Name: Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę obrazowania serca u myszy z autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego za pomocą mikroskopii rezonansu magnetycznego. Technika umożliwia ocenę objętości końcoworozkurczowej i frakcji wyrzutowej w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (HL114669). CM jest laureatem grantu na stypendium podoktoranckie przyznanego przez Myocarditis Foundation, NJ.

OŚWIADCZENIE ETYCZNE:
Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zatwierdzone przez University of Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.
1. Indukcja eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mięśnia sercowego
<ol>
	<li>Przygotować roztwór peptydu, rozpuszczając Myhc-α 334-352 w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami do końcowego stężenia 2 mg/1,5 ml.</li>
	<li>Przygotować toksynę krztuścową (PT) przez dodanie 1 ml sterylnego 1x PBS do fiolki zawierającej 50 μg liofilizowanego PT w celu uzyskania stężenia podstawowego 50 ng/μl. Pobrać 20 μl bulionu do sterylnej probówki o pojemności 1,5 ml i dodać 980 μl sterylnego 1x PBS do uzyskania stężenia roboczego 1 ng/μl.</li>
	<li>Przygotować kompletny adiuwant Freunda (CFA), dodając 40 mg ekstraktu Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) do 10 ml CFA, aby uzyskać końcowe stężenie 5 mg/ml.</li>
	<li>Przygotować emulsję peptyd-CFA. UWAGA: W celu indukcji EAM emulsję peptydową-CFA podawano w 150 μl zawierającej 100 μg Myhc-α 334-352 na zwierzę. Na przykład, aby uodpornić dziesięć myszy, użyj 1,5 ml emulsji peptyd-CFA zawierającej 1 mg Myhc-α 334-352.
	<ol>
		<li>Aby przygotować 1,5 ml emulsji, należy podać 750 μl roztworu peptydu Myhc-α 334-352 w jednej probówce o pojemności 1,5 ml i CFA uzupełniony MTB w innej probówce o pojemności 1,5 ml. Za pomocą strzykawki luer-lok o pojemności 3 ml najpierw narysuj roztwór peptydu, a następnie ekstrakt CFA/MTB.</li>
		<li>Podłączyć strzykawkę do 3-kierunkowego kranu i podłączyć drugi wylot kranu do pustej strzykawki o pojemności 3 ml. Wyreguluj drożność kranu tak, aby mieszanina peptydów i CFA przepływała z jednej strzykawki do drugiej z dość dobrym oporem.</li>
		<li>Wymieszać, przepychając zawartość z jednej strzykawki do drugiej wielokrotnie przez ~1 min, a następnie umieścić cały zestaw na lodzie na ~3 min. Powtórz tę procedurę minimum 10 razy.</li>
		<li>Oznacz konsystencję emulsji, ostrożnie umieszczając niewielką kropelkę na niegazowanej wodzie w szklanej zlewce o pojemności 100 ml. Oczekuje się, że kropla nie rozproszy się w wodzie. Jeśli tak się stanie, kontynuuj mieszanie, aż do uzyskania pożądanej konsystencji.</li>
		<li>Przenieść zawartość emulsji ze strzykawek o pojemności 3 ml do strzykawek luer-lok o pojemności 1 ml, zastępując jedną z dwóch strzykawek o pojemności 3 ml podłączonych do zaworu odcinającego strzykawką o pojemności 1 ml i przymocować igłę 27 1/2 G do strzykawki o pojemności 1 ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wstrzyknąć 150 μl emulsji peptydowej-CFA w podzielonych dawkach podskórnie w dwie okolice pachwinowe sześcio- do ośmiotygodniowych samic myszy A / J (~ 75 μl każda).</li>
	<li>Podać 100 μl zawiesiny PT (100 ng) dootrzewnowo każdemu zwierzęciu w dniu 0 i dniu 2 po szczepieniu.</li>
	<li>Powtórz procedurę immunizacji w 7 dniu, podając 150 μl emulsji peptyd-CFA w dawkach podzielonych podskórnie po obu stronach mostka (~75 μl każda). Przygotuj tę emulsję na świeżo, jak powyżej. Następnie, w dniu 21, poddaj zwierzęta obrazowaniu MRM, patrz krok 3.</li>
</ol>
2. Obchodzenie się ze zwierzętami
<ol>
	<li>Umieść każdą mysz w anestezjologicznej komorze indukcyjnej zawierającej 2% mieszaninę izofluranu i powietrza z poduszką grzewczą umieszczoną pod spodem, aby utrzymać ciepło, i przenieś zwierzę do specjalnie zaprojektowanego uchwytu na zwierzęta (Rysunek 1).</li>
	<li>Unieruchomić zwierzę w pozycji leżącej na uchwycie zwierzęcia tak, aby jego pysk pasował do stożka nosa, aby utrzymać znieczulenie (ryc. 1). Zabezpiecz głowę myszy za pomocą pręta gryzącego przymocowanego do przednich zębów myszy.</li>
	<li>Włącz grzałkę nadmuchu powietrza z wężem wylotowym włożonym w pionowy otwór skanera, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia podczas eksperymentu.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie na poziomie 0,5 do 2% izofluranu z szybkością przepływu 2 ml/min podczas całej sesji obrazowania. Potwierdź znieczulenie metodą szczypania palców u stóp, nie oczekuje się ruchu.</li>
	<li>Skonfiguruj pneumatyczny czujnik poduszki, światłowodowy czujnik pulsoksymetrii ogona myszy/kostki oraz sondę temperatury w odbycie, aby monitorować odpowiednio oddychanie, tętno i temperaturę ciała (rysunek 1). Uwaga: Bramkowanie serca odbywa się za pomocą pulsoksymetrii, która umożliwia nieinwazyjne monitorowanie nasycenia krwi tętniczej tlenem. Czujnik pulsoksymetrii powinien być przymocowany do lewej kostki, a stopa powinna być zabezpieczona pętlą z gwintu i przyklejona taśmą, aby utrzymać kostkę w czujniku. Obrazowanie MRM uzyskuje się poprzez bramkowanie sygnałów oddechowych i sercowych bez użycia jakichkolwiek środków kontrastowych.</li>
