Name: Metoda przenikania zarodków Drosophila do oznaczania aktywności drobnocząsteczkowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 4 s
Description: Poznaj metodę przenikania zarodków Drosophila w celu testowania aktywności drobnocząsteczkowych leków i toksyn. Technika ta umożliwia badanie wpływu związków na rozwój tkanek przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez NIH/NIEHS R03ES021581 (przyznane M.D.R.) oraz przez University of Rochester Environmental Health Center (NIH/NIEHS P30 ES001247).

1. Przygotowanie kultur much, roztworów i urządzeń do obsługi zarodków
<ol>
	<li>Przygotuj hodowlę klatkową Drosophila. Umieść 500+ much godowych pożądanego szczepu w klatce populacyjnej wyposażonej w 10 cm talerz do winogron i plamkę pasty drożdżowej. Utrzymuj kulturę w inkubatorze o kontrolowanej wilgotności 25 °C. UWAGA: Hodowle klatkowe wymagają dnia lub dwóch kondycjonowania, aby uzyskać spójne wzorce składania zarodków. Talerze winogronowe z pastą drożdżową wymienia się raz rano i raz wieczorem podczas kondycjonowania.</li>
	<li>Przygotuj styropian. Ciepłe roztwory środków powierzchniowo czynnych (kokamid DEA i etoksylowany alkohol) w temperaturze 37 °C. Odpipetować 18 ml d-limonenu do szklanej fiolki scyntylacyjnej wyposażonej w mały mieszadło. Odmierzyć pipetą po 1 ml każdego z dwóch środków powierzchniowo czynnych (5% końcowego stężenia każdego z nich) do d-limonenu. Dokładnie wymieszaj i usuń mieszadło. UWAGA: Ten podstawowy roztwór EPS jest dobry przez około 2 miesiące w temperaturze pokojowej. Roztwór należy podgrzać w temperaturze 37 °C i zawirować w celu pełnego rozpuszczenia środków powierzchniowo czynnych przed użyciem. EPS i d-limonen należy przechowywać w szklanym pojemniku, ponieważ z czasem rozpuszczą niektóre tworzywa sztuczne.</li>
	<li>Przygotować roztwór do dechorionacji zarodków, pożywki inkubacyjne, roztwory barwników i leków. Wymieszaj 25 ml wybielacza z 25 ml H2O i umieść w płytkim naczyniu. Przygotować zmodyfikowaną zasadową pożywkę inkubacyjną (MBIM) i MBIM-T zgodnie z wcześniejszą recepturą1,12. Przygotować pożywkę do hodowli komórkowych Shields i Sang M3 oraz PBS zgodnie z protokołem producenta (patrz Lista Materiałów). Przygotować roztwór podstawowy barwnika permeabilacyjnego o stężeniu 10 mM w DMSO.</li>
	<li>Skompletować urządzenia i materiały do obsługi zarodków:
	<ol>
		<li>Przygotować kosz do leczenia dechorionacji i EPS (patrz rysunek 1A). Odetnij 3-centymetrowy odcinek jednorazowej probówki wirówkowej/hodowlanej z polipropylenu o pojemności 50 ml za pomocą piły o drobnych zębach. Spraw, aby powierzchnia spawania była płaska, pocierając odcinek rury papierem ściernym przyklejonym do powierzchni blatu. Przyspawaj odcinek rury do siatki nylonowej Nitex, topiąc krawędź odcinka rury nad płomieniem i dociskając do siatki na szklanej płycie. Ostudź i odetnij dodatkową siatkę. UWAGA: Przezroczyste boki i spód pozwalają na szybkie i całkowite spłukanie resztek wybielacza i EPS na odpowiednich etapach. Etapy spawania należy wykonywać pod wyciągiem.</li>
		<li>Przygotuj kosz rozwojowy. Odciąć górną część probówki wirówkowej/hodowlanej o pojemności 50 ml równo z brzegiem nakrętki. Zdejmij i zmodyfikuj nasadkę, wycinając centralny otwór i nacięcia wzdłuż obręczy, jak pokazano na rysunku 1B. Przykręć nakrętkę na siatkę i na gwintach odciętego odcinka rury i przytnij dodatkową siatkę. UWAGA: Nasadka zawiera nacięcia w obrzeżu, które umożliwiają dyfuzję do podłoża masowego po umieszczeniu w misce zbiornika 60 mm (Rysunek 1B').</li>
		<li>Przygotuj elementy komory szkiełkowej. Wytnij kwadrat membrany tlenu rozpuszczonego, który jest większy niż otwór komory suwaka. Nałóż bardzo cienką warstwę smaru próżniowego na wewnętrzną krawędź otworu. Przymocować membranę DO do otworu, uszczelniając ją przed smarem za pomocą pierścienia ustalającego. Przyciąć nadmiar membrany DO, odcinając ją z powrotem w pobliżu pierścienia ustalającego. UWAGA: Specyfikacje komory suwaka można znaleźć w Kiehart i wsp. 13. Ta komora nie jest dostępna na rynku i wymaga niestandardowej produkcji w warsztacie mechanicznym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Klasyfikacja, dechorionacja i leczenie EPS zarodków
<ol>
	<li>Klasyfikacja zarodków według pobierania w określonym czasie. Umieść talerz świeżych winogron/drożdży w klatce do hodowli much w godzinach porannych. Pozostawić zarodki do składania przez 1 godzinę w temperaturze 25 °C. Odrzucić tę płytkę i zastąpić ją świeżą płytką winogron/drożdży w celu późniejszego składania zarodków przez 2 godziny w temperaturze 25 °C. Zebrać tę płytkę i umieścić w inkubatorze o temperaturze 18 °C w celu dalszego etapu rozwoju. UWAGA: 1 godzina wywoływania w temperaturze 25 °C jest równa 2 godzinie wywoływania w temperaturze 18 °C. Wpływ starzenia w temperaturze 18 °C w porównaniu z 25 °C na utrzymanie przepuszczalności EPS w zarodkach w późnym stadium rozwoju można zobaczyć na rycinie 2.</li>
	<li>Dechorionacja. Delikatnie spłucz zarodki z talerza winogronowego do siatkowego kosza za pomocą wody z kranu o temperaturze 25 °C i pędzla. Nadmiar drożdży z zarodków spłucz w koszu pod delikatnym strumieniem wody z kranu. Zanurz kosz w 50% wybielaczu na 2 minuty. Dokładnie umyj zarodki pod strumieniem wody z kranu. UWAGA: Delikatnie spryskuj zarodki roztworem wybielacza z przerwami za pomocą plastikowej pipety. Podczas gdy 2 minuty są zwykle wystarczające do całkowitej dechorionacji, ten czas inkubacji powinien być sprawdzony przez bezpośrednie badanie i odpowiednio dostosowany. Utrzymuj zdekorionowane zarodki w koszu zanurzonym w wodzie z kranu i natychmiast przejdź do etapu EPS.</li>
	<li>Obróbka EPS
	<ol>
		<li>Przygotuj sześć naczyń o średnicy 60 mm, z których każda zawiera około 10 ml PBS. Przygotować rozcieńczenie EPS, rozpuszczając 75 μl EPS w 2,925 ml MBIM (1:40) w szklanej zlewce o pojemności 50 ml z wirowaniem. Uwaga: Z tej mieszaniny tworzy się biała emulsja.</li>
		<li>Zetrzyj nadmiar wody z dna siatkowego kosza chusteczką laboratoryjną. Zanurzyć kosz w rozcieńczonym styropianie w zlewce i natychmiast zamieszać, aby rozproszyć zarodki w roztworze EPS na dnie kosza. Kontynuuj ruch wirowy przez 30 sekund. UWAGA: Rozcieńczenia EPS i czasy ekspozycji można zmieniać, aby kontrolować przepuszczalność. Zaleca się, aby optymalne rozcieńczenia EPS i czasy zabiegu zostały ustalone empirycznie na podstawie stosowanych szczepów much. Wydłużenie czasu ekspozycji do 60-90 sekund jest korzystne dla zarodków w stadium 12 i starszych.</li>
		<li>Wyjmij kosz, zetrzyj nadmiar EPS chusteczką laboratoryjną. Wykonaj sześć sekwencyjnych myć w 10 ml PBS w naczyniach o średnicy 60 mm. Użyj plastikowej pipety, aby delikatnie wstrzyknąć zarodki z PBS w każdym z sześciu prań. Przejdź do etapów farbowania i leczenia farmakologicznego. UWAGA: EPS można wyrzucić do zlewu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Barwnik i leczenie farmakologiczne permeabilizowanych zarodków
