanolem i inkubuj przez pięć minut.Odwodnij komórki poprzez następującą inkubację w 70% etanolu przez trzy minuty, 90% etanolu przez trzy minuty oraz 100% etanolu przez trzy minuty. Zdejmij szkiełka nakrywkowe z płytek sześciodołkowych i pozostaw je do wyschnięcia na powietrzu przez kilka minut. Nanieś w formie kropli uprzednio hybrydyzowaną sondę na szkiełko przedmiotowe, a następnie przykryj ją szkiełkiem nakrywkowym i inkubuj.Umieścić preparaty na szkiełkach w komorze wilgotnościowej wypełnionej 50 mililitrami 50%IDE two XSSC i inkubować przez noc w temperaturze 37 stopni Celsiusa. Po nocnej inkubacji przenieść szkiełka nakrywkowe z szkiełek przedmiotowych do sześciu płytek do hodowli komórkowej wypełnionych roztworem two XSSC, uprzednio podgrzanym do 42 stopni Celsiusa. Inkubować w temperaturze 42 stopni Celsiusa przez pięć minut.Usunąć dwa XSSC i dodać 50%form MI dwa XSSC. Inkubować przez 10 minut w temperaturze 42°C. Przemyć 50%form IDE dwa X-S-S-C-A łącznie trzy razy po 10 minut w temperaturze 42°C na każde przemycie.Po trzecim przemyciu usunąć okładki z 50% XSSC i dwukrotnie przemyć preparaty roztworem tris saline tween (TST) przez pięć minut w temperaturze pokojowej. W celu blokowania nanieść 50 µL roztworu tris saline BSA lub T-S-P-S-A. Przenieść okładki na nowe szkiełka przedmiotowe, kładąc je stroną górną do dołu. Inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej w zwilżonej ciemnej komorze z TST. Po 30 minutach przenieść okładki z powrotem do płytek 6-dołkowych i dwukrotnie przemyć przez pięć minut roztworem TST. W celu inkubacji z pierwszym przeciwciałem nanieść 50 µL przeciwciała antygenowego owczego na każdą okładkę, przenieść okładki na nowe szkiełka przedmiotowe stroną górną do dołu i inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej w zwilżonej ciemnej komorze z TST.Następnie szkiełka podstawowe inkubuje się z serią przeciwciał znakowanych fluorescencyjnie w celu wzmocnienia pierwotnego sygnału, zgodnie ze szczegółami opisanymi w towarzyszącym manuskrypcie. Po inkubacji z serią przeciwciał znakowanych fluorescencyjnie należy odwodnić komórki poprzez trzymanie ich przez trzy minuty w kolejno 70% etanolu, 90% etanolu i 100% etanolu. Wyjmij szkiełka podstawowe z płytek sześciodołkowych i pozostaw je do wyschnięcia na powietrzu przez kilka minut.Na koniec nanieś kropelkę medium montażowego za pomocą dappy na każdy szkiełko przedmiotowe. Nałóż odwrócone szkiełko nakrywkowe i zabezpiecz krawędzie lakierem do paznokci. Stosując ten protokół łączonej hybrydyzacji in situ fluorescencyjnej DNA-RNA (D-N-A-R-N-A FISH), można zwizualizować inaktywację chromosomu X w różnicujących się żeńskich komórkach ES.Rysunek ten przedstawia reprezentatywny przykład eksperymentu A-D-N-A-R-N-A na rybach, w którym jednocześnie wykryto RNA cyst oraz region chromosomu X. RNA cyst to niekodujące RNA, które jest niezbędne w procesie inaktywacji chromosomu X. W różnicujących się żeńskich komórkach ESL RNA cyst jest wykrywane przy użyciu sondy CD NA znakowanej biotyną, która jest wizualizowana za pomocą przeciwciał sprzężonych z rumuminą i zaznaczona kolorem czerwonym.Chromosom X wykrywa się przy użyciu znakowanej sondy BAC przeciwko xigen, którą wizualizuje się za pomocą przeciwciał sprzężonych z FITC (oznaczonych kolorem zielonym), natomiast jądra są barwione kontrastowo DPI (oznaczonym kolorem niebieskim). W niemal każdej komórce wykrywa się dwa chromosomy X. Obserwuje się zarówno duże zgrupowania sygnałów na nieaktywnych chromosomachach X (tzw. chmury sygnałów), jak i podstawową ekspresję z aktywnego chromosomu X (tzw. punkty sygnałowe).Punkty cyst nie są wykrywane w każdym jądrze, ponieważ podczas różnicowania bazowa ekspresja cyst zostaje zahamowana na przyszłym aktywnym chromosomie X. Należy zauważyć, że niektóre sygnały punktowe pochodzące z chromosomu X znajdują się w obrębie chmur cyst, co dowodzi, że chmura cyst rzeczywiście lokalizuje się wzdłuż chromosomu X i koduje go po opanowaniu tej metody. Technikę tę można przeprowadzić w mniej niż dwa dni, a przy prawidłowym wykonaniu daje ona wiarygodny wynik.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak indukować różnicowanie embrionalnych komórek macierzystych myszy żeńskiej, jak utrwalać te komórki oraz jak je przygotować do przeprowadzenia łączonej hybrydyzacji in situ DNA-RNA (FISH). Należy pamiętać, że dla sukcesu przeprowadzanych doświadczeń kluczowe jest utrzymanie stałej temperatury i czasu inkubacji, zgodnie ze wskazaniami zawartymi w niniejszym protokole. Ważne jest również prowadzenie prac w czystym środowisku.W przypadku użycia innego typu komórek lub badania innego systemu biologicznego, konieczna może być optymalizacja w celu uzyskania najlepszych wyników. Powodzenia w eksperymentach.