</ol>
3. Akwizycja obrazu
<ol>
	<li>Po przygotowaniu zwierzęcia (ryc. 1) umieść mysz w środku skanera MRM z sercem umieszczonym w środku pola widzenia (FOV), gdzie jednorodność pola magnetycznego jest maksymalna. UWAGA: Do uzyskiwania trójwymiarowych obrazów (3D) o wysokiej rozdzielczości należy używać magnesu o szerokim otworze (89 mm) o średnicy 9,4 T, wyposażonego w potrójne gradienty osi 100 G/cm i cewkę obrazującą o częstotliwości radiowej (RF) o średnicy 4 cm. Uwaga: Upewnij się, że podczas korzystania ze skanera MRI używasz materiałów niemagnetycznych. </li>
	<li>Uruchom interfejs obrazowania i wybierz "Nowe badanie" z menu "Opcje badania". Wpisz "mtune" w pasku poleceń i uruchom go, aby wyświetlić "Tune GUI". Następnie wybierz "Start Probe Tune" i kliknij przycisk "Autoskalowanie". Graficzny interfejs użytkownika strojenia zmieni się, aby pokazać sygnał RF. Użyj pokręteł zdalnego dostrajania/dopasowywania na końcu cewki, aby dostroić cewkę RF do częstotliwości rezonansu protonowego (400 MHz). Na karcie "Start" przejdź do strony "Skanowanie wstępne", aby uruchomić kalibrację częstotliwości i mocy, klikając odpowiednie przyciski. Naciśnij przycisk XYZ (szybki) na karcie "Podkładka" w zakładce "Badanie", aby wyświetlić stronę podkładkowania. Przejdź do strony podkładki, wybierz wszystkie iteracje i naciśnij przycisk podkładki, aby wykonać automatyczne podkładkowanie.</li>
	<li>Wybierz sekwencję zwiadowczą z zakładki "Badanie" w interfejsie obrazowania, aby zlokalizować serce myszy. Na karcie "Acquire" zmień pole widzenia na 35 mm2 i zachowaj domyślne ustawienia urządzenia. Kliknij przycisk Start, aby uruchomić sekwencję; dostosuj położenie uchwytu na zwierzę, jeśli serce nie znajduje się w środku pola widzenia, ponownie dostrój cewkę RF i ponownie uzyskaj obrazy zwiadowcze.</li>
	<li>Kliknij przycisk sekwencji "GEMS" w zakładce "Badanie", a następnie wprowadź parametry akwizycji w odpowiedniej zakładce "Nabycie", aby uzyskać dwie płaszczyzny ortogonalne wzdłuż krótkiej i długiej osi serca20,21. UWAGA: Typowe parametry akwizycji dla skanowania gradientowo-echowego to: grubość warstwy, 1 mm; czas powtarzania (TR), 200 ms; czas echa (TE), 2,67 ms (minimum); kąt obrotu, 25°; rozmiar matrycy płaskiej, 128 x 128; Pole widzenia, 22 mm2; liczba przejęć – 4; oraz przybliżony czas akwizycji 1 min i 30 sek.</li>
	<li>Na karcie "Adv" wybierz sekwencję "CINE", aby zebrać bramkowane pulsoksymetrią obrazy kina cine MR o krótkiej osi w celu zmierzenia parametrów anatomicznych i funkcjonalnych lewej komory. Dostosuj położenie i kąt wycinków obrazowania w oparciu o widok z długiej osi serca, najeżdżając myszą i przeciągając ją. Wprowadź następujące parametry obrazowania w zakładce "Acquire", aby uzyskać sekwencję cine echa gradientowego: TR, 500 ms; TE, 5 ms; Pole widzenia, 22 mm2; matryca akwizycji, 256 x 256; grubość plastra, 1 mm; liczba przejęć – 8; liczba klatek, 6; i czas akwizycji ~17 min. Kliknij przycisk Start, aby rozpocząć pobieranie.</li>
	<li>Przekonwertuj uzyskane obrazy do formatu DICOM za pomocą zakładki "I/O" w oprogramowaniu do obrazowania i prześlij odpowiednie pliki do centrum danych w celu przetworzenia.</li>
	<li>Pod koniec procedury obrazowania pozwól myszom dojść do siebie po znieczuleniu w klatkach z filtrem. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek i zachowaj je do dalszych badań w razie potrzeby.</li>
</ol>
4. Analiza danych z obrazowania metodą rezonansu magnetycznego serca
<ol>
	<li>Użyj oprogramowania Segment do analizy parametrów anatomicznych i funkcjonalnych LV19. Wczytując obrazy cine w formacie DICOM do oprogramowania za pomocą podmenu "Otwórz plik(i) obrazu" w menu "Plik". W graficznym interfejsie użytkownika wybierz "MRGE" jako technikę obrazowania, "Cine" jako typ obrazu i "krótka oś środkowa komora" jako płaszczyznę widoku obrazu.</li>
	<li>Określ ramy czasowe, które mają być używane do skurczu końcowego i skurczu końcowego, odpowiednio w podmenu "Ustaw bieżący przedział czasowy na zakończenie skurczu" i "Ustaw bieżący przedział czasowy na koniec skurczu" w menu "Edycja".</li>
	<li>Najpierw kliknij przycisk poleceń "LV", a następnie przyciski poleceń "ENDO" i "EPI" w prawym dolnym panelu, aby ręcznie narysować odpowiednio wsierdzie i nasierdzie lewej komory. Usuń mięśnie brodawkowate, naciskając odpowiedni przycisk polecenia, aby zwiększyć dokładność obliczeń.</li>
	<li>Odczytaj ilościowo określone parametry lewej komory, takie jak objętość rozkurczowa, objętość skurczowa, objętość wyrzutowa i frakcja wyrzutowa w prawym górnym panelu. Kliknij przycisk poleceń "Różne", a następnie przycisk poleceń "Suwmiarka pomiarowa", aby zmierzyć parametry lewej komory, takie jak grubość ścianki i średnica komory22.</li>
	<li>Kliknij podmenu "Zapisz zarówno stosy obrazów, jak i segmentację" w menu "Plik", aby zapisać obrazy, w tym segmentacje, w formacie ".mat" w celu ponownego przetworzenia obrazów zgodnie z potrzebami.</li>
</ol>