<ol>
	<li>Obróbka barwników
	<ol>
		<li>Dodać 5 μl 10 mM barwnika kwasu karboksylowego CY5* do 1 ml MBIM-T (50 μM stężenie końcowe) w probówce do mikrofugi o pojemności 1,5 ml i przemieszać wirowo. UWAGA: *Wybór barwnika zależy od dalszej analizy. Kwas karboksylowy CY5 jest skuteczny w kolejnych analizach z wykorzystaniem utrwalania i barwienia immunologicznego. Rodamina B jest przydatna do analizy żywych zarodków. Czerwona emisja rodaminy B i zielona emisja jej metabolitów1 mogą powodować pewne komplikacje w dalszych zastosowaniach wykorzystujących fluorescencję. Lek lub toksyna mogą być dodane do roztworu barwnika, aby rozpocząć leczenie na tym etapie lub ograniczyć leczenie lekiem/toksyną do impulsu na tym etapie. Należy zachować ostrożność przy obchodzeniu się z lekami i toksynami oraz ich usuwaniu zgodnie z MSDS i normami bezpieczeństwa środowiskowego.</li>
		<li>Przenieś zarodki z kosza siatkowego do roztworu barwnika za pomocą pędzla. Zakryj probówkę i kilkakrotnie odwracaj, aby upewnić się, że zarodki swobodnie unoszą się w zawiesinie w roztworze barwnika. Umieść rurkę na kołysce nutującej na 15 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Wyjmij probówkę z nutatora i pozwól zarodkom się uspokoić. Usunąć roztwór barwnika za pomocą cienkiej pipety i zastąpić 1 ml MBIM-T do umycia. Odwróć rurkę, aby całkowicie zawiesić zarodki. Pozwól zarodkom się uspokoić i powtórz trzy kolejne płukania MBIM-T. Usuń cały MBIM-T z płukania końcowego i przejdź do etapu inkubacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Inkubacja do rozwoju zarodka
	<ol>
		<li>Przenieś zarodki do jednej z dwóch komór: kosza rozwojowego lub komory szkiełkowej. UWAGA: Koszyk rozwojowy jest preferowany w przypadku dłuższych okresów rozwojowych i jest wymagany, jeśli mają być wykonane kolejne etapy utrwalania i barwienia immunologicznego. Komora szkiełkowa jest optymalna do obrazowania poklatkowego o wyższej rozdzielczości i jest najbardziej skuteczna w przypadku krótkich okresów rozwojowych (np. wczesnych zdarzeń embrionalnych). Lek lub toksyna mogą być dodawane do pożywki w różnych stężeniach, a rozwój zarodka może być monitorowany w czasie rzeczywistym na żywych zarodkach lub w punkcie końcowym przy użyciu standardowych protokołów utrwalania i barwienia immunologicznego.</li>
		<li>Rozwój w koszykach
		<ol>
			<li>Wyczyść kosz rozwojowy, spryskując go 70% etanolem, dokładnie spłucz wodą dejonizowaną i osusz chusteczką laboratoryjną. Przygotować 6 ml pożywki inkubacyjnej o pożądanym stężeniu leku lub toksyny. Umieść kosz rozwojowy w naczyniu o średnicy 60 mm, uważając, aby pęcherzyki powietrza nie utknęły pod podstawą siatki. UWAGA: Powszechnie stosowane są dwa podłoża: sam MBIM lub MBIM/M3 w mieszaninie 50:50, przy czym te ostatnie są bardziej skuteczne w przypadku dłuższych okresów rozwoju.</li>
			<li>Przenieść przepuszczalne zarodki na powierzchnię siatki w podstawie kosza za pomocą pędzla. Delikatnie spryskaj zarodki pożywką z otaczającego zbiornika. Rozprowadź zarodki pędzlem tak, aby znajdowały się w jednej warstwie na siatce. UWAGA: Przystąp do obrazowania mikroskopowego i oceń charakterystykę przepuszczalności i żywotności preparatu (patrz krok 4).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Rozwój w komorze ślizgowej
		<ol>
			<li>Odwróć komorę suwaka i nałóż małą kroplę smaru próżniowego na obwód otworu. Umieścić 150 μl pożywki z żądaną ilością leku lub toksyny na powierzchni membrany DO w otworze. UWAGA: Powszechnie stosowane są dwa podłoża: sam MBIM lub MBIM/M3 w mieszaninie 50:50, przy czym te ostatnie są bardziej skuteczne w przypadku dłuższych okresów rozwoju.</li>
			<li>Przenieś przepuszczalne zarodki do kropli pożywki za pomocą pędzla. Rozproszyć zarodki, sprawiając, że osiądą na błonie w kropli.</li>
			<li>Ostrożnie nałożyć okrągłe szkiełko nakrywkowe o średnicy 25 mm na otwór, spłaszczając w ten sposób podłoże. Delikatnie dociśnij wzdłuż obwodu szkiełka nakrywkowego, aby utworzyć uszczelkę ze smarem. UWAGA: Przejdź do obrazowania mikroskopowego, aby ocenić charakterystykę przepuszczalności i żywotności preparatu (patrz krok 4).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Identyfikacja przepuszczalnych żywotnych zarodków
<ol>
	<li>Zidentyfikuj przepuszczalne zarodki. Obserwuj zarodki pod wpływem epifluorescencji za pomocą mikroskopu wyposażonego w kamerę cyfrową. Uzyskaj obrazy (w niebieskiej długości fali, aby określić autofluorescencję żółtka profilu) kilku pól za pomocą stałych ustawień mikroskopu i kamery.</li>
	<li>Określ przepuszczalność zarodków na podstawie względnej intensywności fluorescencji. Użyj mikroskopu stereoskopowego z dużą odległością roboczą, aby pomieścić kosz i umożliwić manipulacje zarodkami. Mikroskop powinien być wyposażony w programowalny stolik X-Y-Z, oświetlenie epifluorescencyjne oraz kamerę cyfrową. Należy zobrazować zarodki, zwracając uwagę na zarejestrowanie parametrów ekspozycji i pozycji zarodka każdego obrazu zarodka, aby umożliwić ponowną ocenę tych samych zarodków w późniejszym okresie czasu (patrz reprezentatywny wynik na rysunku 3). UWAGA: Wzorce wchłaniania barwnika będą się różnić w zależności od użytego barwnika, czasu ekspozycji i wieku zarodka. Typowy jest szeroki zakres wchłaniania barwnika w pojedynczym preparacie i odzwierciedla różnice w stopniu przepuszczalności.</li>
	<li>Zidentyfikuj zdolne do życia zarodki. Po zaznaczeniu pozycji przepuszczalnych zarodków kontynuuj rozwój zarodka w temperaturze pokojowej lub 25 °C. Zwróć kosz lub komorę szkiełkową do mikroskopu. Obserwować pod wpływem fluorescencji niebieskiego kanału i uzyskać obraz autofluorescencji żółtka we wcześniej zidentyfikowanych przepuszczalnych zarodkach. Oceń żywotność zgodnie z normalnym postępem dystrybucji żółtka (patrz Rand i wsp.1 i reprezentatywny wynik na rysunku 3). UWAGA: Inne cechy morfologiczne zarodka zaobserwowane za pomocą mikroskopii jasnego pola mogą być wykorzystane do oceny żywotności. Zaleca się, aby ustalenie poziomu przepuszczalności, który jest zgodny z żywotnością, zostało określone empirycznie dla każdego użytego barwnika i szczepu muchy.</li>
	<li>Oceń działanie leku lub toksyny w przepuszczalnych, żywotnych zarodkach.</li>
	<li>Zarodki przetworzone zgodnie z powyższym protokołem są gotowe do przeprowadzenia szeregu konwencjonalnych analiz po ekspozycji na lek lub toksynę. W poniższym omówieniu omówiono kilka różnych typów analiz, które obejmują bezpośrednią obserwację morfogenezy w żywych zarodkach, a także analizy barwienia immunologicznego po fiksacji. Oba te podejścia są wzmocnione przez zastosowanie niezbędnych barwników (np. GFP), które ujawniają wzorce ekspresji genów oraz profile linii komórkowych i morfologii.</li>
</ol>