combined-dna-rna-fluorescent-situ-hybridization-fish-to-study-x

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Połączona fluorescencyjna in situ hybrydyzacja DNA-RNA (FISH) w badaniu inaktywacji chromosomu X w zróżnicowane komórki macierzyste zarodkowe samicy myszy

Hybrydyzacja in situ w preparatach całych jest jedną z najszerzej stosowanych technik w biologii rozwoju. Przedstawiamy tutaj protokół podwójnej fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ o wysokiej rozdzielczości, służący do analizy precyzyjnego wzorca ekspresji pojedynczego genu oraz określania nakładania się domen ekspresji dwóch genów. Włączyliśmy barwienie jąder jodkiem propidyny w celu uwydatnienia organizacji tkanki.

Wysokorozdzielcza podwójna fluorescencyjna hybrydyzacja in situ w całych embrionach ryby danio-ostrobłysku

Niniejszy protokół opisuje niepromienną procedurę hybrydyzacji in-situ, która umożliwia jednoczesną identyfikację dwóch gatunków transkryptów z rozdzielczością pojedynczych komórek w cienkich przekrojach mózgu kręgowców.

Podwójna fluorescencyjna hybrydyzacja in situ w świeżych przekrojach mózgu

Przedstawiono kombinację różnych technik w celu maksymalizacji zakresu gromadzonych danych z tkanki mysiej.

Łączenie barwnika lipofilowego, hybrydyzacji in situ, immunohistochemii i histologii

Przedstawiamy metodę immunoprecypitacji chromatyny (ChIP) służącą do identyfikacji oddziaływań czynników przy genach specyficznych tkankowo podczas lub po rozpoczęciu ekspresji genów specyficznych tkankowo w tkance embrionalnej myszy. Protokół ten powinien znaleźć szerokie zastosowanie w badaniach nad aktywacją genów specyficznych tkankowo zachodzącą podczas prawidłowego rozwoju embrionalnego.

Analiza immunoprecypitacji chromatyny dla genów specyficznych tkankowo z wykorzystaniem embrionów myszy we wczesnym stadium rozwoju

Wśród trzech rodzajów komarów, mianowicie Anopheles, Aedes oraz Culex, techniki fizycznego mapowania genomu opracowano jedynie dla Anopheles, którego przedstawiciele posiadają czytelne chromosomy politeniczne. W przypadku rodzajów Aedes i Culex mapowanie cytogenetyczne pozostaje jednak wyzwaniem ze względu na niską jakość chromosomów politenicznych. Przedstawiamy tutaj uniwersalny protokół otrzymywania wysokiej jakości preparatów chromosomów mitotycznych oraz zoptymalizowany protokół FISH dla...

Hybrydyzacja fluorescencyjna in situ na chromosomach mitotycznych komarów

Tutaj opisujemy protokół hybrydyzacji in situ (FISH) do określania właściwości ekspresji i lokalizacji RNA wyrażanych podczas embriogenezy u muszki owocowej, Drosophila melanogaster.

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ zarodków Drosophila z całą górą RNA

Opisujemy solidny i wszechstronny protokół do analizy architektury jądrowej za pomocą 3D DNA FISH przy użyciu bezpośrednio znakowanych sond fluorescencyjnych.

Solidna ryba DNA 3D przy użyciu bezpośrednio znakowanych sond

Opracowaliśmy łatwo dostosowany protokół fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) w połączeniu z immunofluorescencją. Pozwala to na szczegółowe badanie dynamiki RNA z jednoczesnym wglądem w strukturę chromatyny, organizację jądra i regulację transkrypcji na poziomie pojedynczej komórki.

Protokół szybkiej fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ dla Xist RNA w połączeniu z immunofluorescencją modyfikacji histonów w inaktywacji chromosomu X

Opisujemy wielozadaniową procedurę chromogenicznej hybrydyzacji in situ (MC-WISH) w nienaruszonych zarodkach Drosophila, pozwalającą na jednoczesne i specyficzne wykrywanie trzech różnych wzorców dystrybucji mRNA poprzez kontrastujące kolorowe osady.

Wielozadaniowa chromogenna hybrydyzacja in situ w całości do porównania domen ekspresji genów w zarodkach Drosophila

Aby w sposób powtarzalny zliczyć liczbę mRNA w poszczególnych oocytach, zoptymalizowano jednocząsteczkową fluorescencję RNA in situ (RNA-FISH) dla komórek nieprzylegających. Oocyty zebrano, zhybrydyzowano z sondami specyficznymi dla transkryptu i oznaczono ilościowo za pomocą oprogramowania do kwantyfikacji obrazu.

Zastosowanie jednocząsteczkowej fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (SM-FISH) do ilościowego oznaczania i lokalizacji mRNA w mysich oocytach

Poznaj metodę FISH do jednoczesnego wykrywania DNA i RNA w zróżnicowanych żeńskich komórkach macierzystych myszy. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów inaktywacji chromosomu X in situ.

Połączona fluorescencyjna hybrydyzacja in situ DNA-RNA (FISH) w celu zbadania inaktywacji chromosomu X w zróżnicowanych żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych myszy (Wideo) | JoVE Journal

Połączona fluorescencyjna hybrydyzacja in situ DNA-RNA (FISH) w celu zbadania inaktywacji chromosomu X w zróżnicowanych żeńskich embrionalnych komórkach macierzystych myszy

Przeglądaj więcej filmów