<ol><li>Heidenreich, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forecasting+the+future+of+cardiovascular+disease+in+the+United+States%3A+a+policy+statement+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: a policy statement from the American Heart Association.</a> Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).</li>
<li>Fujinami, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mimicry%2C+bystander+activation%2C+or+viral+persistence%3A+infections+and+autoimmune+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Molecular mimicry, bystander activation, or viral persistence: infections and autoimmune disease.</a> Clin Microbiol Rev. 19 (1), 80-94 (2006).</li>
<li>Cihakova, D., Rose, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+myocarditis+and+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Immunol%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of myocarditis and dilated cardiomyopathy.</a> Adv Immunol. 99, 95-114 (2008).</li>
<li>Donermeyer, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocarditis-inducing+epitope+of+myosin+binds+constitutively+and+stably+to+I-Ak+on+antigen-presenting+cells+in+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Myocarditis-inducing epitope of myosin binds constitutively and stably to I-Ak on antigen-presenting cells in the heart.</a> J Exp Med. 182 (5), 1291-1300 (1995).</li>
<li>Gangaplara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coxsackievirus+B3+infection+leads+to+the+generation+of+cardiac+myosin+heavy+chain-alpha-reactive+CD4+T+cells+in+A%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Coxsackievirus B3 infection leads to the generation of cardiac myosin heavy chain-alpha-reactive CD4 T cells in A/J mice.</a> Clin Immunol. 144 (3), 237-249 (2012).</li>
<li>Huber, S. A., Lodge, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coxsackievirus+B-3+myocarditis+in+Balb%2Fc+mice.+Evidence+for+autoimmunity+to+myocyte+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Coxsackievirus B-3 myocarditis in Balb/c mice. Evidence for autoimmunity to myocyte antigens.</a> Am J Pathol. 116 (1), 21-29 (1984).</li>
<li>Massilamany, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+novel+mimicry+epitopes+for+cardiac+myosin+heavy+chain-alpha+that+induce+autoimmune+myocarditis+in+A%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Immunol%22%5BJournal%5D)">Identification of novel mimicry epitopes for cardiac myosin heavy chain-alpha that induce autoimmune myocarditis in A/J mice.</a> Cell Immunol. 271, 438-449 (2011).</li>
<li>Pummerer, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+cardiac+myosin+peptides+capable+of+inducing+autoimmune+myocarditis+in+BALB%2Fc+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Identification of cardiac myosin peptides capable of inducing autoimmune myocarditis in BALB/c mice.</a> J Clin Invest. 97 (9), 2057-2062 (1996).</li>
<li>Rose, N. R., Hill, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathogenesis+of+postinfectious+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Immunol+Immunopathol%22%5BJournal%5D)">The pathogenesis of postinfectious myocarditis.</a> Clin Immunol Immunopathol. 80, (1996).</li>
<li>Saraste, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+flow+reserve+and+heart+failure+in+experimental+coxsackievirus+myocarditis.+A+transthoracic+Doppler+echocardiography+study%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Coronary flow reserve and heart failure in experimental coxsackievirus myocarditis. A transthoracic Doppler echocardiography study.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, (2006).</li>
<li>Altes, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperpolarized+3He+MR+lung+ventilation+imaging+in+asthmatics%3A+preliminary+findings%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">Hyperpolarized 3He MR lung ventilation imaging in asthmatics: preliminary findings.</a> J Magn Reson Imaging. 13 (3), 378-384 (2001).</li>
<li>Driehuys, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+imaging+with+magnetic+resonance+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Small animal imaging with magnetic resonance microscopy.</a> ILAR J. 49 (1), 35-53 (2008).</li>
<li>Smith, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+microscopy+with+cardiovascular+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance microscopy with cardiovascular applications.</a> Trends Cardiovasc Med. 6 (8), 247-254 (1996).</li>
<li>Potter, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+microscopy+approaches+to+molecular+imaging%3A+sensitivity+vs+specificity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biochem+Suppl%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance microscopy approaches to molecular imaging: sensitivity vs specificity.</a> J Cell Biochem Suppl. 39, 147-153 (2002).</li>
<li>Benveniste, H., Blackband, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+microscopy+and+high+resolution+small+animal+MRI%3A+applications+in+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">MR microscopy and high resolution small animal MRI: applications in neuroscience research.</a> Prog Neurobiol. 67, 393-420 (2002).</li>
<li>Epstein, F. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+tagging+early+after+myocardial+infarction+in+mice+demonstrates+contractile+dysfunction+in+adjacent+and+remote+regions%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">MR tagging early after myocardial infarction in mice demonstrates contractile dysfunction in adjacent and remote regions.</a> Magn Reson Med. 48 (2), 399-403 (2002).</li>
<li>Gewalt, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+microscopy+of+the+rat+lung+using+projection+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">MR microscopy of the rat lung using projection reconstruction.</a> Magn Reson Med. 29 (1), 99-106 (1993).</li>
<li>Kern, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKern%2C+MJ+%22The+cardiac+catheterization+handbook.%2C+Edn+5th%22">The cardiac catheterization handbook., Edn 5th</a>. , (2011).</li>
<li>Heiberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+validation+of+Segment--freely+available+software+for+cardiovascular+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Med+Imaging%22%5BJournal%5D)">Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis.</a> BMC Med Imaging. 10, (2010).</li>
<li>Cranney, G. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+using+cardiac+axis+nuclear+magnetic+resonance+imaging.+Validation+by+calibrated+ventricular+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement using cardiac axis nuclear magnetic resonance imaging. Validation by calibrated ventricular angiography.</a> Circulation. 82 (1), 154-163 (1990).</li>
<li>Hiba, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+and+respiratory+double+self-gated+cine+MRI+in+the+mouse+at+7+T%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiac and respiratory double self-gated cine MRI in the mouse at 7 T.</a> Magn Reson Med. 55 (3), 506-513 (2006).</li>
<li>Bryant, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+failure+in+transgenic+mice+with+myocardial+expression+of+tumor+necrosis+factor-alpha%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac failure in transgenic mice with myocardial expression of tumor necrosis factor-alpha.</a> Circulation. 97 (14), 1375-1381 (1998).</li>
<li>Neu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+myosin-induced+myocarditis+as+a+model+of+postinfectious+autoimmunity%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">Cardiac myosin-induced myocarditis as a model of postinfectious autoimmunity.</a> Eur Heart J. 12 Suppl D, 117-120 (1991).</li>
<li>Neumann, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+multiple+heart+autoantibodies+in+mice+with+coxsackievirus+B3-+and+cardiac+myosin-induced+autoimmune+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Induction of multiple heart autoantibodies in mice with coxsackievirus B3- and cardiac myosin-induced autoimmune myocarditis.</a> J Immunol. 152 (1), 343-350 (1994).</li>
<li>Rose, N. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postinfectious+autoimmunity%3A+two+distinct+phases+of+coxsackievirus+B3-induced+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Postinfectious autoimmunity: two distinct phases of coxsackievirus B3-induced myocarditis.</a> Ann N Y Acad Sci. 475, 146-156 (1986).</li>
<li>Farmer, J. B., Levy, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+recording+the+electrocardiogram+and+heart+rate+from+conscious+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol+Chemother%22%5BJournal%5D)">A simple method for recording the electrocardiogram and heart rate from conscious animals.</a> Br J Pharmacol Chemother. 32 (1), 193-200 (1968).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