<ol><li>Rand, M. D., Kearney, A. L., Dao, J., Clason, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeabilization+of+Drosophila+embryos+for+introduction+of+small+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+biochemistry+and+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Permeabilization of Drosophila embryos for introduction of small molecules.</a> Insect biochemistry and molecular biology. 40, 792-804 (2010).</li>
<li>Jaeger, J., Manu,, Reinitz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+blastoderm+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Genet+Dev%22%5BJournal%5D)">Drosophila blastoderm patterning.</a> Curr Opin Genet Dev. 22, 533-541 (2012).</li>
<li>Kopczynski, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high+throughput+screen+to+identify+secreted+and+transmembrane+proteins+involved+in+Drosophila+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A high throughput screen to identify secreted and transmembrane proteins involved in Drosophila embryogenesis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95, 9973-9978 (1998).</li>
<li>Bejsovec, A., Chao, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T.+crinkled+reveals+a+new+role+for+Wingless+signaling+in+Drosophila+denticle+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">T. crinkled reveals a new role for Wingless signaling in Drosophila denticle formation.</a> Development. 139, 690-698 (2012).</li>
<li>Zappe, S., Fish, M., Scott, M. P., Solgaard, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+MEMS-based+Drosophila+embryo+injection+system+for+high-throughput+RNAi+screens%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Automated MEMS-based Drosophila embryo injection system for high-throughput RNAi screens.</a> Lab on a chip. 6, 1012-1019 (2006).</li>
<li>Delubac, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+system+with+integrated+microinjector+for+automated+Drosophila+embryo+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic system with integrated microinjector for automated Drosophila embryo injection.</a> Lab on a chip. 12, 4911-4919 (2012).</li>
<li>Mahowald, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixation+problems+for+electron+microscopy+of+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Drosophila+Info+Serv%22%5BJournal%5D)">Fixation problems for electron microscopy of Drosophila embryos.</a> Drosophila Info Serv. 36, 130-131 (1962).</li>
<li>Margaritis, L. H., Kafatos, F. C., Petri, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+eggshell+of+Drosophila+melanogaster.+I.+Fine+structure+of+the+layers+and+regions+of+the+wild-type+eggshell%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cell+science%22%5BJournal%5D)">The eggshell of Drosophila melanogaster. I. Fine structure of the layers and regions of the wild-type eggshell.</a> Journal of cell science. 43, 1-35 (1980).</li>
<li>Mazur, P., Cole, K. W., Mahowald, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+factors+affecting+the+permeabilization+of+Drosophila+embryos+by+alkanes%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Critical factors affecting the permeabilization of Drosophila embryos by alkanes.</a> Cryobiology. 29, 210-239 (1992).</li>
<li>Arking, R., Parente, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+RNA+inhibitors+on+the+development+of+Drosophila+embryos+permeabilized+by+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+experimental+zoology%22%5BJournal%5D)">Effects of RNA inhibitors on the development of Drosophila embryos permeabilized by a new technique.</a> The Journal of experimental zoology. 212, 183-194 (1980).</li>
<li>Li, J. S., Li, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Major+chorion+proteins+and+their+crosslinking+during+chorion+hardening+in+Aedes+aegypti+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+biochemistry+and+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Major chorion proteins and their crosslinking during chorion hardening in Aedes aegypti mosquitoes.</a> Insect biochemistry and molecular biology. 36, 954-964 (2006).</li>
<li>Strecker, T. R., McGhee, S., Shih, S., Ham, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeabilization+staining+and+culture+of+living+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Biotech+Histochem%22%5BJournal%5D)">Permeabilization staining and culture of living Drosophila embryos.</a> Biotech Histochem. 69, 25-30 (1994).</li>
<li>Kiehart, D. P., Montague, R. A., Rickoll, W. L., Foard, D., Thomas, G. H. High-resolution microscopic methods for the analysis of cellular movements in Drosophila embryos. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKiehart%2C+DP+%22Methods+in+Cell+Biology.+Drosophila+melanogaster%3A+Practical+uses+in+cell+and+molecular+biology%22">Methods in Cell Biology. Drosophila melanogaster: Practical uses in cell and molecular biology</a>. 44, Academic Press. San Diego. 518 (1994).</li>
<li>Patel, N. Drosophila melanogaster: Practical uses in cell and molecular biology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPatel%2C+N+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. 44, Academic Press. 445-487 (1994).</li>
<li>Engel, G. L., Delwig, A., Rand, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+methylmercury+on+Notch+signaling+during+embryonic+neural+development+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+In+Vitro%22%5BJournal%5D)">The effects of methylmercury on Notch signaling during embryonic neural development in Drosophila melanogaster.</a> Toxicol In Vitro. 26, 485-492 (2012).</li>
<li>Limbourg, B., Zalokar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeabilization+of+Drosophila+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Permeabilization of Drosophila eggs.</a> Developmental biology. 35, 382-387 (1973).</li>
<li>Schulman, V. K., Folker, E. S., Baylies, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+reversible+drug+delivery+to+internal+tissues+of+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Fly+%28Austin%29%22%5BJournal%5D)">A method for reversible drug delivery to internal tissues of Drosophila embryos.</a> Fly (Austin). 7, (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Powyższa metoda określa sposób uzyskania zdolnych do życia zarodków Drosophila , które są dostępne dla leczenia małocząsteczkowego w szerokim zakresie rozwojowym. Metoda ta wprowadza nowatorskie i proste odkrycie, że starzenie się zarodków w temperaturze 18 °C umożliwia przenikanie zarodków w późnym stadium z taką samą skutecznością, jaką wcześniej obserwowano tylko u zarodków we wczesnym stadium. Ponadto zastosowanie barwnika dalekiej czerwieni kwasu karboksylowego CY5 jako wskaźnika przepuszczalności okazało s...