W badaniu tym opisano procedurę MRM i jej przydatność jako nieinwazyjnego narzędzia do ustalania nieprawidłowości serca u myszy dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. Ponieważ cechy histologiczne EAM przypominają poinfekcyjne zapalenie mięśnia sercowego u ludzi, modele mysie są powszechnie stosowane do nakreślenia mechanizmów immunologicznych uszkodzeń mięśnia sercowego23-25. Jednak zwierzęta dotknięte zapaleniem mięśnia sercowego wydają się klinicznie normalne, a diagnozę stawia się na ...

Niewydolność serca jest główną przyczyną zgonów, a zapalenie mięśnia sercowego jest jedną z głównych przyczyn niewydolności serca u młodych nastolatków1. Większość pacjentów dotkniętych zapaleniem mięśnia sercowego pozostaje bezobjawowa, a choroba ustępuje samoistnie2. Jednak u 10-20% osób dotkniętych chorobą może rozwinąć się choroba przewlekła, prowadząca do kardiomiopatii rozstrzeniowej (DCM)3. Opracowano różne modele zwierzęce w celu zbadania patogenezy immunologicznej zapalenia mięśnia sercowego. Chorobę można wywołać u myszy A/J i Balb/c podatnych na zapalenie mięśnia sercowego poprzez uodpornienie zwierząt na α łańcucha ciężkiego miozyny serca (Myhc) lub jej immunologicznie dominujące fragmenty peptydowe lub poprzez zakażenie patogenami, takimi jak wirus Coxsackie B3 4-9. Badanie to obejmuje zapalenie mięśnia sercowego wywołane przez Myhc-α 334-352 u myszy A / J. Pomimo wykazywania nacieków mięśnia sercowego, zwierzęta dotknięte zapaleniem mięśnia sercowego wydają się klinicznie normalne; Rozpoznanie opiera się na ocenie histologicznej serca pod kątem stanu zapalnego7 i echokardiografii10.
Mikroskopia rezonansu magnetycznego (MRM) jest powszechnie stosowaną metodą do uzyskiwania obrazowania układu sercowo-naczyniowego z trójwymiarowymi płaszczyznami o wysokiej rozdzielczości, pozwalającą na ocenę szczegółów funkcjonalnych do poziomu drobnych naczyń krwionośnych (do 10 μm średnicy), ale ten poziom zdolności rozdzielczej nie jest osiągalny za pomocą rutynowej procedury obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI), w której, Rozdzielczość uzyskuje się zwykle do 1 mm11-14. Zaletą MRM jest to, że umożliwia pozyskiwanie obrazów o wysokiej rozdzielczości, a także wyznaczanie parametrów wydajności we wczesnych punktach czasowych procesu chorobowego14. Klinicznie obrazowanie MRM jest szeroko stosowane do badania parametrów funkcjonalnych chorego serca, płuc lub mózgu15-17. W tym badaniu wykazano zastosowanie techniki MRM jako nieinwazyjnego narzędzia do ustalenia nieprawidłowości serca u myszy A / J dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. W szczególności obrazowanie MRM umożliwia ilościowe określenie parametrów funkcjonalnych, takich jak objętość końcoworozkurczowa lewej komory (LV) i frakcja wyrzutowa (EF) z rozsądną dokładnością18. Definicje poszczególnych parametrów to: końcowa objętość rozkurczowa lewej komory, objętość krwi w lewej komorze pod koniec cyklu rozkurczowego oraz frakcja wyrzutowa, objętość wyrzutowa/objętość końcoworozkurczowa. Analiza danych odbywa się za pomocą ogólnodostępnego oprogramowania Segment opracowanego do przetwarzania obrazów sercowo-naczyniowych zgodnych ze standardem DICOM, pozyskanych przez skanery rezonansu magnetycznego19. Dane wykazały wzrost grubości ściany lewej komory rozkurczowej u zwierząt z mięśniem sercowym, co odpowiada zmniejszeniu objętości rozkurczowej lewej komory, objętości wyrzutowej i frakcji wyrzutowej w porównaniu z tymi parametrami funkcjonalnymi u zdrowych myszy.

<table><tbody><tr><td>Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK)</td><td>Neopeptyd, Cambridge, MA</td><td></td><td>Sklep pod adresem 4 &#176; C</td></tr><tr><td>CFA</td><td>Sigma Aldrich, St Louis, MO</td><td>5881</td><td>Sklep pod adresem 4 &#176; C</td></tr><tr><td>MTB H37Rv ekstrakt</td><td>Difco Laboratories, Detroit, MI</td><td>231141</td><td>Przechowywać w 4 &#176; C</td></tr><tr><td>PT</td><td>List Biologicals Laboratories, Campbell, CA</td><td>181</td><td>Sklep pod adresem 4 &#176; C</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Corning, Manassas, VA</td><td>21-040-CV</td><td>Sklep pod adresem 4 &#176; C</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare, Bombaj, Indie</td><td>NDC66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Samice myszy A/J</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME</td><td>646</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterylna strzykawka 1 ml</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterylna strzykawka 3 ml</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna igła, 18 G</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td></td><td></td>305195</tr><tr><td>Sterylna igła, 27 1/2 G</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>3-kierunkowy kran</td><td>Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH</td><td>MX5311L</td><td></td></tr><tr><td>Rolki bandaża z gazy Kerlix</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>6720</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Protouch Pończocha</td><td>Medline Przemysł, Mundelein, IL</td><td>30-1001</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne nożyczki chirurgiczne i kleszcze</td><td>Narzędzie INOX Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikropiekarnik</td><td>GE Healthcare,&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System terapii ciepłem i zimnem ThermiPAQ&nbsp;</td><td>Theramics Corporation, Springfield, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lampa grzewcza dla</td><td>Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Taśmy Transpore</td><td>3M Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Up and Up Maść antybiotykowa siarczan polimyksyny B / Bacytracyna / siarczan neomycyny</td><td>Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>North Safety Zatyczki do uszu z pianki DeciDamp-2PVC</td><td>Bezpieczeństwo Północ Bezpieczeństwo Produkty, Smithfield, RI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aplikator z końcówką bawełnianą, 6' &rsquo; drewniana łodyga&nbsp;</td><td>Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna anestezjologii&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System wsparcia anestezjologii Summit do regulacji przepływu znieczulenia&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Specjalnie zaprojektowany uchwyt na zwierzęta</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bickford&nbsp; Omnicon F/Air&nbsp; Jednostka filtra gazów anestezjologicznych&nbsp;</td><td>A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moduł pulsoksymetru, system monitorowania i bramkowania małych zwierząt kompatybilny z MR&nbsp;</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, Nowy Jork</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Butla tlenowa&nbsp;</td><td>Matheson-Tri Gas, Strefa Północno-Centralna, Lincoln, NE</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Regulator gazu&nbsp;</td><td>Western Medica, Jezioro Zachodnie, OH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moduł przerywania sygnału, kompatybilny z MR system monitorowania i bramkowania małych zwierząt</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, Nowy Jork</td><td></td><td></td></tr><tr><td>9,4 T (400 MHz) Skaner MR z pionowym otworem rdzeniowym 89 mm</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewka RF do mikroobrazowania krocionogów o średnicy 4 cm</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, Kalifornia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monitor komputerowy SAM</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do ilościowej analizy obrazów medycznych</td><td>http://segment.heiberg.se; &nbsp; Segment v1.8 R1430,&nbsp; Medviso, region Oresunds, Szwecja</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Matlab</td><td>The Mathworks, Inc.&nbsp; Natick, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System operacyjny</td><td></td><td></td><td></td> Computer-Unix</tr></tbody></table>

nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy

Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse

Zapalenie mięśnia sercowego jest zapaleniem mięśnia sercowego, ale tylko ~10% osób dotkniętych chorobą wykazuje kliniczne objawy choroby. Do badania zdarzeń immunologicznych związanych z urazami mięśnia sercowego szeroko stosowano różne mysie modele zapalenia mięśnia sercowego. Badanie to obejmowało eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mięśnia sercowego (EAM) wywołane sercowym łańcuchem ciężkim miozyny (Myhc)-α 334-352 u myszy A / J; U zwierząt dotkniętych chorobą rozwija się limfocytarne zapalenie mięśnia sercowego, ale bez widocznych objawów klinicznych. W tym modelu przedstawiono przydatność mikroskopii rezonansu magnetycznego (MRM) jako nieinwazyjnej metody określania zmian strukturalnych i funkcjonalnych serca u zwierząt uodpornionych Myhc-α 334-352. EAM i zdrowe myszy obrazowano za pomocą pionowego skanera rdzeniowego o średnicy 9,4 T (400 MHz) i średnicy 89 mm, wyposażonego w sondę do obrazowania o częstotliwości radiowej o średnicy 4 cm i gradienty potrójnej osi 100 G/cm. Obrazy serca uzyskano od znieczulonych zwierząt przy użyciu sekwencji impulsów filmowych opartej na echu gradientowym, a zwierzęta monitorowano za pomocą oddychania i pulsoksymetrii. Analiza wykazała wzrost grubości ściany komory u myszy EAM, z odpowiadającym mu spadkiem średnicy wewnętrznej komór w porównaniu ze zdrowymi myszami. Dane sugerują, że zmiany morfologiczne i funkcjonalne w sercach objętych stanem zapalnym mogą być nieinwazyjnie monitorowane za pomocą MRM u żywych zwierząt. Podsumowując, MRM ma tę zaletę, że pozwala ocenić progresję i regresję urazów mięśnia sercowego w chorobach wywołanych przez czynniki zakaźne, a także odpowiedź na terapie.