Zarodek Drosophila nadal jest głównym modelem do badania podstawowych mechanizmów rozwoju2. Ten potężny model jest wspierany przez szeroki wachlarz narzędzi genetyki molekularnej, które pozwalają na manipulację zasadniczo dowolnym genem w dowolnym momencie i w obrębie każdego rozwijającego się narządu. Niewielki rozmiar, szybki rozwój i obszerna charakterystyka morfogenezy zarodka Drosophila sprawiają, że jest to model z wyboru dla genetycznych badań przesiewowych, z których wiele odkryło podstawowe ścieżki rozwojowe3,4. Scharakteryzowano liczne fenotypy w zarodku Drosophila, które są łatwe do interpretacji, często dostarczając środków do identyfikacji podstawowych molekularnych mechanizmów genetycznych odpowiedzialnych za nieprawidłową cechę.
Historycznie rzecz biorąc, wadą modelu embrionalnego muchy była trudność we wprowadzaniu małych cząsteczek do tkanek embrionalnych. Ta przeszkoda stworzyła ograniczenia w zakresie: 1) wykorzystania znanych bioaktywnych małych cząsteczek jako sond do badania mechanizmów rozwojowych oraz 2) wykorzystania tego ustalonego modelu do oceny aktywności teratogennej lub farmakologicznej niescharakteryzowanych małych cząsteczek. W związku z tym potencjał przesiewowy zarodka muchy nie został w pełni wykorzystany w charakterystyce aktywności małych cząsteczek.
Dostarczanie małych cząsteczek do zarodka muchy można osiągnąć za pomocą dwóch metod: 1) przenikania skorupki jaja i 2) mikroiniekcji. W artykule przedstawiono postępy w metodzie przenikania, które są łatwe do wykonania w warunkach konwencjonalnego laboratorium Drosophila. Należy zauważyć, że ostatnie postępy w metodach mikroiniekcji z wykorzystaniem technologii mikrofluidycznej również przyczyniają się do rozwoju metod wprowadzania związków do zarodka5,6. Wprowadzaniu cząsteczek do zarodka zapobiega woskowa warstwa skorupki jaja7. Skorupka jaja Drosophila składa się z pięciu warstw. Od wewnątrz na zewnątrz są to: błona witelinowa, warstwa woskowa, wewnętrzna warstwa kosmówkowa, endochorion i egzochorion8. Trzy zewnętrzne warstwy kosmówkowe można usunąć przez krótkie zanurzenie zarodka w rozcieńczonym wybielaczu, etap określany jako dechorionacja. Odsłonięta warstwa woskowa może być następnie naruszona przez wystawienie na działanie rozpuszczalników organicznych, takich jak heptan ioktan 7,9, co sprawia, że zdekorionowany zarodek staje się przepuszczalny, podczas gdy pozostaje zamknięty w leżącej poniżej błonie witelinowej. Jednak stosowanie tych rozpuszczalników powoduje komplikacje ze względu na ich toksyczność i trudności w regulacji ich silnego działania przepuszczalnego, które mają wyraźny negatywny wpływ na żywotność zarodka9,10.
Metoda przenikania przy użyciu kompozycji określanej jako rozpuszczalnik do przepuszczalności zarodków (EPS) została wcześniej opisana1. Rozpuszczalnik ten składa się z d-limonenu i środków powierzchniowo czynnych pochodzenia roślinnego, które umożliwiają mieszanie rozpuszczalnika z wodnymi. Niska toksyczność d-limonenu i zdolność do rozcieńczania rozpuszczalnika do pożądanych stężeń pozwoliły na uzyskanie skutecznej metody wytwarzania przepuszczalnych zarodków o wysokiej żywotności1. Jednak dwa czynniki endogeniczne nadal powodują ograniczenia w aplikacji. Po pierwsze, zarodki wykazują niejednorodność przepuszczalności po leczeniu EPS, nawet jeśli dba się o utrzymanie ścisłej oceny rozwoju. Po drugie, zarodki starsze niż około ośmiu godzin okazały się trudne do przepuszczalności, co jest zgodne z twardnieniem skorupki jaja, które następuje po złożeniu jaj11.
Opisane tutaj są postępy w metodzie EPS, które: 1) pomagają w identyfikacji i analizie prawie identycznie permeabilizowanych zarodków, nawet po wykonaniu etapów fiksacji i barwienia immunologicznego oraz 2) umożliwiają przenikanie zarodków w późnych punktach rozwojowych (>8 godzin, stadium 12 i starsze). W szczególności opisano zastosowanie barwnika dalekiej czerwieni, kwasu karboksylowego CY5, który służy jako wskaźnik przepuszczalności, który utrzymuje się w zarodku podczas rozwoju i po utrwaleniu formaldehydu. Ponadto wykazano, że hodowla zarodków w temperaturze 18 °C utrzymuje skorupkę jaja w stanie wrażliwym na EPS, umożliwiając przenikanie zarodków w późnym stadium (stadia 12-16).
Te postępy przezwyciężają wcześniej wspomniane ograniczenia metodologii EPS. Aplikacja ta zapewni zatem badaczom środki do wprowadzania małych cząsteczek będących przedmiotem zainteresowania do zarodka w różnych punktach rozwojowych przy jednoczesnym zachowaniu żywotności.