W niniejszym raporcie wykazano użyteczność techniki MRM jako nieinwazyjnej metody określania zmian strukturalnych i funkcjonalnych w sercach zwierząt dotkniętych EAM. Zapalenie mięśnia sercowego wywołano u myszy szczepu A/J poprzez immunizację zwierząt Myhc-α 334-352 w CFA7, a zwierzęta poddano badaniom MRM w 21. dniu po immunizacji. Obrazowanie MRM wykonano na żywych zwierzętach w znieczuleniu izofluranem przy 9.4 T (400 MHz dla protonów) przy użyciu magnesu z pionowym otworem o średnicy 89 mm wyposażonego w ...

To badanie pokazuje udane wprowadzenie obrazowania metodą rezonansu magnetycznego jako nieinwazyjnego narzędzia do oceny nieprawidłowości serca u myszy dotkniętych autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego. Dane wskazują, że technika ta może być stosowana do monitorowania postępu choroby u żywych zwierząt.

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy

Myocarditis is an inflammation of the myocardium, but only ~10% of those affected show clinical manifestations of the disease. To study the immune events ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ustalenie nieprawidłowości w funkcji serca poprzez obrazowanie serc żywych zwierząt dotkniętych zapalną chorobą serca. Osiąga się to najpierw poprzez wywołanie choroby, na przykład zapalenia mięśnia sercowego. Drugim krokiem jest przygotowanie zwierzęcia do obrazowania metodą mikroskopii rezonansu magnetycznego i umieszczenie go w uchwycie dla zwierząt.Następnie mysz umieszcza się wewnątrz magnesu w celu wykonania obrazowania serca. Ostatnim krokiem jest analiza parametrów czynnościowych serca przy użyciu oprogramowania segment. W rezultacie technika ta jest wykorzystywana do obliczenia objętości końcoworozkurczowej oraz frakcji wyrzutowej u myszy z autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak histopatologia, jest jej nieinwazyjność oraz możliwość uzyskania trójwymiarowego obrazu serca o wysokiej rozdzielczości. Metoda ta może pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie kardiologii dotyczące diagnostyki zapalnych chorób serca. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą mogą napotkać trudności wynikające z braku doświadczenia w przygotowaniu zwierząt do obrazowania mikro-rezonansem magnetycznym.W związku z tym kluczowa jest wizualna demonstracja tej metody. Rozpocznij ten protokół od przygotowania roztworu peptydowego do indukowania autoimmunologicznego zapalenia mięśnia sercowego; rozpuść peptyd 3 34 do 3 52 ciężkiego łańcucha miozyny sercowej alfa w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym do stężenia końcowego 2 mg na 1,5 ml. Następnie przygotuj toksynę krztuśca, dodając 1 ml sterylnego 1x buforu fosforanowego do fiolki zawierającej 50 µg liofilizowanej toksyny krztuśca.Aby uzyskać stężenie zapasu 50 ng/µL, należy pobrać 20 µL roztworu zapasowego do sterylnej probówki o pojemności 1,5 ml i dodać 980 µL sterylnego 1x roztworu soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS), aby uzyskać stężenie robocze 1 ng/µL. Należy również przygotować pełny adiuwant Freunda (CFA), dodając 40 mg ekstraktu z mycobacterium tuberculosis, H 37 RV lub MTB do 10 ml CFA, aby uzyskać stężenie końcowe 5 mg/ml.Następnie przygotuj emulsję peptydową CFA; aby przygotować 1,5 ml aliquoty emulsji, odmierz 750 µl roztworu peptydu 3 34 do 3 52 ciężkiego łańcucha alfa miozyny sercowej do jednej probówki o pojemności 1,5 ml, a do drugiej probówki o pojemności 1,5 ml odlej taką samą objętość CFA uzupełnionego ekstraktem MTB. Następnie, używając strzykawki 3 ml z końcówką Luer-Lock, pobierz najpierw roztwór peptydu, a następnie CFA z ekstraktem MTB. Przymocuj strzykawkę do trójdrożnego kurka, a drugi wylot kurka połącz z pustą strzykawką 3 ml.Ustaw stopień otwarcia kurka. Mieszanina peptydów i CFA powinna przepływać z jednej strzykawki do drugiej z umiarkowanym oporem. Mieszać, wielokrotnie przepychając zawartość z jednej strzykawki do drugiej przez około jedną minutę, a następnie umieścić cały zestaw w lodzie na około trzy minuty.Powtórz tę procedurę co najmniej 10 razy. Określ konsystencję emulsji, ostrożnie umieszczając maleńką kroplę na spokojnej wodzie w 100 mililitrowym szklanym naczyniu. Kropla nie powinna rozpraszać się w wodzie; jeśli tak się dzieje, kontynuuj mieszanie, aż do uzyskania pożądanej konsystencji.Przenieś zawartość emulsji z strzykawek o pojemności 3 ml do strzykawki o pojemności 1 ml z końcówką Luer-Lock, zastępując jedną z dwóch strzykawek 3 ml podłączonych do kurka jedną strzykawką 1 ml. Następnie przymocuj igłę o rozmiarze 27,5 G.Wstrzyknąć 150 µL emulsji peptydu z CFA w podzielonych dawkach podskórnie w oba regiony pachwinowe samic myszy aj w wieku od sześciu do ośmiu tygodni. Następnie podać 100 µL zawiesiny toksyny pertussis dootrzewnowo każdemu zwierzęciu w dniu zerowym oraz w drugim dniu po immunizacji. Powtórzyć procedurę immunizacji w siódmym dniu, podając 150 µL emulsji peptydu z CFA w podzielonych dawkach podskórnie po obu stronach mostka.Przygotuj tę emulsję na świeżo zgodnie z opisem. Następnie w 21. dniu poddaj zwierzęta obrazowaniu MRM. Aby przygotować się do obrazowania, umieść najpierw każdą mysz w komorze indukcji znieczulenia zawierającej mieszankę powietrza z 2% ISO fluorine, stosując podkładkę grzewczą w celu utrzymania ciepłoty.Następnie przenieś zwierzę do specjalnie zaprojektowanego uchwytu dla zwierząt. Unieruchom głowę za pomocą listwy zgryzowej, aby ustabilizować zwierzę w pozycji brzusznej. Pysk powinien zostać umieszczony w stożku nosowym w celu utrzymania znieczulenia.Włącz grzejnik z nadmuchiwaniem powietrza, wprowadzając jego wąż wylotowy do