<table><tbody><tr><td>Klatka na muchy</td><td>Flystuff.com</td><td>59-101</td><td>http://flystuff.com/general.php</td></tr><tr><td>Cocamide DEA [Ninol 11-CM]&nbsp;</td><td>Stepan Chemical</td><td>zaproszenie na specjalne zamówienie</td><td>http://www.stepan.com/</td></tr> <tr><td>Alkohol etoksylowany [Bio-soft 1-7]&nbsp;</td><td>Stepan Chemical</td><td>zaprasza do składania wniosków na specjalne zamówienie</td><td>http://www.stepan.com/</td></tr> <tr><td>d-limonen (klasa ultra wysokiej czystości)</td><td>Florida Chemical Co.&nbsp;</td><td>call na specjalne zamówienie</td><td>http://www.floridachemical.com/</td></tr> <tr><td>Podchloryn sodu&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>SS290-4</td><td>http://www.fishersci.com/</td></tr> <tr><td>Tween-20&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>BP337</td><td>http://www.fishersci.com/</td></tr> <tr><td>PBS w proszku</td><td>Sigma</td><td>56064C</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr> <tr><td>Rodamina B</td><td>Sigma</td><td>R6626</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr> <tr><td>CY5 kwas karboksylowy</td><td>Lumiprobe</td><td>#23090</td><td>http://www.lumiprobe.com/p/cy5-carboxylic-acid</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>472310-100</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr> <tr><td>Tarcze i Sang M3 medium</td><td>Sigma</td><td>S8398</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/</td></tr> <tr><td>Nitex Siatka nylonowa&nbsp;</td><td>Flystuff.com</td><td>57-102</td><td>http://flystuff.com/misc.php</td></tr><tr><td>Membrana tlenu rozpuszczonego (DO)&nbsp;</td><td>YSI</td><td>#5793</td><td>http://www.ysireagents.com/search.php</td></tr><tr><td>25 mm szkiełko nakrywkowe okrągłe nr 1&nbsp;</td><td>VWR</td><td>48380-080</td><td>https://us.vwr.com/</td></tr> <tr><td>Mieszanka płytek winogronowo-agarowych&nbsp;</td><td>Flystuff.com</td><td>47-102</td><td>http://flystuff.com/media.php</td></tr><tr><td>Nutator</td><td>VWR</td><td>82007-202</td><td>https://us.vwr.com/</td></tr></tbody></table>

metoda przenikania zarodków drosophila do oznaczania aktywności drobnocząsteczkowej

A Method of Permeabilization of Drosophila Embryos for Assays of Small Molecule Activity

Zarodek Drosophila od dawna jest potężnym modelem laboratoryjnym do wyjaśniania molekularnych i genetycznych mechanizmów kontrolujących rozwój. Łatwość manipulacji genetycznych za pomocą tego modelu wyparła podejścia farmakologiczne, które są powszechne w innych modelach zwierzęcych i testach komórkowych. W tym artykule opisujemy najnowsze postępy w protokole, który umożliwia zastosowanie małych cząsteczek do rozwijającego się zarodka muszki owocowej. Metoda szczegółowo opisuje kroki mające na celu przezwyciężenie nieprzepuszczalności skorupki jaja przy jednoczesnym utrzymaniu żywotności zarodka. Przepuszczalność skorupek jaj w szerokim zakresie etapów rozwojowych osiąga się poprzez zastosowanie wcześniej opisanego rozpuszczalnika do przepuszczalności zarodków d-limonenu (EPS1) oraz poprzez starzenie się zarodków w obniżonej temperaturze (18 °C) przed zabiegami. Ponadto opisano zastosowanie barwnika dalekiej czerwieni (CY5) jako wskaźnika przenikania, który jest kompatybilny z dalszymi zastosowaniami obejmującymi standardowe czerwone i zielone barwniki fluorescencyjne w preparatach żywych i utrwalonych. Protokół ten ma zastosowanie w badaniach z wykorzystaniem związków bioaktywnych do badania mechanizmów rozwojowych, a także w badaniach mających na celu ocenę aktywności teratogennej lub farmakologicznej niescharakteryzowanych małych cząsteczek.

Urządzenia do manipulacji embrionami przedstawiono na Rysunku 1, aby ułatwić wizualizację „samodzielnie wykonanych” narzędzi używanych do manipulacji w powyższych protokołach. Wyniki przedstawione na Rysunku 2 ilustrują silny wpływ hodowli embrionów w temperaturze 18 °C na ich podatność na permeabilizację za pomocą EPS w późnych stadiach rozwoju. Warunek ten jest stosowany w kroku 2.1 protokołu. Skuteczność barwnika CY5 carboxylic acid w ujawnianiu różnych poziomów przepuszczalności typo...

Wprowadzenie małych cząsteczek do rozwijającego się zarodka Drosophila daje ogromne możliwości do charakteryzowania aktywności biologicznej nowych związków, leków i toksyn, a także do badania podstawowych ścieżek rozwojowych. Opisane tu metody nakreślają kroki, które pokonują naturalne bariery dla tego podejścia, rozszerzając użyteczność modelu zarodka Drosophila.

Metoda przenikania zarodków Drosophila do oznaczania aktywności drobnocząsteczkowej

The Drosophila embryo has long been a powerful laboratory model for elucidating molecular and genetic mechanisms that control development. The ease of ...

Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest przygotowanie żywotnych embrionów drosofil z przepuszczalną skorupką jaja w celu przetestowania bioaktywności wprowadzonych leków małocząsteczkowych lub toksyn. Osiąga się to poprzez wstępne potraktowanie embrionów na określonym etapie rozwoju rozcieńczonym wybielaczem w celu usunięcia zewnętrznych warstw chorionowych skorupki. Drugim krokiem jest permeabilizacja embrionów za pomocą rozpuszczalnika, który usuwa cienką woskową warstwę skorupki blokującą dyfuzję małocząsteczkowych substancji rozpuszczonych.Trzecim krokiem jest potraktowanie embrionów lekiem lub toksyną oraz barwnikiem, aby jednocześnie ocenić przepuszczalność skorupki jaja i wprowadzić interesujący związek. Po dalszym rozwoju embriony mogą zostać poddane bezpośredniemu obrazowaniu lub przygotowane do immunohistochemii. Ostatecznie wyniki mogą wykazać wpływ leku lub toksyny na rozwój tkanek, co określa się za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z użyciem odczynników immunologicznych lub barwników witalnych.Dzisiaj zaprezentuję naszą metodę permeabilizacji embrionów drosofili do testów aktywności małych cząsteczek. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak stosowanie konwencjonalnych rozpuszczalników organicznych (np. heptanu) do permeabilizacji skorupki jaja, jest fakt, że nasz rozpuszczalnik do permeabilizacji embrionów, czyli EPS, jest mieszalny z wodą i względnie nietoksyczny.Właściwości te ułatwiają zabiegi na embrionami, dzięki którym można precyzyjniej kontrolować ekspozycję na rozpuszczalniki i przeprowadzać je w mediach istotnych fizjologicznie, co w obu przypadkach przekłada się na większą żywotność embrionów. Pomysł na tę metodę pojawił się u mnie, gdy zastanawiałem się nad sposobem usunięcia woskowej warstwy skorupki jaja. Jako narciarz, przypomniałem sobie o powszechnym stosowaniu rozpuszczalników cytrusowych do usuwania pozostałości wosku z ślizgu nart.Skłoniło mnie to do przeniesienia tej aplikacji na skorupkę jaja zarodka muchy, co po serii prób i błędów doprowadziło do rozpracowania składu EPS. Przygotuj klatki populacyjne z co najmniej 500 muchami w wieku rozrodczym pożądanych szczepów. Klatki powinny być wyposażone w 10 centymetrów soku z winogron. Napowietrz za pomocą niewielkiej ilości pasty drożdżowej.Wymieniaj te płytki dwa razy dziennie. Po kilku dniach muchy zaadaptują się do hodowli i będą regularniej składać embriony. EPS składa się z surfaktantów i ograniczonych roztworów rozpuszczalników i zachowuje trwałość przez dwa miesiące.W przypadku przechowywania w temperaturze pokojowej, przed przygotowaniem świeżego roztworu EPS należy ogrzać surfaktanty do 37°C. Do traktowania EPS embriony przenosi się do koszyczków wykonanych z 3 cm odcinka probówki polipropylenowej o pojemności 50 ml oraz zgrubiałej siatki nylonowej. Plastikowe krawędzie łatwiej stapiają się z siatką podczas późniejszych etapów rozwoju. Do manipulacji embrionami wykorzystuje się również koszyczki wykonane z zakrętek probówek 50 ml.Nakrętkę należy wywiercić i naciąć, a gwint między nakrętką a probówką zabezpiecza siatkę. Alternatywnie można zastosować lokalnie wykonaną komorę przesuwną, przygotowaną z kawałka membrany przepuszczalnej dla tlenu, przymocowanej nad otworem za pomocą pierścienia mocującego w celu zbioru embrionów.Rano umieść na kulturze świeżą szalkę z agarem z pastą drożdżową do zbierania zarodników. Po godzinie wymień szalkę i zutylizuj pierwszą szalkę z zebranym materiałem. Pozostaw drugą szalkę do zbierania embrionów na dwie godziny w temperaturze 25 °C.Następnie należy pobrać płytkę i przenieść ją do temperatury 18°C. Pozostawić embriony do rozwoju do pożądanego stadium. Gdy embriony będą gotowe, należy przeprowadzić ich dekapsulację przed traktowaniem EPS.Spłucz je z płytki do koszyka do maceracji, używając wody i pędzla. Po drugie, opłucz je w łagodnym strumieniu bieżącej wody, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia. Po trzecie, zanurz je w 50% bleach przez dwie minuty, okresowo mieszając roztwór bleach.Następnie bezzwłocznie opłucz je pod bieżącą wodą. Teraz napełnij sześć płytek o średnicy 60 mm, każdą 10 ml PBS, aby służyły jako kąpiele, a następnie przygotuj rozcieńczenie zapasu EPS w MBIM w stosunku 1:40 i wymieszaj zawiesinę. Powstanie biała emulsja. Osusz nadmiar wody z dna koszyka z siatki za pomocą chusteczki, a następnie zanurz embriony w rozcieńczeniu EPS, stale wykonując ruchy wirowe.Po delikatnym mieszaniu embrionów w roztworze EPS przez 30 sekund, należy je wyjąć i osuszyć nadmiar roztworu za pomocą papierowego ręcznika. Następnie należy przenosić koszyczek pomiędzy sześcioma kąpielami z PBS, delikatnie opłukując embriony strumieniem cieczy, a następnie przystąpić do traktowania barwnikiem i lekiem. Optymalizacja przepuszczalności i żywotności jest najtrudniejszym elementem tego protokołu.Przepuszczalność jest zależna od stopnia rozwoju zarodka. Temperatura, w której zarodki są starzone, może się również znacznie różnić w zależności od poszczególnych szczepów much. Optymalne parametry rozcieńczenia EPS oraz czas ekspozycji muszą zostać ustalone empirycznie.Najpierw należy przygotować 50 µM roztwór barwnika kwasu sci-fi w M-B-I-M-T; w probówce do mikrocentryfugi wystarczy 1 mL. Na tym etapie można dodać toksynę lub lek w celu przeprowadzenia traktowania ostrego, a następnie wymieszać za pomocą wortexa. Przenieść embriony perme z koszyczka do probówki do mikrocentryfugi za pomocą pędzla.Zakręć probówkę i odwróć ją kilka razy. Następnie umieść probówkę w mutatorze i inkubuj przez 15 minut. Po osiadaniu embrionów usuń barwnik pipetą i dodaj jeden mililitr M-B-I-M-T w celu przemycia.Resus.Zasuspenduj zarodki, odczekaj aż opadną na dno i wymień M-B-I-M-T. Następnie powtórz tę czynność po raz trzeci i czwarty. Po zakończeniu czwartego płukania usuń cały M-B-I-M-T i przenieś zarodki do koszyka inkubacyjnego na długie okresy rozwoju.W pierwszej kolejności przygotuj koszyczek do hodowli, płucząc go 70% etanolem, a następnie wodą destylowaną i osuszając ręcznikiem laboratoryjnym. Po zakończeniu tej czynności przenieś koszyczek do szalki 60 mm zawierającej 6 ml medium inkubacyjnego z pożądanym lekiem lub toksyną.Przenieś embriony na siatkę w koszyku za pomocą pędzla, delikatnie zakraplując na nie pożywkę inkubacyjną, a następnie rozmieść embriony w jednej warstwie. Należy uważać, aby pod siatką nie uwięzły pęcherzyki powietrza. Przed użyciem komory szkiełka przedmiotowego należy ją przygotować, odwrócić i nałożyć cienką warstwę smaru próżniowego wokół krawędzi otworu.Następnie nanieś 150 µL wybranego medium na powierzchnię membrany wewnątrz otworu. Teraz przenieś zarodki do medium za pomocą pędzla i rozprowadź je na membranie. Na koniec nałóż okrągłe szkiełko nakrywkowe o średnicy 25 mm, aby spłaszczyć medium.Wywieraj lekki nacisk wokół obwodu, aby zapewnić szczelność. Hodowla embrionów w temperaturze 18°C ma istotny wpływ na ich zdolność do przenikania przez EPS i pobierania barwnika w późnych stadiach rozwoju. Ilustruje to brak pobierania barwnika Rumine BD w embrionach traktowanych EPS i hodowanych w temperaturze 25°C; pobieranie barwnika kwasu karboksylowego, widoczne tutaj na czerwono, ujawnia różne poziomy przepuszczalności typowe dla embrionów traktowanych EPS.Dynamiczny rozkład dalekiej czerwieni barwnika sci-fi podczas rozwoju oraz jego konsolidacja w żółtku w obrębie rozwiniętego jelita, widoczna dzięki niebieskiej autofluorescencji, ujawniają kryterium stosowane do oceny żywotności. Barwnik sci-fi może być również wykorzystany do określenia wcześniejszej przepuszczalności zarodka po fiksacji formaldehydem i barwieniu immunologicznym. Po potraktowaniu zarodków EPS barwnikiem sci-fi i toksyną metylortęci, zostają one zabarwione Antifa two w kolorze zielonym w celu oznakowania neuronów ruchowych oraz anti E lab w kolorze czerwonym w celu oznakowania ciał komórek neuronów.Barwnik sci-fi został przedstawiony w kolorze niebieskim (pseudo-kolor). Metylortęć wpływa na rozmieszczenie ciał komórkowych neuronów kortonalnych, zaznaczonych strzałkami w embrionach z grupy kontrolnej. Neurony te wykazują bardziej uporządkowane wiązki; przedstawiona tutaj na biało ilustracja obrazuje prawidłowe rozgałęzienie neuronów segmentowych w grupie kontrolnej, wskazane grotami strzałek.W porównaniu z tym, traktowanie metylortęcią zmienia wzór rozgałęzienia, co zaznaczono pełnymi zielonymi strzałkami. Pusta zielona strzałka wskazuje miejsce, w którym rozgałęzienie zostało przesunięte. Po opanowaniu techniki, zabiegi przenikania przez embrion mogą zostać wykonane w około 30 lub 40 minut, pod warunkiem właściwego przeprowadzenia procedury.Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne metody, takie jak fiksacja i barwienie immunologiczne zarodków, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, na przykład o to, jakie konkretne tkanki są celem działania leku lub toksyny podczas rozwoju. Dziękuję za zapoznanie się z tą procedurą i życzę powodzenia w implementacji tych metod w Państwa laboratorium.