pionowego otworu skanera, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia podczas eksperymentu. Przez cały czas trwania sesji obrazowania utrzymuj znieczulenie stężeniem 1-2% izofluranu przy przepływie 2 ml/min. Potwierdź znieczulenie, wykonując uciśnięcie palca u stopy.Następnie należy zainstalować pneumatyczny czujnik poduszkowy oraz sondę temperatury rektalnej, aby monitorować oddech i temperaturę ciała przez cały czas trwania sesji obrazowania. Do lewej kostki należy przymocować czujnik pulsoksymetryczny światłowodowy, a stopę zabezpieczyć pętlą z nici i taśmą w celu utrzymania stabilnej pozycji. Obrazowanie zostanie przeprowadzone poprzez synchronizację sygnałów oddechowych i kardiologicznych (gating) bez użycia środków kontrastowych.W celu uzyskania wysokorozdzielczych trójwymiarowych obrazów mikroskopii rezonansu magnetycznego należy zastosować magnes z szerokim otworem pionowym o indukcji 9,4 Tesli. Po przygotowaniu zwierzęcia należy umieścić mysz w skanerze tak, aby serce znajdowało się w centrum pola widzenia. Następnie należy uruchomić interfejs obrazowania, wybrać z paska poleceń menu nowego typu badania, przejść do strony strojenia, a następnie wybrać opcje start probe, tune oraz autoscale.Użyj pokręteł dostrojenia (tune/match) znajdujących się na końcu cewki, aby dostroić cewkę RF do częstotliwości rezonansu protonów wynoszącej 400 MHz. Następnie przejdź do strony pre-scan. Aby przeprowadzić kalibrację częstotliwości i mocy, naciśnij szybki przycisk X, Y, Z, aby otworzyć stronę shimowania.Następnie wybierz wszystkie iteracje i wykonaj automatyczne shimmingowanie. Wybierz sekwencję scout. Zmień pole widzenia na 35 millimeters.Pozostaw pozostałe ustawienia domyślne i uruchom sekwencję. Jeśli serce nie znajduje się w centrum pola widzenia, dostosuj położenie uchwytu dla zwierzęcia, ponownie nastroj cewkę RF i ponownie wykonaj obraz zwiadowczy. Następnie wybierz sekwencję gem.Wprowadź widoczne tutaj parametry akwizycji w zakładce „acquire”, aby uzyskać dwie płaszczyzny ortogonalne wzdłuż krótkiej i długiej osi serca. Następnie wybierz sekwencję cine, aby zebrać obrazy cine krótkiej osi z pomiarem pulsoksymetrii i zmierzyć anatomiczne oraz funkcjonalne parametry lewej komory. Wprowadź widoczne tutaj parametry, aby uzyskać sekwencję cine echo gradientowe.Dostosuj pozycję i kąt przekrojów obrazowania w oparciu o widok długiej osi serca. Następnie uruchom sekwencję. Po zakończeniu obrazowania.Konwertuj pozyskane obrazy do formatu DICOM za pomocą karty IO i prześlij odpowiednie pliki do centrum danych w celu ich przetworzenia. Po zakończeniu procedury obrazowania pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu w klatce z filtrem na górnej pokrywie. Nie pozostawiaj myszy bez nadzoru, dopóki nie odzyska ona wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną.W tym miejscu oprogramowanie Segment służy do analizy parametrów anatomicznych i funkcjonalnych lewej komory. Należy rozpocząć od załadowania do oprogramowania obrazów cine w formacie DICOM. Następnie należy wybrać MRGE jako technikę obrazowania, cine jako typ obrazu oraz krótka oś w połowie komory.W widoku płaszczyzny obrazu należy określić ramy czasowe dla końca rozkurczu i końca skurczu, korzystając odpowiednio z podmenu „set current timeframe to end diastole” oraz „set current timeframe to end systole” w menu edycji. Następnie należy użyć przycisków poleceń LV, a potem endo i EPI w panelu w prawym dolnym rogu. Aby ręcznie narysować odpowiednio lewą komorę, endokardium i epikardium, należy usunąć mięśnie brodawkowate, klikając odpowiedni przycisk polecenia.Aby zwiększyć dokładność obliczeń, odczytaj ilościowe parametry lewej komory, takie jak objętość rozkurczowa, objętość skurczowa, objętość wyrzutowa i frakcja wyrzutowa, z panelu w prawym górnym rogu. Następnie użyj przycisku polecenia mis, a potem przycisku polecenia suwmiarki pomiarowej, aby zmierzyć parametry lewej komory, takie jak grubość ścian oraz średnica komory. Na koniec koniecznie użyj opcji zapisu obu stosów obrazów i segmentacji, aby zapisać obrazy wraz z segmentacjami w formacie dot mat, co umożliwi ponowne przetworzenie obrazów w razie potrzeby.Kąt, pod którym wykonano przekrój serca w celu pozyskania obrazu w widoku dwukomorowym, przedstawiono tutaj. Można zauważyć przybliżony 1,5-krotny wzrost grubości lewej komory, co wskazuje na wady strukturalne w sercach myszy z eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego w porównaniu do myszy zdrowych. Rzut serca, zmierzony na podstawie objętości rozkurczowej lewej komory i frakcji wyrzutowej, był obniżony u myszy z autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego w porównaniu do myszy zdrowych.Na koniec w sercach z powyższych grup badawczych oceniono stan zapalny za pomocą barwienia hematoksyliną, eozyną i safraninem; ocena histologiczna serc myszy z zapaleniem mięśnia sercowego, w przeciwieństwie do myszy zdrowych, wykazała wieloogniskowe nacieki limfocytarne. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest zapewnienie stałej temperatury ciała zwierzęcia, aby częstotliwość akcji serca i częstość oddechów nie uległy znaczącym zmianom w trakcie eksperymentów. Jest to kluczowe dla uzyskania powtarzalnych wyników.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat techniki mikroskopii rezonansu magnetycznego w ocenie nieprawidłowości funkcjonalnych w zapalnych chorobach serca, takich jak zapalenie mięśnia sercowego u myszy. Należy jednak pamiętać, że praca w silnych polach magnetycznych może być niezwykle niebezpieczna, dlatego uchwyt dla zwierząt oraz pozostałe komponenty muszą być niemagnetyczne.