a-method-permeabilization-drosophila-embryos-for-assays-small

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Metoda permeabilizacji zarodków Drosophila do badań aktywności małych cząsteczek

Opisujemy usprawniony protokół przygotowywania preparatów typu „fillet” (filetowanie) zarodków Drosophila o określonych genotypach. Protokół ten umożliwia efektywne przeprowadzanie różnorodnych przesiewów genetycznych. Pozwala on również na doskonałą wizualizację struktur w późnym stadium rozwoju zarodka.

Żywa dyssekcja zarodków Drosophila: Usprawnione metody przesiewania kolekcji mutantów za pomocą barwienia przeciwciałami

Tutaj opisujemy protokół hybrydyzacji in situ (FISH) do określania właściwości ekspresji i lokalizacji RNA wyrażanych podczas embriogenezy u muszki owocowej, Drosophila melanogaster.

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ zarodków Drosophila z całą górą RNA

Embrionalny naskórek zarodków Drosophila w bardzo późnym stadium dostarcza systemu in vivo do szybkiej analizy reakcji na nakłucie rany i może być łączony z manipulacjami genetycznymi lub chemicznymi zabiegami mikroiniekcji w celu przyspieszenia badań nad gojeniem się ran w celu translacji na modele ssaków.

Test mikroiniekcji rany i lokalizacja in vivo reporterów odpowiedzi naskórka na ranę w zarodkach Drosophila.

Celem tego protokołu jest zapewnienie prostego i taniego podejścia do zbierania zarodków Drosophila na średnią skalę (0,5-1 g) i przygotowywania ekstraktów białkowych, które mogą być używane w dalszych zastosowaniach proteomicznych, takich jak spektrometria mas z oczyszczaniem powinowactwa (AP-MS).

Przygotowanie na średnią skalę ekstraktów z zarodków Drosophila do eksperymentów proteomicznych

Integralność bariery krew-mózg jest kluczowa dla funkcjonowania układu nerwowego. U Drosophila melanogaster bariera krew-mózg jest tworzona przez komórki glejowe podczas późnej embriogenezy. Protokół ten opisuje metody oznaczania tworzenia i utrzymywania bariery krew-mózg w zarodkach D. melanogaster i larwach trzeciego stadium rozwojowego.

Test integralności bariery krew-mózg u Drosophila melanogaster

Prezentowany tutaj jest protokół mikroiniekcji i jednoczesnego obrazowania wielu zarodków Drosophila podczas rozwoju embrionalnego za pomocą obrazowania o wysokiej zawartości na płytce.

Przygotowanie zarodków Drosophila i mikroiniekcja do mikroskopii żywych komórek wykonana przy użyciu automatycznego analizatora o wysokiej zawartości

We wczesnym zarodku Drosophila wiele organelli jest ruchliwych. Zasadniczo można je obrazować na żywo za pomocą specjalnych sond fluorescencyjnych, ale skorupka jaja uniemożliwia bezpośrednie zastosowanie do zarodka. Protokół ten opisuje, w jaki sposób wprowadzić takie sondy za pomocą mikroiniekcji, a następnie analizować ruch organelli masowych za pomocą prędkości obrazu cząstek.

Wizualizacja zależnego od cytoszkieletu transportu organelli zawierających lipidy w zarodkach Drosophila

Tutaj przedstawiono protokół implementacji mikroskopii ekspansywnej we wczesnych zarodkach Drosophila w celu uzyskania obrazowania w superrozdzielczości przy użyciu konwencjonalnego laserowo-skaningowego mikroskopu konfokalnego.

Wykorzystanie mikroskopii ekspansywnej do fizycznego powiększenia całych zarodków Drosophila w celu obrazowania w superrozdzielczości

Ten artykuł bierze za przykład transgenezę za pośrednictwem integrazy phiC31 u Drosophila i przedstawia zoptymalizowany protokół mikroiniekcji zarodka, kluczowy krok do tworzenia transgenicznych muszek.

Mikroiniekcja zarodka w celu transgenezy u Drosophila

Protokoły te określają, jak scharakteryzować organizację i funkcję zakrywającą złączeń przegrody plisowanej u nabłonka embrionalnego kontrolnego oraz mutacyjnego nabłonka embrionalnego Drosophila.

Eksperymenty immunobarwienia i penetracji barwnika w celu określenia białek styku przegrody w nabłonku embrionalnym Drosophila

Poznaj metodę przenikania zarodków Drosophila w celu testowania aktywności drobnocząsteczkowych leków i toksyn. Technika ta umożliwia badanie wpływu związków na rozwój tkanek przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej.

Metoda przenikania zarodków Drosophila do oznaczania aktywności drobnocząsteczkowej

Przeglądaj więcej filmów