noninvasive-assessment-cardiac-abnormalities-experimental-autoimmune

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania mikroskopu rezonansowego w myszy

Wysokoczęstotliwościowe ultradźwięki Dopplera to nowatorska technologia służąca do oceny regionalnej funkcji mięśnia sercowego. Niniejsza praca przedstawia pierwsze dowody wykazujące przydatność tej wszechstronnej platformy obrazowania do wielokrotnego pomiaru odkształcenia mięśnia sercowego, dp/dt oraz niedomykalności zastawki mitralnej w modelu niedokrwienia i reperfuzji (IR) serca mysiego.

Wysokoczęstotliwościowa echokardiografia o wysokiej rozdzielczości: pierwsze dowody na nieinwazyjny, powtarzalny pomiar odkształcenia mięśnia sercowego, kurczliwości i niedomykalności zastawki mitralnej w modelu niedokrwienia i reperfuzji serca myszy

Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego serca (CMR) ze wzmocnieniem kontrastowym pozwala na kompleksową ocenę serca in vivo w małych zwierzęcych modelach chorób sercowo-naczyniowych. W tym miejscu szczegółowo opisujemy procedury wykonywania obrazowania, rekonstrukcji i analizy CMR przy użyciu Small Animal Lock-Locker Inversion Recovery (SALLI) u szczurów.

Ocena czynności serca i morfologii mięśnia sercowego za pomocą rezonansu magnetycznego małych zwierząt z odwróconym odzysku z odwróconej szafki (SALLI) u szczurów

Opisujemy, jak wykonać rezonans magnetyczny i obrazowanie PET serca myszy. Protokół jest dostosowany do oceny skuteczności leczenia w modelach zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca.

MRI i PET w mysich modelach zawału mięśnia sercowego

Ta metoda opisuje użycie Kwantowej Mikrotomografii Komputerowej (MicroCT) do oceny morfologii, funkcji, perfuzji, metabolizmu i żywotności serca za pomocą jodowego środka kontrastowego u myszy z eksperymentalnie wywołanym niedokrwieniem mięśnia sercowego. Technika ta może być stosowana do nieniszczącego, wysokoprzepustowego, podłużnego obrazowania in vivo różnych zwierzęcych modeli chorób ludzkiego serca.

In vivo (in vivo) Ilościowa ocena struktury, funkcji, perfuzji i żywotności mięśnia sercowego za pomocą mikrotomografii komputerowej serca

Badanie echokardiograficzne jest często stosowane u myszy. W tym celu opracowano drogie urządzenia ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje niedrogą procedurę echokardiograficzną połączoną z histologicznymi analizami morfometrycznymi w celu określenia morfologii serca.

Echokardiograficzne i histologiczne badanie morfologii serca u myszy

To badanie opisuje kompleksowy protokół obrazowania metodą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego (CMR) w celu ilościowego określenia parametrów funkcjonalnych lewej komory serca myszy. Protokół opisuje pozyskiwanie, przetwarzanie końcowe i analizę obrazów CMR, a także ocenę różnych parametrów czynnościowych serca.

Kwantyfikacja funkcji lewej komory serca myszy, napięcia mięśnia sercowego i sił hemodynamicznych za pomocą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego

Przedstawiamy metodę mezoskopowej rekonstrukcji całego serca myszy poprzez połączenie nowych osiągnięć w transformacji tkanek i barwieniu z rozwojem osiowo skanowanego mikroskopu świetlnego.

Mezoskopowe obrazowanie optyczne całego serca myszy

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Trójwymiarowa (3D) rekonstrukcja uszkodzenia serca w reperfuzji ostrego zawału mięśnia sercowego (repAMI) umożliwia wierną kwantyfikację i kolokalizację powiązanych wzorców wpływających na chorobę. W tym przypadku zapewniono zautomatyzowane obrazowanie sterowane arkuszem świetlnym do jednoczesnego pomiaru uszkodzenia serca, obszaru ryzyka i odpowiedzi komórek odpornościowych.

Jednoczesna analiza 3D uszkodzenia serca i odpowiedzi immunologicznej w ostrym zawale mięśnia sercowego z reperfuzją przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej arkusza światła

Dokładna i praktyczna metoda pomiaru parametrów takich jak odkształcenie (strain) w tkance mięśnia sercowego ma dużą wartość kliniczną, ponieważ wykazano, że odkształcenie jest czulszym i wcześniejszym markerem dysfunkcji kurczliwości niż często stosowany parametr EF.

Ocena odkształcenia mięśnia sercowego w rezonansie magnetycznym z wykorzystaniem śledzenia cech (feature tracking)

Poznaj nieinwazyjną metodę obrazowania serca u myszy z autoimmunologicznym zapaleniem mięśnia sercowego za pomocą mikroskopii rezonansu magnetycznego. Technika umożliwia ocenę objętości końcoworozkurczowej i frakcji wyrzutowej w czasie rzeczywistym.

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Nieinwazyjna ocena nieprawidłowości serca w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mięśnia sercowego za pomocą obrazowania za pomocą rezonansu magnetycznego u myszy

Przeglądaj więcej filmów